This work is funded by NIH RO1 NS 40433 (K.J.J.).

Alle Geschäfte durchgeführt werden von der Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt und befolgt, National Institute of Health Richtlinien. 1. Operationstechnik <ol><li> Pflegen aseptische Technik bei diesem Verfahren, indem sie sterile Handschuhe, Instrumente, und ein steriles Operationsfeld nach NIH-Richtlinien 25. Sterilisieren Instrumente vor Beginn der Operation durch Autoklavieren ihnen (siehe Tabelle der spezifischen Reagenzien / Ausrüstung für die komplette Liste). Verwenden Sie eine Glasperlen Sterilisator Werkzeuge während der Operation zu sterilisieren. </li></ol> 2. Anästhesie und Vorbereitung <ol><li> Anesthetize die Maus in einem Anästhesie-Box mit einer Mischung aus 0,9 l / min Sauerstoff und 2,5% Isofluran mit einem veterinär Isofluran Verdampfersystem. Stellen Sie sicher, dass die Maus nicht zu Veränderungen in der Körperposition, bevor es dem Auspacken zu reagieren. </li><li> Bewerben Augensalbe auf die mouse in die Augen, um sie vor dem Austrocknen zu schützen. </li><li> Schalten Sie den Gasstrom aus der Box an den Nasenkegel. Platzieren Sie die Maus direkt auf seiner linken Seite auf einer erhitzten Unterlage mit einem Operationsfeld und absorbierende Papierbank mit der Nase und den Mund innerhalb des Kegels bedeckt. Die Maus Atemrhythmus und bewerten fortlaufend zu überwachen und anzupassen Isofluran Ebenen nach Bedarf (zwischen 2,5 bis 3% Isofluran), ein angemessenes Niveau der Narkose zu halten und verwenden die Zehe Prise Reflex auf insgesamt Sedierung bestätigen. </li></ol> 3. Chirurgische Vorgehensweise <ol><li> Ausrichten und konzentrieren das Stereoskop mit dem OP-Feld. Passen Sie den Nasenkegel und kleben Sie es nach unten, so dass es am Rand des Gesichtsfeldes positioniert ist. </li><li> Mit der Maus, der auf der linken Seite, kleben Sie den Rand des rechten Ohr auf die Bugnase, Freilegung der Bereich hinter dem Ohr, wo der Schnitt gemacht werden. Stellen Sie sicher, dass die hintere Ohrvene fährt horizontal über das Ohr. Man beachte, dass die korrekte Platzierung ter Tier- und Taping des Ohres sind von entscheidender Bedeutung, um die Gesichtsnerven schnell zu finden. </li><li> Befeuchten Sie das Fell auf und hinter dem Ohr mit 70% Ethanol und rasieren die Operationsstelle mit einer Rasierklinge oder Skalpell. Vorbenetzung das Fell macht Rasieren leichter in dieser anatomischen Lage. </li><li> Reinigen der Haut mit einer Jodlösung, wie Betadine chirurgischen Scheuer (7,5% Povidon-Iod), gefolgt von 70% Ethanol. Wiederholen Sie diese Reinigung noch zweimal, um den Bereich gründlich zu desinfizieren. </li><li> Um festzustellen, wo der Schnitt zu machen, verfolgen Sie die hinteren Ohrvene aus dem Ohr nach kaudal auf den Bereich hinter dem Ohr Vorsprung. Mit Federschere, einen 4 mm Schnitt 2-3 mm hinter dem Vorsprung. </li><li> Präparieren durch das subkutane Fett und Bindegewebe mit stumpf. Vermeiden Sie direkte Schneiden mit der Schere, weil die Blutgefäße oder Muskelgewebe leicht beschädigt werden könnte. </li><li> Wenn die Blutung auf, Druck auf die Operationsstelle mit einem sterilen Wattestäbchenfür mindestens 30 sec. Wenn bedeutende Flüssigkeitsverlust auftritt, injizieren die Maus intraperitoneal mit bis zu 0,5 ml steriler 0,9% iger Kochsalzlösung unter Verwendung einer 25 oder 27 G-Nadel. </li><li> Verwenden Sie mehrere wichtige Sehenswürdigkeiten, die N. accessorius, Gehörgang, und vorderen M. digastricus (siehe unten), um die Gesichtsnerven zu lokalisieren. Sezieren um diese Landmarken, bis die Zweige des Gesichtsnervs visualisiert werden. Der Nerv wird als bedeutender solid weiß Struktur angezeigt, wenn es aufgedeckt wird und eine Schicht aus Faszie haftet sie an die zugrunde liegenden Strukturen. <ol><li> Finden Sie die N. accessorius, die aus dem kaudalen Teil des Schädels reist, um die Trapezmuskel innervieren, sobald das subkutane Fett und Bindegewebe wurden seziert. Der Gesichtsnerv ist tief mit dem N. accessorius. </li><li> Finden Sie die knorpeligen Gehörgang, die strahlend weißen aussieht und rostral des Gesichtsnerven zu sehen. </li><li> Finden Sie die Muskelbauch des vorderen M. digastricus, der oben auf und c liegtaudal des Gesichtsnervs. </li></ol></li><li> Wenn die Hauptzweige des Gesichtsnervs visualisiert, Spuren sie dorsal ihrer Herkunft aus den Foramen stylomastoideum finden. Mit feiner Spitze Dumont Pinzetten # 5/45 um die Operationsstelle offen zu halten, zu fördern die Federscherenspitzen nach dem Pfad des Nervs, und bewegen Sie die Zange dorsal um den neu erweiterten Bereich offen zu halten. </li><li> Visualisieren Sie die Stamm des Facialis mit dem Jochbein, bukkale, und Randkieferzweige an dieser Stelle. HINWEIS: Die zeitliche Niederlassung wird näher an das Foramen finden. Die Randkiefernervenäste in die oberen und unteren Teil näher an der Backe, damit diese Nervenäste nicht auf dieser Ebene sichtbar sein. <ol><li> Bei Durchführung einer Nervendurchtrennung, Stabilisierung des Nerven vorsichtig mit der feinen Spitze Pinzette und schneiden Sie die Nerven mit den Feder Schere. Vermeiden Sie die Anwendung zu viel Traktion auf die Nerven mit der Zange avulsing den Nerv aus dem Hirnstamm zu verhindern. Drückendie Stümpfe voneinander entfernt oder ausgeschnitten und ein Abschnitt des distalen Nerv zu entfernen, um sicherzustellen, dass keine Wiederverbindung auftreten kann. </li><li> Bei Durchführung einer Quetschverletzungen, verwenden Dumont # 5/45 Pinzette, um den Nerv für 30 Sekunden mit konstantem Druck, alle Axone trennen, wiederholen Sie diesen Andrang in einem zweiten Winkel senkrecht zur ersten Quetschstelle zu komprimieren. Vermeiden Sie die Anwendung unterschiedliche Mengen an Druck während der 30 Sekunden zu vernichten, da sonst die Verletzung inkonsistent zwischen den Tieren sein. </li></ol></li></ol> 4. Schließen und Wiederherstellung <ol><li> Positionieren Sie das Fett und die Muskeln in den darunterliegenden Strukturen. </li><li> Näherungsweise die Kanten des Einschnitts und schließen Sie die Wunde mit einem 7,5 mm Wundklammer. Nahtmaterial oder Klebstoff sind auch für den Wundverschluss akzeptabel. Postoperative Schmerz kann zu diesem Zeitpunkt zur Verfügung gestellt werden. </li><li> Entfernen Sie das Band von Ohr die Maus. Schalten Sie die Isofluran Fluss und damit die Maus, um reinen Sauerstoff für 30 Sekunden zu atmen, um 1 Min. PlAss der Maus in einem leeren Käfig ohne Einstreu aus der Narkose zu erholen. </li><li> Wenn die Maus wieder, verfolgen Sie sein Verhalten für bestätigende Anzeichen von Gesichtslähmung. Die Schnurrhaare werden gelähmt und abgewinkelt zurück in Richtung der Wange sein, wird die Nase abgewichen werden, und das Auge wird nicht als Reaktion auf einen Luftstoß blinken. </li><li> Haustieren gemeinsam nach der Operation, wenn sie weiblich sind. Vermeiden männlichen Mäusen gemeinsam, weil sie sind aggressiver und neigen dazu, Gewalt zu entfernen Wundklammern ihres cagemate, die Infektion führt. Bereitzustellen postoperativen Schmerz zu dieser Zeit, falls erforderlich. </li><li> Überwachen die Mäuse einmal am Tag über mehrere Tage nach der Operation, um sicherzustellen, dass keine Infektion oder andere Komplikation tritt postoperativ. Entfernen Wundklammern 7-10 Tage nach der Operation, wenn sie nicht auf eigene Faust zurückgegangen. </li><li> Bewerben Schmieraugensalbe in das betroffene Auge täglich Hornhautkomplikationen zu vermeiden, sei es, bis das Auge Blinkreflex ist neuabgedeckt oder bis Euthanasie. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

The critical step for this protocol is positioning the mouse properly before surgery is begun. If the mouse is not lying flat on its side, the ear is not taped at the correct angle, or the incision is made in an incorrect location, then finding the facial nerve becomes much more difficult. When this technique is mastered, surgeries will take only minutes per mouse. 
Either sutures, glue, or wound clips can be used to close the wound. Wound clips are preferred because of the small size of incis...

Viele periphere Nervenverletzung Modelle existieren, aber eine, die sich für das Studium der Motoneuronen steht, ist der Gesichtsnerv Axotomie Modell. Der Gesichtsnerv, der auch als Hirnnerven VII bekannt, ihren Ursprung in der Pons und innerviert die mimische Muskulatur 1,2. In diesem chirurgischen Protokoll wird die Gesichtsnerven bei seinem Austritt aus der Foramen stylomastoideum ausgesetzt und geschnitten bzw. zerkleinert. Der Schweregrad der Nervenverletzung kann im Anschluss an die Sunderland 3 Klassifikationen, die die Verletzungen auf der Grundlage der Unversehrtheit der Axone, Endoneurium, Perineurium und Epineurium unterscheidet, das Bindegewebe Schichten, die nacheinander um die Axon Bündel zu wickeln sind, klassifiziert werden. Im Quetschverletzung (Axonotmesis) werden die Axone durchtrennt, aber das Perineurium und Epineurium erhalten bleiben. Komplette funktionelle Wiederherstellung von Gesichtsnervenquetschung tritt in etwa 11 Tage, weil die intakten Nervenscheide dient als Kanal, in dem die Axone wieder nachwachsen 4,5. Auf dieAndererseits ist in der Schnittverletzung (Neurotmesis), die Axone und alle 3 Bindegewebsschichten durchtrennt, und der gesamte distale Nerven muss nachwachsen zu Muskulatur Innervation wiederherzustellen. Chirurgische Wiederverbindung der Epineurium wird häufig in menschlichen Patienten mit Nervendurchtrennung Verletzungen durchgeführt, aber die Erholung Ergebnisse sind selten optimal. Weitere Studien sind erforderlich, um zu verstehen, warum der Nerv nicht zu seinem Ziel wieder wachsen und welche Therapien eingesetzt zur Verbesserung und Beschleunigung der Regenerationsprozess werden. Es gibt viele Vorteile, um das Studium Nervenverletzung mit dem Gesichtsnerv Axotomie Modell. Erstens ist die Gesichtsnerven Axotomie Verfahren schnell, einfach und sehr gut reproduzierbar; und die daraus resultierende Lähmung der Gesichtsmuskeln hat keine Auswirkungen auf Vitalfunktionen und ist gut mit dem Tier toleriert. Da dies eine Hirnnervenverletzungsmodell, das Studium der Motoneuronenzellkörpern wird vereinfacht, da die Motoneuronen befinden sich in einer relativ homogenen Bevölkerung in the Gesichts motorischen Kern in der Pons. Die Bevölkerung ist auf der Grundlage der subnuklearen Muster innerhalb des Gesichts motorischen Kern abweichen, da gibt es sieben Unterkernen jeweils spezifisch für eine bestimmte Gruppe von Muskeln innervieren, so subnuklearen Unterschiede in Reaktion auf Axotomie kann Auswirkungen Ergebnisse 2,6,7. Ein großer Vorteil der Gesichtsnervenverletzung Modell ist, dass die unaxotomized Seite kann als gekoppeltes interne Kontrolle dienen, weil der Nerv innerviert ist hochsymmetrisch und es gibt kein Übersprechen zwischen den Gesichts motorischen Kernen 8. Ein weiterer Vorteil der Verwendung dieses chirurgischen Verfahrens ist das Fehlen einer direkten Trauma des ZNS oder Störung der Blut-Hirn-Schranke 9. Komplikationen wie starke Blutungen und Infektionen sind selten, mit diesem Verfahren. Eine Vielzahl von Analysen können durchgeführt werden, um die physiologische Reaktion auf eine Nervenverletzung zu bewerten. Die Erholung des Auges Lidschlussreflexes und Whisker-Aktivität kann als Verhaltens verwendet werdenMaß für die funktionelle Erholung 10,11. Video-Aufzeichnung der Tasthaare Tätigkeit ist derzeit der leistungsstärkste Verfahren zum Nachweis von Wiederherstellung von Gesichtsnerven Innervation 12,13. Nach Euthanasie kann histologische Untersuchung des Hirnstamms zu den Motoneuronen Zellkörper im Gesichts motorischen Kern durchgeführt werden. Der Gesichts motorischen Kern ist in sieben Unterkernen, jeder für bestimmte Gesichtsmuskeln unterteilt, so dass für Differenz Prüfung der Antworten auf Verletzungen 2,6. Gesichtsmotoneuronen können gezählt werden, um das Überleben der Zelle zu quantifizieren oder die Immunhistochemie verwendet werden, um Biomarker und spezifische Zellpopulationen 14 zu identifizieren. Der Gesichts motorischen Kern exakt mit Laser-Capture für die molekulare Analyse der zellulären Antwort auf Nervenverletzung 15,16 mikrodissektiert werden. Auswirkungen des Gesichtsnervs Axotomie kann im motorischen Kortex 17,18 analysiert werden. Auch kann der Nerv seziert Waller-Degeneration zu untersuchen 19 oderAxonregeneration 20, und die Muskeln können entfernt werden, um neuromuskulären Endplatten 21 zu studieren. Der Gesichtsnerv Axotomie kann auch verwendet werden, um die zugehörigen zentralen und peripheren Gliazellen 22 studieren, Zielmuskulatur 21, und die Reaktion des Immunsystems 23 werden. Obwohl viel bei der Untersuchung des Gesichtsnervs Axotomie-Modell 24 durchgeführt worden ist, wird eine weitere Studie von peripheren Nervenverletzungen erforderlich, weil Nervenschädigung ist ein bedeutendes Problem für die Patienten und die gegenwärtigen Behandlungen nicht zu optimalen Ergebnissen führen. Dieses Modell ist ein leistungsfähiges Werkzeug für die Untersuchung der physiologischen Reaktion auf eine Nervenverletzung und um die Wirksamkeit von Nervenregeneration Therapien.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="980">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:167px;">Company</td>
			<td style="width:176px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:256px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Stereo Microscope</td>
			<td style="width:167px;">Leica</td>
			<td style="width:176px;">M60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Labeling tape</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:176px;">15-952</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:381px;">Vannas-T&#252;bingen Spring Scissors - Straight/Sharp/8.5cm/5mm cutting edge</td>
			<td style="width:167px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:176px;">15003-08</td>
			<td>Sterilize before use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:381px;">Dumont #5/45 Forceps - Standard tips/Angled 45&#176;/Dumoxel/11cm</td>
			<td style="width:167px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:176px;">11251-35</td>
			<td>Sterilize before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Michel Suture Clips - 7.5mm x 1.75 mm</td>
			<td style="width:167px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:176px;">12040-01</td>
			<td>Described as &#34;wound clip&#34; in protocol, sterilize before use</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Hagenbarth Cross Action Wound Clip Applier 5&#34;</td>
			<td style="width:167px;">George Tiemann &#38; Co</td>
			<td style="width:176px;">160-910</td>
			<td>Used to apply wound clip, sterilize before use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:381px;">Michel Suture Clip Applicator &#38; Remover - For 7.5 mm Clips</td>
			<td style="width:167px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:176px;">12029-12</td>
			<td>Used to remove wound clip</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">0.9% Sodium Chloride Injection, USP</td>
			<td style="width:167px;">Hospira</td>
			<td style="width:176px;">0409-4888-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Betadine, 16 oz, with dispenser</td>
			<td style="width:167px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:176px;">19-027132</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">70% Ethanol</td>
			<td style="width:167px;"></td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:381px;">Glass Bead Sterilizer</td>
			<td style="width:167px;"></td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

facial nerve axotomy in mice: a model to study motoneuron response to injury

Ziel des chirurgischen Protokolls ist es, die Gesichtsnerven, die die Gesichtsmuskulatur innerviert, bei seinem Austritt aus der Foramen stylomastoideum aussetzen und geschnitten bzw. zermahlen, um periphere Nervenverletzung zu induzieren. Vorteile dieser Operation sind seine Einfachheit, hohe Reproduzierbarkeit und der fehlenden Wirkung auf die Lebensfunktionen oder Mobilität aus den nachfolgenden Gesichtslähmung, was zu einem relativ milden Operationsergebnis im Vergleich zu anderen Nervenverletzung Modellen. Ein wesentlicher Vorteil der Verwendung eines Hirnnervenverletzung Modells ist, dass die Motoneuronen befinden sich in einem relativ homogenen Population im Gesichts motorischen Kern in der Brücke, die Vereinfachung der Untersuchung der Motoneuronenzellkörpern. Aufgrund der symmetrischen Art der Gesichtsnerv innerviert und das Fehlen von Übersprechen zwischen den Gesichts motorischen Kernen kann der Betrieb einseitig mit der unaxotomized Seite als gekoppeltes interne Kontrolle dient geführt werden. Eine Vielzahl von Analysen können postoperativ zu beurteilen, durchgeführt werdens die physiologische Reaktion, deren Einzelheiten über den Rahmen dieses Artikels. Zum Beispiel kann die Wiederherstellung der Muskelfunktion als Verhaltens Marker für reinnervation dienen oder die Motoneurone quantifiziert, um das Überleben der Zellen gemessen werden. Zusätzlich können die Motoneuronen genau mittels Laser Mikrodissektion für die molekulare Analyse eingefangen werden. Da der Gesichtsnerven Axotomie ist minimal-invasiv und gut verträglich, kann es zu einer Vielzahl von gentechnisch veränderten Mäusen verwendet werden. Auch kann diese Operation Modell verwendet, um die Wirksamkeit des peripheren Nervenverletzung Behandlungen zu analysieren. Gesichtsnervenverletzung liefert ein Mittel für die Untersuchung nicht nur Motoneuronen, sondern auch die Reaktionen des zentralen und peripheren glial Mikroumgebung, das Immunsystem, und Ziel Muskulatur. Der Gesichtsnervenverletzung Modell ist ein weithin akzeptiertes periphere Nervenverletzung Modell, das als ein leistungsfähiges Werkzeug für die Untersuchung Nervenverletzung und Regeneration dient.

Nach der Gesichtsnerv Axotomie durchgeführt wird, tritt Motoneuronenverlust als Folge der Verletzung. Motoneuronenüberleben nach der Verletzung hängt von vielen Faktoren, wie Geschlecht, Alter der Tiere zum Zeitpunkt der Operation und den Zeitpunkt, zu dem die Motoneuron zählt fertig sind, und der Moran und Graeber Überprüfung 24 und Jinno und Yamada Rezension 22 beide zusammenzufassen Motoneuron Überlebensdaten. Typischerweise werden etwa 86% der Motoneuronen überleben 28 Tage nach der Axo...

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Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

Facial Nerve Axotomie bei Mäusen: Ein Modell zur Motoneuron Reaktion auf eine Verletzung Studieren

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

facial-nerve-axotomy-mice-model-to-study-motoneuron-response-to

Research

JoVE Journal

Medicine

12.7K Aufrufe.  Indiana University School of Medicine. We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques. 

Serie: Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

Pressure Controlled Ventilation zu Acute Lung Injury in Mäusen zu induzieren

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

Forschung

Medizin

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared nerve injury (SNI) model induces symptoms of neuropathic pain such as mechanical allodynia i.e. pain due to tactile stimuli that do not normally provoke a painful response [1]. 
The SNI mouse model involves ligation of two of the three branches of the sciatic nerve (the tibial nerve and the common peroneal nerve), while the sural nerve is left intact [2]. The lesion results in marked hypersensitivity in the lateral area of the paw, which is innervated by the spared sural nerve. The non-operated side of the mouse can be used as a control. The advantages of the SNI model are the robustness of the response and that it doesn&#x2019;t require expert microsurgical skills.
The threshold for mechanical pain response is determined by testing with von Frey filaments of increasing bending force, which are repetitively pressed against the lateral area of the paw [3], [4]. A positive pain reaction is defined as sudden paw withdrawal, flinching and/or paw licking induced by the filament. A positive response in three out of five repetitive stimuli is defined as the pain threshold. 
As demonstrated in the video protocol, C57BL/6 mice experience profound allodynia as early as the day following surgery and maintain this for several weeks.

The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

The Spared Nerve Injury animal model is described here as a mouse model of peripheral neuropathic pain following partial denervation of the sciatic nerve by lesioning the tibial and common peroneal nerve branches, leaving the remaining sural nerve intact. Behavioral modification resulting from mechanical allodynia is quantified by von Frey filaments.

Die Verschont Nerve Injury (SNI) Modell induzierte mechanische Allodynie in Mäusen

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

Einem Mausmodell der zervikalen Rückenmarksverletzung zu Post-läsionaler Atemneuroplastizität Studieren

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve (IoN-CCI) to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Animal models are important tools to study the pathophysiology and pharmacology of neuropathic pain. This manuscript describes the surgical and behavioral procedures to study trigeminal neuropathic pain in rats. To meet the specificity of trigeminal neuropathic pain syndromes, the infraorbital nerve (IoN) is subjected to a chronic constriction injury (CCI) by loosely ligating the nerve. An intra-orbital approach is presented here to expose and ligate the IoN in the orbital cavity. After IoN ligation, rats exhibit changes in spontaneous behavior and in response to von Frey hair stimulation that are indicative of persistent pain and mechanical allodynia. Two phases can be defined in the development of the behavioral changes. During the first week following IoN-CCI (phase 1), rats show an increased and asymmetric face grooming activity, i.e., with face wash strokes primarily directed to the nerve-injured IoN territory. A distinction is made between face grooming behavior that is part of a more general body grooming behavior, which remains largely unaffected by IoN-CCI, and face grooming that is neither preceded nor followed by body grooming, which is significantly increased after IoN-CCI. During this period, responsiveness to mechanical stimulation of the IoN territory is reduced. This hyporesponsiveness is abruptly replaced by an extreme hyperresponsiveness whereby even very weak stimulus intensities provoke nocifensive behavior (phase 2). The phenomenological similarities between these behavioral alterations and reported signs of facial pain (i.e., responses to noxious stimulation of the face) suggest the presence of dysesthesia/paresthesia and mechanical allodynia in the ligated IoN territory.

Chronic Constriction Injury of the Rat&#039;s Infraorbital Nerve IoN-CCI to Study Trigeminal Neuropathic Pain

This manuscript describes a rodent model to study trigeminal neuropathic pain. The methods described include surgical procedures to perform a chronic constriction injury of the rat&#8217;s infraorbital nerve and the post-surgical behavioral tests to measure the changes in spontaneous and evoked behavior that are indicative of persistent pain and allodynia.

Chronische Verengung Verletzung des Ratten N. infraorbitalis (Ionen CCI) zu Trigeminal Neuropathischer Schmerz Studieren

Animal models are important tools to study the pathophysiology and pharmacology of neuropathic pain. This manuscript describes the surgical and behavioral ...

A Repetitive Concussive Head Injury Model in Mice

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of knowledge on the injury and its effects. To develop a better understanding of concussions, animals are often used because they provide a controlled, rigorous, and efficient model. Studies have adapted traditional animal models to perform mTBI to stimulate mild injury severity by changing the injury parameters. These models have been used because they can produce morphologically similar brain injuries to the clinical condition and provide a spectrum of injury severities. However, they are limited in their ability to present the identical features of injuries in patients. Using a traditional impact system, a repetitive concussive injury (rCHI) model can induce mild to moderate human-like concussion. The injury degree can be determined by measuring the period of loss of consciousness (LOC) with a sign of a transient termination of breathing. The rCHI model is beneficial to use for its accuracy and simplicity in determining mTBI effects and potential treatments.

Concussion presents the most common type of traumatic brain injury. Therefore, a repetitive concussive animal model, which replicates the important features of an injury in patients, may provide a means to study concussion in a rigorous, controlled, and efficient manner.

Ein Repetitive erschütternder Head Injury-Modell in Mäusen

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of ...

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The "Wire-Injury" Model

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. Moreover, by rupture of the defective vascular wall, atherosclerosis induces occlusive thrombus formation, which represents the main cause of myocardial infarction or stroke and the most frequent cause of death. Despite the advances in the cardiovascular field, many questions remain unanswered, and additional basic research is essential to improve our understanding of the molecular mechanisms during atherosclerosis and its effects. Due to limited clinical studies, there is a need for representative animal models recreating atherosclerotic conditions such as neointima formation after stent implantation, balloon angioplasty, or endarterectomy. Since the mouse presents many advantages and is the most frequently used model for studying molecular processes, the current study proposes an invasive procedure of endothelial denudation, also known as the wire-injury model, which is representative of the human condition of neointima formation in arteries after revascularization procedures.

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The &quot;Wire-Injury&quot; Model

This study describes an invasive procedure for the induction of accelerated atherosclerosis in mice. In comparison to other methods using electric- or cryo-induced injury, mechanical-induced injury mimics the human condition of restenosis after revascularization therapies and is ideal for the study of the molecular mechanisms involved.

Induktion von beschleunigter Atherosklerose bei Mäusen: Das "Wire-Injury"-Modell

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

Ein Tissue Displacement-basierte Contusive Spinal Cord Verletzung Modell in Mäusen

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

Die Generation der geschlossenen femoralen Frakturen bei Mäusen: ein Modell zur Knochenheilung

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

Improved Rodent Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion Injury

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence suggests that thrombolytic therapy or primary percutaneous coronary intervention (PPCI) does not prevent reperfusion injury. There is still no ideal animal model for MIRI. This study aims to improve the MIRI model in rats to make surgery easier and more feasible. A unique method for establishing MIRI is developed by using a soft tube during a key step of the ischemic period. To explore this method, thirty rats were randomly divided into three groups: sham group (n = 10); experimental model group (n = 10); and existing model group (n = 10). Findings of triphenyltetrazolium chloride staining, electrocardiography, and percent survival are compared to determine the accuracies and survival rates of the operations. Based on the study results, it has been concluded that the improved surgery method is associated with a higher survival rate, elevated ST-T segment, and larger infarct size, which is expected to mimic the pathology of MIRI better.

Myocardial ischemia-reperfusion model of rat heart is improved by using a self-made retractor, polyvinyl chloride tube, and a unique knotting method. Electrocardiogram, triphenyltetrazolium chloride and histological staining, and percent survival analysis results showed that the improved model group has higher success and survival rates than the already existing model group.

Verbessertes Nagetiermodell der Myokardischämie und Reperfusionsverletzung

Myocardial ischemia and reperfusion injury (MIRI), induced by coronary heart disease (CHD), causes damage to the cardiomyocytes. Furthermore, evidence ...