Wir danken Brian Shepherd, Tat Udomritthiruj, Aaron Willey, Ruby Froom, Elise Pitmon und Rose Hedreen für die frühe Arbeit bei der Prüfung und Etablierung dieser Methodik und Kammermusik. Wir danken Kelly Tellez und Graham Buchan für das Lesen und Bearbeiten des Manuskripts. Wir danken Andrew Seeds und Julie Simpson für ihre Pionierarbeit und ihre Beratung und Unterstützung bei der Vorgabe der Verwendung von Brilliant Yellow Dye (Sigma). Diese Arbeit wird zum Teil von der Mary E. Groff Chirurgischen und medizinischen Forschung und Bildung Charitable Trust, dem Bronfman Science Center und dem Hellman Fellows Programm unterstützt.

1. Vorbereitung <ol><li> Bereiten Sie einen Aspirator für das Bewegen von lebenden Drosophila aus einer Kulturfläschchen in die Putzkammer vor. Aspiratoren erlauben den Transfer von bewussten Tieren in die Verhaltenskammern, um sicherzustellen, dass die Anästhesie die nachfolgende Verhaltensbeobachtung nicht beeinträchtigt. <ol><li> Mit Schere schneiden 1.5 Meter von Tygon-Schlauch ID ⅛ &quot;, OD ¼&quot; .Schneiden Sie mindestens 1 Zoll von der Spitze einer 1 mL Einweg-Mikropipettenspitze. Halten Sie ein 1 cm großes Quadratnetz (Öffnung 0,196 Zoll) über die geschnittene Spitze. ANMERKUNG: Die meisten 1mL Spitzen haben eine Abstufungslinie, in der die Spitze in der Verpackungskasten sitzt, die normalerweise zu dieser Linie geschnitten wird. </li><li> Lege eine frische 1-ml-Mikropipettenspitze über die Mesh / Cut-Spitze legen. Beobachten Sie die Maschenform eine feste Barriere zwischen den beiden Spitzen. Das Innere der neuen Spitze schafft eine Haltekammer für Fliegen. </li><li> Schneiden Sie die extreme Spitze der neuen Mikropipettenspitze, um die Öffnung zu erweitern, um den Durchgang einer einzelnen Fliege zu ermöglichen. Das holE entspricht etwa der Öffnung der Putzkammer (ca. 1,5-2 mm im Durchmesser). </li><li> Legen Sie die verschachtelten Spitzen bequem auf das Ende des Tygonschlauches. Schieben Sie die Spitzen in das Rohr, um eine feste Passung zu gewährleisten, um Vakuumdruck zu ermöglichen. </li><li> Am anderen Ende des Schlauches, schneiden Sie die Spitze einer 200 μl Mikropipettenspitze und passen Sie das schmale Schnittende in den Schlauch. Dies ist die &quot;Mund&quot; -Seite des Aspirators. </li></ol></li><li> Staub-Aliquot-Rohre vorbereiten. Wiegen Sie etwa 5 mg brillanten gelben Farbstoff auf tariertem Wägepapier. Den Staub in ein 0,6 mL Mikrozentrifugenröhrchen geben und die Kappe fest schließen. HINWEIS: Wir empfehlen die Verwendung von Nitrilhandschuhen während der Aliquotvorbereitung, da einige Latexhandschuhe für den Farbstoff durchlässig sind. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 1.2) für alle Proben im Experiment (eine für jede Fliege in jeder Kammer). </li><li> Ethanol (EtOH) -Röhrchen vorbereiten: 1 ml 100% EtOH in 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen pipettieren. Etikettenröhrchen für Genotypen oder Bedingungen/ Li&gt; <li> Wiederholen Sie Schritt 1.4) für alle Proben im Experiment (eine für jede Fliege in jeder Kammer). Cap und rette die EtOH-Röhrchen für die Fertigstellung des Grooming-Assays. Dazu gehören auch mindestens eine &quot;Blank&quot; -Probe, die nur 1 mL EtOH ohne Fliege für Negativkontrollen sein wird. </li><li> Montieren Sie jede Putzkammer, indem Sie die Schiebeplatte (mit den kleineren Löchern) verschrauben, aber die Bodenplatte (mit den größeren Löchern) entfernt werden, um Staub zu entfernen. </li><li> Legen Sie jede notwendige Grooming-Kammer flach auf einen Tisch mit der Oberseite nach unten. Fliege Eintrittsseite ist verdeckt. </li><li> Laden Sie 5 mg brillantes gelbes Farbstoffaliquot in jede Kammer, indem Sie das Röhrchen gegen die Oberfläche der Kammer über dem gewünschten Brunnen klopfen. Klopfen Sie die Kammer gegen den Tisch, um sicherzustellen, dass der gesamte Staub durch das Netz auf die obere Platte fällt. </li><li> Schrauben Sie die Bodenplatte auf jede Kammer, so dass die breiteren Enden der konischen Öffnungen nach außen weisen und die Löcher nicht über den Brunnen ruhen. Sichern Sie den BotTom Platte fest, so dass es nicht gleiten und freisetzen Farbstoff. </li><li> Klappen Sie die Kammer um und klopfen Sie es ein paar Mal gegen einen Tisch, so dass der Staub durch das Netz fällt, um auf der Bodenplatte zu ruhen. </li><li> Schieben Sie die obere Platte der Kammer in die &quot;offene Position&quot;, so dass die kleinen Löcher mit den fünfzehn Brunnen übereinstimmen, so dass die Einführung von Fliegen in einzelne Brunnen. </li></ol> 2. Fliegen-Staub und Pflege <ol><li> Laden Sie eine Fliege in den Mund Aspirator durch sanft saugen durch ein Ende des Aspirators, als ob mit einem Stroh. Setzen Sie die Fliegen durch leichtes Blasen und richten Sie die Öffnung zum Ziel. </li><li> Aspirieren Sie eine Fliege in jeden Brunnen für das Experiment verwendet. Nach dem Laden eines Brunnens schieben Sie die obere Platte so, dass die Fliege in der Kammer eingefangen wird, und legen Sie das Band über die Öffnung dieses Brunnens während des Ladens der gesamten Kammer, um zu verhindern, dass die Flucht entweicht, während andere Brunnen geladen wird. Wenn mehrere Fliegen in ein sing. Aspiriert werdenE gut, lassen Sie diese Öffnung aufgedeckt, bis nur eine Fliege bleibt. </li><li> Nachdem alle notwendigen Brunnen mit Fliegen gefüllt sind, klappen Sie die Kammer so, dass die Bodenplatte nach oben ist, so dass der Staub das Potenzial hat, die Fliegen zu beschichten, indem er durch das Netz fällt. </li><li> Die obere und untere Platte fest anziehen, indem sie die Schrauben anziehen und die Kammer vorwischen, um die Fliegen für 4 s zu stauben. </li><li> Klopfe die Kammer (obere Platte nach unten) gegen einen Tisch zweimal, so dass der Farbstoff auf die andere Seite fällt. Dann umdrehen Sie die Kammer über (obere Platte nach oben) und klopfen Sie die Kammer zweimal, um sicherzustellen, dass sich der Farbstoff auf dem Boden der unteren Kammer abseits der in der oberen Kammer gehaltenen Fliege absetzt. </li><li> Für Kontrollfliegen, die nicht gepflegt werden sollen, fahren wir sofort mit Schritt 3 des Protokolls fort. Für Fliegen, die den Assay abschließen, fahren Sie mit Schritt 2.7 fort. </li><li> Legen Sie die Kammer flach auf einen Tisch oder Arbeitsplatte mit der oberen Platte nach oben für dreißig Minuten, damit die Fliegen zu bräunen. Legen Sie die SohleEr in einem geräusch- und vibrationsfreien Raum, um Ihre Umgebung für alle Grooming-Experimente (Beleuchtungsstärke, Feuchtigkeit und Temperatur) konstant zu halten. Ein Tisch-Inkubator bei RT oder 25 ° C mit Feuchtigkeitskontrollen ist ideal. </li></ol> 3. Vorbereitung der Proben und Absorptionsanalyse <ol><li> Halten Sie das Kammerniveau mit der oberen Platte nach oben, schrauben Sie die Bodenplatte vorsichtig ab und entfernen Sie es aus der Kammer, wobei darauf zu achten ist, dass kein Farbstoff verloren geht. </li><li> Legen Sie die Kammer auf eine Fly CO 2 -Platte mit niedrigem Luftstrom, bis die Fliegen anästhesiert sind. </li><li> Schrauben Sie die obere Platte aus der Kammer heraus. Verwenden Sie sorgfältig eine Pinzette, um ein Bein zu packen und eine abgestaubte Fliege aus jeder Kammer zu bewegen und sie in ein 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen zu legen, das EtOH enthält. Die Übertragungszeit für 15 Kammern, die jeweils eine Fliege enthält, beträgt ca. 3-5 min. Experimentatoren sollten in Übertragungszeiten Faktor, wenn / wenn Staffelung Experimente mit mehreren Kammern, um eine effiziente Inszenierung von Experimenten zu gewährleisten. </Li&gt; <li> Sobald jedes Mikrozentrifugenröhrchen 1 Fliege enthält, schließen Sie die Kappe und umdrehen die Röhre dreimal, um zu rühren und die Lösung von Farbstoff und Ethanol zu mischen. </li><li> Inkubation von Röhrchen, die Ethanol enthalten, und fliegt 5 h bei RT, um eine vollständige Entfernung des Farbstoffs aus der Fliege in Lösung zu gewährleisten. Nach den 5 h, verwirren Sie jedes Röhrchen (2 s) kurz, um die Freisetzung des Farbstoffs von den Fliegen zu gewährleisten. </li><li> Aliquotieren Sie 50 &amp; mgr; l des experimentellen 1,5 ml-Röhrchens in eine Vertiefung einer Platte mit 96 Vertiefungen, falls verfügbar, wobei die Lage der einzelnen Proben auf der Platte beachtet wird. Füge 200 μl EtOH hinzu, um die Probe 5x zu verdünnen. Die Verdünnung vermeidet Deckeneffekte von stark abgestaubten Fliegen oder großen Grooming Defekten. </li><li> Verwenden Sie einen Plattenleser, um jede Probe bei 397 nm zu analysieren. Alternativ kann die Extinktion für einzelne Proben und Zuschnitte auf einem Standard-Spektrophotometer im sichtbaren Spektrum gemessen werden, wenn ein Plattenleser nicht verfügbar ist. </li><li> Lesen und Aufzeichnen der Probe durch den Plattenleser und speichern Sie die Kalkulationstabelle mit dem RecordeD Proben auf dem Teller. </li></ol> 4. Quantifizierung der Ergebnisse <ol><li> Kompilieren Sie Ergebnisse für alle Proben und messen Sie die Varianz für jeden Genotyp oder Zustand. ANMERKUNG: Die Farbstoffansammlung zum Zeitpunkt 0 min und zum Zeitpunkt 30 min wird als separate Bedingungen unter Verwendung statistischer Analysen durch Einweg-ANOVA- und Bonferroni-Korrektur oder andere Korrekturen für mehrere parallele Vergleiche betrachtet. </li><li> Berechnen Sie die Grooming-Prozentsatzdifferenz für jeden Genotyp / Zustand unter Verwendung der folgenden Gleichung: [(Farbstoffakkumulationsmittelwert zum Zeitpunkt 0 &#39;- Farbstoffakkumulationsmittelwert zum Zeitpunkt 30&#39;) / Farbstoffakkumulationsmittelwert zum Zeitpunkt 0] x 100. </li><li> Express den Prozentsatz für jeden Genotyp und Bedingung in Bar-Plots und vergleichen über Genotypen und Bedingungen. </li></ol>

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Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Der Grooming-Assay ist relativ einfach, aber wir würden den Experimentatoren vorsichtig sein, den folgenden Problemen besondere Aufmerksamkeit zu widmen. Eine dichte Abdichtung durch Anziehen der Schrauben an der Ober- und Unterseite nach dem Einführen von Fliegen und Farbstoff ist für reproduzierbare Ergebnisse unerlässlich. Der brillante gelbe Farbstoff ist sehr fein und lose Gelenke werden Verluste an Farbstoff aus den Kanten der Kammer ermöglichen. Die Unregelmäßigkeit des Farbstoffgehalts für jede Vertiefun...

Grooming in Drosophila melanogaster ( D. melanogaster ) ist ein robustes angeborenes Verhalten, das die Koordination mehrerer unabhängiger motorischer Programme beinhaltet 1 . Fruchtfliegen reinigen ihre Körper von Staub, Mikroben und anderen Krankheitserregern, die die normale physiologische Funktion wie Seh- und Flucht behindern oder zu erheblichen Immun-Herausforderungen führen können. Beim Erfassen und Beantworten sowohl der mechanischen 2 als auch der immunen Aktivierung 3 reiben Fliegen wiederholt ihre Beine zusammen oder auf eine gezielte Körperregion, bis sie ausreichend sauber ist und das Grooming zu einem anderen Teil des Körpers fortschreitet. Fliegen führen Putzbewegungen in deutlichen Kämpfen durch, die weitgehend in stereotypen Mustern 1 , 4 auftreten . Eine Verhaltenshierarchie wird deutlich, wenn Putzsignale priorisiert werden. Schaltungen und Wirkungsmuster wurden in der Unterstützung identifiziert oFa-Modell, dass Grooming-Programme an der Spitze der Hierarchie auftreten zuerst und unterdrücken parallele Signale aus Bereichen des Körpers, die nachher gepflegt werden 5 . Höchste Priorität wird dem Kopf gegeben, dann dem Bauch, den Flügeln und schließlich dem Thorax 5 . Das Grooming-Programm in D. melanogaster ist ein ideales System für das Studium von neuronalen Schaltungen, modulatorischen molekularen Signalen und Neurotransmittern. Zum Beispiel verursachen Kompromisse der Neurofibromin-Funktion 6 , der Verlust des Drosophila- zerbrechlichen X-mentalen Retardierungsproteins ( dfmr1 ) 7 und die Exposition gegenüber Bisphenol A (BPA) 8 alle ein übermäßiges Putzen und andere Verhaltensweisen, die analog zu diskreten menschlichen Symptomen der Neurofibromatose, zerbrechlichen X sind Syndrom und Aspekte von Autismus-Spektrum-Störungen und Attention-Deficit Hyperaktivitätsstörung (ADHS). Grooming Verhalten kann auch habitua seinTed unterschiedlich über Mutantenstämme 2 , die dieses Motorprogramm für Studien der Verhaltenskraft verleihen. Die Breite der neurologischen Phänomene, die von Drosophila modelliert werden kann, verlangt einen neuartigen Vergleichsansatz, um die Fähigkeit der Fliegen zu messen, sich selbst zu pflegen. Die kombinierte Wirkung von vesikulären Monoamin-Transportern und die relative Häufigkeit von Dopamin und anderen biogenen Aminen im Körper wurde gezeigt, um das Fruchtfliegen-Groomverhalten 9 , 10 zu vermitteln. Octopamin und Dopamin stimulieren vergleichbare Hindleg-Grooming-Aktivität in enthaupteten Fliegen, während Tyramin, der Vorläufer des Octopamins, auch das Grooming in geringerem Maße auslöst 7 . Vier Dopaminrezeptoren wurden in D. melanogaster 11 , 12 , 13 , 14 identifiziert </supAufgaben Durch die Verwendung des in diesem Protokoll beschriebenen Grooming-Assay-Verfahrens haben wir eine Rolle für die Typ-I-Familie Dopamin Rezeptor DopR ( DopR, dDA1, dumm ) im Hindleg- Grooming-Verhalten 15 . Grooming kann indirekt quantifiziert werden, indem man das Ausmaß der Sauberkeit betrachtet, mit dem ein Tier nach dem Abstauben des ganzen Körpers mit einem Markerfarbstoff oder einem fluoreszierenden Staub 5 , 16 vollständig pflegen kann. Der Rest des Staubes, der auf dem Körper verbleibt, kann als relativer Marker für das Gesamtverhalten verwendet werden. Staubige Fliegen, nachdem sie genügend Zeit zum Bräutigam gegeben haben, können ein spezifisches Defizit im Putzverhalten manifestieren. Da die Grooming-Untersuchungen umfangreicher geworden sind, haben Protokolle solche Praktiken als Enthauptung integriert, um pharmakologische Behandlungen auf die Nacken-Binde-Nerven 10 hinzuzufügen, taktile Stimulation von Borsten, um die Grooming-Antwort 2 hervorzurufen,Und Videoaufzeichnung des Verhaltens 15 . Die direkte Beobachtung der Pflege kann leicht durch die visuelle Beobachtung und manuelle Aufzeichnung der Häufigkeit und Dauer der spezifischen Grooming-Ereignisse 4 untersucht werden . Wir haben eine Fünfzehn-Brunnen-Grooming-Kammer entworfen, die mit einem 3D-Drucker oder einem Laser-Cutter konstruiert werden kann und die Blaupause-Designs zur Reproduktion zur Verfügung stehen 15 . Die Konstruktion verwendet zwei miteinander verbundene Mittelplatten mit Öffnungen, die durch Mesh und zwei zusätzliche Gleit- und Bodenplatten, von denen Fliegen und / oder Farbstoff beladen werden, abgetrennt und getrennt sind. Nachdem wir dem Staub gesträubt haben, legen wir sie in Ethanol ab, um den Farbstoff zu solubilisieren und die Absorption dieser Lösung bei der Wellenlänge des Farbstoffs zu messen. Ein Plattenleser kann für mehrere parallele Proben verwendet werden oder ein Einzellesenspektrophotometer kann für einzelne Proben verwendet werden. Diese Methode minimiert den durch Handhabung verursachten Fehler und alTiefs für Grooming-Assays, die auf einer kleineren, kostengünstigen Skala laufen. Dieses Verfahren wird abgeleitet und von den Methoden , die von Julie Simpson und Andrew Seeds Pionier modifiziert, die mit Heizelementen für temperaturempfindliche Schaltung Manipulationen 5 größere Grooming Kammern verwenden. Das folgende Protokoll zeigt die Quantifizierung des Groomens des ganzen Körpers sowie die alternativen Methoden zur Quantifizierung der Farbstoffansammlung an einzelnen Körperteilen. Wir zeigen auch Beispielvergleichsdaten zwischen WT- und DopR- Mutanten sowie Methoden zur Berechnung eines einfachen Leistungsindexes für das Groomverhalten.

<table><tbody><tr><td>High-Flex Tygon PVC Clear Tubing</td><td>McMaster-Carr</td><td>5229K54</td><td>ID 1/8&quot;, OD 1/4&quot;, used with micropipettor tips and mesh to construct mouth aspirators</td></tr><tr><td>Micropipette tips (1 mL and 200 &amp;#956;L)</td><td>Genesee Scientific</td><td>24-165, 24-150R</td><td></td></tr><tr><td>Nylon Mesh Screen, 2 x 2.6&quot;</td><td>McMaster-Carr</td><td>9318T44</td><td>Used to construct grooming chamber and mouth aspirators</td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps</td><td>Roboz Surgical Instrument</td><td>RS-5050</td><td></td></tr><tr><td>Brilliant Yellow Dye</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>201375-25G</td><td>we recommend use of nitrile gloves while handling this product</td></tr><tr><td>Vortexer</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-812</td><td>set to &quot;touch&quot;</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Carolina Biological Supply</td><td>86-1282</td><td></td></tr><tr><td>1.5 mL microcentrifuge tubes</td><td>VWR International</td><td>10025-726</td><td></td></tr><tr><td>0.65 mL microcentrifuge tubes</td><td>VWR International</td><td>20170-293</td><td>tubes can be reused with successive assays</td></tr><tr><td>UV 96-well plate</td><td>Corning</td><td>26014017</td><td></td></tr><tr><td>BioTek Synergy HTX Platereader</td><td>BioTek</td><td>need to download catalog to access product number</td><td>http://www.biotek.com/products/microplate_detection/synergy_htx_multimode_microplate_reader.html?tab=overview</td></tr><tr><td>Gen5 Microplate Reader and Imager Software</td><td>BioTek</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microsoft Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td>https://www.microsoftstore.com/store/msusa/en_US/pdp/Excel-2016/productID.323021400?tduid=(65d098c0e83b86c952bdff5b0719c83f)(256380)(2459594)(SRi0yYDlqd0-LI..ql4M2LoZBEhcBljvIA)()</td></tr><tr><td>Drosophila Incubator</td><td>Tritech</td><td>DT2-CIRC-TK</td><td></td></tr><tr><td>1/4&quot; acrylic plastic</td><td>McMaster-Carr</td><td>8473K341</td><td></td></tr><tr><td>8 - 32 nuts</td><td>McMaster-Carr</td><td>90257A009</td><td></td></tr><tr><td>8 - 32 x 1&quot; hex cap screws</td><td>McMaster-Carr</td><td>92185A199</td><td>the bottom plate needs to be tapped for this size screw</td></tr><tr><td>8 - 32 x 1/2&quot; hex cap screws</td><td>McMaster-Carr</td><td>92185A194</td><td>the second plate from the top needs to be tapped</td></tr><tr><td>2 - 56 3/8&quot; flat head phillips machine screws</td><td>McMaster-Carr</td><td>91500A088</td><td>these hold the two middle plates together</td></tr><tr><td>0.175&quot; ID, 1/4&quot; OD, 0.34&quot; aluminum pipe</td><td>McMaster-Carr</td><td>92510A044</td><td>Manufactured in-house; product listed is approximately the same dimensions and should work for size 8 screws.&amp;nbsp; These act as sheaths for the 1&quot; screws and set the hex cap up slightly from the surface of the top plate</td></tr></tbody></table>

quantification of drosophila grooming behavior

Drosophila- Grooming-Verhalten ist ein komplexes, mehrstufiges Lokomotiv-Programm, das eine koordinierte Bewegung von Vorder- und Hinterbeinen erfordert. Hier stellen wir ein Grooming-Assay-Protokoll und ein neuartiges Kammerdesign vor, das kostengünstig und skalierbar ist für kleine oder große Studien der Drosophila- Pflege. Fliegen sind ganz über ihren Körper mit Brilliant Yellow Farbstoff und gegebene Zeit, um den Farbstoff aus ihren Körpern in der Kammer zu entfernen. Fliegen werden dann in einem eingestellten Volumen an Ethanol abgelagert, um den Farbstoff zu solubilisieren. Die relative spektrale Extinktion von Farbstoff-Ethanol-Proben für gepflegte und nicht geschliffene Tiere wird gemessen und aufgezeichnet. Das Protokoll liefert quantitative Daten der Farbstoffakkumulation für einzelne Fliegen, die leicht gemittelt und über Proben verglichen werden können. Dies ermöglicht es, dass experimentelle Entwürfe die Grooming-Fähigkeit für mutierte Tierversuche oder Schaltungsmanipulationen leicht auswerten können. Dieses effiziente Verfahren ist vielseitig und skalierbar. Wir zeigen wOrk-flow des Protokolls und Vergleichsdaten zwischen WT-Tieren und mutierten Tieren für den Drosophila Typ I Dopamin Rezeptor ( DopR ).

Der Grooming-Assay liefert quantitative Daten, um die Verhaltensfähigkeit zu bewerten, basierend auf dem relativen Rest des angesammelten Farbstoffs, der auf den Körper der Fliegen nach einer festgelegten Zeit der Messung für das Grooming (30 min) zurückgelassen wurde. Probenbilder der Gleitpflegekammergestaltung und Hauptschritte des Assays sind in Fig. 1 hervorgehoben . Fliegen aggregieren eine signifikante Menge an Farbstoff aus der sofortigen Staubbildung durch V...

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Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Dieses Protokoll beschreibt eine skalierbare individuelle Grooming-Assay-Technik in Drosophila , die robuste, quantitative Daten liefert, um das Groomverhalten zu messen. Die Methode basiert auf dem Vergleich der Unterschied in der Farbstoff-Akkumulation auf die Körper von ungezügelten versus gepflegten Tiere über einen festgelegten Zeitraum.

Quantifizierung von Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

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Research

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Neuroscience

9.1K Aufrufe.  Williams College.  Dieses Protokoll beschreibt eine skalierbare individuelle Grooming-Assay-Technik in Drosophila , die robuste, quantitative Daten liefert, um das Groomverhalten zu messen. Die Methode basiert auf dem Vergleich der Unterschied in der Farbstoff-Akkumulation auf die Körper von ungezügelten versus gepflegten Tiere über einen festgelegten Zeitraum. 

Serie: Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Forschung

Neurowissenschaften

Drosophila Passive Avoidance Behavior as a New Paradigm to Study Associative Aversive Learning

This protocol describes a new paradigm for analyzing aversive associative learning in adult flies (Drosophila melanogaster). The paradigm is analogous to passive avoidance behavior in laboratory rodents in which animals learn to avoid a compartment where they have previously received an electric shock. The assay takes advantage of negative geotaxis in flies, which manifests as an urge to climb up when they are placed on a vertical surface. The setup consists of vertically oriented upper and lower compartments. On the first trial, a fly is placed into a lower compartment from where it usually exits&#160;within 3-15 s, and steps into the upper compartment where it receives an electric shock. During the second trial, 24 h later, the latency is significantly increased. At the same time, the number of shocks is decreased compared to the first trial, indicating that flies formed long-term memory about the upper compartment. The recordings of latencies and number of shocks could be performed with a tally counter and a stopwatch or with an Arduino-based simple device. To illustrate how the assay can be used, the passive avoidance behavior of D. melanogaster and D. simulans male and female were characterized here. Comparison of latencies and number of shocks revealed that both D. melanogaster and D. simulans flies efficiently learned the passive avoidance behavior. No statistical differences were observed between male and female flies. However, males were a little faster while entering the upper compartment on the first trial, while females received a slightly higher number of shocks in every retention trial. The Western diet (WD) significantly impaired learning and memory in male flies while flight exercise counterbalanced this effect. Taken together, the passive avoidance behavior in flies offers a simple and reproducible assay that could be used for studying basic mechanisms of learning and memory.

Drosophila Passive Avoidance Behavior as a New Paradigm to Study Associative Aversive Learning

This work describes a simple behavioral paradigm that allows the analysis of aversive associative learning in adult fruit flies. The method is based on suppressing the innate negative geotaxis behavior due to the association formed between a specific environmental context and an electric shock.

Drosophila Passives Vermeidungsverhalten als neues Paradigma zur Untersuchung assoziativen aversiven Lernens

This protocol describes a new paradigm for analyzing aversive associative learning in adult flies (Drosophila melanogaster). The paradigm is analogous to ...

Verhalten

<meta charset="utf8"></head><body>Verhaltensassays für Autismus-Spektrum-Störungen in Mausmodellen

Strategies for Assessing Autistic-Like Behaviors in Mice

Autism spectrum disorder (ASD) is a neurobiologically complex condition with a heterogeneous genetic etiology. Clinically, ASD is diagnosed by social communication impairments and restrictive or repetitive behaviors, such as hand flapping or lining up objects. These behavioral patterns can be reliably observed in mouse models with ASD-linked genetic mutations, making them highly useful tools for studying the underlying cellular and molecular mechanisms in ASD. Understanding how genetic changes affect the neurobiology and behaviors observed in ASD will facilitate the development of novel targeted therapeutic compounds to ameliorate core behavioral impairments. Our lab has employed several protocols encompassing well-described training and testing procedures that reflect a wide range of behavioral deficits related to ASD. Here, we detail two assays to study the core features of ASD in mouse models: self-grooming (a measure of repetitive behavior) and the three-chamber social interaction test (a measure of social interaction approach and preference for social novelty).

<meta charset="utf8"></head><body>Strategien zur Beurteilung autistischer Verhaltensweisen bei Mäusen

Rodent models are valuable tools for studying core behaviors related to autism spectrum disorder (ASD). In this article, we expound on two behavioral tests for modeling the core features of ASD in mice: self-grooming, which assesses repetitive behavior, and the three-chamber social interaction test, which documents social impairments.

Strategien zur Beurteilung autistischer Verhaltensweisen bei Mäusen

Autism spectrum disorder (ASD) is a neurobiologically complex condition with a heterogeneous genetic etiology. Clinically, ASD is diagnosed by social ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Verwenden der<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

Messen und Ändern von Mating Antrieb in Male<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

Drosophila Courtship Conditioning As a Measure of Learning and Memory

Many insights into the molecular mechanisms underlying learning and memory have been elucidated through the use of simple behavioral assays in model organisms such as the fruit fly, Drosophila melanogaster. Drosophila is useful for understanding the basic neurobiology underlying cognitive deficits resulting from mutations in genes associated with human cognitive disorders, such as intellectual disability (ID) and autism. This work describes a methodology for testing learning and memory using a classic paradigm in Drosophila known as courtship conditioning. Male flies court females using a distinct pattern of easily recognizable behaviors. Premated females are not receptive to mating and will reject the male&#39;s copulation attempts. In response to this rejection, male flies reduce their courtship behavior. This learned reduction in courtship behavior is measured over time, serving as an indicator of learning and memory. The basic numerical output of this assay is the courtship index (CI), which is defined as the percentage of time that a male spends courting during a 10 min interval. The learning index (LI) is the relative reduction of CI in flies that have been exposed to a premated female compared to na&#239;ve flies with no previous social encounters. For the statistical comparison of LIs between genotypes, a randomization test with bootstrapping is used. To illustrate how the assay can be used to address the role of a gene relating to learning and memory, the pan-neuronal knockdown of Dihydroxyacetone phosphate acyltransferase (Dhap-at) was characterized here. The human ortholog of Dhap-at, glyceronephosphate O-acyltransferase (GNPT), is involved in rhizomelic chondrodysplasia punctata type 2, an autosomal-recessive syndrome characterized by severe ID. Using the courtship conditioning assay, it was determined that Dhap-at is required for long-term memory, but not for short-term memory. This result serves as a basis for further investigation of the underlying molecular mechanisms.

Drosophila Courtship Conditioning As a Measure of Learning and Memory

This protocol describes a Drosophila learning and memory assay called courtship conditioning. This classic assay is based on a reduction of male courtship behavior after sexual rejection by a non-receptive premated female. This natural form of behavioral plasticity can be used to test learning, short-term memory, and long-term memory.

Drosophila Courtship Conditioning Als Maß für Lernen und Gedächtnis

Many insights into the molecular mechanisms underlying learning and memory have been elucidated through the use of simple behavioral assays in model ...

Drosophila Modelle für genetische und verhaltensbezogene Merkmale der Autismus-Spektrum-Störung

Paradigms for Behavioral Assessment in Drosophila Model of Autism Spectrum Disorder

Autism Spectrum Disorder (ASD) encompasses a heterogeneous group of neurodevelopmental disorders with common behavioral symptoms including deficits in social interaction and ability for communication, enhanced restricted or repetitive behaviors, and also, in some cases, learning disability and motor deficit. Drosophila has served as an unparalleled model organism for modeling a great number of human diseases. As many genes have been implicated in ASD, fruit flies have emerged as a powerful and efficient way to test the genes putatively involved with the disorder. As hundreds of genes, with varied functional roles, are implicated in ASD, a single genetic fly model of ASD is unfeasible; instead, individual genetic mutants, gene knockdowns, or overexpression-based studies of the fly homologs of ASD-associated genes are the common means for gaining insight regarding molecular pathways underlying these gene products. A host of behavioral techniques are available in Drosophila which provide easy readout of deficits in specific behavioral components. Social space assay and aggression and courtship assays in flies have been shown to be useful in assessing defects in social interaction or communication. Grooming behavior in flies is an excellent readout of repetitive behavior. Habituation assay is used in flies to estimate the ability for habituation learning, which is found to be affected in some ASD patients. A combination of these behavioral paradigms can be utilized to make a thorough assessment of the human ASD-like disease state in flies. Using Fmr1 mutant flies, recapitulating Fragile-X syndrome in humans, and POGZ-homolog row knockdown in fly neurons, we have shown quantifiable deficits in social spacing, aggression, courtship behavior, grooming behavior, and habituation. These behavioral paradigms are demonstrated here in their simplest and straightforward forms with an assumption that it would facilitate their widespread use for research on ASD and other neurodevelopmental disorders in fly models.

Autor im Rampenlicht: Erforschung der Symptome der Autismus-Spektrum-Störung bei Fruchtfliegen – genetische Modelle und Verhaltenstests

Autism Spectrum Disorder (ASD) is associated with impaired social and communicative behavior and the emergence of repetitive behavior. For studying the interrelation between ASD genes and behavioral deficits in the Drosophila model, five behavioral paradigms are described in this paper for assaying social spacing, aggression, courtship, grooming, and habituation behavior.

Paradigmen für die Verhaltensbewertung im Drosophila-Modell der Autismus-Spektrum-Störung

Autism Spectrum Disorder (ASD) encompasses a heterogeneous group of neurodevelopmental disorders with common behavioral symptoms including deficits in ...

Quantifizierung von Drosophila Grooming Behavior

Zusammenfassung

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Methoden zum Test Drosophila Verhalten

Drosophila Passives Vermeidungsverhalten als neues Paradigma zur Untersuchung assoziativen aversiven Lernens

Strategien zur Beurteilung autistischer Verhaltensweisen bei Mäusen

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Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in

Messen und Ändern von Mating Antrieb in Male

Drosophila Courtship Conditioning Als Maß für Lernen und Gedächtnis

Paradigmen für die Verhaltensbewertung im Drosophila-Modell der Autismus-Spektrum-Störung