Wir danken U. Heberlein und A. Devineni für langanhaltenden Diskussionen und technische Beratung. Wir danken auch den Shohat-Ophir Labor Mitglieder, A. Benzur, L. Kazaz und O. Shalom, für die Hilfe bei der Methode zu demonstrieren. Besondere Anerkennung geht für die Festlegung der Flugsysteme im Labor zu Eliezer Costi. Diese Arbeit wurde von der Israel Science Foundation (384/14) und die Marie-Curie-Career Integration Grants (CIG 631.127) unterstützt.

Anmerkung: Allgemeine Übersicht über das Versuchsdesign: Die Versuchsanordnung umfasst einen angepaßten Protokoll für courtship Unterdrückung 7-9 , in dem männlichen Fliegen ausgesetzt Belohnen und nonrewarding Erfahrungen in 3 aufeinander folgenden Trainingseinheiten im Laufe von 4 d. 4 d - am Ende der Erfahrung Phase werden die Fliegen für 3 in einem Zwei-choice freiwillige Ethanolaufnahme-Assay getestet. Das Protokoll umfasst hierin mehrere vorbereitende Schritte, von denen einige im Voraus durchgeführt werden in mehr als ein Versuch verwendet werden, während andere in rechtzeitig vor Beginn des Experiments (Tabelle 1) zu nehmen. 1. Vorbereitende Schritte <ol><li> Vorbereiten des kapillaren Vorsystem <ol><li> Erhitzen Sie eine 27 G - Nadel und es verwenden , kleine Löcher entlang einer Phiole (Abbildung 1) zu durchstechen. </li><li> Schneiden Sie das Fläschchen Stecker in die Hälfte (über Kreuz) mit einer Rasierklinge. Mark vier Punkte auf der Oberfläche des Stopfens, die Schaffung eines square Form der Kapillare Halter zu positionieren in. Verwenden Sie eine 18 G - Nadel 4 Löcher durch den Stopfen (1b) zu machen. </li><li> Verwenden Sie eine Rasierklinge Mikropipetten zu schneiden, so dass sie fest 5 ul Glaskapillaren halten kann, die als Adapter dienen. </li><li> Legen Sie 4 Kapillar-Adapter in die vorbereiteten Stecker. </li><li> Markieren Sie die Position der 2 Ethanol- und zwei nonethanol enthaltenden Kapillaren auf dem Stecker. Hinweis: Es empfiehlt sich, die Positionen der zwei Arten von Kapillaren konsistent über alle Fläschchen zu halten. Achten Sie auf die Größe der Löcher, wie große Löcher das Entweichen von Fliegen aus den Fläschchen zu ermöglichen. Darüber hinaus wird empfohlen, die glatte Seite des Steckers zu verwenden (in der Regel gegenüber der Schnittseite) als der Seite, die nach unten gerichtet ist, wenn in das Fläschchen eingeführt, wie Schneiden Sie den Stecker einige kleine, lose Fasern erzeugt, die die Fliegen verheddern kann . </li><li> Bereiten Sie eine große Anzahl von Ampullen und Adapter für die Kapillar-Feeder-System verwendet werden (CAFE)Experimente in Schritt 2.3 beschrieben. </li></ol></li><li> Vorbereiten kleinen Glasfläschchen Lebensmittel <ol><li> Einen Tag vor der Fliegen (Schritt 1.4) zu sammeln, ordnen 200 Glasfläschchen auf Mikrozentrifugenröhrchen Racks. Melt fliegen Essen (nach dem cornmeal Melasse Rezept finden Sie in der Tabelle der Materialien) unter Verwendung einer Mikrowelle. Gießen 2 ml Fliege Nahrung in die Glasfläschchen (versuchen Sie nicht, das Essen auf den Fläschchen Wände zu schmieren). Lassen Sie die Lebensmittel verhärten, und decken die Fläschchen mit Plastikfolie. HINWEIS: Die Glasfläschchen die Lebensmittel enthalten, können bei 4 ° C mehrere Wochen lang aufbewahrt werden. </li><li> Am Tag der Fliege Sammlung, nehmen Sie die Fläschchen aus dem Kühlschrank und lassen Sie sie RT erreichen, bevor Sie sie Fliegen zu beherbergen. HINWEIS: Wenn das Essen Fläschchen mehrere Wochen alt sind, stellen Sie sicher, dass das Essen immer noch intakt ist und nicht aus dem Fläschchen freistehend, wie Fliegen in den Ritzen zwischen dem Essen und dem Glas gefangen werden. </li></ol></li><li> Herstellung Stock Lebensmittel Lösung für die Kapillare Feeder-Assay <ol><li> Um vorpare die Lager Lebensmittel-Lösung (5% Saccharose und 5% Hefeextrakt), lösen sich 5,88 g Hefeextrakt und 5,88 g Saccharose in 100 ml destilliertem Wasser. HINWEIS: Die Stammlösung zu einer Kontamination sehr anfällig ist. Daher empfiehlt es sich im Autoklaven (121 ° C, 30 min, und ohne einen Trocknungszyklus) und Aliquot sie in 850 &amp; mgr; l Aliquots arbeiten bei 4 ° C bis zur weiteren Verwendung aufbewahrt werden. Die Konzentration der Bestandteile in der Stammlösung ist 5,88% und die Endkonzentration von 5% nach der Zugabe von 15% Ethanol oder Wasser (150 &amp; mgr; l in 850 &amp; mgr; l premade Nahrungslösung) unmittelbar vor ihrer Verwendung in Schritt 2.3 erreichen. </li></ol></li><li> Sammeln experimentellen Fliegen <ol><li> Sammeln Sie 200 naiven männlichen Fliegen ein CO 2 Pad. Hinweis: Verwenden Sie einen beliebigen Laborstamm relevant für die experimentelle Frage. 250 Fliegen können leicht von fünf Flaschen von Fliegen an ihrem Schlüpfen Pick Phase gesammelt werden. Wenn die Fliegen zu sammeln, achten Sie genau auf collect Fliegen, die kürzlich geschlüpften (virgin aussehenden Fliegen: helle Fliegen mit einem Mekonium Fleck auf ihren Bauch) haben. Experimentelle Fliegen sollten einzeln in kleinen Glasfläschchen mit Nahrung und im Alter von bis zu 3 gehalten werden - 4 d alt, bevor sie in dem Experiment verwendet wird. </li><li> Verwenden Sie weiche Stecker die Fläschchen zu schließen. Anmerkung: Die gleiche weiche Stecker für die Trainingsphase sehr nützlich sein wird, wenn Mund Aspiration unter Verwendung von Frauen einzusetzen, in die und aus den Fläschchen während der Erfahrung Phase. </li></ol></li><li> Sammeln Trainer Fliegen HINWEIS: Alle gesammelten Fliegen sollte in einem 12 h / 12 h Hell / Dunkel-Inkubator bei 25 ° C und 70% relativer Luftfeuchtigkeit (RH) gehalten werden. Die 12 h / 12 h Hell / Dunkel-Zyklus kann auf eine bequeme Startzeit geändert werden. <ol><li> Virgin weibliche Trainer Fliegen <ol><li> Sammeln Sie 500 jungfräulichen weiblichen Trainer fliegt von einem WT Lager oder einem virginator Lager für die Verwendung als jungfräuliche rezeptiven Weibchen. Halten Sie die weiblichen Fliegen in Gruppen von 25 pro Essen Fläschchen in Normalgröße, und alleow sie Alter von 3 bis 4 d alt, bevor sie in dem Experiment verwendet wird. </li></ol></li><li> Gepaart weibliche Trainer Fliegen <ol><li> Sammeln Sie 300 jungfräulichen weiblichen Fliegen von einem WT Lager oder einem virginator Lager Paarung vor der Trainingsphase (Schritt 1.6.1) zu unterziehen. HINWEIS: Weibliche Fliegen werden in Gruppen von 10 Frauen pro Normalgröße, Lebensmittel Fläschchen und im Alter von bis zu 3 gehalten - 4 d alt, bevor sie in dem Experiment verwendet wird. </li></ol></li><li> Männliche Fliegen verwendet gestecktem weibliche Trainer Fliegen zu erzeugen <ol><li> Sammeln Sie 150 männlichen Fliegen (nicht notwendigerweise Jungfrau). HINWEIS: Flies werden in Gruppen von 15 Männern pro Normalgröße, Lebensmittel Fläschchen und im Alter von bis zu 3 gehalten - 4 d alt, bevor sie mit jungfräulichen Weibchen gepaart werden fliegt die gepaart Trainer Frauen zu schaffen. </li></ol></li></ol></li><li> Die Erzeugung gepaart weiblichen Trainer Fliegen <ol><li> gestecktem weiblich generieren fliegt als Trainer verwendet werden, Paargruppen von 10 jungfräulichen Weibchen fliegt mit 15 männlichen fliegt von einem männlichen haltigen Spiegeln Fläschchen in ein weibliches-contaFläschchen ining 16 bis 18 h vor der Trainingsphase (Schritt 2.1) 10. HINWEIS: Dies sollte in der Regel am Abend stattfinden, bevor die Trainingseinheit. Das Verhältnis 1,5: 1 zwischen männlichen fliegt weibliche Fliegen stellt sicher, dass alle Weibchen verpaart werden. </li><li> Am Tag des Experiments, trennen die zusammengefügten Weibchen von den Männchen von den Männchen aus dem Fläschchen Ansaugen einer Mund Aspirator verwenden. Führen Sie diese kurz vor Beginn eines jeden Trainingstag. </li></ol></li></ol> 2. Experimentelle Schritte <ol><li> Einstellen der Erfahrung Phase bis <ol><li> Startet das Experiment so nahe wie möglich an den Beginn der Lichtphase in den Inkubator. Legen Sie die Trainer Weibchen (beide Jungfrau und gepaart) im Verhalten Kammer. HINWEIS: Es wird empfohlen, das Experiment in einem Verhalten Kammer oder über abgeschiedenen Umgebung auszuführen, die auf 25 ° C ruhig und gesetzt ist und 60 bis 65% relative Luftfeuchtigkeit. Luftfeuchtigkeit über 50% zu halten, ist sehr wichtig, da das Verhalten der Balz und Paarungs hängen von Pheromonerkennung, die auf Feuchtigkeit empfindlich zu sein bekannt ist. </li></ol></li><li> Offenlegen von männlichen Fliegen zu belohnen und nonrewarding Erfahrungen <ol><li> Ordnen Sie die Glasfläschchen, die einzelnen männlichen Fliegen auf Mikro Racks enthält, die Positionierung der Fläschchen entlang der Ränder des Racks. HINWEIS: Diese Anordnung ermöglicht es dem Experimentator auf einfache Weise die Paare von Fliegen beobachten, die Kopulation unterziehen, ohne dass die Fläschchen aus dem Rack nehmen. </li><li> Bereiten Sie zwei Gruppen von 100 Glasfläschchen mit einzelnen Männchen fliegt auf separaten Racks für Männer (wie in Schritt 2.2.1 beschrieben) unterzogen lohnend und nonrewarding Paarungs Erfahrungen (dh abgelehnt und gesteckten Zustand). </li><li> Absaugen Trainer Weibchen und fügen Sie sie in jedes Fläschchen die männlichen Fliegen enthält. Stellen Sie den Timer für 1 h. Beginnend mit der abgelehnten Gruppe, fügen Sie zu jedem Fläschchen ein verbundenes Weibchen. Dann fahren Sie mit den Männchen gepaart werden und eine Jungfrau weiblich zu jedem Fläschchen hinzuzufügen. </li><li> Sehen Sie sich die Paarung Begegnungen engum sicherzustellen, dass die zusammenwirkenden Männchen mit jungfräulichen Weibchen erfolgreich innerhalb der ersten Stunde paaren und dass die Männchen mit den zuvor begattete die Interaktion nicht paaren. Um die abgelehnte Kohorte im Laufe von 1 h überwachen, einen zweiten Zeitgeber für 15 min eingestellt und die Männchen alle 15 Minuten beobachten. </li><li> Entladen Sie die Männer von der abgelehnten Kohorte, die aus der verpaart Kohorte paaren und Männern verwaltet, die nicht bis zum Ende der ersten Trainingseinheit am Ende hat der Paarung. </li><li> Beenden Sie die erste Trainingseinheit durch Absaugen aus der zuvor gepaart weiblichen Trainer in einen regelmäßigen Fliegen Essen Fläschchen, und halten Sie sie für die nächste Sitzung Anlage. Folgen Sie dieser Schritt sanft die Weibchen aus der verpaart männliche Gruppe Absaugen. </li><li> Lassen Sie die Fliegen für 1 Stunde ruhen. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.2.3 - 2.2.7 zweimal. </li><li> Wiederholen Sie die Trainingseinheit in den Schritten 2.2.3 - 2.2.8 jeden Tag für 3 weitere d. </li></ol></li><li> Aufnahmeverbrauch (CAFE) <ol><li> Am Ende des letzten conditioning Sitzung (vierter Tag), aspirieren die einzelnen Männchen und gruppieren sie in die Kapillare Feeder-Fläschchen. Verwenden Sie einen weichen Stecker der Kapillare Zubringer Fläschchen zu bedecken, während die Fliegen einfügen und ersetzen Sie es schnell mit der gebrauchsfertigen Kapillare Feeder-Stecker nach alle Fliegen eingefügt wurden. Gruppe 6 - 8 Fliegen von jedem der Versuchsgruppen in ein Fläschchen, nicht weniger als acht Ampullen pro Zustand zu schaffen. </li><li> Befeuchten Sie die Stecker vorsichtig 5 ml Wasser an die Spitze des Steckers hinzufügen. Seien Sie vorsichtig, während die Zugabe von Wasser Verschütten in die Fläschchen zu vermeiden. Hinzufügen gleichen Menge Wasser in jedes Fläschchen. HINWEIS: Dieser Schritt wird durchgeführt Verdampfung aus den Kapillaren zu reduzieren. Daher wird es jeden Tag für den Rest des Experiments wiederholt. In Abhängigkeit von der relativen Feuchtigkeit erfordern die folgenden Tagen kann weniger Wasser zu den Steckern hinzugefügt werden. </li><li> Bereiten Sie zwei getrennte Lebensmittel Lösungen von Ethanol oder Wasser in die Lager Lebensmittel Aliquots Zugabe einer Endkonzentration von 15% zu schaffen. </li><li> Zum Befüllen des capillWidder mit den beiden Lebensmittel-Lösungen erstellen 5 ul flüssige Lebensmittel auf einer Labor-Filmstreifen fällt und damit die Kapillare die Lösung zu füllen, bis sie die 5 ul Marke erreicht. Achten Sie darauf, das klare Ende der Kapillare zu verwenden, die auf die 5 &amp; mgr; l schwarze Markierung Linie in der Nähe ist. HINWEIS: Zum Befüllen auf einmal mehrere Kapillaren, ist es möglich, 6 zu verbinden - 8 Kapillar-Adapter zusammen und nutzen sie als Einsatz in die Kapillaren zu halten. </li><li> Tippen Sie auf die Kapillaren sanft auf dem Paraffinstreifen die Nahrungs Lösung genau an der schwarzen Markierung zu positionieren. Abdichten der Kapillaren durch Eintauchen des Endes jeder Kapillare in kleine Tropfen Mineralöl. Dieser Schritt minimiert potentielle Verdunstung der Nahrungsmittellösung. </li><li> Legen Sie zwei ethanolhaltigen Kapillaren und zwei nonethanol enthält Kapillaren durch die 4-Adapter / Halter im Stecker, bis die freiliegenden Seiten der Kapillaren kaum aus dem Inneren des Fläschchens (1 mm oder weniger von der Steckeroberfläche) Peek. HINWEIS:Halten Sie die Öffnung der Kapillaren nahe der nassen Stecker verringert die Verdunstung und ermöglicht den einfachen Zugriff auf das Essen, wie Fliegen normalerweise an den Steckern sitzen und auf der freiliegenden Kapillare hinunterklettern zu ernähren. </li><li> Neben Fläschchen, die experimentelle Fliegen enthalten, bereiten ein Mock-Fläschchen ohne Fliegen. Diese Steuerung dient natürliche Verdunstung zu beurteilen. HINWEIS: Versuchen relativ gleiche Positionierung der Kapillaröffnung auf die Stecker Vergleich zu erhalten, da Unterschiede zu variable Verdampfung führen kann und die Verbrauchsdaten irreführend. Es ist für ausreichende Feuchtigkeit während des Experiments und positionieren Sie die Kapillaröffnungen so nah wie möglich an den nassen Stecker, wie niedrige Luftfeuchtigkeit und großer Entfernung von dem nassen Stecker kann sowohl Folge einer unkontrollierten Verdunstung. </li><li> Notieren Sie sich die relative Position der Flüssigkeit in jeder der Kapillaren in Bezug auf die schwarze Markierungslinie in mm mit einem Lineal, und schreiben Sie diese Werte nach unten. HINWEIS: Wenn die Lösung ist so positioniert, genau an der schwarz line, sollte der Wert Null, gleich, und wenn es oben oder unten ist, sollte es positive oder negative Werte jeweils sein. Die Ausgangswerte der Flüssigkeit, die die Referenzpunkte für die letzten O / N Verbrauchswerte eingestellt. </li><li> Stellen Sie die Fläschchen zurück in den Inkubator für 24 Stunden. Ersetzen die Kapillaren bei einer konstanten Zeit während des gesamten Experiments. </li><li> Entfernen Sie die Kapillaren sanft aus den Fläschchen und messen das Niveau der Flüssigkeit in Bezug auf die schwarze Markierungslinie. </li><li> Prüfen Sie sorgfältig den Flüssigkeitsstand in der Mock-Fläschchen. HINWEIS: Wenn die Pegel von mehr als 2 mm fallen gelassen, es zeigt an, dass Verdampfung hoch ist, und die Verbrauchswerte sind nicht zuverlässig. </li><li> Befeuchten Sie die Stecker vorsichtig mit 2 ml Wasser und legen Sie einen neuen Satz von Kapillaren, wie in den Schritten angegeben 2.3.3 - 2.3.10. Stellen Sie die Fläschchen zurück in den Inkubator für 24 Stunden. </li></ol></li><li> Bestimmen Präferenz <ol><li> Berechnen Sie den Gesamtverbrauch jeder Kapillare durch die letzte Stufe aus dem i subtrahiertnitial Pegel am Ausgangspunkt. </li><li> Kombinieren , um die Werte der beiden Kapillaren mit dem gleichen Futter (dh nonethanol Kapillaren getrennt von Ethanol enthaltenden Kapillaren). </li><li> Berechnen Ethanol bevorzugt, indem die Menge von den nicht-Ethanol Kapillaren aus der Menge aus den ethanolhaltigen Kapillaren verbraucht verbraucht subtrahieren und dividieren Sie den Wert durch die Summe der Verbrauchswerte von allen Kapillaren des gleichen Fläschchen. </li><li> Durchschnittlich die Vorzugs Indizes aller Fläschchen der gleichen Versuchsgruppe. <img alt="Equation1" src="/files/ftp_upload/54910/54910equation1.jpg" /> HINWEIS: Nonethanol 1 (NE1), Nonethanol 2 (NE2), Ethanol 1 (E1), Ethanol 2 (E2), Gesamt nonethanol (Total NE) = NE1 + NE2, Gesamt Ethanol (Total E) = E1 + E2, Gesamtsumme Verbrauch (Gesamtsumme) = Gesamt NE + Total E und Ethanol bevorzugt Index (PI) </li></ol></li></ol>

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	<li>Robinson, G. E., Fernald, R. D., Clayton, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+and+social+behavior.">Genes and social behavior.</a> Science. 322, 896-900 (2008).</li><li>Koob, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiological+substrates+for+the+dark+side+of+compulsivity+in+addiction.">Neurobiological substrates for the dark side of compulsivity in addiction.</a> Neuropharmacol. 56, 18-31 (2009).</li><li>Kaun, K. R., Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+melanogaster+as+a+model+to+study+drug+addiction.">Drosophila melanogaster as a model to study drug addiction.</a> Hum Genet. 131, 959-975 (2012).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addiction-like+behavior+in+Drosophila.">Addiction-like behavior in Drosophila.</a> Commun Integr Biol. 3, 357-359 (2010).</li><li>Shohat-Ophir, G., Kaun, K. R., Azanchi, R., Mohammed, H., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+deprivation+increases+ethanol+intake+in+Drosophila.">Sexual deprivation increases ethanol intake in Drosophila.</a> Science. 335, 1351-1355 (2012).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Curr Biol : CB. 19, 2126-2132 (2009).</li><li>McBride, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mushroom+body+ablation+impairs+short-term+memory+and+long-term+memory+of+courtship+conditioning+in+Drosophila+melanogaster.">Mushroom body ablation impairs short-term memory and long-term memory of courtship conditioning in Drosophila melanogaster.</a> Neuron. 24, 967-977 (1999).</li><li>Ejima, A., Smith, B. P., Lucas, C., Levine, J. D., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+learning+of+pheromonal+cues+modulates+memory+consolidation+in+trainer-specific+associative+courtship+conditioning.">Sequential learning of pheromonal cues modulates memory consolidation in trainer-specific associative courtship conditioning.</a> Curr Biol. 15, 194-206 (2005).</li><li>Ejima, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generalization+of+courtship+learning+in+Drosophila+is+mediated+by+cis-vaccenyl+acetate.">Generalization of courtship learning in Drosophila is mediated by cis-vaccenyl acetate.</a> Curr Biol. 17, 599-605 (2007).</li><li>Keleman, K., Kruttner, S., Alenius, M., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Function+of+the+Drosophila+CPEB+protein+Orb2+in+long-term+courtship+memory.">Function of the Drosophila CPEB protein Orb2 in long-term courtship memory.</a> Nat Neurosci. 10, 1587-1593 (2007).</li><li>Kaun, K. R., Azanchi, R., Maung, Z., Hirsh, J., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Drosophila+model+for+alcohol+reward.">A Drosophila model for alcohol reward.</a> Nat Neurosci. 14, 612-619 (2011).</li><li>Xu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+propensity+for+consuming+ethanol+in+Drosophila+requires+rutabaga+adenylyl+cyclase+expression+within+mushroom+body+neurons.">The propensity for consuming ethanol in Drosophila requires rutabaga adenylyl cyclase expression within mushroom body neurons.</a> Genes Brain Behav. 11, 727-739 (2012).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+Drosophila+melanogaster+as+a+model+for+alcohol+research.">The evolution of Drosophila melanogaster as a model for alcohol research.</a> Annu Rev Neurosci. 36, 121-138 (2013).</li><li>Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIC:+high-throughput,+continuous+analysis+of+feeding+behaviors+in+Drosophila.">FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila.</a> PloS one. 9, 101107 (2014).</li><li>Itskov, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behaviour+in+Drosophila.">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila.</a> Nat Commun. 5, 4560 (2014).</li><li>Yapici, N., Cohn, R., Schusterreiter, C., Ruta, V., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Taste+Circuit+that+Regulates+Ingestion+by+Integrating+Food+and+Hunger+Signals.">A Taste Circuit that Regulates Ingestion by Integrating Food and Hunger Signals.</a> Cell. 165, 715-729 (2016).</li><li>Peru, Y. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-lasting,+experience-dependent+alcohol+preference+in+Drosophila.">Long-lasting, experience-dependent alcohol preference in Drosophila.</a> Addict Biol. 19, 392-401 (2014).</li><li>Dus, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nutrient+Sensor+in+the+Brain+Directs+the+Action+of+the+Brain-Gut+Axis+in+Drosophila.">Nutrient Sensor in the Brain Directs the Action of the Brain-Gut Axis in Drosophila.</a> Neuron. 87, 139-151 (2015).</li><li>Anderson, D. J., Adolphs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+framework+for+studying+emotions+across+species.">A framework for studying emotions across species.</a> Cell. 157, 187-200 (2014).</li><li>Gibson, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+to+a+repetitive+visual+threat+stimulus+express+a+persistent+state+of+defensive+arousal+in+Drosophila.">Behavioral responses to a repetitive visual threat stimulus express a persistent state of defensive arousal in Drosophila.</a> Curr Biol. 25, 1401-1415 (2015).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Here, we illustrate the details of an integrated approach to measure alterations in reward-seeking behavior, based on previous work described by Devineni et al.6 and Shohat-Ophir et al5. The first section of the protocol uses different types of sexual interactions as the experience input, and the second section uses a two-choice feeding assay to assess the effect of experience on the preference to consume ethanol.
As shown by Devineni et al.<sup...

Änderung des Verhaltens in Reaktion auf Erfahrung erlaubt Tiere ihr Verhalten auf Veränderungen in ihrer Umgebung 1 einzustellen. Während dieses Prozesses Tiere integrieren ihre internen physiologischen Zustand mit den sich ändernden Bedingungen der äußeren Umgebung und anschließend eine Aktion über die andere wählen, um ihre Chancen auf das Überleben und die Fortpflanzung zu erhöhen. Belohnungssysteme entwickelt Verhaltensweisen zu motivieren , die für das Überleben der Individuen und Arten erforderlich sind , durch Verhaltensweisen verstärken , die das unmittelbare Überleben verbessern, wie Essen oder Trinken, oder solche , die für zwei Nachkommen langfristige Überleben, wie Sexualverhalten oder Pflege zu gewährleisten. Künstliche Verbindungen wie Drogen wirken sich auch auf Belohnungssysteme durch Kooptierung Nervenbahnen , die natürliche Belohnungen 2 vermitteln. In den letzten zwei Jahrzehnten die Fruchtfliege Drosophila melanogaster hat sich als viel versprechendes Modell etabliert für die Untersuchung der Molekdere und neuronalen Mechanismen, die die Auswirkungen von Ethanol auf das Verhalten 3,4 prägen. Zuvor haben wir Droge Belohnungen 5 eine Untergruppe von peptidergen Neuronen in Fliegen (NPF / NPF - Rezeptor (R) Neuronen) , dass die paar natürliche Belohnungen, wie sexuelle Erfahrung, um die Motivation zu erhalten , identifiziert. NPF Ausdruck ist empfindlich gegenüber den beiden sexuellen Erfahrungen und Drogen Belohnungen, wie Ethanol Rausch. Änderungen in NPF Expressionsniveaus sind Änderungen in Ethanol Selbstverwaltung 5, umgewandelt , wo hohe NPF reduziert und niedrige NPF erhöht die Präferenz Ethanol zu konsumieren. NPF Neuronen aktivierenden ist lohnend für Fliegen, wie sie für einen Geruch, der mit der Aktivierung gepaart starke Präferenz anzuzeigen, die auch durch eine reduzierte Ethanolverbrauch niederschlägt. Noch wichtiger ist, stört die Aktivierung von NPF Neuronen mit der Fähigkeit von Fliegen eine positive Assoziation zwischen Ethanolintoxikation und einem Geruchs Stichwort zu bilden. Der Kausalzusammenhang zwischen dem NPF / RSystem, Belohnungs Speicher und Ethanolkonsum legt nahe , dass ein Ethanol - Selbstverabreichung als Maß für Änderungen in Belohnungs Staaten 5 verwenden. In dieser Veröffentlichung zeigen wir einen integrierten Ansatz für die Erschließung des Fliegen natürliche Belohnungssystem und das Testen Veränderungen in Lohn Staaten. Der Ansatz besteht aus zwei separaten Teilen, einem Trainingsprotokoll für natürliche Belohnung bezogene Erfahrungen zu manipulieren, gefolgt von einer zwei Wahl Kapillare Feeder-Assay (CAFE) Ethanol Selbstverwaltung als eine Schätzung für Änderungen in Lohn Staaten zu beurteilen. Die CAFE - Test ist analog zu den zwei-Flasche Wahl Assays in Studien an Nagetieren für Drogenselbstverwaltung verwendet und wurde 6 in Fliegen gezeigt , bestimmte Eigenschaften von suchtartiges Verhalten zu reflektieren.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1176">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Polystyrene 25 x 95mm Vials</td>
			<td style="width:352px;">FlyStuff</td>
			<td style="width:251px;">32-109</td>
			<td style="width:285px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">narrow plastic vials flugs</td>
			<td style="width:352px;">FlyStuff</td>
			<td style="width:251px;">42-102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Disposable Sterile Needle 18G and 27G&#160;</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td>1.20 X 38mm (18Gx1 1/2&#34;) , 0.40 X 13mm (27Gx1/2&#34;)</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:288px;">10x75mm Borosilicate Glass Disposable Culture Tubes</td>
			<td style="width:352px;">kimble chase</td>
			<td style="width:251px;">73500-1075</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">calibrated pipets 5ul (microliter)</td>
			<td style="width:352px;">VWR</td>
			<td style="width:251px;">53432-706</td>
			<td>color coded white to contain 5 microliters</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mineral Oil&#160;</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:251px;">M5904</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Sucrose, Molecular Biology Grade</td>
			<td style="width:352px;">CALBIOCHEM</td>
			<td dir="LTR" style="width:251px;">573113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Yeast extract Powder for microbiology</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Ethanol</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>32221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:288px;">standard pipette Tips (micro-pipets)</td>
			<td style="width:352px;">ThermScientific</td>
			<td style="width:251px;">T114R-Q</td>
			<td>volume- 0.1-20 ul Ultra micro</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:288px;">IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs)</td>
			<td>Jaece</td>
			<td>L800-A</td>
			<td>fits opening 6 to 13mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:288px;">IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs)</td>
			<td>Jaece</td>
			<td>L800-D</td>
			<td>fits opening 35 to 45mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">virginator fly stock&#160;</td>
			<td style="width:352px;">bloomington drosophila stock center</td>
			<td style="width:251px;">#24638</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Narrow Vials, Tray Pack (PS)</td>
			<td>Genesee Scientific Corporation</td>
			<td>&#160;# 32-109BR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Drosophila Media Recipes and Methods</td>
			<td>Bloomington Drosophila Stock Center</td>
			<td colspan="2">http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/molassesfood.htm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">propionic acid</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:251px;">P5561</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">phosphoric acid</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:251px;">W290017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Methl 4-Hydroxybenzoate</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:251px;">H3647</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Agar Agar</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">corn meal</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Grandma&#39;s molasses</td>
			<td>B&#38;G Foods, Inc</td>
			<td style="width:251px;">not indicated</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">instant dry yeast</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple way to measure alterations in reward-seeking behavior using drosophila melanogaster

Wir beschreiben ein Protokoll zur Messung von Ethanol Selbstverwaltung in Fruchtfliegen (Drosophila melanogaster) als Proxy für Änderungen in Lohn Staaten. Wir zeigen einen einfachen Weg in die Fliege Belohnungssystem zu erschließen, zu modifizieren Erfahrungen natürliche Belohnung im Zusammenhang, und freiwillige Ethanolkonsum als Maß für Änderungen in Lohn Staaten verwenden. Der Ansatz dient als relevantes Instrument, um die Neuronen und Gene zu untersuchen, die eine Rolle in Erfahrung vermittelten Veränderungen der internen Zustand spielen. Das Protokoll besteht aus zwei getrennten Teilen: die Fliegen zu belohnen und nonrewarding Erfahrungen auszusetzen und Testen freiwillige Ethanolkonsum als Maß für die Motivation, ein Medikament Belohnung zu erhalten. Die beiden Teile können unabhängig die Modulation der Erfahrung als erster Schritt zur weiteren Downstream-Assays oder als eine unabhängige zwei Wahl Fütterungsassay bzw. zu induzieren verwendet werden. Das Protokoll ist kein kompliziertes Setup erforderlich und kann daher in jedem laborator angewendet werdeny mit grundlegenden fly Kultur-Tools.

FPreviously, Devineni et al. zeigten , dass bei Fruchtfliegen die Wahl ethanolhaltigen Nahrung, sie zeigen eine starke Präferenz für ethanolhaltige Lebensmittel über nonethanol haltige Lebensmittel 6 zu konsumieren gegeben sind. Sehen Sie hier einige repräsentative Ergebnisse, die wir erhalten, wenn Untersuchung der angeborenen Ethanol bevorzugt von naiven männlichen Fliegen, die nicht das Trainingsprotokoll unterzogen worden sind. <p class="jove_content" fo:...

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A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

Wir beschreiben ein Protokoll zur Induktion lohnend und nonrewarding Erfahrungen in Fruchtfliegen (Drosophila melanogaster) mit freiwilligen Ethanolkonsum als Maß für Änderungen in Lohn Staaten.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

8.3K Aufrufe.  Bar-Ilan University.  Wir beschreiben ein Protokoll zur Induktion lohnend und nonrewarding Erfahrungen in Fruchtfliegen (Drosophila melanogaster) mit freiwilligen Ethanolkonsum als Maß für Änderungen in Lohn Staaten. 

Serie: A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning

High-Resolution Magic Angle Spinning (HRMAS) proton magnetic resonance spectroscopy (1H-MRS) is a novel non-destructive technique that improves spectral line-widths and allows high-resolution spectra to be obtained from extracts, intact cells, cell cultures, and more importantly intact tissue to investigate relationships between metabolites and cellular processes. In vivo HRMAS 1H-MRS studies have yet to be reported in the live fruit fly Drosophila melanogaster. Drosophila, as a simpler genetic organism, allows the multiple biological functions and various evolutionarily conserved signaling pathways to be examined at the whole organism level and it is a useful model for investigating genetics and physiology. To this end, we developed and implemented an in vivo HRMAS 1H-MRS method to investigate live Drosophila at 14.1 T. Here, we outline an HRMAS 1H-MRS protocol for the molecular characterization of Drosophila with a conventional MR spectrometer equipped with an HRMAS probe. This technique is a novel, in vivo, non-destructive Drosophila metabolite measurement approach, which enables the identification of disease biomarkers and thus may contribute to novel therapeutic development.

Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning

This technique enables the use of high-resolution magic angle spinning proton MR spectroscopy (HRMAS 1H-MRS) for molecular characterization of live Drosophila melanogaster with a conventional 14.1 tesla spectrometer equipped with an HRMAS probe.

Magnetic Resonance Spectroscopy von Live- Drosophila melanogaster Verwendung von Magic Angle Spinning

High-Resolution Magic Angle Spinning (HRMAS) proton magnetic resonance spectroscopy (1H-MRS) is a novel non-destructive technique that improves spectral ...

Forschung

Neurowissenschaften

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

A Simple Way to Measure Ethanol Sensitivity in Flies

Low doses of ethanol cause flies to become hyperactive, while high doses are sedating. The sensitivity to ethanol-induced sedation of a given fly strain is correlated with that strain s ethanol preference, and therefore sedation is a highly relevant measure to study the genetics of alcohol responses and drinking. We demonstrate a simple way to expose flies to ethanol and measure its intoxicating effects. The assay we describe can determine acute sensitivity, as well as ethanol tolerance induced by repeat exposure. It does not require a technically involved setup, and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A simple assay to measure the sedating effects of ethanol on Drosophila flies, based on the loss of righting reflex, is described.

Ein einfacher Weg zu Ethanol Empfindlichkeit in Flies Measure

Low doses of ethanol cause flies to become hyperactive, while high doses are sedating. The sensitivity to ethanol-induced sedation of a given fly strain ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Bedingungen, die sozialen Raum, in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Verwenden der<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

Linear Agarose Kanäle zu studieren<em&gt; Drosophila</em&gt; Larval Krabbeln Verhalten

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden

Zusammenfassung

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Magnetic Resonance Spectroscopy von Live- Drosophila melanogaster Verwendung von Magic Angle Spinning

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae

Ein einfacher Weg zu Ethanol Empfindlichkeit in Flies Measure

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in

Bedingungen, die sozialen Raum, in

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in

Linear Agarose Kanäle zu studieren

Tracking von Drosophila Larven Verhalten als Reaktion auf optogenetische Stimulation der olfaktorischen Neuronen