Name: a simple way to measure alterations in reward-seeking behavior using drosophila melanogaster
Uploaded: 2016-12-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
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Wir danken U. Heberlein und A. Devineni für langanhaltenden Diskussionen und technische Beratung. Wir danken auch den Shohat-Ophir Labor Mitglieder, A. Benzur, L. Kazaz und O. Shalom, für die Hilfe bei der Methode zu demonstrieren. Besondere Anerkennung geht für die Festlegung der Flugsysteme im Labor zu Eliezer Costi. Diese Arbeit wurde von der Israel Science Foundation (384/14) und die Marie-Curie-Career Integration Grants (CIG 631.127) unterstützt.

Anmerkung: Allgemeine Übersicht über das Versuchsdesign: Die Versuchsanordnung umfasst einen angepaßten Protokoll für courtship Unterdrückung 7-9 , in dem männlichen Fliegen ausgesetzt Belohnen und nonrewarding Erfahrungen in 3 aufeinander folgenden Trainingseinheiten im Laufe von 4 d. 4 d - am Ende der Erfahrung Phase werden die Fliegen für 3 in einem Zwei-choice freiwillige Ethanolaufnahme-Assay getestet. Das Protokoll umfasst hierin mehrere vorbereitende Schritte, von denen einige im Voraus durchgeführt werden in mehr als ein Versuch verwendet werden, während andere in rechtzeitig vor Beginn des Experiments (Tabelle 1) zu nehmen. 1. Vorbereitende Schritte <ol><li> Vorbereiten des kapillaren Vorsystem <ol><li> Erhitzen Sie eine 27 G - Nadel und es verwenden , kleine Löcher entlang einer Phiole (Abbildung 1) zu durchstechen. </li><li> Schneiden Sie das Fläschchen Stecker in die Hälfte (über Kreuz) mit einer Rasierklinge. Mark vier Punkte auf der Oberfläche des Stopfens, die Schaffung eines square Form der Kapillare Halter zu positionieren in. Verwenden Sie eine 18 G - Nadel 4 Löcher durch den Stopfen (1b) zu machen. </li><li> Verwenden Sie eine Rasierklinge Mikropipetten zu schneiden, so dass sie fest 5 ul Glaskapillaren halten kann, die als Adapter dienen. </li><li> Legen Sie 4 Kapillar-Adapter in die vorbereiteten Stecker. </li><li> Markieren Sie die Position der 2 Ethanol- und zwei nonethanol enthaltenden Kapillaren auf dem Stecker. Hinweis: Es empfiehlt sich, die Positionen der zwei Arten von Kapillaren konsistent über alle Fläschchen zu halten. Achten Sie auf die Größe der Löcher, wie große Löcher das Entweichen von Fliegen aus den Fläschchen zu ermöglichen. Darüber hinaus wird empfohlen, die glatte Seite des Steckers zu verwenden (in der Regel gegenüber der Schnittseite) als der Seite, die nach unten gerichtet ist, wenn in das Fläschchen eingeführt, wie Schneiden Sie den Stecker einige kleine, lose Fasern erzeugt, die die Fliegen verheddern kann . </li><li> Bereiten Sie eine große Anzahl von Ampullen und Adapter für die Kapillar-Feeder-System verwendet werden (CAFE)Experimente in Schritt 2.3 beschrieben. </li></ol></li><li> Vorbereiten kleinen Glasfläschchen Lebensmittel <ol><li> Einen Tag vor der Fliegen (Schritt 1.4) zu sammeln, ordnen 200 Glasfläschchen auf Mikrozentrifugenröhrchen Racks. Melt fliegen Essen (nach dem cornmeal Melasse Rezept finden Sie in der Tabelle der Materialien) unter Verwendung einer Mikrowelle. Gießen 2 ml Fliege Nahrung in die Glasfläschchen (versuchen Sie nicht, das Essen auf den Fläschchen Wände zu schmieren). Lassen Sie die Lebensmittel verhärten, und decken die Fläschchen mit Plastikfolie. HINWEIS: Die Glasfläschchen die Lebensmittel enthalten, können bei 4 ° C mehrere Wochen lang aufbewahrt werden. </li><li> Am Tag der Fliege Sammlung, nehmen Sie die Fläschchen aus dem Kühlschrank und lassen Sie sie RT erreichen, bevor Sie sie Fliegen zu beherbergen. HINWEIS: Wenn das Essen Fläschchen mehrere Wochen alt sind, stellen Sie sicher, dass das Essen immer noch intakt ist und nicht aus dem Fläschchen freistehend, wie Fliegen in den Ritzen zwischen dem Essen und dem Glas gefangen werden. </li></ol></li><li> Herstellung Stock Lebensmittel Lösung für die Kapillare Feeder-Assay <ol><li> Um vorpare die Lager Lebensmittel-Lösung (5% Saccharose und 5% Hefeextrakt), lösen sich 5,88 g Hefeextrakt und 5,88 g Saccharose in 100 ml destilliertem Wasser. HINWEIS: Die Stammlösung zu einer Kontamination sehr anfällig ist. Daher empfiehlt es sich im Autoklaven (121 ° C, 30 min, und ohne einen Trocknungszyklus) und Aliquot sie in 850 &amp; mgr; l Aliquots arbeiten bei 4 ° C bis zur weiteren Verwendung aufbewahrt werden. Die Konzentration der Bestandteile in der Stammlösung ist 5,88% und die Endkonzentration von 5% nach der Zugabe von 15% Ethanol oder Wasser (150 &amp; mgr; l in 850 &amp; mgr; l premade Nahrungslösung) unmittelbar vor ihrer Verwendung in Schritt 2.3 erreichen. </li></ol></li><li> Sammeln experimentellen Fliegen <ol><li> Sammeln Sie 200 naiven männlichen Fliegen ein CO 2 Pad. Hinweis: Verwenden Sie einen beliebigen Laborstamm relevant für die experimentelle Frage. 250 Fliegen können leicht von fünf Flaschen von Fliegen an ihrem Schlüpfen Pick Phase gesammelt werden. Wenn die Fliegen zu sammeln, achten Sie genau auf collect Fliegen, die kürzlich geschlüpften (virgin aussehenden Fliegen: helle Fliegen mit einem Mekonium Fleck auf ihren Bauch) haben. Experimentelle Fliegen sollten einzeln in kleinen Glasfläschchen mit Nahrung und im Alter von bis zu 3 gehalten werden - 4 d alt, bevor sie in dem Experiment verwendet wird. </li><li> Verwenden Sie weiche Stecker die Fläschchen zu schließen. Anmerkung: Die gleiche weiche Stecker für die Trainingsphase sehr nützlich sein wird, wenn Mund Aspiration unter Verwendung von Frauen einzusetzen, in die und aus den Fläschchen während der Erfahrung Phase. </li></ol></li><li> Sammeln Trainer Fliegen HINWEIS: Alle gesammelten Fliegen sollte in einem 12 h / 12 h Hell / Dunkel-Inkubator bei 25 ° C und 70% relativer Luftfeuchtigkeit (RH) gehalten werden. Die 12 h / 12 h Hell / Dunkel-Zyklus kann auf eine bequeme Startzeit geändert werden. <ol><li> Virgin weibliche Trainer Fliegen <ol><li> Sammeln Sie 500 jungfräulichen weiblichen Trainer fliegt von einem WT Lager oder einem virginator Lager für die Verwendung als jungfräuliche rezeptiven Weibchen. Halten Sie die weiblichen Fliegen in Gruppen von 25 pro Essen Fläschchen in Normalgröße, und alleow sie Alter von 3 bis 4 d alt, bevor sie in dem Experiment verwendet wird. </li></ol></li><li> Gepaart weibliche Trainer Fliegen <ol><li> Sammeln Sie 300 jungfräulichen weiblichen Fliegen von einem WT Lager oder einem virginator Lager Paarung vor der Trainingsphase (Schritt 1.6.1) zu unterziehen. HINWEIS: Weibliche Fliegen werden in Gruppen von 10 Frauen pro Normalgröße, Lebensmittel Fläschchen und im Alter von bis zu 3 gehalten - 4 d alt, bevor sie in dem Experiment verwendet wird. </li></ol></li><li> Männliche Fliegen verwendet gestecktem weibliche Trainer Fliegen zu erzeugen <ol><li> Sammeln Sie 150 männlichen Fliegen (nicht notwendigerweise Jungfrau). HINWEIS: Flies werden in Gruppen von 15 Männern pro Normalgröße, Lebensmittel Fläschchen und im Alter von bis zu 3 gehalten - 4 d alt, bevor sie mit jungfräulichen Weibchen gepaart werden fliegt die gepaart Trainer Frauen zu schaffen. </li></ol></li></ol></li><li> Die Erzeugung gepaart weiblichen Trainer Fliegen <ol><li> gestecktem weiblich generieren fliegt als Trainer verwendet werden, Paargruppen von 10 jungfräulichen Weibchen fliegt mit 15 männlichen fliegt von einem männlichen haltigen Spiegeln Fläschchen in ein weibliches-contaFläschchen ining 16 bis 18 h vor der Trainingsphase (Schritt 2.1) 10. HINWEIS: Dies sollte in der Regel am Abend stattfinden, bevor die Trainingseinheit. Das Verhältnis 1,5: 1 zwischen männlichen fliegt weibliche Fliegen stellt sicher, dass alle Weibchen verpaart werden. </li><li> Am Tag des Experiments, trennen die zusammengefügten Weibchen von den Männchen von den Männchen aus dem Fläschchen Ansaugen einer Mund Aspirator verwenden. Führen Sie diese kurz vor Beginn eines jeden Trainingstag. </li></ol></li></ol> 2. Experimentelle Schritte <ol><li> Einstellen der Erfahrung Phase bis <ol><li> Startet das Experiment so nahe wie möglich an den Beginn der Lichtphase in den Inkubator. Legen Sie die Trainer Weibchen (beide Jungfrau und gepaart) im Verhalten Kammer. HINWEIS: Es wird empfohlen, das Experiment in einem Verhalten Kammer oder über abgeschiedenen Umgebung auszuführen, die auf 25 ° C ruhig und gesetzt ist und 60 bis 65% relative Luftfeuchtigkeit. Luftfeuchtigkeit über 50% zu halten, ist sehr wichtig, da das Verhalten der Balz und Paarungs hängen von Pheromonerkennung, die auf Feuchtigkeit empfindlich zu sein bekannt ist. </li></ol></li><li> Offenlegen von männlichen Fliegen zu belohnen und nonrewarding Erfahrungen <ol><li> Ordnen Sie die Glasfläschchen, die einzelnen männlichen Fliegen auf Mikro Racks enthält, die Positionierung der Fläschchen entlang der Ränder des Racks. HINWEIS: Diese Anordnung ermöglicht es dem Experimentator auf einfache Weise die Paare von Fliegen beobachten, die Kopulation unterziehen, ohne dass die Fläschchen aus dem Rack nehmen. </li><li> Bereiten Sie zwei Gruppen von 100 Glasfläschchen mit einzelnen Männchen fliegt auf separaten Racks für Männer (wie in Schritt 2.2.1 beschrieben) unterzogen lohnend und nonrewarding Paarungs Erfahrungen (dh abgelehnt und gesteckten Zustand). </li><li> Absaugen Trainer Weibchen und fügen Sie sie in jedes Fläschchen die männlichen Fliegen enthält. Stellen Sie den Timer für 1 h. Beginnend mit der abgelehnten Gruppe, fügen Sie zu jedem Fläschchen ein verbundenes Weibchen. Dann fahren Sie mit den Männchen gepaart werden und eine Jungfrau weiblich zu jedem Fläschchen hinzuzufügen. </li><li> Sehen Sie sich die Paarung Begegnungen engum sicherzustellen, dass die zusammenwirkenden Männchen mit jungfräulichen Weibchen erfolgreich innerhalb der ersten Stunde paaren und dass die Männchen mit den zuvor begattete die Interaktion nicht paaren. Um die abgelehnte Kohorte im Laufe von 1 h überwachen, einen zweiten Zeitgeber für 15 min eingestellt und die Männchen alle 15 Minuten beobachten. </li><li> Entladen Sie die Männer von der abgelehnten Kohorte, die aus der verpaart Kohorte paaren und Männern verwaltet, die nicht bis zum Ende der ersten Trainingseinheit am Ende hat der Paarung. </li><li> Beenden Sie die erste Trainingseinheit durch Absaugen aus der zuvor gepaart weiblichen Trainer in einen regelmäßigen Fliegen Essen Fläschchen, und halten Sie sie für die nächste Sitzung Anlage. Folgen Sie dieser Schritt sanft die Weibchen aus der verpaart männliche Gruppe Absaugen. </li><li> Lassen Sie die Fliegen für 1 Stunde ruhen. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.2.3 - 2.2.7 zweimal. </li><li> Wiederholen Sie die Trainingseinheit in den Schritten 2.2.3 - 2.2.8 jeden Tag für 3 weitere d. </li></ol></li><li> Aufnahmeverbrauch (CAFE) <ol><li> Am Ende des letzten conditioning Sitzung (vierter Tag), aspirieren die einzelnen Männchen und gruppieren sie in die Kapillare Feeder-Fläschchen. Verwenden Sie einen weichen Stecker der Kapillare Zubringer Fläschchen zu bedecken, während die Fliegen einfügen und ersetzen Sie es schnell mit der gebrauchsfertigen Kapillare Feeder-Stecker nach alle Fliegen eingefügt wurden. Gruppe 6 - 8 Fliegen von jedem der Versuchsgruppen in ein Fläschchen, nicht weniger als acht Ampullen pro Zustand zu schaffen. </li><li> Befeuchten Sie die Stecker vorsichtig 5 ml Wasser an die Spitze des Steckers hinzufügen. Seien Sie vorsichtig, während die Zugabe von Wasser Verschütten in die Fläschchen zu vermeiden. Hinzufügen gleichen Menge Wasser in jedes Fläschchen. HINWEIS: Dieser Schritt wird durchgeführt Verdampfung aus den Kapillaren zu reduzieren. Daher wird es jeden Tag für den Rest des Experiments wiederholt. In Abhängigkeit von der relativen Feuchtigkeit erfordern die folgenden Tagen kann weniger Wasser zu den Steckern hinzugefügt werden. </li><li> Bereiten Sie zwei getrennte Lebensmittel Lösungen von Ethanol oder Wasser in die Lager Lebensmittel Aliquots Zugabe einer Endkonzentration von 15% zu schaffen. </li><li> Zum Befüllen des capillWidder mit den beiden Lebensmittel-Lösungen erstellen 5 ul flüssige Lebensmittel auf einer Labor-Filmstreifen fällt und damit die Kapillare die Lösung zu füllen, bis sie die 5 ul Marke erreicht. Achten Sie darauf, das klare Ende der Kapillare zu verwenden, die auf die 5 &amp; mgr; l schwarze Markierung Linie in der Nähe ist. HINWEIS: Zum Befüllen auf einmal mehrere Kapillaren, ist es möglich, 6 zu verbinden - 8 Kapillar-Adapter zusammen und nutzen sie als Einsatz in die Kapillaren zu halten. </li><li> Tippen Sie auf die Kapillaren sanft auf dem Paraffinstreifen die Nahrungs Lösung genau an der schwarzen Markierung zu positionieren. Abdichten der Kapillaren durch Eintauchen des Endes jeder Kapillare in kleine Tropfen Mineralöl. Dieser Schritt minimiert potentielle Verdunstung der Nahrungsmittellösung. </li><li> Legen Sie zwei ethanolhaltigen Kapillaren und zwei nonethanol enthält Kapillaren durch die 4-Adapter / Halter im Stecker, bis die freiliegenden Seiten der Kapillaren kaum aus dem Inneren des Fläschchens (1 mm oder weniger von der Steckeroberfläche) Peek. HINWEIS:Halten Sie die Öffnung der Kapillaren nahe der nassen Stecker verringert die Verdunstung und ermöglicht den einfachen Zugriff auf das Essen, wie Fliegen normalerweise an den Steckern sitzen und auf der freiliegenden Kapillare hinunterklettern zu ernähren. </li><li> Neben Fläschchen, die experimentelle Fliegen enthalten, bereiten ein Mock-Fläschchen ohne Fliegen. Diese Steuerung dient natürliche Verdunstung zu beurteilen. HINWEIS: Versuchen relativ gleiche Positionierung der Kapillaröffnung auf die Stecker Vergleich zu erhalten, da Unterschiede zu variable Verdampfung führen kann und die Verbrauchsdaten irreführend. Es ist für ausreichende Feuchtigkeit während des Experiments und positionieren Sie die Kapillaröffnungen so nah wie möglich an den nassen Stecker, wie niedrige Luftfeuchtigkeit und großer Entfernung von dem nassen Stecker kann sowohl Folge einer unkontrollierten Verdunstung. </li><li> Notieren Sie sich die relative Position der Flüssigkeit in jeder der Kapillaren in Bezug auf die schwarze Markierungslinie in mm mit einem Lineal, und schreiben Sie diese Werte nach unten. HINWEIS: Wenn die Lösung ist so positioniert, genau an der schwarz line, sollte der Wert Null, gleich, und wenn es oben oder unten ist, sollte es positive oder negative Werte jeweils sein. Die Ausgangswerte der Flüssigkeit, die die Referenzpunkte für die letzten O / N Verbrauchswerte eingestellt. </li><li> Stellen Sie die Fläschchen zurück in den Inkubator für 24 Stunden. Ersetzen die Kapillaren bei einer konstanten Zeit während des gesamten Experiments. </li><li> Entfernen Sie die Kapillaren sanft aus den Fläschchen und messen das Niveau der Flüssigkeit in Bezug auf die schwarze Markierungslinie. </li><li> Prüfen Sie sorgfältig den Flüssigkeitsstand in der Mock-Fläschchen. HINWEIS: Wenn die Pegel von mehr als 2 mm fallen gelassen, es zeigt an, dass Verdampfung hoch ist, und die Verbrauchswerte sind nicht zuverlässig. </li><li> Befeuchten Sie die Stecker vorsichtig mit 2 ml Wasser und legen Sie einen neuen Satz von Kapillaren, wie in den Schritten angegeben 2.3.3 - 2.3.10. Stellen Sie die Fläschchen zurück in den Inkubator für 24 Stunden. </li></ol></li><li> Bestimmen Präferenz <ol><li> Berechnen Sie den Gesamtverbrauch jeder Kapillare durch die letzte Stufe aus dem i subtrahiertnitial Pegel am Ausgangspunkt. </li><li> Kombinieren , um die Werte der beiden Kapillaren mit dem gleichen Futter (dh nonethanol Kapillaren getrennt von Ethanol enthaltenden Kapillaren). </li><li> Berechnen Ethanol bevorzugt, indem die Menge von den nicht-Ethanol Kapillaren aus der Menge aus den ethanolhaltigen Kapillaren verbraucht verbraucht subtrahieren und dividieren Sie den Wert durch die Summe der Verbrauchswerte von allen Kapillaren des gleichen Fläschchen. </li><li> Durchschnittlich die Vorzugs Indizes aller Fläschchen der gleichen Versuchsgruppe. <img alt="Equation1" src="/files/ftp_upload/54910/54910equation1.jpg" /> HINWEIS: Nonethanol 1 (NE1), Nonethanol 2 (NE2), Ethanol 1 (E1), Ethanol 2 (E2), Gesamt nonethanol (Total NE) = NE1 + NE2, Gesamt Ethanol (Total E) = E1 + E2, Gesamtsumme Verbrauch (Gesamtsumme) = Gesamt NE + Total E und Ethanol bevorzugt Index (PI) </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Here, we illustrate the details of an integrated approach to measure alterations in reward-seeking behavior, based on previous work described by Devineni et al.6 and Shohat-Ophir et al5. The first section of the protocol uses different types of sexual interactions as the experience input, and the second section uses a two-choice feeding assay to assess the effect of experience on the preference to consume ethanol.
As shown by Devineni et al.<sup...

Änderung des Verhaltens in Reaktion auf Erfahrung erlaubt Tiere ihr Verhalten auf Veränderungen in ihrer Umgebung 1 einzustellen. Während dieses Prozesses Tiere integrieren ihre internen physiologischen Zustand mit den sich ändernden Bedingungen der äußeren Umgebung und anschließend eine Aktion über die andere wählen, um ihre Chancen auf das Überleben und die Fortpflanzung zu erhöhen. Belohnungssysteme entwickelt Verhaltensweisen zu motivieren , die für das Überleben der Individuen und Arten erforderlich sind , durch Verhaltensweisen verstärken , die das unmittelbare Überleben verbessern, wie Essen oder Trinken, oder solche , die für zwei Nachkommen langfristige Überleben, wie Sexualverhalten oder Pflege zu gewährleisten. Künstliche Verbindungen wie Drogen wirken sich auch auf Belohnungssysteme durch Kooptierung Nervenbahnen , die natürliche Belohnungen 2 vermitteln. In den letzten zwei Jahrzehnten die Fruchtfliege Drosophila melanogaster hat sich als viel versprechendes Modell etabliert für die Untersuchung der Molekdere und neuronalen Mechanismen, die die Auswirkungen von Ethanol auf das Verhalten 3,4 prägen. Zuvor haben wir Droge Belohnungen 5 eine Untergruppe von peptidergen Neuronen in Fliegen (NPF / NPF - Rezeptor (R) Neuronen) , dass die paar natürliche Belohnungen, wie sexuelle Erfahrung, um die Motivation zu erhalten , identifiziert. NPF Ausdruck ist empfindlich gegenüber den beiden sexuellen Erfahrungen und Drogen Belohnungen, wie Ethanol Rausch. Änderungen in NPF Expressionsniveaus sind Änderungen in Ethanol Selbstverwaltung 5, umgewandelt , wo hohe NPF reduziert und niedrige NPF erhöht die Präferenz Ethanol zu konsumieren. NPF Neuronen aktivierenden ist lohnend für Fliegen, wie sie für einen Geruch, der mit der Aktivierung gepaart starke Präferenz anzuzeigen, die auch durch eine reduzierte Ethanolverbrauch niederschlägt. Noch wichtiger ist, stört die Aktivierung von NPF Neuronen mit der Fähigkeit von Fliegen eine positive Assoziation zwischen Ethanolintoxikation und einem Geruchs Stichwort zu bilden. Der Kausalzusammenhang zwischen dem NPF / RSystem, Belohnungs Speicher und Ethanolkonsum legt nahe , dass ein Ethanol - Selbstverabreichung als Maß für Änderungen in Belohnungs Staaten 5 verwenden. In dieser Veröffentlichung zeigen wir einen integrierten Ansatz für die Erschließung des Fliegen natürliche Belohnungssystem und das Testen Veränderungen in Lohn Staaten. Der Ansatz besteht aus zwei separaten Teilen, einem Trainingsprotokoll für natürliche Belohnung bezogene Erfahrungen zu manipulieren, gefolgt von einer zwei Wahl Kapillare Feeder-Assay (CAFE) Ethanol Selbstverwaltung als eine Schätzung für Änderungen in Lohn Staaten zu beurteilen. Die CAFE - Test ist analog zu den zwei-Flasche Wahl Assays in Studien an Nagetieren für Drogenselbstverwaltung verwendet und wurde 6 in Fliegen gezeigt , bestimmte Eigenschaften von suchtartiges Verhalten zu reflektieren.

<table><tbody><tr><td>Polystyrene 25 x 95 mm Vials</td><td>FlyStuff</td><td>32-109</td><td></td></tr><tr><td>narrow plastic vials flugs</td><td>FlyStuff</td><td>42-102</td><td></td></tr><tr><td>Disposable Sterile Needle 18 G and 27 G&amp;nbsp;</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td>1.20 X 38 mm (18 G x 1 1/2&quot;) , 0.40 X 13 mm (27 G x 1/2&quot;)</td></tr><tr><td>10 x 75 mm Borosilicate Glass Disposable Culture Tubes</td><td>kimble chase</td><td>73500-1075</td><td></td></tr><tr><td>calibrated pipets 5 &amp;#956;L</td><td>VWR</td><td>53432-706</td><td>color coded white to contain 5 &amp;#956;L</td></tr><tr><td>Mineral Oil&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>M5904</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose, Molecular Biology Grade</td><td>CALBIOCHEM</td><td>573113</td><td></td></tr><tr><td>Yeast extract Powder for microbiology</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>32221</td><td></td></tr><tr><td>standard pipette Tips (micro-pipetts)</td><td>ThermScientific</td><td>T114R-Q</td><td>volume: 0.1 - 20 &amp;#956;L (ultramicro)</td></tr><tr><td>IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs)</td><td>Jaece</td><td>L800-A</td><td>fits opening 6 - 13 mm</td></tr><tr><td>IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs)</td><td>Jaece</td><td>L800-D</td><td>fits opening 35 - 45 mm</td></tr><tr><td>virginator fly stock&amp;nbsp;</td><td>bloomington drosophila stock center</td><td>#24638</td><td></td></tr><tr><td>Narrow Vials, Tray Pack (PS)</td><td>Genesee Scientific Corporation</td><td>&amp;nbsp;# 32-109BR</td><td></td></tr><tr><td>Drosophila Media Recipes and Methods</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/molassesfood.htm</td><td></td></tr><tr><td>propionic acid</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>P5561</td><td></td></tr><tr><td>phosphoric acid</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>W290017</td><td></td></tr><tr><td>Methl 4-Hydroxybenzoate</td><td>Sigma-Aldrich&amp;nbsp;</td><td>H3647</td><td></td></tr><tr><td>Agar Agar</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>corn meal</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Grandma&#039;s molasses</td><td>B&amp;amp;G Foods, Inc</td><td>not indicated</td><td></td></tr><tr><td>instant dry yeast</td><td>can be acquired by any company</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a simple way to measure alterations in reward-seeking behavior using drosophila melanogaster

Wir beschreiben ein Protokoll zur Messung von Ethanol Selbstverwaltung in Fruchtfliegen (Drosophila melanogaster) als Proxy für Änderungen in Lohn Staaten. Wir zeigen einen einfachen Weg in die Fliege Belohnungssystem zu erschließen, zu modifizieren Erfahrungen natürliche Belohnung im Zusammenhang, und freiwillige Ethanolkonsum als Maß für Änderungen in Lohn Staaten verwenden. Der Ansatz dient als relevantes Instrument, um die Neuronen und Gene zu untersuchen, die eine Rolle in Erfahrung vermittelten Veränderungen der internen Zustand spielen. Das Protokoll besteht aus zwei getrennten Teilen: die Fliegen zu belohnen und nonrewarding Erfahrungen auszusetzen und Testen freiwillige Ethanolkonsum als Maß für die Motivation, ein Medikament Belohnung zu erhalten. Die beiden Teile können unabhängig die Modulation der Erfahrung als erster Schritt zur weiteren Downstream-Assays oder als eine unabhängige zwei Wahl Fütterungsassay bzw. zu induzieren verwendet werden. Das Protokoll ist kein kompliziertes Setup erforderlich und kann daher in jedem laborator angewendet werdeny mit grundlegenden fly Kultur-Tools.

FPreviously, Devineni et al. zeigten , dass bei Fruchtfliegen die Wahl ethanolhaltigen Nahrung, sie zeigen eine starke Präferenz für ethanolhaltige Lebensmittel über nonethanol haltige Lebensmittel 6 zu konsumieren gegeben sind. Sehen Sie hier einige repräsentative Ergebnisse, die wir erhalten, wenn Untersuchung der angeborenen Ethanol bevorzugt von naiven männlichen Fliegen, die nicht das Trainingsprotokoll unterzogen worden sind. <p class="jove_content" fo:...

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A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

Wir beschreiben ein Protokoll zur Induktion lohnend und nonrewarding Erfahrungen in Fruchtfliegen (Drosophila melanogaster) mit freiwilligen Ethanolkonsum als Maß für Änderungen in Lohn Staaten.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

a-simple-way-to-measure-alterations-reward-seeking-behavior-using

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

8.3K Aufrufe.  Bar-Ilan University.  Wir beschreiben ein Protokoll zur Induktion lohnend und nonrewarding Erfahrungen in Fruchtfliegen (Drosophila melanogaster) mit freiwilligen Ethanolkonsum als Maß für Änderungen in Lohn Staaten. 

Serie: A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

Kombination von quantitativer Nahrungsaufnahme Assays und zwangsweise Aktivierung von Neuronen um Appetit in Drosophila studieren

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Forschung

Verhalten

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

Appetitive Assoziative olfaktorischen Lernens in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Neurowissenschaften

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Analyse des zuckerinduzierten Nahrungssuchverhaltens in Drosophila

Tracking Sugar-Elicited Local Searching Behavior in Drosophila

Foraging behavior is essential for the survival of organisms as it enables them to locate and acquire essential food resources. In Drosophila, hunger triggers a distinct search behavior following the consumption of small quantities of a sugar solution. This report presents a simple experimental setup to study sugar-elicited search behavior with the aim of uncovering the underlying mechanisms. Minute quantities of concentrated sugar solution elicit sustained searching behavior in flies. The involvement of path integration in this behavior has been established, as flies utilize their trajectory to return to the sugar location. The most recent findings provide evidence of temporal modulation in the initiation and intensity of the search behavior after sugar intake. We have also used this setup for artificial activation of specific taste-receptor neurons in the pharynx, which elicits the search behavior. The Drosophila neurogenetic toolkit offers a diverse array of tools and techniques that can be combined with the sugar-elicited search behavior paradigm to study the neural and genetic mechanisms underlying foraging. Understanding the neural basis of hunger-driven searching behavior in flies contributes to the field of neurobiology as a whole, offering insights into the regulatory mechanisms that govern feeding behaviors not only in other organisms but also in humans.

Autor im Rampenlicht: Erforschung von Verhaltenspfaden durch artenübergreifende Erkenntnisse bei der Nahrungssuche und Kommunikation

This protocol describes a behavioral assay for recording sugar-elicited search behavior using Drosophila melanogaster. The assay can be utilized to study feeding and foraging-related behaviors, as well as the underlying neuronal mechanisms.

Verfolgung des durch Zucker ausgelösten lokalen Suchverhaltens in Drosophila

Foraging behavior is essential for the survival of organisms as it enables them to locate and acquire essential food resources. In Drosophila, hunger ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Verwenden der<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

Assay mit hohem Durchsatz Eiablage Präferenzen der einzelnen zu untersuchen<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Kombination von quantitativer Nahrungsaufnahme Assays und zwangsweise Aktivierung von Neuronen um Appetit in Drosophila studieren

Appetitive Assoziative olfaktorischen Lernens in

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in

Verfolgung des durch Zucker ausgelösten lokalen Suchverhaltens in Drosophila

Verfolgung des durch Zucker ausgelösten lokalen Suchverhaltens in Drosophila

Verfolgung des durch Zucker ausgelösten lokalen Suchverhaltens in Drosophila

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in

Assay mit hohem Durchsatz Eiablage Präferenzen der einzelnen zu untersuchen

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in

Messen und Ändern von Mating Antrieb in Male