Name: 3-d imaging and analysis of neurons infected in vivo with toxoplasma gondii
Uploaded: 2014-12-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
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Wir danken dem gesamten Koshy für die Diskussionen. Wir danken Patty Jansma und die University of Arizona Neuroscience Institut für Beratung und Hilfe bei der Bildgebung. Wir danken auch den Porreca Labor für die Nutzung ihrer Vibratom. Diese Forschung wurde von der US National Institutes of Health (NIH NS065116, AAK) unterstützt.

HINWEIS: Die Mäuse wurden gezüchtet und in einer kontrollierter Temperatur und Luftfeuchtigkeit Zimmer mit 12 h gehalten rückgängig Hell / Dunkel-Zyklen mit Futter und Wasser ad libitum an der Universität von Arizona. Die Experimente wurden unter Richtlinien und Zustimmung des Institutional Animal Care und Verwenden Committee der University of Arizona durchgeführt. Alle Anstrengungen wurden unternommen, um das Leiden zu minimieren. Die Cre-Reporter-Mäuse sind auf einem C57BL / 6 Hintergrund 11 und sind im Handel erhältlich. 1. Maus-Infektion HINWEIS: - 12 Verfahren Maus Infektion mit Toxoplasma gondii unten beschrieben hat in bisher veröffentlichten 10 Studien verwendet. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Wachsen Toxoplasma Stämme in der menschlichen Vorhaut-Fibroblasten (HFFs) in Dulbeccos Hohe Glucose kultiviert modifiziertem Eagle-Medium (DMEM) mit 10% FBS, 100 U / ml Penicillin, 100 mg / ml Streptomycin und 2 mM L-Glutamin (cDMEM) in einem T-25-Kolben in einem 5% CO 2 kultiviert, bis Parasiten großen parasitophoren Vakuolen gebildet. </li><li> Spritze Freisetzung Parasiten durch Abschaben Zellen vom Boden des Kolbens und der sich ergebende Lösung durch eine 25-Gauge-Nadel in eine 3 ml Spritze verbunden 2mal im Kolben übertragen dann alle Lösung auf eine 5 ml Spritze Fall einer 27-Gauge-Nadel verbunden ist, daß auf den Kopf in einem konischen 15 ml-Röhrchen gegeben. Schließen Sie den Kolben in die Spritze, und übergeben Sie den Parasiten Lösung in den konischen Rohr. </li><li> Zentrifugenröhrchen 10 Minuten bei 300 x g. Den Überstand aspirieren dann das Pellet in 4-6 ml sterilem USP-Qualität 1x Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS), pH 7,4 (Stammlösung). </li><li> Legen Sie eine Hämozytometer mit 10 ul Stammlösung, warten Sie 5-10 Minuten für die Parasiten, um dann in den vier Ecken und in der Mitte Quadrate der mittleren großen Platz nieder zählen die Anzahl der Parasiten. </li><li> Verdünnen paraStandorte geeignete Inokulumgrße von 100K / 200 ul 1x PBS injizieren Mäusen intraperitoneal (ip) mit einem Gesamtvolumen von 200 ul. HINWEIS: Für dieses Verfahren wurden die Mäuse mit 100 K Type III (CEP) 13 Tachyzoiten in 200 ul 1x PBS inokuliert. Wenn Infizieren von Mäusen mit anderen Stämmen von Toxoplasma, muss Konzentration des Inokulums eingestellt werden, um für die Virulenz ausmachen. </li></ol> 2. Perfusion und Neuro Harvesting Hinweis: Dieses Protokoll wurde 21 Tage nach der Infektion (dpi) durchgeführt, da dies den Zeitpunkt, zu dem Peaknummern der Zysten im Gehirn von Mäusen festgestellt, aber auch andere Zeitpunkte verwendet werden. Größe, Anzahl, Lage und Vorhandensein oder Fehlen von Zysten, hängt von vielen Faktoren ab, einschließlich Mausstamm, Parasitenstamm Typ sowie Inokulumgröße 7,14 - 17. Die Ermittler müssen individuell die geeignete Inokulum für die Maus und Toxoplasma Dehnungs er / sie verwendet. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Setup alle chirurgischen Erntewerkzeuge (Abbildung 1). </li><li> Für jede Maus, vorzubereiten und zu halten auf dem Eis: 20 ml Spritze mit 0,9% Natriumchlorid (NaCl) gefüllt + 10 U / ml Heparin in 1x sterile USP-Qualität PBS (Heparin / Kochsalzlösung); 20 ml-Spritze mit 4% Paraformaldehyd (PFA) gefüllt ist; Szintillationsfläschchen mit 15 ml 4% PFA. Für mehrere Mäuse, bereiten Sie einen Becher mit der gesamten Menge von jedem für alle Mäuse benötigt dann erstellt eine frische Spritze voller Lösung für jede Perfusion-Lösung gefüllt. </li><li> Anesthetize die Maus ip mit 200 &amp; mgr; l / 25 g Körpergewicht Ketamin / Xylazin-Cocktail (24 mg / ml und 4,8 mg / ml) am Tag von Interesse. Überwachen Sie die Maus für die Narkosetiefe, indem Sie Zehe Prise Reflex. Fahren Sie mit dem Protokoll nur einmal die Maus zeigt keine Reaktion auf eine feste Zehe Prise. HINWEIS: Weitere Methoden der Anästhesie verwendet werden, solange die angemessene Höhe der Anästhesie vor ErreichenUm mit dem Protokoll. </li><li> Platzieren Sie die Maus in Rückenlage auf der überdachten Schaum Plattform. Pin alle vier Gliedmaßen bei den Füßen, dann sprühen die Brust und Bauch mit 70% Ethanol (EtOH) (Abbildung 2A). Zusatz von mehreren sterilen Papierhandtüchern unter der Maus kann verwendet werden, um Überlauf zu absorbieren Perfusion Flüssigkeiten. </li><li> Fahrstuhl Haut direkt unter dem Brustbein mit einer Pinzette dann mit einer Schere, um einen Schnitt zu machen. Ziehen Sie die Haut wieder auf die Brust (2B) aus. </li><li> Heben Xiphoidbasis und eine Bauchschnitt gerade unterhalb der Membran, indem die Leber, die stumpf von der Membran weg seziert wird. Make zwei Einschnitte, eine auf der linken und auf der rechten Seite durch die Membran und dem Boden der Rippen. Erweitern Sie die linke und rechte Einschnitte etwa 1 / 2-2 / 3-Weg den Brustkorb, die dann zurückreflektiert, um den Brustkorb (2C) zu öffnen. HINWEIS: Darauf achten, dass keine Organe geschnitten oder großen Blutgefäße duRing dieses Verfahren, da andernfalls die Qualität der Durchblutung beeinträchtigen. </li><li> Perfuse transkardial mit 10-20 ml Heparin / Kochsalzlösung, gefolgt von 10 bis 20 ml 4% PFA. HINWEIS: Wenn die Durchblutung richtig gemacht wird, wird die Leber aus rot werden zu tan (2D). Wenn nicht richtig gemacht, wird die Blutgefäße sichtbar (Abbildung 2E) sein. </li><li> Drehen Sie die Maus über auf seinem Bauch, wieder Stift Füße sprühen dann Kopf und Hals mit 70% EtOH. Heben Sie die Haut von der Basis des Halses und einen Einschnitt. Entfernen Sie die Haut am Schädel (2F) aus. Enthaupten Kopf auf Höhe der Schultern. Entfernen Sie den Schädel, entfernen Sie vorsichtig das Gehirn, und legen Sie sie in eine Szintillationsfläschchen mit 4% PFA (2G-H) gefüllt. HINWEIS: Wenn gut durchblutet, wird das Gehirn weiß ohne sichtbare Blutgefäße (2I) angezeigt. Wenn das Gehirn nicht gut durchblutet, werden Blutgefäße sichtbar (2J) sein. </li><li> Stellen Sie das Scintillation Fläschchen mit Gehirn in 4% PFA bei 4 ° C über Nacht, vor Licht bedeckt. Spülen Sie das Gehirn in nicht-USP-Qualität 1x PBS und Transfer zu einem neuen Szintillationsfläschchen mit gekühltem 1x PBS gefüllt. Lagern Sie das Gehirn in 1x PBS bei 4 ° C, licht bedeckt. HINWEIS: Erfolgreiche Clearing und Bildgebung mit Abschnitten in 1x PBS für bis zu einen Monat gelagert erreicht worden, aber es ist am besten, Abschnitt das Gehirn innerhalb von wenigen Tagen nach längerer Lagerung in PBS wird die PFA Fixierung rückgängig zu machen und könnte zu suboptimalen Bildern führen . Autofluoreszenz und erhöhter Unschärfe haben in einigen Bereichen nach einer Lagerung von einem Monat oder länger abgebildet in 1x PBS festgestellt worden. </li></ol> 3. Hirn Schnitte <ol style="margin-left: 40px;"><li> Entfernen Sie das Gehirn vor 1x PBS und legen Sie sie in eine Gehirnmatrix (3A), um eine präzisere ermöglichen und schneidet auch durch das Gehirn. Schneiden Sie die Kleinhirn und Riechkolben, falls vorhanden, und schneiden Sie dann das Gehirn koronal in 2 oder 3 Teile. <br /&gt; Hinweis: Trimmen und Schneiden des Gehirns kann ohne die Hilfe von einem Gehirnmatrix erfolgen. Anzahl der Sektionen koronal geschnitten wird auf dem neuesten Abstand des Vibratom abhängen verwendet. Das Gehirn kann in jeder Orientierung geschnitten werden, obwohl sagittalen und koronalen Abschnitte werden am häufigsten für neuroanatomische Identifizierung. </li><li> Befestigen Sie jede Hirnschnitt auf eine Probe Montageblock mit Sekundenkleber. Anbringung eines kleinen Block von 5% Agarosegel hinter Gehirn Abschnitt zum Träger (3B). HINWEIS: Andere Unterstützungsmechanismen verwendet werden, aber ohne Unterstützung kann der Vibratom auf das Gehirn verursacht ungleichmäßige Schnitte zu schieben. </li><li> Geschnitten Gewebe in 160 &amp; mgr; m (Arbeitsabstand des für die Bildgebung verwendeten Objektivs) dicke Abschnitte mit dem Vibratom auf eine Geschwindigkeit von 4 und Amplitude von 9 eingestellt. HINWEIS: Die Einstellungen für die Geschwindigkeit und Amplitude in Abhängigkeit von der jeweiligen Maschine angepasst werden, wobei, um auch erhalten, glatten Abschnitten eingesetzt. Wenn die Einstellungennicht korrekt ist, kann das Ergebnis Unebenheiten, Reißen von Gewebe oder Rattermarken können. </li><li> Sammeln Gewebeschnitte in eine Szintillationsfläschchen gefüllt mit frischen, gekühlten 1x PBS, wenn sie gehen, um innerhalb einer Woche gelöscht. Sofern Teile werden nicht innerhalb einer Woche gelöscht werden, statt Abschnitte in 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen mit Kryokonservierungslösung und bei -20 ° C gefüllt. </li></ol> 4. Optische Clearing von Hirngewebe Hinweis: Dieses Protokoll wurde von einem zuvor veröffentlichten Verfahrens 8 modifiziert. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Bereiten Sie 25%, 50%, 75% und 90% v / v Glycerol in 1x PBS + 2% Tween-20 (Gl / PBST). </li><li> Abschnitte entfernen 1x PBS oder, falls in Kryokonservierungsmittel gründlich in 1x PBS und Transfer in ein Szintillationsfläschchen mit 10 ml 25% Gl / PBST. Ort Fläschchen auf einem Schüttler bei 4 ° C, bedeckt von der Exposition gegenüber Licht, 12 h lang. </li><li> Bestätigen Sie, dass alle Abschnitte mit dem bo versenktttom des Fläschchens. Saugen Sie das 25% Gl / PBST, lassen Sie nur genug zur Deckung der Abschnitte dann füllen Sie das Fläschchen mit 10 ml 50% Gl / PBST und auf einem Schüttler bei 4 ° C, vor Licht bedeckt, 12 h. Wiederholen Sie diesen Vorgang für die 75% Gl / PBST dann die 90% Gl / PBST. Lassen Abschnitte in der 90% Gl / PBST für 24 Stunden, um eine maximale Lichtung erreichen. Im Laufe des Clearing-Prozesses, beobachten schrittweise optische Clearing (Abbildung 4). HINWEIS: Dieser Vorgang kann beschleunigt, wenn Lösungen verändert unmittelbar nach Sektionen wurden dem Boden des Fläschchens versenkt werden. In 75% &amp; 90% ige Lösungen, werden Abschnitte nicht sinken ganzen Weg zum Boden der Ampulle wird aber in der Mitte schweben. </li></ol> 5. Montage Hirngewebeschnitten <ol style="margin-left: 40px;"><li> Schneiden Sie ein 1,5 Nr Deckglas in 5 Stück, einen Abstandhalter zu schaffen. Verwenden Sie einen Bleistift Lineal und Diamant entlang der in 5A gezeigten gestrichelten Linien ein Tor und brechen das Deckglas. Verwerfen ter Herzstück, ordnen Sie die 4 äußeren Stücke auf einem einfachen Glasobjektträger, um ein Fenster zu erstellen, und dann mit der Bürste klaren Nagellack auf den Nähten, um die Stücke des Abstandhalters mit dem Schieber in der richtigen Konfiguration (5B) zu halten. HINWEIS: Das Distanzstück wird verwendet, um den notwendigen Raum zwischen dem Schieber und dem Deckglas für die Montage der Sektionen zu erstellen gelöscht werden. Das Deckglas kann in unterschiedlicher Weise auf eine beliebige Größe Fenster erforderlich erstellen geschnitten werden. Vorgeschnittene Schaumabstandhalter sind auch im Handel erhältlich. Damit Nagellack vollständig trocknen, ist es am besten, um Objektträger mit Abstandshalter mindestens einen Tag vor der Befestigungsabschnitte zu machen. </li><li> Übertragungsabschnitten zu einer Folie mit einer Kunststofftransferpipette mit der Spitze abgeschnitten. Achten Sie darauf, in der Umgebung mit 90% Gl / PBST zu füllen. Vorsichtig absenken ein Deckglas über die Abschnitte um sicherzustellen, dass keine Luftblasen einzuführen. Überschüssiges Gl / PBST kann weg mit einem fusselfreien Wisch böse werden. </li><li> Bild GFP + Neuronen RFP enthält + <em&gt; Toxoplasma gondii Zysten mit einem konfokalen Mikroskop sofort (7A-B), dann speichern Folien flach und vom Licht bei 4 ° C abgedeckt. HINWEIS: Alternativ Dichtung gleitet vollständig um alle Kanten zu speichern und zu einem späteren Zeitpunkt abgebildet. Die Verwendung von klaren Nagellack zu versiegeln slide ist optional und kann es schwieriger machen, um Deckglas zu entfernen wenn man die Abschnitte von der Folie zu einem späteren Zeitpunkt für die weitere Verarbeitung zu entfernen. </li></ol> 6. Imaging HINWEIS: Jede Mikroskop verwendet werden, die die Fähigkeit zur Gewinnung hochauflösende z-Stapel hat. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Nachdem zunächst der Suche nach der Brennebene bei 10X, 20X zu einem Ziel zu ändern und Scan durch den Abschnitt, um eine Zyste in einem GFP + Zellen befindet identifizieren. Zentrieren Sie die Region of Interest (ROI) in das Blickfeld. </li><li> Wechseln Sie zu einem 40X-Objektiv. Konzentrieren Sie sich auf und ab durch den gesamten ROI um sicherzustellen, dass die gesamte Zelle und cyst sind sichtbar. HINWEIS: Die Bilder wurden mit einem konfokalen Mikroskop mit einem 40x / 1,30 Oil DIC M27 Ziel erreicht. </li><li> Mit der installierten Bildbearbeitungssoftware, erhalten eine Z-Stapel, der die gesamte Zelle mit Zyste enthält. Durchschnittliche Einstellungen verwendet, um Bilder zu erhalten, sind in 6 gezeigt. HINWEIS: Die Einstellungen müssen in Abhängigkeit von jeder Ermittler Gewebeschnitten und Mikroskopfunktionen angepasst werden. </li><li> Besorgen Sie sich eine maximale Projektionsbild des Z-Stapel, indem Sie die Anzahl der Vorsprünge auf 1. Besorgen Sie sich eine vollständige Dreh Ansicht, indem Sie die Anzahl der Vorsprünge 64. Hinweis: andere Software-Pakete stehen zur Verfügung und kann verwendet werden, um eine maximale Projektion zu erhalten, Dreh sowie andere Blick auf Z-Stapel-Bildern. </li><li> Analysieren Bildes mit Bildanalyse-Software. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Da die zellulären Veränderungen in infizierten Wirtszellen haben, um Krankheitsverläufe bei Infektionen mit anderen intrazellulären Organismen wie HIV, Tollwut und Chlamydia 18,19 in Verbindung gebracht worden, eine Technik, die es uns ermöglichen, die intimen Interaktionen, die zwischen dem ZNS auftreten Studie entwickelten wir Wirtszelle und Toxoplasma. Das hier beschriebene Verfahren erreicht dieses Ziel durch eine effiziente Abbildung von chronisch infizierten Neuronen. Vor der Entwicklung d...

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 Anita A. Koshy, Carla M. Cabral
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Carla M. Cabral, Anita A. Koshy

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Erratum: 3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Das Gesamtziel dieses Verfahrens ist, eine hohe Auflösung, dreidimensionale Bilder von einzelnen Neuronen, die durch die obligate intrazelluläre Parasiten Toxoplasma gondii infiziert werden erhalten. Toxoplasma wird oft als eines der erfolgreichsten Parasiten wegen seiner großen Zwischenwirtsspektrum, die Menschen und Nagetieren umfasst. Bei Mensch und Nager, nach einer akuten Infektion durch den Verzehr von kontaminierten Lebensmitteln oder Wasser, ist Toxoplasma der Lage, eine anhaltende Infektion des ZNS durch Umwandlung von seiner schnellen replizierenden Form (der Tachyzoiten) seiner langsamen replizieren und encysting Form führen (die bradyzoite ). Bei immunkompetenten Personen wird dieses latente ZNS-Infektion gedacht relativ asymptomatisch zu sein, aber bei immungeschwächten Personen wie AIDS-Patienten oder Transplantatempfängern, kann Wiederaufleben des Parasiten zu tödlichen Toxoplasma-Enzephalitis 1,2 führen. Darüber hinaus neuere Studien hahabe gezeigt, dass eine latente Infektion mit Toxoplasma kann zu Verhaltensänderungen bei Nagern 3,4 führen, obwohl der Mechanismus ist unbekannt. Überraschenderweise trotz dieser Daten unterstreichen die Bedeutung des ZNS Toxoplasma Interaktion, ist relativ wenig über diese Beziehung bekannt, vor allem auf zellulärer und molekularer Ebene. Die Fähigkeit, selbst einfache Aspekte der Gehirnparasit Interaktion zu studieren, wurde teilweise durch technologische Einschränkungen behindert. Beispielsweise kann der Großteil der Arbeit, die die Nervenzellen sind die Zellen, in denen Zysten bestehen mit der Elektronenmikroskopie (EM) 5,6 geschehen. Obwohl EM bietet hohe Auflösung, es ist zeitaufwendig, arbeitsintensiv und teuer. Immunfluoreszenz (IF) -Assays wurden kürzlich im Zusammenhang mit der konfokalen Mikroskopie verwendet worden, um die Arbeit von EM 7 getan bestätigen. IF Assays sind technisch leicht durchzuführen und relativ preiswert, aber die Verwendung dieser Techniken zu Untermaßtand die räumliche Beziehung zwischen der Zyste und der infizierten Nervenzelle erfordert Serien Rekonstruktion, die zeitaufwendig, technisch schwierig ist, und können zum Verlust der wertvollen Informationen führen. Daher haben wir eine Methode, die mit dem Mausmodell der Toxoplasmose ZNS verwendet werden können und ermöglicht es uns, Bild die Gesamtheit der infizierten Nervenzellen ohne EM oder Immunhistochemie (IHC) entwickelt. Durch die Entwicklung einer solchen Technik, können wir beginnen, die zelluläre Beziehung zwischen der infizierten Zelle und der Zyste in einem relativ schnelle und kostengünstige Art und Weise zu erkunden. Die Methode, die wir entwickelt verbindet neuere Techniken zur optischen Clearing- und Abbildungs ​​dicke Gehirnschnitte durch konfokale Mikroskopie 8 mit einem System, das in vivo Zellen, die mit Parasiten Proteine ​​9,10 injiziert wurden markiert. In diesem System zu infizieren wir Cre-Reportermäusen, die ein grün fluoreszierendes Protein (GFP) exprimieren nur nach Cre-vermittelte Rekombination 11 mit Toxoplasma </em&gt; Stämme, die ein rot fluoreszierendes Protein (RFP) zum Ausdruck bringen und injizieren Cre-Rekombinase in Wirtszellen 9. Diese Kombination ermöglicht es uns, die infizierte Mäusehirn ernten nach ZNS-Infektion festgestellt, schneiden dicke Gehirnschnitte und schnell zu identifizieren relevante Bereiche für Bild durch Auffinden der RFP + Zysten. Es ist wichtig zu beachten, daß als Wirtszelle die Expression von GFP, hängt ausschließlich von der Injektion von Cre durch Parasiten und nicht auf eine Infektion, eine Anzahl der GFP + -Zellen keine Parasiten 10 enthalten. Da das Ziel dieses Protokolls ist es, in der Lage, Bild gesamten infizierten Nervenzellen sein, ist der Fokus nur auf GFP + Neuronen, die auch ein RFP + Zyste enthalten, aber das Protokoll kann auch für Bild verwendet werden, die das GFP + / RFP - Neuronen. Sobald der infizierten Gehirn geerntet und geschnitten werden die Abschnitte transparent durch Glycerin Clearing gerendert. Geeignete Bereiche der Abschnitte werden dann mit Konfokalmikroskopie al abzubildendengenden beispiellose Visualisierung der infizierten Wirtszellen und den eingekapselten Parasiten in ihrer Gesamtheit. Hier bieten wir Ihnen ein komplettes Protokoll zur Identifizierung, optisch Clearing-und Imaging-infizierten Nervenzellen.

<table><tbody><tr><td>Vibratome Series 1000 Sectioning System</td><td>Technical Products International, Inc.</td><td></td><td>Other vibratomes are compatible</td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP229-1</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP337-500</td><td></td></tr><tr><td>Premium Slides</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-2</td><td></td></tr><tr><td>#1.5 Coverslips</td><td>VWR</td><td>48393 251</td><td></td></tr><tr><td>Diamond Scriber</td><td>VWR</td><td>52865-005</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss LSM 510 Meta confocal microscope</td><td>Zeiss</td><td>LSM 510</td><td></td></tr><tr><td>Ketaject&amp;reg; Ketamine HCl Inj., USP 100 mg/ml</td><td>Western Medical Supply, Inc.</td><td>4165</td><td></td></tr><tr><td>AnaSed&amp;reg; Injection Xylazine 20 mg/ml</td><td>Lloyd Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ZsGreen Mice</td><td>Jackson Laboratories</td><td>7906</td><td>B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm6(CAG-ZsGreen1)Hze/J</td></tr><tr><td>Surgical equipment</td><td></td><td></td><td>Thumb forceps; Fine scissors-angled to side, sharp-sharp; Sharp-sharp scissors; Kelly hemostats; Mayo scissors; Micro spatula.</td></tr><tr><td>Human Foreskin Fibroblasts (HFF) cells</td><td></td><td></td><td>These are primary cells from human foreskins.&amp;nbsp; We make these in-house but they may be purchased from outside vendors.</td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s High Glucose Modified Eagles Medium (DMEM)</td><td>HyClone</td><td>SH30081.01</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin Streptomycin Solution, 100x</td><td>Corning</td><td>30-002-Cl</td><td></td></tr><tr><td>200 mM L-alanyl-L-glutamine</td><td>Corning</td><td>25-015-Cl</td><td></td></tr><tr><td>25 cm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt; Canted neck flask</td><td>Fisher Scientific</td><td>1012639</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-Buffered Saline, 1x Without Calcium and Magnesium</td><td>VWR</td><td>45000-446</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-Buffered Saline, 10x, USP Sterile Ultra Pure Grade</td><td>amresco</td><td>K813-500ml</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>Gibco</td><td>26140-079</td><td></td></tr><tr><td>Bright-Line Hemocytometer</td><td>Sigma-aldrich</td><td>Z359629-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Brain Slicer Matrix</td><td>Zivic Instruments</td><td>BSMAS005-1</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-1</td><td></td></tr><tr><td>Heparin sodium salt from porcine intestinal mucosa</td><td>Sigma-aldrich</td><td>H3393-100KU</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Fisher Scientific</td><td>O4042-500</td><td></td></tr><tr><td>20 ml Disposable Scintillation Vials</td><td>Fisher Scientific</td><td>FS74500-20</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol, Ethyl, 95%, 190 Proof</td><td>In-house</td><td>17212945</td><td>This product is purchased from an in-house stockroom.&amp;nbsp; Other companies are compatible.</td></tr><tr><td>Imaris Software</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Clear nail polish</td><td></td><td></td><td>Other brands are compatible</td></tr><tr><td>10 ml Syringe with Luer-Lok</td><td>VWR</td><td>BD309604</td><td>Other syringes are compatible</td></tr><tr><td>Three-way Stopcock</td><td></td><td></td><td>Any brand is compatible</td></tr><tr><td>Hypodermic needle</td><td></td><td></td><td>Any brand is compatible - used to pin down mouse.</td></tr><tr><td>Cell Scraper</td><td></td><td></td><td>Any brand is compatible</td></tr><tr><td>25 G x 12&quot; Tubing, Safety Blood Collection Set, with Luer Adapter</td><td>Greiner Bio-One</td><td>450099</td><td>Other brands are compatible</td></tr></tbody></table>

3-d imaging and analysis of neurons infected in vivo with toxoplasma gondii

Toxoplasma gondii ist ein obligat intrazelluläre Parasiten mit einem breiten Wirtsbereich, einschließlich des Menschen und Nagetieren. Bei Mensch und Nager, stellt Toxoplasma eine lebenslange persistierende Infektion im Gehirn. Während dieses Gehirn-Infektion ist asymptomatisch in den meisten immunkompetenten Personen, in den sich entwickelnden Fötus oder immungeschwächten Personen wie das erworbene Immunschwächesyndrom (AIDS) Patienten, diese Vorliebe für und Persistenz im Gehirn können zu verheerenden neurologischen Krankheit führen. Somit ist es klar, dass die Hirn Toxoplasma-Wechselwirkung ist für die durch Toxoplasma hergestellt symptomatischen Erkrankungen, doch wir haben wenig Verständnis der zellulären oder molekularen Interaktion zwischen Zellen des Zentralnervensystems (ZNS) und den Parasiten. Im Mausmodell von ZNS-Toxoplasmose es seit über 30 Jahren, die Neurone sind die Zellen, in denen der Parasit besteht bekannt, aber wenig bekannt ist über dieTeil des Neurons wird in der Regel infiziert (Soma, Dendriten, Axonen) und wenn das Mobil Beziehung ändert sich zwischen den Stämmen. Teilweise ist dieses Fehlen Sekundär der Schwierigkeit Bildgebung und Visualisierung ganzen infizierten Neuronen aus einem Tier. Solche Bilder würde typischerweise erfordern Serienschnitt und Heften von Gewebe durch Elektronenmikroskopie oder konfokale Mikroskopie nach Immunfärbung abgebildet. Durch die Kombination mehrerer Methoden, die hier beschriebene Verfahren ermöglicht die Verwendung von dicken Abschnitten (160 um) zu erkennen und Bild ganze Zellen, Zysten enthält, so dass eine dreidimensionale Visualisierung und Analyse von einzelnen, chronisch infizierten Neuronen ohne Immunofärbung Elektronenmikroskopie oder Serienschnitt und Nähen. Mit dieser Technik können wir damit beginnen, die zelluläre Beziehung zwischen dem Parasiten und den infizierten Neuronen zu verstehen.

Figur 7 enthält repräsentative Bilder von zwei Zyste haltigen GFP + Neuronen aus zwei verschiedenen 160 &amp; mgr; m dicke Abschnitte sowie eine repräsentative Messung der Entfernung von Zysten-zu-Zell-Körper 7B dar. Die Figuren 7A und B zeigen, daß diese neue Protokoll ermöglicht die Visualisierung der infizierten Neuronen in seiner Gesamtheit. 7C zeigt, daß mit dieser Abbildungstechnik, ist es nun möglich, den Absta...

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3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Unter Verwendung dieses Protokolls konnten wir Bild 160 um dicke Gehirnschnitte von Mäusen mit dem Parasiten Toxoplasma gondii, der Visualisierung und Analyse der räumlichen Beziehung zwischen dem encysting Parasiten und der infizierten Neuronen ermöglicht infiziert.

3-D-Bildgebung und Analyse von Neuronen Infizierte<em&gt; In-vivo-</em&gt; Mit<em&gt; Toxoplasma gondii</em

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma ...

3-d-imaging-analysis-neurons-infected-vivo-with-toxoplasma

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

11.4K Aufrufe.  University of Arizona.  Unter Verwendung dieses Protokolls konnten wir Bild 160 um dicke Gehirnschnitte von Mäusen mit dem Parasiten Toxoplasma gondii, der Visualisierung und Analyse der räumlichen Beziehung zwischen dem encysting Parasiten und der infizierten Neuronen ermöglicht infiziert. 

Serie: 3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or thinned-skull 3 preparations. While the open-skull technique is very versatile, it is not optimal for studying microglia because it is invasive and can cause microglial activation. Even though the thinned-skull approach is minimally invasive, the repeated re-thinning of skull required for chronic imaging increases the risks of tissue injury and microglial activation and allows for a limited number of imaging sessions. Here we present a chronic thin-skull window method for monitoring murine microglia in vivo over an extended period of time using two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a stable, accessible, thinned-skull cortical window (TSCW) with an apposed glass coverslip that remains translucent over the course of three weeks of intermittent observation. This TSCW preparation is far more immunologically inert with respect to microglial activation than open craniotomy or repeated skull thinning and allows an arbitrary number of imaging sessions during a time period of weeks. We prepare TSCW in CX3CR1 GFP/+ mice 4 to visualize microglia with enhanced green fluorescent protein to &le;150 &mu;m beneath the pial surface. We also show that this preparation can be used in conjunction with stereotactic brain injections of the HIV-1 neurotoxic protein Tat, adjacent to the TSCW, which is capable of inducing durable microgliosis. Therefore, this method is extremely useful for examining changes in microglial morphology and motility over time in the living brain in models of HIV Associated Neurocognitive Disorder (HAND) and other neurodegenerative diseases with a neuroinflammatory component.

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

We describe a method for repeatedly visualizing murine microglia and circulating monocytes in vivo over hours, days or weeks using transcranial two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a thinned-skull window that allows intermittent observation of quiescent microglia that can be activated by adjacent stereotactic injection of the HIV-1 regulatory protein Tat.

Ein Thin-Schädel Fenster-Technik für chronische Zwei-Photonen- In-vivo- Imaging von Murine Mikrogliazellen in Modelle der Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or ...

Forschung

Neurowissenschaften

In Vivo Imaging Systems (IVIS) Detection of a Neuro-Invasive Encephalitic Virus

Modern advancements in imaging technology encourage further development and refinement in the way viral research is accomplished. Initially proposed by Russel and Burch in Hume's 3Rs (replacement, reduction, refinement), the utilization of animal models in scientific research is under constant pressure to identify new methodologies to reduce animal usage while improving scientific accuracy and speed. A major challenge to Hume's principals however, is how to ensure the studies are statistically accurate while reducing animal disease morbidity and overall numbers. Vaccine efficacy studies currently require a large number of animals in order to be considered statistically significant and often result in high morbidity and mortality endpoints for identification of immune protection. We utilized in vivo imaging systems (IVIS) in conjunction with a firefly bioluminescent enzyme to progressively track the invasion of the central nervous system (CNS) by an encephalitic virus in a murine model. Typically, the disease progresses relatively slowly, however virus replication is rapid, especially within the CNS, and can lead to an often, lethal outcome. Following intranasal infection of the mice with TC83-Luc, an attenuated Venezuelan equine encephalitis virus strain modified to expresses a luciferase gene; we are able to visualize virus replication within the brain at least three days before the development of clinical disease symptoms. Utilizing CNS invasion as a key encephalitic disease development endpoint we are able to quickly identify therapeutic and vaccine protection against TC83-Luc infection before clinical symptoms develop. With IVIS technology we are able to demonstrate the rapid and accurate testing of drug therapeutics and vaccines while reducing animal numbers and morbidity.

In Vivo Imaging Systems IVIS Detection of a Neuro-Invasive Encephalitic Virus

Utilizing luciferase and in vivo imaging systems (IVIS) as a novel means to identify disease endpoints before clinical developments occur. IVIS has allowed us to visualize in real time the invasion of encephalitic viruses over multiple days, providing a more accurate disease model for future study. It has also allowed us to identify the potential protective features of antivirals and vaccines faster than currently utilized animal models. The capability to utilize individual animals over multiple time points ensures reduced animal requirements, costs, and overall morbidity to the animals utilized ensuring a more humane and more scientific means of disease study.

In Vivo Imaging Systems (IVIS) Nachweis eines Neuro-Invasive encephalitische Virus

Modern advancements in imaging technology encourage further development and refinement in the way viral research is accomplished. Initially proposed by ...

Immunologie und Infektion

Three-dimensional Imaging and Analysis of Mitochondria within Human Intraepidermal Nerve Fibers

The goal of this protocol is to study mitochondria within intraepidermal nerve fibers. Therefore, 3D imaging and analysis techniques were developed to isolate nerve-specific mitochondria and evaluate disease-induced alterations of mitochondria in the distal tip of sensory nerves. The protocol combines fluorescence immunohistochemistry, confocal microscopy and 3D image analysis techniques to visualize and quantify nerve-specific mitochondria. Detailed parameters are defined throughout the procedures in order to provide a concrete example of how to use these techniques to isolate nerve-specific mitochondria. Antibodies were used to label nerve and mitochondrial signals within tissue sections of skin punch biopsies, which was followed by indirect immunofluorescence to visualize nerves and mitochondria with a green and red fluorescent signal respectively. Z-series images were acquired with confocal microscopy and 3D analysis software was used to process and analyze the signals. It is not necessary to follow the exact parameters described within, but it is important to be consistent with the ones chosen throughout the staining, acquisition and analysis steps. The strength of this protocol is that it is applicable to a wide variety of circumstances where one fluorescent signal is used to isolate other signals that would otherwise be impossible to study alone.

This protocol uses three-dimensional (3D) imaging and analysis techniques to visualize and quantify nerve-specific mitochondria. The techniques are applicable to other situations where one fluorescent signal is used to isolate a subset of data from another fluorescent signal.

Dreidimensionale Bildgebung und Analyse der Mitochondrien innerhalb von menschlichen Intraepidermal Nervenfasern

The goal of this protocol is to study mitochondria within intraepidermal nerve fibers. Therefore, 3D imaging and analysis techniques were developed to ...

Large-scale Three-dimensional Imaging of Cellular Organization in the Mouse Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical properties, synaptic connections, and in vivo functions, but their basic functional and anatomical organization from cellular to network scale is poorly understood. Here we describe a method for the three-dimensional imaging of fluorescently-labeled neurons across large areas of the brain for the investigation of the cortical cellular organization. Specific types of neurons are labeled by the injection of fluorescent retrograde neuronal tracers or expression of fluorescent proteins in transgenic mice. Block brain samples, e.g., a hemisphere, are prepared after fixation, made transparent with tissue clearing methods, and subjected to fluorescent immunolabeling of the specific cell types. Large areas are scanned using confocal or two-photon microscopes equipped with large working distance objectives and motorized stages. This method can resolve the periodic organization of the cell type-specific microcolumn functional modules in the mouse neocortex. The procedure can be useful for the study of three-dimensional cellular architecture in the diverse brain areas and other complex tissues.

Here we describe a procedure for tissue clearing, fluorescent labeling, and large-scale imaging of mouse brain tissue which, thereby, enables visualization of the three-dimensional organization of cell types in the neocortex.

Groß angelegte dreidimensionale Bildgebung der zelluläre Organisation in der Maus Neocortex

The mammalian neocortex is composed of many types of excitatory and inhibitory neurons, each with specific electrophysiological and biochemical ...

Concomitant Isolation of Primary Astrocytes and Microglia for Protozoa Parasite Infection

Astrocytes and microglia are the most abundant glial cells. They are responsible for physiological support and homeostasis maintenance in the central nervous system (CNS). The increasing evidences of their involvement in the control of infectious diseases justify the emerging interest in the improvement of methodologies to isolate primary astrocytes and microglia in order to evaluate their responses to infections that affect the CNS. Considering the impact of Trypanosoma cruzi (T. cruzi) and Toxoplasma gondii (T. gondii) infection in the CNS, here we provide a method to extract, maintain, dissociate and infect murine astrocytes and microglia cells with protozoa parasites. Extracted cells from newborn cortices are maintained in vitro for 14 days with periodic differential media replacement. Astrocytes and microglia are obtained from the same extraction protocol by mechanical dissociation. After phenotyping by flow cytometry, cells are infected with protozoa parasites. The infection rate is determined by fluorescence microscopy at different time points, thus enabling the evaluation of differential ability of glial cells to control protozoan invasion and replication. These techniques represent simple, cheap and efficient methods to study the responses of astrocytes and microglia to infections, opening the field for further neuroimmunology analysis.

The overall goal of this protocol is to instruct how to extract, maintain, and dissociate murine astrocyte and microglia cells from the central nervous system, followed by infection with protozoa parasites.

Gleichzeitige Isolierung von Primärastrozyten und Mikroglia bei Protozoenparasiten-Infektion

Astrocytes and microglia are the most abundant glial cells. They are responsible for physiological support and homeostasis maintenance in the central ...

High-Resolution 3D Imaging of Rabies Virus Infection in Solvent-Cleared Brain Tissue

The visualization of infection processes in tissues and organs by immunolabeling is a key method in modern infection biology. The ability to observe and study the distribution, tropism, and abundance of pathogens inside of organ tissues provides pivotal data on disease development and progression. Using conventional microscopy methods, immunolabeling is mostly restricted to thin sections obtained from paraffin-embedded or frozen samples. However, the limited 2D image plane of these thin sections may lead to the loss of crucial information on the complex structure of an infected organ and the cellular context of the infection. Modern multicolor, immunostaining-compatible tissue clearing techniques now provide a relatively fast and inexpensive way to study high-volume 3D image stacks of virus-infected organ tissue. By exposing the tissue to organic solvents, it becomes optically transparent. This matches the sample&#8217;s refractive indices and eventually leads to a significant reduction of light scattering. Thus, in combination with long free working distance objectives, large tissue sections up to 1 mm in size can be imaged by conventional confocal laser scanning microscopy (CLSM) at high resolution. Here, we describe a protocol to apply deep-tissue imaging after tissue clearing to visualize rabies virus distribution in infected brains in order to study topics like virus pathogenesis, spread, tropism, and neuroinvasion.

Novel, immunostaining-compatible tissue clearing techniques like the ultimate 3D imaging of solvent-cleared organs allow the 3D visualization of rabies virus brain infection and its complex cellular environment. Thick, antibody-labeled brain tissue slices are made optically transparent to increase imaging depth and to enable 3D analysis by confocal laser scanning microscopy.

Hochauflösende 3D-Bildgebung der Tollwut-Virusinfektion im lösungsmittelfreien Hirngewebe

The visualization of infection processes in tissues and organs by immunolabeling is a key method in modern infection biology. The ability to observe and ...

Quantitative 3D Imaging of Trypanosoma cruzi-Infected Cells, Dormant Amastigotes, and T Cells in Intact Clarified Organs

Chagas disease is a neglected pathology that affects millions of people worldwide, mainly in Latin America. The Chagas disease agent, Trypanosoma cruzi (T. cruzi), is an obligate intracellular parasite with a diverse biology that infects several mammalian species, including humans, causing cardiac and digestive pathologies. Reliable detection of T. cruzi in vivo infections has long been needed to understand Chagas disease&#39;s complex biology and accurately evaluate the outcome of treatment regimens. The current protocol demonstrates an integrated pipeline for automated quantification of T. cruzi-infected cells in 3D-reconstructed, cleared organs. Light-sheet fluorescent microscopy allows for accurately visualizing and quantifying of actively proliferating and dormant T. cruzi parasites and immune effector cells in whole organs or tissues. Also, the CUBIC-HistoVision pipeline to obtain uniform labeling of cleared organs with antibodies and nuclear stains was successfully adopted. Tissue clearing coupled with 3D immunostaining provides an unbiased approach to comprehensively evaluate drug treatment protocols, improve the understanding of the cellular organization of T. cruzi-infected tissues, and is expected to advance discoveries related to anti-T. cruzi immune responses, tissue damage, and repair in Chagas disease.

Quantitative 3D Imaging of Trypanosoma cruzi-Infected Cells, Dormant Amastigotes, and T Cells in Intact Clarified Organs

The present protocol describes light-sheet fluorescent microscopy and automated software-assisted methods to visualize and precisely quantify proliferating and dormant Trypanosoma cruzi parasites and T cells in intact, cleared organs and tissues. These techniques provide a reliable way to evaluate treatment outcomes and offer new insights into parasite-host interactions.

Quantitative 3D-Bildgebung von Trypanosoma-cruzi-infizierten Zellen, ruhenden Amastigoten und T-Zellen in intakten geklärten Organen

Chagas disease is a neglected pathology that affects millions of people worldwide, mainly in Latin America. The Chagas disease agent, Trypanosoma cruzi ...

Live Animal Imaging and Cell Sorting Methods for Investigating Neurodegeneration in a C. elegans Excitotoxic Necrosis Model

Excitotoxic necrosis is a leading form of neurodegeneration. This process of regulated necrosis is triggered by the synaptic accumulation of the neurotransmitter glutamate, and the excessive stimulation of its postsynaptic receptors. However, information on the subsequent molecular events that culminate in the distinct neuronal swelling morphology of this type of neurodegeneration is lacking. Other aspects, such as changes in specific subcellular compartments, or the basis for the differential cellular vulnerability of distinct neuronal subtypes, remain under-explored. Furthermore, a range of factors that come into play in studies that use in vitro or ex vivo preparations might modify and distort the natural progression of this form of neurodegeneration. It is therefore important to study excitotoxic necrosis in live animals by monitoring the effects of interventions that regulate the extent of neuronal necrosis in the genetically amenable and transparent&#160;model system of the nematode Caenorhabditis elegans. This protocol describes methods of studying excitotoxic necrosis in C. elegans neurons, combining optical, genetic, and molecular analysis. To induce excitotoxic conditions in C. elegans, a&#160;knockout of a glutamate transporter gene (glt-3) is combined with a neuronal sensitizing genetic background (nuls5 [Pglr-1::G&#945;S(Q227L)]) to produce glutamate receptor hyperstimulation and neurodegeneration. Nomarski differential interference contrast (DIC), fluorescent, and confocal microscopy in live animals are methods used to quantify neurodegeneration, follow subcellular localization of fluorescently labeled proteins, and quantify mitochondrial morphology in the degenerating neurons. Neuronal Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) is used to distinctly sort at-risk neurons for cell-type specific transcriptomic analysis of neurodegeneration. A combination of live imaging and FACS methods as well as the benefits of the C. elegans model organism allow researchers to leverage this system to obtain reproducible data with a large sample size. Insights from these assays could translate to novel targets for therapeutic intervention in neurodegenerative diseases.

Live Animal Imaging and Cell Sorting Methods for Investigating Neurodegeneration in a C. elegans Excitotoxic Necrosis Model

In a C. elegans excitotoxicity model, this protocol employs in vivo imaging to analyze the regulation of necrotic neurodegeneration, the effect of genes encoding candidate mediators, and involvement of mitochondria. Cell dissociation and sorting is used to specifically obtain at-risk neurons for cell-specific transcriptomic analysis of neurodegeneration and neuroprotection mechanisms.

Excitotoxic necrosis is a leading form of neurodegeneration. This process of regulated necrosis is triggered by the synaptic accumulation of the ...

Utilizing In Vivo Postnatal Electroporation to Study Cerebellar Granule Neuron Morphology and Synapse Development

Neurons undergo dynamic changes in their structure and function during brain development to form appropriate connections with other cells. The rodent cerebellum is an ideal system to track the development and morphogenesis of a single cell type, the cerebellar granule neuron (CGN), across time. Here, in vivo electroporation of granule neuron progenitors in the developing mouse cerebellum was employed to sparsely label cells for subsequent morphological analyses. The efficacy of this technique is demonstrated in its ability to showcase key developmental stages of CGN maturation, with a specific focus on the formation of dendritic claws, which are specialized structures where these cells receive the majority of their synaptic inputs. In addition to providing snapshots of CGN synaptic structures&#160;throughout cerebellar development, this technique can be adapted to genetically manipulate granule neurons in a cell-autonomous manner to study the role of any gene of interest and its effect on CGN morphology, claw development, and synaptogenesis.

Utilizing In Vivo Postnatal Electroporation to Study Cerebellar Granule Neuron Morphology and Synapse Development

Here we describe a method to visualize synaptogenesis of granule neurons in the mouse cerebellum over the time course of postnatal brain development when these cells refine their synaptic structures and form synapses to integrate themselves into the overall brain circuit.

Verwendung der postnatalen In-vivo-Elektroporation zur Untersuchung der Morphologie von Kleinhirngranula-Neuronen und der Synapsenentwicklung

Neurons undergo dynamic changes in their structure and function during brain development to form appropriate connections with other cells. The rodent ...

Verfolgung von Krankheitserregern im ganzen Organ durch Quantifizierung von fluoreszierenden Reportern

High&#45;Resolution Three&#45;Dimensional Whole&#45;Organ Tomography of Microbial Infections

Most infections take place within three-dimensional host tissues with intricate anatomy and locally varying host physiology. The positioning of pathogen cells within this diverse environment significantly affects their stress levels, responses, fate, and contribution to the overall progression of the disease and treatment failure. However, due to the technical difficulties in locating &#181;m-sized pathogen cells within cm-sized host organs, this area of research has been relatively unexplored. Here, we present a method for addressing this challenge. We employ serial two-photon tomography and AI-enhanced image analysis to locate individual Salmonella cells throughout the entire spleen, liver lobes, and whole lymph nodes of infected mice. Using fluorescent reporters and in vivo antibody administration, the replication rate of single Salmonella cells, their local interaction with specific immune cells, and bacterial responses to antibiotics can be determined. These methodologies open avenues for a comprehensive examination of infections, their prevention, and treatment within the three-dimensional tissue context.

Autor im Rampenlicht: Entschlüsselung der bakteriellen Reaktionen auf Antibiotika und Immunsystem in Geweben

Here, we describe a procedure that enables organ-wide detection of pathogenic bacteria during infection and quantification of fluorescent reporter activities.

Hochauflösende dreidimensionale Ganzorgantomographie von mikrobiellen Infektionen

Most infections take place within three-dimensional host tissues with intricate anatomy and locally varying host physiology. The positioning of pathogen ...

3-D-Bildgebung und Analyse von Neuronen Infizierte

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Ein Thin-Schädel Fenster-Technik für chronische Zwei-Photonen- In-vivo- Imaging von Murine Mikrogliazellen in Modelle der Neuroinflammation

In Vivo Imaging Systems (IVIS) Nachweis eines Neuro-Invasive encephalitische Virus

Dreidimensionale Bildgebung und Analyse der Mitochondrien innerhalb von menschlichen Intraepidermal Nervenfasern

Groß angelegte dreidimensionale Bildgebung der zelluläre Organisation in der Maus Neocortex

Gleichzeitige Isolierung von Primärastrozyten und Mikroglia bei Protozoenparasiten-Infektion

Hochauflösende 3D-Bildgebung der Tollwut-Virusinfektion im lösungsmittelfreien Hirngewebe

Quantitative 3D-Bildgebung von Trypanosoma-cruzi-infizierten Zellen, ruhenden Amastigoten und T-Zellen in intakten geklärten Organen

Live Animal Imaging and Cell Sorting Methods for Investigating Neurodegeneration in a C. elegans Excitotoxic Necrosis Model

Verwendung der postnatalen In-vivo-Elektroporation zur Untersuchung der Morphologie von Kleinhirngranula-Neuronen und der Synapsenentwicklung

Hochauflösende dreidimensionale Ganzorgantomographie von mikrobiellen Infektionen