Wir möchten Alex Hitchen und Meg Stand für ihre Hilfe bei den Gegen Studien danken. Diese Arbeit wurde vom NERC Zuschuss NE H015604 / 1 bis TP unterstützt /.

1. Vorbereitung der Fly Lebensmittel mit Lebensmittelfarbe <ol><li> Nehmen Sie ein Standard Drosophila Fläschchen mit ca. 20 ml Nahrung im Boden (Abbildung 1). Verwenden Sie das folgende Rezept für Lebensmittelmischung mit 1 Liter kochendem Wasser: 10 g Agar 85 g Dextrose, 60 g Maismehl, 40 g Hefe, und rühren Sie für 5 min vom Sieden. 25 ml 10% nipagen sobald die Mischung auf 75 ° C abgekühlt. </li><li> Nach dem Essen wurde abgekühlt und verfestigt, zwei Tropfen (etwa 0,5 bis 1 ml) der blauen Lebensmittelfarbe auf die Spitze der Nahrungs und über die ganze Oberfläche des Gefäßes verteilt (Abbildung 1). Verwenden Sie einen anderen Farbstoff, wenn bevorzugt. </li><li> Die Speise für zwei Tage im Kühlschrank, so daß der Farbstoff durch die obere Schicht des Nahrungs absorbiert; dies vermeidet übermäßige Feuchtigkeit beschädigt die Fliegen während der Reifezeit. Fügen Sie ein kleines Stück Seidenpapier, wenn übermäßiger Feuchtigkeit immer noch ein Problem zu beflecken sich zusätzliche Feuchtigkeit und anschließendentfernen Sie es. </li><li> Übertragungs fliegt auf das Lebensmittel entweder einzeln oder in Gruppen. Hinweis: Die Fliegen werden Darm Färbung innerhalb von 1 Tag auf der Essen platziert zu gewinnen. Alternativ voll die Fliegen auf dem gefärbten Lebensmittel vor dem Experiment (erhöhte Sterblichkeit während der Reifezeit nicht vor der Belastung durch Lebensmittelfarbe eingehalten) reifen. </li><li> Überprüfen, ob die gefärbten Fliegen können von den nicht-gefärbte Fliegen leicht unterschieden werden. Wenn sie nicht unterschieden werden kann, die Schritte 1,1-1,4 mit entweder einer höheren Konzentration an Farbstoff oder einen anderen Farbstoff enthält. </li></ol> 2. Zwei männliche Gegen Studien mit Lebensmittelfarbe <ol><li> Zur Herstellung von Nachkommen, Einrichten mehrerer Fläschchen mit Paaren von weiblichen und männlichen Fliegen (für kleine Gruppen von Männern und Frauen sind auch geeignet, wenn auch darauf achten, dass Gedränge der Larven zu vermeiden). Lassen Sie die Weibchen Eier legen und bewegen Sie die Fliegen auf neue Fläschchen alle 5 - 7 Tage die. Speicher Fläschchen bei einer geeigneten Temperatur für die Spezies von Interesse (22 ° C foder D. pseudoobscura und D. subobscura und 25 ° C für D. melanogaster). </li><li> Vor dem Sammeln experimentellen Fliegen Entfernen Sie alle Fliegen aus den Sammelflaschen zu einem bestimmten Zeitpunkt vor der Erhebung Männer und Frauen, um sicherzustellen, dass sie Jungfrauen (D. melanogaster sein - 6 Stunden bei 25 ° C, D. pseudoobscura - 18 h bei 22 ° C, und D. subobscura - 24 Stunden bei 22 ° C). Hinweis: Wenn Fliegen sind nicht natives dieser Wille Bias ihr Verhalten in Paarungsversuche 15. <ol><li> Shop und reifen männlichen einzeln in Standard 75 x 20 mm Kunststoffröhrchen (mit ~ 20 ml Lebensmittel). Dies vermeidet die negativen Auswirkungen auf die männliche Fortpflanzungsverhalten und Fitness bei einigen Arten zu sehen, wenn Männer in Gruppen 16 gehalten. </li><li> Expose Hälfte Männchen auf die gewünschte Behandlungs (CO 2 Anästhesie in diesem Fall). Verwenden Sie einen CO 2 Matte oder tippen, um die Fliegen für die erforderliche Zeit aussetzen. Shop Hälfte males in jeder Behandlungs auf farbigen Lebensmitteln bis zur Paarung statt. Das macht sie während der Paarungsversuche visuell unterscheidbar. </li><li> Für die Übertragung von Fliegen verwenden eines Gebläses 17. Beschriften Sie jedes Fläschchen, um sowohl die Behandlung und die Farbe Status der männlichen identifizieren. Hier verwenden vier Behandlungen (Anästhesie, nicht-farbige = G-NC, Anästhesie, farbige = GC, keine Narkose, nicht eingefärbten, NG-NC und keine Anästhesie, farbig, NG-C). </li></ol></li><li> Übertragen neu entstandenen Weibchen in frischen Lebensmitteln Fläschchen als Gruppen von 10 reifen. </li><li> Zulassen entfernt, um zu der Paarungszeit (D. melanogaster reifen - 3 Nächte, D. pseudoobscura - 5 Tage, D. subobscura - 7 Tage die 18 Speicher fliegt bei einer geeigneten Temperatur für die Spezies untersucht (beispielsweise 22 ° C für D. . pseudoobscura und D. subobscura und 25 ° C für D. melanogaster). </li><li> Bewegen Weibchen einzelnen Fläschchen (Fortsetzungaining ~ 20 ml Essen) 1 Tag vor der Paarung Studie zur Akklimatisierung mit dem passenden Fläschchen. Beschriften Sie diese Ampullen, so dass Fläschchen unterschieden werden. Achten Sie darauf, das Experiment, indem neutrale Kennzeichnung blenden (dh 1-150), so ist es nicht möglich, die Identität der Fliegen in jedem Fläschchen erraten. Hinweis: Die Person, die die Fliegen in jedem Fläschchen platziert wird, um die Identität der Fliegen in jedem Fläschchen platziert, wie sie werden feststellen, welche Behandlung war voller Flecken kennen. Jedoch sollte der Beobachter, der die passenden Uhren ihre Identität nicht. Um dies zu tun mindestens zwei Experimentatoren benötigt werden, eine Einrichtung und ein zu beobachten. </li><li> Beginnen Sie die Paarungsversuche zwischen 10 - 12 Uhr, oder in einer Zeit, die mit dem Licht, das auf der Hell / Dunkel-Zyklus die Fliegen an (&quot;Dawn&quot; für die Linie) ausgesetzt zusammenfällt. Fügen Sie zwei männlichen Fliegen zu jedem passenden Fläschchen (mit einem einzigen Weibchen fly) unter Verwendung eines Gebläses. Stellen Sie sicher, dass die beiden Männer sind von verschiedenen Behandlungen (Anästhesie oderKontrolle) und dass man Darm Färbung, damit es möglich ist, sie voneinander zu unterscheiden, und beachten Sie, was männlich gefärbt wird. </li><li> Wenn Paarung auftritt, notieren Sie den Status des männlichen, die Geschwister (entweder farbig oder nicht - farbig). Wenn Studien letzten 2 Stunden, davon ausgehen, das Weibchen nicht paaren. Anmerkung: 2 h ist für diese Spezies, aber andere Drosophila kann mehr oder weniger Zeit benötigen. </li></ol> 3. Single Penisgegen Trials <ol><li> Für einzelne männliche Studien, wiederholen Protokoll 2 mit zwei Änderungen: <ol><li> In Schritt 2.3 nicht halten Männer auf farbigem Essen. </li><li> In Schritt 2.7, fügen Sie nur einen einzigen Stecker auf jeder Flasche. </li></ol></li><li> In Schritt 2.8, notieren Sie die Zeit die Fliege in die Ampulle, die Zeit beginnt der Paarung und die Zeit der Paarung fertig aufgezeichnet werden sollen aufgenommen. Aus diesen Werten berechnet Paarungserfolg, Latenzzeit und Dauer. </li></ol> 4. Datenanalyse <ol><li> Verwenden Sie geeignete Statistikpaket für anaLyse. Wenn die Daten normal und nur zwei Behandlungen, verwenden Sie t-Tests oder gleichwertig Generalized Linear Model (GLM). Für zwei männliche Experimente verwenden binomischen Tests oder eine binomische GLM, die in jeder Grund Statistik-Paket verfügbar sind. Hinweis: Für die Beispieldaten, alle Analysen wurden in R-Version 3.0.3 19 durchgeführt. </li><li> Überprüfen der Paarungs Latenz und Paarung Dauerdaten auf Normalität, die durch Auftragen Frequenzhistogramme Latenz und Dauer für jede Behandlung 20 und mit einem Test auf Normalität wie Shapiro-Wilk. Wenn es nicht normal, zu transformieren, oder verwenden Sie nichtparametrische entsprechenden Statistiken 20. Hinweis: Für die Beispieldaten aus den einzigen männlichen Versuchs log-Transformation erfüllt die Anforderungen der Normalität und gleiche Varianzen. </li><li> Wenn die Daten normalisiert werden, Gebrauch t-Tests, um Unterschiede zwischen den Paarungs Latenz und Dauer in den einzigen männlichen Paarungsversuche zu prüfen, wenn Sie zwei Behandlungen 21. Wenn mehrfache Behandlungen verwendet werden,versuchen eine Varianzanalyse (ANOVA) 20. Wenn die Daten nicht normiert werden können, äquivalente nicht-parametrischen Tests 21. </li><li> Verwenden binomischen Tests auf einen Effekt der beiden Lebensmittelfarbe oder CO 2 Anästhesie auf dem Paarungserfolg von konkurrierenden Männchen 20 zu testen. Wenn mehrfache Behandlungen verwendet werden, wie es der Fall mit den Beispieldaten mit einem GLM mit binomischen Fehlerstruktur 21. </li><li> Für die beiden männlichen Studien in den Beispieldaten verwenden GLMs mit binomischen Fehlerstrukturen. Eine GLM sucht Farbe als Zielgröße (farbig = 0, nicht gefärbtem = 1) mit Arten, Gaszustand und Gasbehandlung als erklär variables.One GLM sucht CO 2 als Zielgröße (vergast = 0 und nicht entgast ausgestattet = 1) mit Arten, Farbe Status und Gasaufbereitung ausgestattet. In jedem Fall produzieren die maximale Modell, und führen Modellvereinfachung auf der Grundlage AIC 20. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Diese Daten zeigen, dass die Wirkung von CO 2 Anästhesie inkonsistent zwischen Arten, mit zwei von drei Arten, das wenig Einfluss. Unsere Ergebnisse legen nahe Kennzeichnung mit Lebensmittelfarbe eine geringere Auswirkungen auf die männlichen Paarungserfolg als CO 2 Anästhesie für D. melanogaster. Diese Experimente zeigen, dass Lebensmittelfarben können leicht und billig zu Etikett Fliegen für die Paarung Tests mit mehreren Männern verwendet werden. Von den drei Modell Drosophila-Arten untersucht, nur D. melanogaster zeigte eine Wirkung von CO 2 Narkose auf das Paarungsverhalten in einer Wettbewerbssituation. Im Gegensatz dazu, keine der Arten zeigten eine Wirkung der Sammlung auf Gas in einzelnen Paarungsversuche im Hinblick auf die Paarungs Latenz, im Gegensatz zu früheren Resultate für D. melanogaster 5. Die Auswirkungen des Wettbewerbs könnte daher sein Hervorhebung feiner Fitness Auswirkungen der CO 2 Anästhesie, die nur detektierbar sindunter Situationen, in denen Stecker-Stecker Wettbewerb. Exposure at frühen Sammlung und einen Tag vor der Verhandlung einen negativen Effekt auf die Fähigkeit der Männchen D. melanogaster, um eine Paarung zu gewinnen. Exposure 2 Tage vor der Verhandlung hat jedoch keinerlei Wirkung. Sowohl D. pseudoobscura und D. subobscura hatte keine Auswirkungen der Exposition gegenüber Gas in einer der Studien zeigen. Eine Erklärung dafür ist, dass D. melanogaster war anfällig für frühe Exposition gegenüber CO 2, weil es muss früher im Leben gesammelt werden (0-6 h alt) als die anderen Arten, um sicherzustellen, Männchen sind Jungfrau. Daher männlichen D. melanogaster dieser Zeit kann eine erhöhte Empfindlichkeit auf die Kutikula der Fliege noch Härten, verglichen mit den anderen Spezies, die mehr für die Kutikula aushärten gehabt. Im Allgemeinen unterstützt dies die Vorstellung, dass die Auswirkungen von CO 2 Anästhesie artspezifisch und Ermittler sollten entsprechend der Wirkung ihrer Zielarten. Currently, die Mehrzahl der Arbeiten über die Wirkung von CO 2 Anästhesie wurde an Drosophila melanogaster 5,11,22 geführt und deshalb nicht geeignet, um andere verwandte Arten anzuwenden. Die vorgestellte, um Fliegen zu unterscheiden alternative nicht-invasive Methode ist Lebensmittelfarbe. Die Ergebnisse legen nahe diese Behandlung hatte keinen Einfluss auf über alle Arten untersucht. Während jedoch die Verwendung bei der Bereitstellung eines billigen und leicht sichtbarer Marker zur Unterscheidung zwischen Individuen erfolgreich war es sollte beachtet werden, dass der Farbstoff leichter in D. unterscheiden pseudoobscura und D. subobscura als in D. melanogaster. Vorherige Autoren haben verschiedene Farben (rot, grün und blau) 4,6 verwendet. Wir fanden, Blaufärbung der einfachste, in allen Arten zu unterscheiden D., insbesondere pseudoobscura und D. subobscura. Einsatz von mehreren Farben würde möglicherweise komplexere Experimente mit vielen einzeln gekennzeichnet flie ermöglichens. Es sind jedoch Vorversuche verschiedener Farbstoffe wichtig, da einige Lebensmittelfarben nicht, um die Fliegen zu färben, möglicherweise verdaut, als verbraucht wird. Andere Farbstoffe können eine toxische Wirkung haben und das Überleben der Fliegen zu verringern, und sollte vermieden werden 14). Alternative Lebensmittelfarbe Methoden unter Verwendung teurer Flecken wurden auch zur Untersuchung von Darmintegrität für D. verwendet melanogaster 23. Dabei kann es eine Alternative, wenn auch teurer, Färbeverfahren 23. Der Farbstoff-Methode ist so schnell wie CO 2 Flügel Clipping wie Fliegen auf gefärbte Lebensmittel aus der Sammlung gespeichert werden. Die Aufnahme des Essens war schnell (ca. 3 h), so dass Speicher O / N auf farbigem Essen würde auch ausreichen, um Fliegen zu markieren, wie in anderen Studien 6 verwendet. Allerdings ist die Dauer der Färbung relativ kurz (~ 4-5 Stunden) im Vergleich zur Flügel Clipping (permanent) oder fluoreszierende Staub Kennzeichnung (10-12 Tage) 24. Da Drosophila-Artenunterscheiden sich in Aussehen, verschiedene Farbstoffe mehr oder weniger effektiv für die verschiedenen Arten sein, und da einige Stämme (zB Knockout-Mutanten) sind anfällig für Veränderungen in der Ernährung sein, jegliche Verwendung von Farbstoff erfordert eine Vorprüfung der Wirksamkeit vor allem, wenn mehr tige Exposition gegenüber giftigen Farbstoffe können 14 sein. Im Gegensatz zu der Studie von Kalaw et al. 14, fanden wir keine signifikante Mortalität nach einer Lagerung für mehrere Tage auf gefärbte Nahrungsmittel für D. melanogaster (3 Tage), D. pseudoobscura (5 Tage) oder D. subobscura (7 Tage), wahrscheinlich aufgrund des Unterschieds in Farbstoff verwendet. Der entscheidende Schritt für den erfolgreichen Einsatz der Farbstoff Technik Schritt 1.5, Validierung, dass die gewählte Farbstoff eignet sich gut für die Art und Stamm verwendet. Eine alternative Technik beinhaltet die Anwendung farbigen Staub an der Außenseite des Fliegen vor in Feldversuchen 24 verwenden. Diese Methode ist für die Verfolgung von Personen auf dem Gebiet aufgrund t verwendeto die Dauer der Kennzeichnung und die Leichtigkeit der Massenmarkierung fliegt 24. Obwohl wir nicht explizit diese Methode in Paarungsversuche getestet, wäre es wichtig, alle Effekte, kann Staub auf die Sinne wichtig Paarung, insbesondere in Drosophila 25, 26 haben untersucht. Bei Arten jedoch, wo Darm Färben nicht möglich ist, diese Methoden geeignet sein könnten. Abschließend haben wir festgestellt, dass in zwei der drei getesteten Arten (D. pseudoobscura und D. subobscura) gab es keine Wirkung entweder CO 2 Anästhesie oder Lebensmittelfarbe auf Paarungsfähigkeit von Männern gefunden. Für D. melanogaster eine negative Wirkung von CO 2 Anästhesie erkannt wurde, aber Lebensmittelfarbe hatte keinen Einfluss Paarung Erfolg in dieser Art. Insgesamt bietet der Farbstoff Verfahren eine einfache und kostengünstige nicht-invasive Methode zur Identifizierung einzelner Drosophila, die gleichwertig oder besser als die Methoden, die CO 2 Anästhesie erforderlich ist. Esist wahrscheinlich, diese Methode in einer Reihe von Arten zu arbeiten.

In den letzten Jahrzehnten gab es eine wachsende Interesse daran, wie die sexuelle Selektion und Konkurrenz zwischen Männern Auswirkungen auf Evolution 1,2. Versuche über das Paarungsverhalten eine wichtige Rolle in der Entwicklung und Erprobung Theorien der sexuellen Selektion 3,4 gespielt. Insbesondere die Forschung mit Arten der Gattung Drosophila, hat entscheidend zum Verständnis der sexuellen Selektion und das Verhalten bei. Jedoch ist es wichtig zu untersuchen, ob die allgemein verwendeten Techniken könnten künstlich spannen die Ergebnisse von Standardpaarungsexperimenten 5,6. Anästhesie wird häufig für die Handhabung und Identifikation in Experimenten 7 verwendet. Beispielsweise werden üblicherweise entfernt vor der Paarung gesammelt oder in Genotypen oder experimentelle Behandlungen unter Verwendung von Kohlendioxid (CO 2) Narkose sortiert. In Experimenten, bei denen zwei oder mehr Personen unterschieden werden müssen, ist es üblich, die fl betäubener Jahren und Clip Teil des Flügels ab, jeden einzelnen oder Behandlungsgruppe 5,8 identifizieren. Es ist wichtig, jedoch zu verstehen, wie CO 2 Behandlung Verhalten beeinflussen. Die Wirkung von CO 2 Betäubung in Drosophila melanogaster untersucht worden, in dem exponierten Männchen zu CO 2 hat deutlich länger zu paaren und insgesamt hatten geringere Paarungserfolg als nicht-narkotisierten Männer oder Männer betäubt mit Erkältung 5. Dieser Effekt wurde beobachtet, sowohl bei der Anästhesie wurde am Tag des Experiments angewandt und wenn Fliegen wurden einen Tag gegeben zu erholen. Allerdings wurde diese Studie nur die Prüfung Prüfungen, bei denen ein einzelner Stecker wurde jedem weiblichen 5 dargestellt beschränkt. Ein realistischeres Szenario ist für eine weibliche, mehrere Männchen 9,10 begegnen, so dass der Wettbewerb zwischen Männern, die den Nachweis subtiler Verluste der männlichen Fitness durch Anästhesie ermöglichen könnten. Die Verwendung von CO 2 Betäubung auchen gefunden, Fruchtbarkeit und Langlebigkeit der erwachsenen D. reduzieren melanogaster, wenn sie kurz nach dem Schlüpfen ausgesetzt sind, wie es üblich ist bei der Erhebung Jungfrau fliegt 11. Eine Alternative zu 2 Anästhesie CO ist es, Fliegen, indem er ihnen Nahrung mit Farbstoff 4,6,10,12,13 farbig markieren. Dieser Farbstoff dringt in die Eingeweide der Fliege und durch das Abdomen sichtbar sind, können gefärbt entfernt von ungefärbten entfernt oder von Fliegen mit einer anderen Farbe markiert unterscheiden. Verfahren unterscheiden sich darin, wie diese angewendet werden kann: direkt mit dem Nahrungsmittel 12 aufgenommen, über gefärbte Zusatz Hefepaste 6 oder durch Einwirkung auf eine neue gefärbte Nahrungsmittelsubstrats 13. Diese Markierungstechniken scheinen keinen Einfluss auf das Paarungsverhalten 4,6 zeigen. Aber eine Papier direkt Prüfung der Auswirkungen des gleichen Lebensmittelfarbe auf die Erwachsenen D. melanogaster fanden eine starke Reduzierung der Lebensdauer 14. Frühere Arbeiten haben auch konzentriert almost ganz auf D. melanogaster sowohl in Bezug auf die Auswirkungen der CO 2 Anästhesie 5,11 und Lebensmittelfarbstoff 14 Methoden. Derzeit gibt es wenig Informationen, wie CO 2 Anästhesie oder die Verwendung von Darm Färbung beeinflusst das Paarungsverhalten anderer Drosophila. Die folgende Studie untersucht die Wirkung von CO 2 Anästhesie auf dem Paarungsverhalten von drei Arten von Drosophila (D. melanogaster, D. pseudoobscura und D. subobscura). Die Wirkung des Sammelns Fliegen auf CO 2 wurde in Einzel- und zwei männlichen Paarungsversuchen untersucht. Die Wirkung von CO 2 wurde auch gefunden, dass in D. variieren melanogaster 5 und so unterschiedliche Latenzzeiten zwischen der Exposition zu CO 2 und Gegen getestet. Eine alternative Kennzeichnungsmethode auf die Anästhesie und Flügel Clipping: die Verwendung von Lebensmittelfarben, um die Fliegen Fleck wird ebenfalls bewertet.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Plastic tubing</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>TWT-200-061G</td>
			<td>Other tubing may be suitable however it must fit within a 1ml pipette tip.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine mesh</td>
			<td>Any haberdashery</td>
			<td>-</td>
			<td>Fine curtain mesh is suitable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1ml pipette tips</td>
			<td>VWR</td>
			<td>83007-376</td>
			<td>Various brands of pipette tips would be suitable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Vials</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>58.49</td>
			<td>Larger vials or bottles could also be used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Balls</td>
			<td>Lewis Medical Solutions</td>
			<td>28170</td>
			<td>The size of cotton will vary depending on the size of vials used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue Food colouring</td>
			<td>Thesugarcraftcompany</td>
			<td>-</td>
			<td>Other dye colours and brands can have variable results.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2 Tank</td>
			<td>BOC</td>
			<td>BOC 40VK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharpie Markers</td>
			<td>Steadtler</td>
			<td>Lumocolor 313 S</td>
			<td>Various colours can be used, but Lumocolor S give an excellent combination of durability and fineness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stopwatch</td>
			<td>Salter</td>
			<td>SL3920</td>
			<td>Any stopwatch with a good digital display would be fine</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dyeing insects for behavioral assays: the mating behavior of anesthetized drosophila

Gegen Experimente mit Drosophila haben erheblich zum Verständnis der sexuellen Selektion und das Verhalten bei. Experimente erfordern oft einfache, leichte und billige Methoden, um zwischen den Individuen in einer Studie zu unterscheiden. Ein Standard-Technik dafür ist, CO 2 Anästhesie und Beschriftung oder Flügel Clipping jede Fliege. Dies ist jedoch invasiv und ist gezeigt worden, um das Verhalten zu beeinflussen. Andere Techniken Färbung verwendet werden, um Fliegen zu identifizieren. Dieser Artikel stellt eine einfache und nicht-invasive Methode zur Kennzeichnung von Drosophila, die sie einzeln in Experimenten identifiziert werden können, mit Lebensmittelfarbe. Dieses Verfahren ist in Studien, in denen zwei Männchen konkurrieren mit einem weiblichen paaren verwendet. Färbung erlaubt eine schnelle und einfache Identifikation. Es gab jedoch einige Unterschiede in der Stärke der Färbung in den drei untersuchten Spezies. Daten präsentiert, die den Farbstoff eine geringere Auswirkungen auf das Paarungsverhalten als CO 2 in Drosophila melanoGaster. Die Auswirkungen des CO 2 Anästhesie gezeigt, von der Spezies des Drosophila abhängen, wobei D. pseudoobscura und D. subobscura zeigt keinen Einfluss, während D. melanogaster Männchen hatte Paarungserfolg reduziert. Die vorgelegte Farbstoff Verfahren ist anwendbar auf einen weiten Bereich von experimentellen Designs.

Zwei männliche Paarungsversuche - Die Wirkung von CO 2 Narkose auf das Paarungsverhalten Das beste Modell zu finden, um die Veränderung in der Wirkung der CO 2 Anästhesie erklären enthaltenen Spezies als Faktor (mit D. pseudoobscura und D. subobscura verschmolzen, da sie keine Unterschiede zwischen einander zeigte). In D. pseudoobscura und D. subobscura gab es keine signifikante Wirkung von CO 2 Narkose auf Paarungserfolg in zwei männliche Studien (Z 1,589 = 0,087, P = 0,931). Für D. melanogaster Männchen 2 Anästhesie CO ausgesetzt hatten signifikant niedrigere Paarungserfolg (Z1,589 = 2,467, p = 0,014). Es war auch eine signifikante Interaktion zwischen den Spezies und Behandlung (χ 2 = 1,589 6,83, P = 0,009) mit einer größeren Wirkung wird beobachtet, wenn D. melanogaster wurden um Gas bei Abholung oder 1 Tag vor Studien (Tabelle 1) ausgesetzt ist. Howeväh, D. melanogaster Männchen ausgesetzt zu CO 2 zwei Tage vor der experimentellen Studie hat einen Effekt der CO 2 nicht angezeigt. Zwei männliche Paarungsversuche - Die Wirkung von Darm-Färbung auf Paarungsverhalten Modellvereinfachung zeigte keine signifikante Wirkung von Lebensmittelfarbe, die für jede der drei Arten (P&gt; 0,1) auf. Wenn die Behandlung oder Gasstatus wurden in die Analyse einbezogen waren ebenfalls nicht signifikant (P&gt; 0,1). Die Anteile der erfolgreichen Paarungen für farbige fliegt über Behandlungen sind in Tabelle 2 dargestellt. Der Unterschied in der Färbung zwischen entfernt gehalten auf farbigen und farblosen Nahrung kann in 1 gesehen werden kann. Die Intensität des Darmlebensmittelfarbe war größer in D. pseudoobscura und D. subobscura als in D. melanogaster. Einzelpaarungsversuche - Der Effekt der Verwendung von CO 2 Narkose auf mtriebs Verhalten Es gab keinen Unterschied in der Paarungslatenzzeit für jede der drei Arten, wenn CO 2 Anästhesie wurde verwendet, um vor kurzem zu sammeln entstanden Erwachsene. Ein Effekt wurde für Paarungszeit in D. gefunden subobscura wenn er belichtet wurde, um CO 2 zwei Tage vor dem Paarungsversuche (Figuren 2 und 3; Tabelle 2). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52645/52645fig1.jpg" /> Abbildung 1: Foto mit Darstellung Phiolen Farbige und Nicht Farbige Fly Lebensmittel (A) und der Stärke der Darm Coloration in Male D. Subobscura (B). <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/52645/52645fig2.jpg" /> Abbildung 2. Der Mittelwert und 95% Konfidenzintervalle für Kopulation Latenz für die drei Arten in Single Penis Studien untersucht, wenn Männer waren betäubend (helle Balken) oder einem nicht betäubten (dunkle Balken), wenn sie als Jungfrauen vor der Geschlechtsreife gesammelt. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52645/52645fig3.jpg" /> Abbildung 3. Die Mittelwerte und 95% -Konfidenzintervalle für Kopulation Dauer für die drei Arten in Single Penis Studien untersucht, bei der Männer anästhesiert (helle Balken) oder einem nicht betäubten (dunkle Balken), wenn sie als Jungfrauen vor der Geschlechtsreife Gesammelte. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Behandlung </td><td> Spezies </td><td> Nr Studien </td><td> Nr Fliegen gefärbt, die gepaart </td><td> p-Wert </td><td> Nr Fliegen vergast, die gepaart </td><td> p-Wert </td></tr><tr><td rowspan="3"> Sammlung auf CO 2 </td><td> D. mel </td><td> 73 </td><td> 36 </td><td> 1 </td><td> 27 </td><td> 0,0344 </td></tr><tr><td> D. pse </td><td>79 </td><td> 41 </td><td> 0,8221 </td><td> 44 </td><td> 0,3682 </td></tr><tr><td> D. Unter </td><td> 71 </td><td> 40 </td><td> 0,3425 </td><td> 33 </td><td> 0,6353 </td></tr><tr><td rowspan="3"> Ausgesetzt zu 2 18 Stunden CO vor </td><td> D. mel </td><td> 57 </td><td> 28 </td><td> 1 </td><td> 19 </td><td> 0,0163 </td></tr><tr><td> D. pse </td><td> 65 </td><td> 32 </td><td> 1 </td><td> 31 </td><td> 0,8043 </td></tr><tr><td> D. Unter </td><td> 68 </td><td> 38 </td><td> 0,3961 </td><td> 35 </td><td> 0,9036 </td></tr><tr><td rowspan="3"> Ausgesetzt 2 2 Tage CO. </td><td> D. mel </td><td> 56 </td><td> 19 </td><td> 0,0222 </td><td> 32 </td><td> 0,3497 </td></tr><tr><td> D. pse </td><td> 70 </td><td> 32 </td><td> 0,5504 </td><td> 33 </td><td> 0,7202 </td></tr><tr><td> D. Unter </td><td> 56 </td><td> 29 </td><td> 0,8939 </td><td> 26 </td><td> 0,6889 &lt;/ Td&gt; </tr></tbody></table> Tabelle 1 Ergebnisse von zwei Male Wahl Experimente Über alle Arten und Behandlungen untersucht. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Spezies </td><td> Eigenschaft </td><td> df </td><td> t-Wert </td><td> p-Wert </td></tr><tr><td rowspan="2"> D. melanogaster </td><td> Latenz </td><td> 58 </td><td> 1,379 </td><td> 0,174 </td></tr><tr><td> Dauer </td><td> 58 </td><td> 1,243 </td><td> 0,221 </td></tr><tr><td rowspan="2"> D. pseudoobscura </td><td> Latenz </td><td> 109 </td><td> 0,419 </td><td> 0,676 </td></tr><tr><td> Dauer </td><td> 109 </td><td> 0,436 </td><td> 0,664 </td></tr><tr><td rowspan="2"> D. subobscura </td><td> Latenz </td><td> 83 </td><td> 0,098 </td><td> 0,922 </td></tr><tr><td> Dauer </td><td> 83 </td><td> 1,767 </td><td> 0,081 </td></tr></tbody></table> Tabelle 2: Ergebnisse von Einzelgegen Experimenten, die die Wirkung der Sammlung auf CO 2 Anästhesie auf der Gegenlatenzzeit und Dauer. Die Tests wurden an drei Arten von Drosophila (D. melanogaster, D. pseudoobscura und D. subobscura) durchgeführt.

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Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Färben Insekten für Verhaltenstests: die Paarungsverhalten von narkotisierten<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

dyeing-insects-for-behavioral-assays-mating-behavior-anesthetized

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

9.7K Aufrufe.  University of Liverpool. This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Serie: Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Studying the Neural Basis of Adaptive Locomotor Behavior in Insects

Studying the neural basis of walking behavior, one often faces the problem that it is hard to separate the neuronally produced stepping output from those leg movements that result from passive forces and interactions with other legs through the common contact with the substrate. If we want to understand, which part of a given movement is produced by nervous system motor output, kinematic analysis of stepping movements, therefore, needs to be complemented with electrophysiological recordings of motor activity. The recording of neuronal or muscular activity in a behaving animal is often limited by the electrophysiological equipment which can constrain the animal in its ability to move with as many degrees of freedom as possible. This can either be avoided by using implantable electrodes and then having the animal move on a long tether (i.e. Clarac et al., 1987; Duch &amp; Pfl&uuml;ger, 1995; B&ouml;hm et al., 1997; Gruhn &amp; Rathmayer, 2002) or by transmitting the data using telemetric devices (Kutsch et al, 1993; Fischer et al., 1996; Tsuchida et al. 2004; Hama et al., 2007; Wang et al., 2008). Both of these elegant methods, which are successfully used in larger arthropods, often prove difficult to apply in smaller walking insects which either easily get entangled in the long tether or are hindered by the weight of the telemetric device and its batteries. In addition, in all these cases, it is still impossible to distinguish between the purely neuronal basis of locomotion and the effects exerted by mechanical coupling between the walking legs through the substrate. One solution for this problem is to conduct the experiments in a tethered animal that is free to walk in place and that is locally suspended, for example over a slippery surface, which effectively removes most ground contact mechanics. This has been used to study escape responses (Camhi and Nolen, 1981; Camhi and Levy, 1988), turning (Tryba and Ritzman, 2000a,b; Gruhn et al., 2009a), backward walking (Graham and Epstein, 1985) or changes in velocity (Gruhn et al., 2009b) and it allows the experimenter easily to combine intra- and extracellular physiology with kinematic analyses (Gruhn et al., 2006).
We use a slippery surface setup to investigate the timing of leg muscles in the behaving stick insect with respect to touch-down and lift-off under different behavioral paradigms such as straight forward and curved walking in intact and reduced preparations.

We describe a method to record motor activity, timed to the electrically recorded tarsal contact signal in a tethered insect, walking on a slippery surface. This is used to study the neural basis of adaptive behavior under reduced influence of mechanical interaction between legs through the substrate.

Studium der neuronalen Basis Adaptive Fortbewegung bei Insekten

Studying the neural basis of walking behavior, one often faces the problem that it is hard to separate the neuronally produced stepping output from those ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Verwenden der<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their worlds when trying to understand their behavior and ecology. Sensitivity to the ultraviolet spectrum (UV; 300 - 400 nm) is found across multiple genera of birds, fish, reptiles, amphibians, and even mammals. This protocol describes a technique for examining organisms for the presence of UV-reflecting structures and a method for testing whether these cues are used as social signals in the context of mate choice. A spectrophotometer is used to detect the presence of UV reflectance and variation in reflective intensity between individuals and sexes. An example of this technique is presented in which a dichotomous mate choice test exposes sexually receptive individuals to opposite sex individuals whose visual appearance can be manipulated by filters that either transmit full spectrum or block UV wavelengths. This system allowed for the determination that female, but not male, sailfin mollies (Poecilia latipinna) were using UV markings as part of their mating decisions. These types of studies serve to expand our knowledge of the range of organisms that utilize UV and provide insight into how UV plays a role in their lives.

Assays to Detect UV-reflecting Structures and Determine their Importance in Mate Preference using the Sailfin Molly Poecilia latipinna

This protocol outlines the use of spectrophotometry to detect ultraviolet-reflecting structures on organisms (in this example, the sailfin molly Poecilia latipinna) and describes dichotomous choice tests for fish that allow inferences to be made on the role of ultraviolet cues during mate selection.

Assays UV-reflektierenden Strukturen zu erkennen und zu bestimmen, deren Bedeutung in Mate-Vorlieben der Sailfin Molly mit<em&gt; Poecilia latipinna</em

Many organisms use cues and signals beyond human sensitivity during social interactions. It is important to take into account how organisms perceive their ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Quantifizierung von Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...