Name: taking advantage of reduced droplet-surface interaction to optimize transport of bioanalytes in digital microfluidics
Uploaded: 2014-11-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 57 s
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Wir danken dem Lindbäck Stiftung für die finanzielle Unterstützung und Dr. Alexander Sidorenko und Elza Chu für fruchtbare Diskussionen und technische Unterstützung, und Professor Robert Smith für die Unterstützung bei der C. elegans-Assays.

Hinweis: In der unten beschriebenen Verfahren, muss Laboratoriumsrichtlinien befolgt werden. Von besonderer Bedeutung ist die Sicherheit beim Umgang mit Hochspannung (&gt; 500 V) und den Umgang mit Chemikalien. 1. Beschichtung aus einem leitfähigen Substrat mit Kerzenruß <ol><li> Cut Kupfermetall in Rechtecke (75 x 43 mm, 0,5 mm dick). Reinigen Sie jede Kupfersubstrat durch Eintauchen in Kupferätzmittel für etwa 30 sec, waschen mit Leitungswasser für ca. 20 sec, und trocken mit Papier. HINWEIS: Bei Verwendung von Methode 1 unten, ändern Sie die Abmessungen 75 x 25 mm in die Maschine passen. </li><li> Sweep eine beleuchtete Paraffinkerze unter dem Kupfersubstrat für 30-45 sec, um eine annähernd gleichmäßige Rußbeschichtung (ca. 40 &amp; mgr; m dick) zu erhalten. Halten Sie das Substrat bei ~ 1 cm in der Flamme. Die fragile Rußoberfläche nicht berühren. </li></ol> 2. Schutz der Rußschicht mit Coating HINWEIS: Die Rußschicht ist sehr zerbrechlichUnd müssen zum Schutz aufgetragen werden. Zwei einfache Alternativen (Methoden 1 und 2 unten) werden hier vorgeschlagen, aber robuster Protokolle sind derzeit in der Entwicklung. <ol><li> Methode 1 <ol><li> Laden Sie die Probe in den Metallverdampfer oder Sputter-System. Im Anschluss an die Betriebsverfahren des Systems, Kammer evakuieren, und starten Sie kontrollierte Abscheidung von Gold auf der Rußschicht (150-200 nm). Lassen Sie das Gerät abkühlen auf Raumtemperatur. </li><li> Tauchbeschichtung der metallisierten Substrat in einem 1-Dodecanthiol Lösung (1% v / v in 95% igem Ethanol, ACS / USP-Qualität), für 10 min in einer chemischen Haube. Dann halten Sie das Gerät in einem Winkel von fast 60 °, vorsichtig waschen Sie die Oberfläche mit mehreren Tröpfchen von nur Ethanol. Lassen Sie die Geräte trocken, über Nacht. </li></ol></li><li> Methode 2 <ol><li> In einer chemischen Haube, unmittelbar nach der Beschichtung des Substrats mit Ruß und, während das Substrat noch warm vom Kerzenflamme, abzuscheiden einige Tröpfchen des fluorierten Flüssigkeit auf eine Seite desSubstrat und Kippen des Substrats in einem Winkel nahe 90 °. Zahlen Sie mehr Tröpfchen, und lassen Sie sie über die gesamte Ruß Oberfläche rollen. HINWEIS: Wenn das Tröpfchen auf einen Punkt fällt, wird Ruß weg von diesem Bereich ausgewaschen werden. Ließ die Tröpfchen des fluorierten flüssigen Ausbreitung so viel wie möglich. </li><li> Bake Substrats auf einer heißen Platte (160 ° C für 15 min) in einer chemischen Haube. </li><li> Lassen Sie das Substrat sitzen über Nacht bei Raumtemperatur vor der Verwendung. Bewahren Sie unbestimmte Zeit. </li></ol></li></ol> 3. Herstellung von Deckelektroden (von Abdelgawad et al angepasst. 12) <ol><li> Zeichnen mit Grafikdesign-Software, die Elektroden. Jede Elektrode ist 2 mm lang, 0,3 mm breit und der Abstand zwischen den Elektroden beträgt 0,3 mm. Der Spalt zwischen den Kontakten (in den Verbinder einrasten, siehe unten) ist 2,3 mm (Bild 1). </li><li> Trim ein flexibles Kupferlaminat (35 &amp; mgr; m dick) in den Monarch-Format (3,87 x 7,5 Zoll). Verwenden Sie andere Größen if mit dem Drucker kompatibel. Laden Sie das Laminat in die manuelle Zuführung eines Farbdruckers. </li><li> Achten Sie darauf, &quot;reichen schwarzen&quot; oder &quot;Registrierung black&quot; zu verwenden, wenn Sie auf der Kupferblech (siehe Abdelgawad et al. 12 für Details), um eine dichtere Schicht von schwarzer Tinte auf dem Kupfersubstrat zu ermöglichen, den Schutz der gedruckten Muster beim Ätzen . Lassen Sie das bedruckte Substrat vollständig trocknen, über Nacht. </li><li> Innerhalb einer chemischen Abzugshaube, erwärmen (40 ° C) ein Becherglas mit 50 ml Kupferätzmittel. Tauchen Sie die gedruckte Laminat im Becher, und schütteln Sie sie vorsichtig in die Lösung für ca. 10 min. Ätzzeit hängt von der Kupfer Ätzlösung. Alle paar Minuten, überprüfen Sie die Korrosion und sehen, ob das Muster intakt ist. </li><li> Das Laminat vorsichtig mit Wasser waschen, und die Beschichtung zu entfernen mit Aceton und Ethanol in der chemischen Kapuze. Einmal waschen und vorsichtig trocken das Laminat mit einem Papiertuch. </li><li> Vorsichtig legen die Laminat mit Elektroden an einen glass Schieber (75 x 25 mm, ca. 1 mm Dicke), mit doppelseitigem Klebeband. Vermeiden Sie Lufteinschlüsse. </li><li> Bringen Sie einen Film aus Perfluoralkoxy PFA um mit Klebeband den Elektroden. Dies dient dazu, um versehentlichen Kontakt der Elektroden mit dem Tröpfchen, verhindern die oberen Elektroden Schäden durch Kurzschluss. </li></ol> 4. Die elektronische Schnittstelle (Circuit in Figur 2) <ol><li> Löten Sie die Relais und die Kondensatoren C zu einer universellen Platine. </li><li> Montieren Sie den Rest der 10 Relaistreiber auf einem Steckbrett für elektronische Schaltungen. </li><li> Drahteingang jedes Relais Fahrers auf einem Kanal in der Steuerplatine. </li><li> Vorsichtig lassen Sie die oberen Elektroden in einen Verbinder (Abbildung 3). Draht-Ausgang jedes Relais Fahrers zu einer oberen Elektrode, wie in der Figur gezeigt. Beachten Sie, dass es eine geerdete Steckerkontakt zwischen einem Paar von Drähten aus Relais, um elektrische Störungen zu minimieren. HINWEIS: Der Stecker sitzt auf einem einstellbaren Plattform zu kontrollieren ter Abstand (0,1 bis 0,5 mm) zwischen oben und unten (Ruß-beschichtet) Substrat. </li><li> Ein Programm verwenden, um die Zeitmessung für die Hochspannung (HV) Anwendung (etwa 0,8 s) bis 4-Elektroden zur gleichen Zeit zu steuern, Schaltelektrode 1 in der Bewegungsrichtung (dh für 0,8 sec betätigen, 1234, dann 2345 3456, etc. ., 0,8 s für jede Gruppe, und dann nach hinten, so dass Tröpfchen bewegt sich in die entgegengesetzte Richtung als auch). </li></ol> 5. Droplet Visualisierung und Handhabung <ol><li> Um Tröpfchenbewegung aufzeichnen, verwenden Sie das Visualisierungssystem, das aus einem 24X zusammensetzt - 96X Vergrößerung Montage kombiniert mit einer CCD-Kamera. Schließen Sie den Videorecorder an die Kamera mit S-Video. </li><li> Pipettieren Sie 4 ul Tröpfchen enthält C. elegans in Medien auf den Boden des Ruß-beschichteten Substrat. </li><li> Bringen Sie die oberen Elektroden auf ~ 0,3 mm über der Tröpfchen. Das Tröpfchen sollte nahe der Mitte, direkt unterhalb des fünften Elektrode, die Bedienung zu erleichtern werden. </li><li> Schalten Sie die elektronische Schnittstelle und Hochspannung (500 V RMS), und stellen Sie die obere Elektrode Abstand zur Tröpfchen bis es beginnt sich zu bewegen. Lassen Sie sich nicht die oberen Elektroden berühren Sie die Tropfen. </li><li> Sammeln von Daten durch Aufzeichnen der Anzahl der erfolgreichen Tröpfchentransfers auf dem Gerät als Reaktion auf elektrische Impulse. Ein erfolgreiches Experiment wird von mindestens 700 Tröpfchentransfers gekennzeichnet, dh ein Transfer nach jedem elektrischen Impuls. </li><li> Sammeln Daten kontinuierlich, bis die Tröpfchen nicht mehr als Antwort zu bewegen, um 5 bis 10 Pulsen. HINWEIS: Wenn die Oberfläche beginnt, sich zu verschlechtern, könnte Bewegung, indem die oberen Elektroden näher an der Tröpfchen wiederhergestellt werden. </li></ol>

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	<li>Fair, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+microfluidics:+is+a+true+lab-on-a-chip+possible.">Digital microfluidics: is a true lab-on-a-chip possible.</a> Microfluid Nanofluid. 3 (3), 245-281 (2007).</li><li>Gupta, S., Alargova, R. G., Kilpatrick, P. K., Velev, O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On-Chip+Dielectrophoretic+Coassembly+of+Live+Cells+and+Particles+into+Responsive+Biomaterials.">On-Chip Dielectrophoretic Coassembly of Live Cells and Particles into Responsive Biomaterials.</a> Langmuir. 26 (5), 3441-3452 (2009).</li><li>Shih, S. 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H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+Electrostatic+Fields+Change+Contact+Angle+in+Electrowetting.">How Electrostatic Fields Change Contact Angle in Electrowetting.</a> Langmuir. 18 (26), 10318-10322 (2002).</li><li>Abdelgawad, M., Watson, M. W. L., Young, E. W. K., Mudrik, J. M., Ungrin, M. D., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soft+lithography:+masters+on+demand.">Soft lithography: masters on demand.</a> Lab Chip. 8 (8), 1379-1385 (2008).</li><li>Barbulovic-Nad, I., Yang, H., Park, P. S., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Digital+microfluidics+for+cell-based+assays.">Digital microfluidics for cell-based assays.</a> Lab Chip. 8 (4), 519-526 (2008).</li><li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans.">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Der wichtigste Schritt des Protokolls ist der Schutz der Rußschicht, direkt mit dem Erfolg beim Bewegen Tröpfchen verbunden. Metallisieren der Russschicht (Methode 1 oben) können nahezu 100% der Herstellungs Erfolg. Jedoch ist die maximale Betriebsdauer 10 min; möglicherweise werden Tröpfchen Fraktionen Benetzen der Ruß durch Löcher in der Metallschicht. Beschichten der Rußschicht mit dem fluorierten Flüssigkeit ist die einfachste und schnellste Alternative und erfordert minimalen Ressourcen, aber nur 40-50% de...

Die Miniaturisierung von Vorrichtungen, die mit Flüssigkeiten arbeiten, ist von größter Bedeutung für die Entwicklung des &quot;lab-on-a-chip&quot; Plattformen. In dieser Richtung haben sich in den letzten zwei Jahrzehnten einen bedeutenden Fortschritt auf dem Gebiet der Mikrofluidik erlebt, mit einer Vielzahl von Anwendungen. 1-5 Kontrast mit dem Transport von Flüssigkeit in geschlossenen Kanälen (Kanal Mikrofluidik), DMF manipuliert Tröpfchen auf Arrays von Elektroden. Einer der attraktivsten Vorzüge dieser Technik ist das Fehlen von beweglichen Teilen, um Flüssigkeiten zu transportieren, und die Bewegung wird sofort durch Ausschalten von elektrischen Signalen angehalten. Jedoch ist Tröpfchenbewegung abhängig Tröpfchen Inhalt sicher eine unerwünschte Eigenschaft für ein universelles &quot;lab-on-a-chip&quot; Plattform. Tröpfchen, die Proteine ​​und andere Analyten bleibe Gerät Flächen, zu unbeweglich. Wohl hat sich diese für die Ausweitung der DMF-Anwendungen war die große Einschränkung; 6-8Alternativen zu den unerwünschten Oberflächenverschmutzung zu minimieren beinhalten die Zugabe von zusätzlichen chemischen Spezies an das Tröpfchen oder seiner Umgebung, die möglicherweise Tröpfchengehalt beeinträchtigen könnten. Früher entwickelte unsere Gruppe eine Vorrichtung, um den Transport von Zellen und Proteinen in DMF zu ermöglichen, ohne zusätzliche Additive (Field-DW-Geräte). 9. Dies wurde durch Kombinieren einer Oberfläche, bezogen auf Kerze Ruß, 10 mit einer Vorrichtung, die Tröpfchengeometrie begünstigt erreicht Walz und führt zu einer nach oben gerichteten Kraft auf das Tröpfchen, weiter verringert Tröpfchenoberflächenwechselwirkung. In diesem Ansatz wird Tröpfchenbewegung mit Oberflächenbenetzung verbunden ist. 11 Ziel des nachfolgend beschriebenen detaillierten Verfahrens ist es, eine Vorrichtung DMF transportieren kann Tröpfchen enthaltende Proteine, Zellen und ganzen Organismen zu erzeugen, ohne zusätzliche Additive. The Field-DW-Geräte ebnen den Weg für völlig gesteuerten Plattformen weitgehend unabhängig arbeiten von Tröpfchen Chemikerry. Auch hier haben wir vorliegenden Simulationen zeigen, dass trotz der hohen Spannung zum Betrieb der Vorrichtung erforderlich ist, der Spannungsabfall über dem Tröpfchen ist ein kleiner Bruchteil der angelegten Spannung, was vernachlässigbare Auswirkungen auf Bioanalyten innerhalb des Tropfens. In der Tat, Vorversuche mit Caenorhabditis elegans (C. elegans), eine Nematode für eine Vielzahl von Studien in der Biologie verwendet, zeigen, dass Würmer schwimmen ungestört Spannungen angelegt werden.

<table><tbody><tr><td>Paraffin candle</td><td></td><td></td><td>Any paraffin candle</td></tr><tr><td>Sputtering system</td><td>Denton Vacuum, Moorestown, NJ</td><td></td><td>Sputter coater Desk V HP equipped with an Au target.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>1-dodecanethiol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>471364</td><td></td></tr><tr><td>Teflon</td><td>Dupont</td><td>AF-1600</td><td></td></tr><tr><td>Fluorinert FC-40</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F9755</td><td>Fluorinated liquid: Prepare Teflon-AF resin in Fluorinert FC-40, 1:100 (w/w), to create the hydrophobic coating.</td></tr><tr><td>Graphic design software -Adobe Illustrator</td><td>Adobe Systems</td><td></td><td>Other softwares might be used as well.</td></tr><tr><td>Copper laminate</td><td>Dupont</td><td>LF9110</td><td></td></tr><tr><td>Laser Printer</td><td>Xerox</td><td>Phaser 6360 or similar</td><td>Check for the compatibility with &quot;rich black&quot; or &quot;registration black&quot; (see text).</td></tr><tr><td>Copper Etchant</td><td>Transene</td><td>CE-100</td><td></td></tr><tr><td>Perfluoroalkoxy (PFA) film</td><td>McMaster-Carr</td><td>84955K22</td><td></td></tr><tr><td>Breadboard</td><td>Allied Electronics</td><td>70012450 or similar</td><td>Large enough to allow the assemble of 10 drivers.</td></tr><tr><td>Universal circuit board</td><td>Allied Electronics</td><td>70219535 or similar</td><td></td></tr><tr><td>Connector</td><td>Allied Electronics</td><td>5145154-8 or similar</td><td></td></tr><tr><td>Control board and control program (LabView software)</td><td>National Instruments</td><td>NI-6229 or similar</td><td></td></tr><tr><td>High-voltage amplifier</td><td>Trek</td><td>PZD700</td><td></td></tr><tr><td>Capacitors C and C1, 100 nF, 60 V</td><td>Allied&amp;nbsp;</td><td>8817183</td><td></td></tr><tr><td>Transistor T, NPN</td><td>Allied&amp;nbsp;</td><td>9350289</td><td></td></tr><tr><td>Diode D, 1N4007</td><td>Allied&amp;nbsp;</td><td>2660007</td><td></td></tr><tr><td>Relay&amp;nbsp;</td><td>Allied&amp;nbsp;</td><td>8862527</td><td></td></tr><tr><td>Visualization system</td><td>Edmund Optics</td><td>VZM 200i or similar</td><td>System magnification 24X &amp;#8211; 96X. It is combined with a Hitachi KP-D20B 1/2 in CCD Color Camera.</td></tr><tr><td>Recorder</td><td>Sony</td><td>GV-D1000 NTSC or similar</td><td>It is connected to the camera by an S-video cable.</td></tr><tr><td>Simulations</td><td>COMSOL Multiphysics</td><td>V. 4.4</td><td></td></tr></tbody></table>

taking advantage of reduced droplet-surface interaction to optimize transport of bioanalytes in digital microfluidics

Digital microfluidics (DMF), a technique for manipulation of droplets, is a promising alternative for the development of &#8220;lab-on-a-chip&#8221; platforms. Often, droplet motion relies on the wetting of a surface, directly associated with the application of an electric field; surface interactions, however, make motion dependent on droplet contents, limiting the breadth of applications of the technique.
Some alternatives have been presented to minimize this dependence. However, they rely on the addition of extra chemical species to the droplet or its surroundings, which could potentially interact with droplet moieties. Addressing this challenge, our group recently developed Field-DW devices to allow the transport of cells and proteins in DMF, without extra additives.
Here, the protocol for device fabrication and operation is provided, including the electronic interface for motion control. We also continue the studies with the devices, showing that multicellular, relatively large, model organisms can also be transported, arguably unaffected by the electric fields required for device operation.

Zuvor haben wir Feld DW Vorrichtungen verwendet, um die Bewegung von Proteinen in DMF zu ermöglichen. Insbesondere könnte Tröpfchen mit Rinderserumalbumin (BSA) in einer Konzentration 2.000 mal höher als zuvor berichtet auch von anderen Autoren (ohne Zusätze) bewegt werden. Dies war aufgrund der reduzierten Wechselwirkung zwischen Tropfen und Oberfläche; Figur 4 zeigt ein Tröpfchen enthaltenden fluoreszenzmarkierten BSA (siehe 9 für weitere Informationen zu den Experimenten Freire <em...

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Taking Advantage of Reduced Droplet-surface Interaction to Optimize Transport of Bioanalytes in Digital Microfluidics

The protocol for fabrication and operation of field dewetting devices (Field-DW) is described, as well as the preliminary studies of the effects of electric fields on droplet contents.

Vorteilhafte Reduzierte Droplet-Oberflächen-Wechselwirkung, um den Transport Bioanalyten in Digitale Mikrofluidik Optimieren

Digital microfluidics (DMF), a technique for manipulation of droplets, is a promising alternative for the development of &#8220;lab-on-a-chip&#8221; ...

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Fluorescence detection methods for microfluidic droplet platforms

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that accompany system miniaturisation. Advantages include the ability to efficiently process nano- to femoto- liter volumes of sample, facile integration of functional components, an intrinsic predisposition towards large-scale multiplexing, enhanced analytical throughput, improved control and reduced instrumental footprints.1
In recent years much interest has focussed on the development of droplet-based (or segmented flow) microfluidic systems and their potential as platforms in high-throughput experimentation.2-4 Here water-in-oil emulsions are made to spontaneously form in microfluidic channels as a result of capillary instabilities between the two immiscible phases. Importantly, microdroplets of precisely defined volumes and compositions can be generated at frequencies of several kHz. Furthermore, by encapsulating reagents of interest within isolated compartments separated by a continuous immiscible phase, both sample cross-talk and dispersion (diffusion- and Taylor-based) can be eliminated, which leads to minimal cross-contamination and the ability to time analytical processes with great accuracy. Additionally, since there is no contact between the contents of the droplets and the channel walls (which are wetted by the continuous phase) absorption and loss of reagents on the channel walls is prevented.
Once droplets of this kind have been generated and processed, it is necessary to extract the required analytical information. In this respect the detection method of choice should be rapid, provide high-sensitivity and low limits of detection, be applicable to a range of molecular species, be non-destructive and be able to be integrated with microfluidic devices in a facile manner. To address this need we have developed a suite of experimental tools and protocols that enable the extraction of large amounts of photophysical information from small-volume environments, and are applicable to the analysis of a wide range of physical, chemical and biological parameters. Herein two examples of these methods are presented and applied to the detection of single cells and the mapping of mixing processes inside picoliter-volume droplets. We report the entire experimental process including microfluidic chip fabrication, the optical setup and the process of droplet generation and detection.

Droplet-based microfluidic platforms are promising candidates for high throughput experimentation since they are able to generate picoliter, self-compartmentalized vessels inexpensively at kHz rates. Through integration with fast, sensitive and high resolution fluorescence spectroscopic methods, the large amounts of information generated within these systems can be efficiently extracted, harnessed and utilized.

Fluoreszenz-Nachweisverfahren für Mikrofluidik-Tropfen-Plattformen

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that ...

Forschung

Biotechnik

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). The chip produces monodisperse aqueous sample droplets in perfluorohexane (PFH). Size and frequency of the aqueous droplets can be varied in the range of 40 to 60 &#181;m and from 90 to 7,000&#160;Hz, respectively. The droplets are ejected from the chip with a second flow of PFH and remain intact during the ejection. A custom-built desolvation system removes the PFH and transports the droplets into the ICPMS. Here, very stable signals with a narrow intensity distribution can be measured, showing the monodispersity of the droplets. We show that the introduction system can be used to quantitatively determine iron in single bovine red blood cells. In the future, the capabilities of the introduction device can easily be extended by the integration of additional microfluidic modules.

We present a discrete droplet sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). It is based on a cheap and disposable microfluidic chip that generates highly monodisperse droplets in a size range of 40&#8722;60 &#181;m at frequencies from 90 to 7,000 Hz.

Eines mikrofluidischen Chips für ICPMS Probenaufgabe

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

A Pipette-Tip Based Method for Seeding Cells to Droplet Microfluidic Platforms

Amongst various microfluidic platform designs frequently used for cellular analysis, droplet-microfluidics provides a robust tool for isolating and analyzing cells at the single-cell level by eliminating the influence of external factors on the cellular microenvironment. Encapsulation of cells in droplets is dictated by the Poisson distribution as a function of the number of cells present in each droplet and the average number of cells per volume of droplet. Primary cells, especially immune cells, or clinical specimens can be scarce and loss-less encapsulation of cells remains challenging. In this paper, we present a new methodology that uses pipette-tips to load cells to droplet-based microfluidic devices without the significant loss of cells. With various cell types , we demonstrate efficient cell encapsulation in droplets that closely corresponds to the encapsulation efficiency predicted by the Poisson distribution. Our method ensures loss-less loading of cells to microfluidic platforms and can be easily adapted for downstream single cell analysis, e.g., to decode cellular interactions between different cell types.

This article presents a protocol for seeding scarce population of cells using pipette-tips to droplet microfluidic devices in order to provide higher encapsulation efficiency of cells in droplets.

Eine Pipettenspitze basierte Methode für das Seeding Zellen Tröpfchen mikrofluidischen Plattformen

Amongst various microfluidic platform designs frequently used for cellular analysis, droplet-microfluidics provides a robust tool for isolating and ...

Ingenieurwesen

Digital Microfluidics for Automated Proteomic Processing

Clinical proteomics has emerged as an important new discipline, promising the discovery of biomarkers that will be useful for early diagnosis and prognosis of disease. While clinical proteomic methods vary widely, a common characteristic is the need for (i) extraction of proteins from extremely heterogeneous fluids (i.e. serum, whole blood, etc.) and (ii) extensive biochemical processing prior to analysis. Here, we report a new digital microfluidics (DMF) based method integrating several processing steps used in clinical proteomics. This includes protein extraction, resolubilization, reduction, alkylation and enzymatic digestion. Digital microfluidics is a microscale fluid-handling technique in which nanoliter-microliter sized droplets are manipulated on an open surface. Droplets are positioned on top of an array of electrodes that are coated by a dielectric layer - when an electrical potential is applied to the droplet, charges accumulate on either side of the dielectric. The charges serve as electrostatic handles that can be used to control droplet position, and by biasing a sequence of electrodes in series, droplets can be made to dispense, move, merge, mix, and split on the surface. Therefore, DMF is a natural fit for carrying rapid, sequential, multistep, miniaturized automated biochemical assays. This represents a significant advance over conventional methods (relying on manual pipetting or robots), and has the potential to be a useful new tool in clinical proteomics.
Mais J. Jebrail, Vivienne N. Luk, and Steve C. C. Shih contributed equally to this work.
Sergio L. S. Freire's current address is at the University of the Sciences in Philadelphia located at 600 South 43rd Street, Philadelphia, PA 19104.

Digital Microfluidics is a technique characterized by the manipulation of discrete droplets (~nL - mL) on an array of electrodes by the application of electrical fields. It is well-suited for carrying out rapid, sequential, miniaturized automated biochemical assays. Here, we report a platform capable of automating several proteomic processing steps.

Digitale Mikrofluidik für die automatisierte Verarbeitung Proteomic

Clinical proteomics has emerged as an important new discipline, promising the discovery of biomarkers that will be useful for early diagnosis and ...

Biologie

A Femtoliter Droplet Array for Massively Parallel Protein Synthesis from Single DNA Molecules

Advances in spatial resolution and detection sensitivity of scientific instrumentation make it possible to apply small reactors for biological and chemical research. To meet the demand for high-performance microreactors, we developed a femtoliter droplet array (FemDA) device and exemplified its application in massively parallel cell-free protein synthesis (CFPS) reactions. Over one million uniform droplets were readily generated within a finger-sized area using a two-step oil-sealing protocol. Every droplet was anchored in a femtoliter microchamber composed of a hydrophilic bottom and a hydrophobic sidewall. The hybrid hydrophilic-in-hydrophobic structure and the dedicated sealing oils and surfactants are crucial for stably retaining the femtoliter aqueous solution in the femtoliter space without evaporation loss. The femtoliter configuration and the simple structure of the FemDA device allowed minimal reagent consumption. The uniform dimension of the droplet reactors made large-scale quantitative and time-course measurements convincing and reliable. The FemDA technology correlated the protein yield of the CFPS reaction with the number of DNA molecules in each droplet. We streamlined the procedures about the microfabrication of the device, the formation of the femtoliter droplets, and the acquisition and analysis of the microscopic image data. The detailed protocol with the optimized low running cost makes the FemDA technology accessible to everyone who has standard cleanroom facilities and a conventional fluorescence microscope in their own place.

The overall goal of the protocol is to prepare over one million ordered, uniform, stable, and biocompatible femtoliter droplets on a 1 cm2 planar substrate that can be used for cell-free protein synthesis.

Ein Femtoliter Droplet Array für massive parallele Proteinsynthese aus einzelnen DNA-Molekülen

Advances in spatial resolution and detection sensitivity of scientific instrumentation make it possible to apply small reactors for biological and ...

Chemie

Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic properties, enable bio imaging and control cell phenotype. A critical yet inadequately addressed issue is the significant number of particles that remain unbound after cell labeling which cannot be readily removed by conventional centrifugation. This leads to an increase in bio imaging background noise and can impart transformative effects onto neighboring non-target cells. In this protocol, we present an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy termed as Dean Flow Fractionation (DFF) to efficiently separate labeled cells from free NPs in a high throughput manner. The developed spiral microdevice facilitates continuous collection (&#62;90% cell recovery) of purified cells (THP-1 and MSCs) suspended in new buffer solution, while achieving &#62;95% depletion of unbound fluorescent dye or dye-loaded NPs (silica or PLGA). This single-step, size-based cell purification strategy enables high cell processing throughput (106 cells/min) and is highly useful for large-volume cell purification of micro/nanoparticle engineered cells to achieve interference-free clinical application.

This protocol describes the use of an inertial microfluidics-based buffer exchange strategy to purify micro/nanoparticle engineered cells with efficient depletion of unbound particles.

Mikrofluidik-Pufferaustausch für einen störungsfreien Micro / Nanoparticle Zelltechnik

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic ...

Electrowetting-based Digital Microfluidics Platform for Automated Enzyme-linked Immunosorbent Assay

Electrowetting is the effect by which the contact angle of a droplet exposed to a surface charge is modified. Electrowetting-on-dielectric (EWOD) exploits the dielectric properties of thin insulator films to enhance the charge density and hence boost the electrowetting effect. The presence of charges results in an electrically induced spreading of the droplet which permits purposeful manipulation across a hydrophobic surface. Here, we demonstrate EWOD-based protocol for sample processing and detection of four categories of antigens, using an automated surface actuation platform, via two variations of an Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA) methods. The ELISA is performed on magnetic beads with immobilized primary antibodies which can be selected to target a specific antigen. An antibody conjugated to HRP binds to the antigen and is mixed with H2O2/Luminol for quantification of the captured pathogens. Assay completion times of between 6 and 10 min were achieved, whilst minuscule volumes of reagents were utilized.

Electrowetting-based digital microfluidic is a technique that utilizes a voltage-driven change in the apparent contact angle of a microliter-volume droplet to facilitate its manipulation. Combining this with functionalized magnetic beads enables the integration of multiple laboratory unit operations for sample preparation and identification of pathogens using Enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA).

Elektrowetting-basierte Digital Microfluidics Plattform für automatisierte enzymgebundene Immunsorbent Assay

Electrowetting is the effect by which the contact angle of a droplet exposed to a surface charge is modified. Electrowetting-on-dielectric (EWOD) exploits ...

Aufbau einer mikrofluidischen Vorrichtung zur kombinatorischen Steckerherstellung

Bilayer Microfluidic Device for Combinatorial Plug Production

Droplet microfluidics is a versatile tool that allows the execution of a large number of reactions in chemically distinct nanoliter compartments. Such systems have been used to encapsulate a variety of biochemical reactions - from incubation of single cells to implementation of PCR reactions, from genomics to chemical synthesis. Coupling the microfluidic channels with regulatory valves allows control over their opening and closing, thereby enabling the rapid production of large-scale combinatorial libraries consisting of a population of droplets with unique compositions. In this paper, protocols for the fabrication and operation of a pressure-driven, PDMS-based bilayer microfluidic device that can be utilized to generate combinatorial libraries of water-in-oil emulsions called plugs are presented. By incorporating software programs and microfluidic hardware, the flow of desired fluids in the device can be controlled and manipulated to generate combinatorial plug libraries and to control the composition and quantity of constituent plug populations. These protocols will expedite the process of generating combinatorial screens, particularly to study drug response in cells from cancer patient biopsies.

Autor im Rampenlicht: Integration von computergestützten und experimentellen Ansätzen in der Präzisionsonkologie

The fabrication of a polydimethylsiloxane (PDMS)-based bilayer device for the production of combinatorial libraries in water-in-oil emulsions (plugs) is presented here. The necessary hardware and software required to automate plug production are detailed in the protocol, and the production of a quantitative library of fluorescent plugs is also demonstrated.

Zweischichtiges mikrofluidisches Gerät für die kombinatorische Steckerproduktion

Droplet microfluidics is a versatile tool that allows the execution of a large number of reactions in chemically distinct nanoliter compartments. Such ...

Vorteilhafte Reduzierte Droplet-Oberflächen-Wechselwirkung, um den Transport Bioanalyten in Digitale Mikrofluidik Optimieren

Zusammenfassung

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Fluoreszenz-Nachweisverfahren für Mikrofluidik-Tropfen-Plattformen

Eines mikrofluidischen Chips für ICPMS Probenaufgabe

Eine Pipettenspitze basierte Methode für das Seeding Zellen Tröpfchen mikrofluidischen Plattformen

Digitale Mikrofluidik für die automatisierte Verarbeitung Proteomic

Ein Femtoliter Droplet Array für massive parallele Proteinsynthese aus einzelnen DNA-Molekülen

Mikrofluidik-Pufferaustausch für einen störungsfreien Micro / Nanoparticle Zelltechnik

Elektrowetting-basierte Digital Microfluidics Plattform für automatisierte enzymgebundene Immunsorbent Assay

Zweischichtiges mikrofluidisches Gerät für die kombinatorische Steckerproduktion

Zweischichtiges mikrofluidisches Gerät für die kombinatorische Steckerproduktion

Zweischichtiges mikrofluidisches Gerät für die kombinatorische Steckerproduktion