The authors acknowledge funding from the National Institutes of Health R21CA182333.

1. Herstellung der Polymer wässrigen Zweiphasensystem (ATPS) <ol><li> Wiege 0,5 g Polyethylenglykol (PEG) (Molekulargewicht: 35.000) und 9,5 ml komplettem Wachstumsmedium hinzufügen, in einem sterilen konischen 15 ml bis 10 ml von 5% herzustellen (w / v) wässrigen PEG-Phase. Anmerkung: Das Hinzufügen der Hälfte des Mediums mit dem ersten durch Zugabe des Polymers und anschließend konisch dann wird die verbleibende Menge des Mediums minimiert Adhäsion des Polymers an den konischen Wänden und hilft das Polymer lösen sich schneller auf. </li><li> Man wiegt 0,128 g Dextran (DEX) (MW: 500.000), um sie 0,872 ml komplettem Wachstumsmedium hinzuzufügen in einem sterilen 1,5 ml-Mikrozentrifugenröhrchen, um 1 ml von 12,8% (w / v) wässrigen DEX Phase herzustellen. </li><li> Vortex sowohl Lösungen für etwa 1 min, um die Polymere in dem Medium zu lösen. </li><li> Halten beide Lösungen in einem Wasserbad bei 37 ° C für 1 Stunde, um die Auflösung und homogene Mischungen zu gewährleisten. Halten der Kappen oberhalb des Wasserspiegels, um die Möglichkeit einer Kontamination der Lösungen aus dem Bad zu vermeidenWasser. </li><li> Laden Sie die PEG-Phase-Lösung in einem sterilen, Kunststoffspritze und führt es durch einen Spritzenfilter von 0,2 um Porengröße, um Verunreinigungen zu entfernen. Hinweis: Füllen Sie die Spritze mit der PEG-Lösung, legen Sie sie in den Einsatz des Filters auf einem konischen Rohr und mit Gewalt, langsam schieben Sie die Lösung durch den Filter. Es ist normal, um den Widerstand gegen eine Bewegung des Spritzenkolbens auftreten. Geringen Verlust der Polymerlösung tritt als etwas von der Lösung im Filter bleibt, sondern die Polymerkonzentration nicht ändert. </li><li> Je 10 ul der DEX Phasenlösung und verdünnen Sie es in 10 ul Medium in einem separaten Röhrchen in 6,4% (w / v) DEX Phasenlösung führen. Aspirat 100 ul der PEG-Phase-Lösung und darauf verzichten, in einer Petrischale. <ol><li> Verzichtet werden 0,5 ul der 6,4% (w / v) DEX Phasenlösung in die PEG-Phase-Lösung. Überprüfen Sie optisch erfolgreiche ATPS Bildung durch Beobachten einer DEX Tropfen unter dem Mikroskop. Der Rückgang Grenzesollten sichtbar bleiben, die das Vorhandensein von zwei stabilen, separate Wasserphasen. </li></ol></li><li> Bewahren Sie die Lager wässrige PEG und DEX Phasen Lösungen in 4 ° C bis zur Verwendung. Hinweis: Es wird empfohlen, Polymerlösungen werden frisch vor jedem Experiment vorbereitet und innerhalb von 24 Stunden der Lagerung. </li></ol> 2. Vorbereitung für den Druck von Cancer Cell Spheroids <ol><li> Wachsen die Krebszellen von Interesse (zB, MDA-MB-157-Brustkrebszellen) zu einer 90% -100% konfluenten Monolayer. MDA-MB-157-Zellen, mit einem Medium aus DMEM, enthaltend 10% FBS, 1% Glutamin und 1% Antibiotikum besteht. <ol><li> Ernten Sie die Zellen mit Hilfe eines Zelldissoziationspuffer (nach Herstellerprotokoll) und laden Sie die Suspension in einen konischen 15 ml. Zentrifugieren Sie es für 5 min bei 173,3 × g, zu entfernen Überstand und resuspendieren Zellen in 1 ml vollständigem Wachstumsmedium. </li></ol></li><li> Wägezellen auf einem Hämozytometer und zählen Sie die erforderliche Anzahl berechnenvon Zellen für eine gewünschte Sphäroid Zelldichte. Eine konfluente Monoschicht von MDA-MB-157-Zellen in einer T75-Flasche gezüchtet gibt üblicherweise ~ 7 × 10 6 Zellen. Anmerkung:. Pro ​​0,3 &amp; mgr; DEX Phase Abfall Erforderliche Zelldichte für ein Tropfenvolumen zu erzeugen, eine einzelne Sphäroid wird auf dem Zelltyp abhängen 22 beispielsweise eine Dichte von 1,5 x 10 4 oder größer für MDA-MB-157-Zellen empfohlen sicherzustellen Bildung eines einzigen Sphäroid. </li><li> Zentrifuge Zellen ein zweites Mal 5 Minuten lang bei 173,3 x g und Resuspendieren in einer geeigneten Volumen an Wachstumsmedium, um die Suspension auf einen gewünschten Zelldichte zu konzentrieren. Hinweis: Wenn beispielsweise 7 x 10 6 Tumorzellen wurden geerntet, das Gesamtvolumen der erforderlich ist, um ein Sphäroid von 1,5 x 10 4 Zellen in einer Dichte von 0,3 &amp; mgr; DEX Phase Tropfen bilden Zellsuspension werden 140 &amp; mgr; l sein. Jedoch wegen der Verdünnung mit dem DEX Phasenlösung in dem nächsten Schritt, verwenden nur 70 &amp; mgr; l Zellkulturmedium, um Zellen zu resuspendieren. </li><li&gt; Zu der resultierenden Zellsuspension wurde ein gleiches Volumen der 12,8% (w / v) wässrigen DEX Phasenlösung in 1,2 hergestellt. Für das Beispiel von 1,5 x 10 4 Zelldichte Sphäroid werden 70 ul der DEX Phasenlösung zu 70 &amp; mgr; l Zellsuspension zugegeben. </li><li> Die Zellsuspension gründlich zu mischen, um eine gleichmäßige Verteilung der Zellen und Vermischung von DEX-Lösung zu gewährleisten. Auf- und Abpipettieren sollte vorsichtig durchgeführt werden, um eine Blasenbildung zu verhindern. </li></ol> 3. Vorbereitung für den Druck von Co-kultiviert Spheroids <ol><li> Wachsen die Krebszellen (beispielsweise MDA-MB-157 menschlicher Brustkrebszellen) und Stützzellen (zB menschliche Fibroblasten) in eine 90% -100% konfluenten Monolayer. Ernten jeden Zelltyp mit einem Zelldissoziationspuffer (gemäß dem Herstellerprotokoll). <ol><li> Legen Sie jede Suspension in eine 15 ml konischen, zentrifugieren 5 min bei 173,3 × g, und saugen Stand aus jeder konisch. Die Zellen jeder Kegel in 1 ml vollständigen growth Medium. Anmerkung: Fluoreszierende Farbstoffe wie Calcein AM (Lebendzell Färbung) und Kern Farbstoffe (Hoechst) verwendet, um die zwei Zelltypen unterschieden werden. </li></ol></li><li> Legen jeder Zelltyp separat auf einem Hämozytometer gezählt und auf die erforderliche Anzahl von einzelnen Zelltyp für ein gewünschtes Verhältnis von Krebszellen gegenüber Stützzellen cokultiviert Sphäroide berechnen. Konfluente Monoschichten von MDA-MB-157-Zellen und Fibroblasten in T75-Flaschen gezüchtet geben üblicherweise ~ 7 x 10 6 und ~ 6 x 10 6 Zellen. </li><li> Füge das richtige Volumen aus der Suspension von Stützzellen, Krebszellen-Suspension, um ein gewünschtes Verhältnis der Anzahl von zwei Zelltypen ergeben. Beispielsweise verwenden die ein Verhältnis von 50 Krebszellen 1 Fibroblastenzellinie. </li><li> Zentrifuge der konische enthaltend das gemischte Zellsuspension für 5 min bei 173,3 xg und Zellen in einem geeigneten Volumen an Enddichte ergeben, bestehend aus gleichen Volumen des Wachstumsmediums und der 12,8% (w / v) wässrigen DEXPhasenlösung (1.2) hergestellt. </li><li> Pipette vorsichtig die resultierende Zellsuspension nach oben und unten, um die Homogenität der Suspension zu gewährleisten. </li></ol> 4. Drucken von Tumorsphäroide in eine 96-Well-Platte <ol><li> Einen Tag vor Versuchsmantel nichtbehandelten Rundbodenplatten mit 96 Vertiefungen mit 1% (w / v) Pluronic bei 37 ° C für 24 Stunden. Diese Beschichtung verhindert, dass die Zellhaftung über die Kulturdauer. </li><li> Geben Sie 50 &amp; mgr; l des gefilterten 5% (w / v) wässrigen PEG-Phase in jeder Vertiefung einer Platte mit 96 Vertiefungen (Zielscheibe). </li><li> Mit einer Pipette mischen die Zellsuspension (in Schritt 2 oder 3 für die Mono- und Co-Kultur bzw. vorbereitet) und fügen Sie 20 ul der Suspension zu jedem anderen auch von einer Spalte einer 384-Well-Platte (Source-Platte) . </li><li> Schalten Sie den Liquid Handler und &quot;Heimat&quot; der Pipettierkopf Koordinaten registrieren. Dann kompilieren Sie eine zuvor definierte Protokoll (unten in 4.6), um sicherzustellen, Laborgeräte und Parameter richtig definiertly. Diese &quot;Homing&quot; Schritt kann für verschiedene flüssige Handlern können. Anmerkung: Die Strömung des Protokolls gezeigten Schritt-für-Schritt nachfolgend 4.6, wird ähnliche unabhängig von der verwendeten Roboter-Flüssigkeitshandhabungsgerätes ist; jedoch kann die Programmierschnittstelle abweichen aufgrund der Verwendung unterschiedlicher Software. </li><li> Legen Sie die Quellplatte, die Zielscheibe und Pipettenspitze Boxen an definierten Positionen auf der Arbeitsstation des Liquid Handler wie in Abbildung 1 dargestellt. </li><li> Führen Sie das Protokoll, das die folgenden Schritte beinhaltet: <ol><li> Laden Sie eine Spalte der Fässer aus dem Pipettieren Leiter der Liquid Handler mit Mischpipettenspitzen (8 Tipps) von der Arbeitsstation (Abbildung 1). </li><li> Mischen der Zellsuspension in Vertiefungen der Quellenplatte (Abbildung 1). Wählen Sie ein Mischvolumen kleiner als der Zellsuspensionsvolumen in den Vertiefungen um eine Blasenbildung zu vermeiden. </li><li> Werfen Sie Tipps in einen leeren Deponien Feld (Abbildung 1). </li&gt; <li> Laden Sie eine Spalte der Fässer vom Pipettierkopf mit 10 ul Abgabe Pipettenspitzen (Abbildung 1). </li><li> Aspirat 0,3 ul der Zellsuspension aus der Quellenplatte (1) in jede Pipettenspitze. </li><li> Abgeben der Zellsuspension in die Vertiefungen in einer Spalte des Zielplatte (Abbildung 1). Verwenden eine Abgabehöhe von 0,5 mm und eine Abgabedurchflussrate von weniger als 1 l / s an. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 4.6.1 durch 4.6.6 bis die Spalte für Spalte Druck in den gesamten Zielplatte abgeschlossen ist. </li></ol></li><li> Die Ziel-Platte vorsichtig aus dem Workstation Oberfläche und legen Sie sie in einem feuchten Inkubator bei 37 ° C und 5% CO 2. Pflegen Sie die Platte waagerecht transportiert es in den Inkubator zu Aufbrechen von DEX Phasentropfen mit Zellen zu vermeiden. </li><li> Die Platte für 24 Stunden, um die Aggregation von Zellen in ein Sphäroid im DEX Phasenausfall ermöglichen. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Drug Treatment von Cancer Cell Spheroids Beachten Sie, dass das folgende Protokoll ist für einen 4-Tages-medikamentöse Behandlung und umfasst eine Erneuerung mit frischen Droge für Tag 2. Es kann für andere Behandlungszeiten geändert werden. <ol><li> Überprüfen Sie optisch Sphäroidbildung in 96-Well-Platten nach 24 Stunden. Falls erforderlich, Bildquellen für die Messung der Größe der Kügelchen durch Mittelung der kleinsten und größten Durchmesser jedes Sphäroid. </li><li> Bereiten Sie die Stammlösung eines gewünschten Wirkstoffs durch in einem Lösungsmittel vom Hersteller empfohlen bei einer vorbestimmten Löslichkeitskonzentration Auflösen. Beispielsweise lösen sich Cisplatin in Wasser bei 2 mg / ml. Hinweis: Schützen Sie die Stammlösung des Arzneimittels von Licht, wenn das Medikament ist lichtempfindlich. </li><li> Mit der Verdünnungstechnik, bereiten verdünnten Wirkstoffkonzentrationen mit Zellkulturmedium aus dem im vorherigen Schritt hergestellte Standardlösung. Jede Verdünnung sollte zweimal die gewünschte Konzentration hergestellt werden. Dilution Verhältnisse werden je nach Ausgangsstoffkonzentration variiert und der gewünschten Arbeitskonzentrationen. </li><li> Fügen Sie 50 ul der im vorherigen Schritt in jede Vertiefung vorbereitet Wirkstofflösung. Dies kann maschinell oder durch manuelles Pipettieren erfolgen. Anmerkung: Jede Wirkstoffkonzentration wird in die Hälfte, um die gewünschte Konzentration von 50 &amp; mgr; l wässrige PEG-Phase bereits in jeder Vertiefung zu verdünnen. <ol><li> Verwenden Sphäroide aus zwei Spalten von einer 96-Well-Platte (n = 16) für jede Konzentration. </li><li> In Kontrollvertiefungen, fügen nur 50 ul frischem Kulturmedium zu den vorhandenen 50 ul der wässrigen Phase PEG. </li></ol></li><li> Sphäroide Inkubieren mit dem Wirkstoff für 48 Stunden bei 37 ° C und 5% CO 2, vor Licht geschützt. </li><li> Nach 48 Stunden Inkubation ansetzen Verdünnungen des Wirkstoffs in den gewünschten Konzentrationen und erneuern Medikament durch Zugabe von 50 &amp; mgr; l frisches Medikamentenlösung in jede Vertiefung. Hinweis: Die Wells die gewünschte Wirkstoffkonzentration enthalten bereits ab dem ersten Medikament tEHANDLUNG. Daher in dieser Erneuerungsphase wird jede Konzentration an die gewünschte Konzentration, da keine Verwässerungseffekte auftreten. </li><li> Sphäroide Inkubieren mit dem Arzneimittel für weitere 48 h bei 37 ° C und 5% CO 2, vor Licht geschützt. </li></ol> 6. Analyse der Zelllebensfähigkeit in Spheroids <ol><li> Nach 48 h Inkubation mit erneuter Arzneimittel (dh, die Gesamtzeit der Behandlung von Sphäroiden mit einem Medikament 4 Tage), messen die gesamte Volumen des Mediums in ein Well durch manuelles Pipettieren. Hinweis: Typische Volumen in einer gut ist ~ 140 &amp; mgr; l (eine geringe Abnahme erfolgt durch Verdampfung). </li><li> Berechnen des Volumens der Zelllebensfähigkeit Reagenz (zB Presto) als 10% ige Konzentration des gesamten Muldenvolumens. Füge diese Volumen Zellviabilität in jede Vertiefung. Hinweis: Bei einer vorhandenen Medienvolumen von 140 &amp; mgr; l in einer gut wird ein Volumen von 15,6 &amp; mgr; erforderlich, um eine Konzentration von 10% des Gesamt auch geben. Dieser wird berechnet durchAufteilung des vorhandenen Medienvolumen von 9 (140 ul / 9 = 15,6 ul). </li><li> Die Platte mit der Lebensfähigkeit der Zellen Reagenz jeweils für 6 h bei 37 ° C zugegeben und vor Licht geschützt. </li><li> Die Platte wird in einem Mikroplattenleser und lesen Sie das Fluoreszenzsignal bei 560 nm und 590 nm Anregungs- und Emissionswellenlängen auf. </li><li> Die prozentuale Lebensfähigkeit von Zellen in Sphäroiden durch Normalisierung der Fluoreszenzsignal von behandelten Vertiefungen zu der Kontrollvertiefungen nach der Mittelung der Werte aus den gleichen Behandlungsbedingungen. </li></ol>

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Mater. 22, 2628-2631 (2010).</li><li>Tavana, H., Mosadegh, B., Zamankhan, P., Grotberg, J. B., Takayama, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microprinted+feeder+cells+guide+embryonic+stem+cell+fate.">Microprinted feeder cells guide embryonic stem cell fate.</a> Biotechnol. Bioeng. 108, 2509-2516 (2011).</li><li>Kalluri, R., Zeisberg, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Nat Rev Cancer. 6, 392-401 (2006).</li><li>Olsen, C. J., Moreira, J., Lukanidin, E. M., Ambartsumian, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+mammary+fibroblasts+stimulate+invasion+of+breast+cancer+cells+in+a+three-dimensional+culture+and+increase+stroma+development+in+mouse+xenografts.">Human mammary fibroblasts stimulate invasion of breast cancer cells in a three-dimensional culture and increase stroma development in mouse xenografts.</a> BMC Cancer. 10, 444 (2010).</li><li>Ozdemir, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+carcinoma-associated+fibroblasts+and+fibrosis+induces+immunosuppression+and+accelerates+pancreas+cancer+with+reduced+survival.">Depletion of carcinoma-associated fibroblasts and fibrosis induces immunosuppression and accelerates pancreas cancer with reduced survival.</a> Cancer Cell. 25, 719-734 (2014).</li><li>Hsiao, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+system+for+formation+of+PC-3+prostate+cancer+co-culture+spheroids.">Microfluidic system for formation of PC-3 prostate cancer co-culture spheroids.</a> Biomaterials. 30, 3020-3027 (2009).</li><li>Friedrich, J., Seidel, C., Ebner, R., Kunz-Schughart, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spheroid-based+drug+screen:+considerations+and+practical+approach.">Spheroid-based drug screen: considerations and practical approach.</a> Nat. Protoc. 4, 309-324 (2009).</li><li>Weigelt, B., Bissell, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unraveling+the+microenvironmental+influences+on+the+normal+mammary+gland+and+breast+cancer.">Unraveling the microenvironmental influences on the normal mammary gland and breast cancer.</a> Semin. Cancer Biol. 18, 311-321 (2008).</li><li>Mueller, M. M., Fusenig, N. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Friends+or+foes+-+bipolar+effects+of+the+tumour+stroma+in+cancer.">Friends or foes - bipolar effects of the tumour stroma in cancer.</a> Nature Reviews Cance. 4, 839-849 (2004).</li><li>Bissell, M. J., Radisky, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Putting+tumours+in+context.">Putting tumours in context.</a> Nat. Rev. Cancer. 1, 46-54 (2001).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Sphäroide ein realistisches Modell, besser zu verstehen Tumorphysiologie und Wirksamkeit von Medikamenten und bieten ein nützliches Werkzeug für Anti-Krebs-Medikamentenentwicklung. Solche Anwendungen würden in hohem Maße von einfachen Techniken Sphäroid Erstellung und Pflege, die nur Standardlaborgeräte, Liquid Handling-Tools und Siebanlagen benötigen profitieren. Die Verwendung eines wässrigen Zwei-Phasen-System spontan Aggregatkrebszellen innerhalb der Tropfenphase ermöglicht die effiziente Produktion und Wa...

Tests auf Zellbasis ein wichtiges Instrument für die Entwicklung und Entdeckung neuer Antikrebsmittel. 1,2 Historisch Schichtkulturen von Krebszellen verwendet worden, um die Wirksamkeit von Testverbindungen gegen bestimmte Typen von Krebszellen zu untersuchen. Die Wartungsfreundlichkeit der Monolayer-Kulturen in Standardkulturplatten, die Kompatibilität der Standardplatten mit handelsüblichen Roboter-Tools für die Zugabe von Reagenzien und mit Screening-Geräte für nachgeschaltete Analyse der zellulären Reaktionen auf chemische Verbindungen sind die wichtigsten Vorteile, die 2D-Kulturen ein attraktives Werkzeug machen für Drogentests. 3 Leider Monolayer-Zellassays häufig nicht die Wirksamkeit der Verbindungen in vivo vorherzusagen, so dass der Arzneimittelentwicklung und Entdeckung eine sehr kostspieliges Verfahren. 4,5 Trotz erheblicher Investitionen und Anstrengungen von Pharmaunternehmen und akademischen Einheiten nur ~ 1% von Anti-Krebs-Medikamente in klinischen Studien genehmigtvon der FDA in den letzten zwei Jahrzehnten. 6 Ungleichheit zwischen 2D Kulturen und der komplexen 3D-Umgebung von Krebszellen in vivo ist ein Hauptnachteil der Monolayer-Kultur-Systeme. 7 daher Screening von Kandidatenverbindungen gegen Tumorzellen in einer Umgebung, die mehr ähnelt die 3D-Tumorumgebung kann die Entwicklung neuer Chemotherapeutika beschleunigen. 8 Krebszell Sphäroide ein den entsprechenden 3D Tumormodell in vitro. 9,10 Sphäroide kompakte Cluster, die durch spontane oder induzierte Anordnung von Krebszellen auf nicht-adhärenten Oberflächen oder in Suspension unter Verwendung von Techniken wie Rotationskolben, Flüssigkeitslagerung, mikrofabrizierten mikro bilden . auch Arrays, Mikrofluidik und hängenden Tropfen 11-16 Spheroids nachahmen Merkmale von soliden Tumoren wie Geometrie und begrenzte Transport von Sauerstoff, Nährstoffen und Wirkstoffen für Arzneimittel in der zentralen Zone; damit sie enger Medikament Verant regenerierense von soliden Tumoren im Vergleich zu Monolayer-Kulturen. 17-19 Trotz dieser deutlichen Vorteil, Sphäroiden nicht routinemäßig für das Screening von chemischen Verbindungen gegen Krebszellen eingesetzt. Schwierigkeit, einheitliche Größe Sphäroiden in einer Standard-Hochdurchsatz-Einstellung, die mit handelsüblichen Robotertechnik und Screening / Imaging-Tools kompatibel ist behindert Einbeziehung der Sphäroid-Kultur in die Entwicklungspipeline. Obwohl benutzerdefinierte Materialien und Platten wurden vor kurzem im Handel erhältlich sein, um diesem Bedarf zu begegnen, aus Kostengründen abschrecken ihren weit verbreiteten Einsatz. Beide Ansätze erfordern zwei Haupttechniken mit der Fähigkeit zur Herstellung von konsistenten großen Sphäroide in hohem Durchsatz verwendet eine neue Hängetropfen Plattform und mikrofabrizierte Mikrovertiefungen. 13,16,20 jedoch spezielle Platten und Vorrichtungen, die in der Herstellung teuer und unbequem für den Endpoint sind in Kernforschungszentren und der pharmazeutischen Industrie, wo die meisten großen efForts für die Entdeckung von neuen Antikrebsmitteln vorgenommen. Trotz einiger Verbesserungen in der Stabilität der Zellen enthaltende Tropfen mit einem aktuellen Design der hängenden Tropfen Platten wird nur jedes zweite Loch der Platte noch während der Kultur verwendet werden, um die Verbreitung / Zusammenführen von Tropfen zu vermeiden. 16 Diese Versuchsdurchsatz deutlich abnimmt. Drogenabhängigkeit und der Erneuerung ist schwierig, mit manueller oder Roboter Pipettieren und Sphäroiden müssen in eine Standard-Platte für die biochemische Analyse übertragen werden, da diese Platte-Konfiguration ist nur schwer mit der herkömmlichen Screening-Geräte wie Plattenreadern. 21 Mikrobohrungen mittels Softlithographie auch hergestellt eine kontrollierte Größe Sphäroid Produktion. 13,20 Aber Unvereinbarkeit dieser Plattform mit Standard Pipettierwerkzeugen verhindert Behandlung einzelner Kügelchen mit verschiedenen Arzneimittelverbindungen / Konzentrationen, was allen Kügelchen nach einer einzigen Behandlung Zustand. Somit ist dieses Verfahren nicht für HochfallsDurchsatz Screening von Verbindungen, die eine gleichzeitige Prüfung mehrerer Verbindungen / Konzentration erfordert. Um diese Hindernisse zu überwinden, wurde eine neue Technik für die Hochdurchsatzproduktion von gleichbleibend große Krebszelle Sphäroiden in Standard-96-Well-Platten entwickelt. 22,23 Der Ansatz basiert auf einem polymeren wässrigen Zweiphasensystem (ATPS) mit Polyethylenglykol (basierend PEG) und Dextran (DEX) als phasenbildende Polymere. 24 ATPS wurden kürzlich in einer Reihe von neuartigen zellbiologische Anwendungen Zelle Mikrostrukturierung erlauben 25-32 verwendet und die lokalisierte Verabreichung von biologischen Reagenzien auf Zellen, die in wässrigen Medien sehr worden. Um ein Formular Sphäroid, sind Krebszellen mit der wässrigen Phase DEX und Untermikroliter-Tropfen der erhaltenen Suspension gemischt wird in eine Vertiefung, die die Eintauchphase wässrige PEG-Lösung pipettiert. Der Tropfen bleibt mischbaren dem Eintauchphase und beschränkt Zellen zur Bildung eines Sphäroids erleichtern. Koboldortantly stellt die stark wässrigen Eintauchphase Nährstoffe zu den Zellen des Sphäroids und das bekannte Problem der Medien Verdampfen gemeinsam zu anderen Assays, die Veränderungen in der Medien Osmolalität und Schwankungen der Wirkstoffkonzentrationen verursacht minimiert. Diese Technik ermöglicht die Produktion Sphäroid und medikamentöse Behandlung nur mit im Handel erhältlichen Reagenzien und Pipettierwerkzeugen in Standard-96-Well-Platten. Wichtig ist, dass Analyse der zellulären Reaktionen von Sphäroiden in der gleichen Platte mit Standard-biochemische Tests und Plattenlesegeräte durchgeführt. Die Leichtigkeit der Arbeit mit ATPS und Anpassungsfähigkeit der Ansatz zur Roboter Liquid Handling ermöglicht Hochdurchsatz-Generation sowohl Monokultur und Co-Kultur Sphäroide eine einfache Labortechnik. Dieser neue Ansatz wird ein wichtiger Schritt in Richtung Integration der Krebszelle Sphäroiden in der Arzneimittelentwicklung und Discovery-Prozesse mit verbesserter Testdurchsatz und Wirtschaftlichkeit (zunehmende Zahl von getesteten Verbindungen und redu seinced Reagenzienverbrauch) und Effizienz (Verringerung der Hands-on-Zeit). Ein detailliertes Protokoll für Roboter Herstellung von Krebszell Sphäroide in 96-Well-Platten unter Verwendung des ATPS Ansatz wird nachstehend beschrieben. Zusätzlich werden Details der medikamentösen Behandlung der resultierenden Kügelchen und nachgeschaltete Analyse der zellulären Reaktionen unter Verwendung eines kommerziellen biochemischen Test dargestellt.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Reagents and Consumables</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene glycol, Mw: 35,000</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>94646</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dextran, Mw: 500,000</td>
			<td>Pharmacosmos</td>
			<td>5510 0500 9007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium (DMEM)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D6429</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>12306C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutamine</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>35050-061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15240-062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clacein AM</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>C3100MP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>33342</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cisplatin</td>
			<td>Spectrum Chemicals</td>
			<td>15663-27-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrestoBlue</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A-13261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pluronic F-108</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>542342</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Tips (10 &#181;l)</td>
			<td>Fluotics</td>
			<td>C-P10V11.ST</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Tips (70 &#181;l)</td>
			<td>Fluotics</td>
			<td>C-P70V11.ST</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round-bottom 96-well plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>7007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid Handler</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>SRT Bravo</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplate Reader</td>
			<td>Biotek Instruments</td>
			<td>Synergy H1M</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

robotic production of cancer cell spheroids with an aqueous two-phase system for drug testing

Cancer cell spheroids present a relevant in vitro model of avascular tumors for anti-cancer drug testing applications. A detailed protocol for producing both mono-culture and co-culture spheroids in a high throughput 96-well plate format is described in this work. This approach utilizes an aqueous two-phase system to confine cells into a drop of the denser aqueous phase immersed within the second aqueous phase. The drop rests on the well surface and keeps cells in close proximity to form a single spheroid. This technology has been adapted to a robotic liquid handler to produce size-controlled spheroids and expedite the process of spheroid production for compound screening applications. Spheroids treated with a clinically-used drug show reduced cell viability with increase in the drug dose. The use of a standard micro-well plate for spheroid generation makes it straightforward to analyze viability of cancer cells of drug-treated spheroids with a micro-plate reader. This technology is straightforward to implement both robotically and with other liquid handling tools such as manual pipettes.

Der Arbeitsplatz des Roboter Liquid Handler ist in Abbildung 1 dargestellt. Die Pipettierkopf und alle in der Roboter-Druck von Sphäroiden in Abschnitt 4.6 verwendet Stationen sind beschriftet. Das Bild zeigt die Verwendung von zwei verschiedenen Stationen für Tipp-Boxen (eine Reihe von Tipps für das Mischen und den zweiten Satz zum Ansaugen / Abgeben von Zellsuspension-wässrigen DEX Phasengemisch). Die gesamte Einrichtung ist in einem Standard-biologischen Sicherheitswerkbank, um die Sterilität zu...

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Robotic Production of Cancer Cell Spheroids with an Aqueous Two-phase System for Drug Testing

A protocol for robotic printing of cancer cell spheroids in a high throughput 96-well plate format using an aqueous two-phase system is presented.

Roboter-Produktion von Cancer Cell Sphäroide mit einer wässrigen Zwei-Phasen-System für Drug Testing

Cancer cell spheroids present a relevant in vitro model of avascular tumors for anti-cancer drug testing applications. A detailed protocol for producing ...

robotic-production-cancer-cell-spheroids-with-an-aqueous-two-phase

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.9K Aufrufe.  The University of Akron. A protocol for robotic printing of cancer cell spheroids in a high throughput 96-well plate format using an aqueous two-phase system is presented.

Serie: Robotic Production of Cancer Cell Spheroids with an Aqueous Two-phase System for Drug Testing

Cell Co-culture Patterning Using Aqueous Two-phase Systems

Cell patterning technologies that are fast, easy to use and affordable will be required for the future development of high throughput cell assays, platforms for studying cell-cell interactions and tissue engineered systems. This detailed protocol describes a method for generating co-cultures of cells using biocompatible solutions of dextran (DEX) and polyethylene glycol (PEG) that phase-separate when combined above threshold concentrations. Cells can be patterned in a variety of configurations using this method. Cell exclusion patterning can be performed by printing droplets of DEX on a substrate and covering them with a solution of PEG containing cells. The interfacial tension formed between the two polymer solutions causes cells to fall around the outside of the DEX droplet and form a circular clearing that can be used for migration assays. Cell islands can be patterned by dispensing a cell-rich DEX phase into a PEG solution or by covering the DEX droplet with a solution of PEG. Co-cultures can be formed directly by combining cell exclusion with DEX island patterning. These methods are compatible with a variety of liquid handling approaches, including manual micropipetting, and can be used with virtually any adherent cell type.

Aqueous two-phase systems were used to simultaneously pattern multiple populations of cells. This fast and easy method for cell patterning takes advantage of the phase separation of aqueous solutions of dextran and polyethylene glycol and the interfacial tension that exists between the two polymer solutions.

Zelle Co-Kultur Strukturierung mit wässrigen Zwei-Phasen-Systeme

Cell patterning  technologies that are fast, easy to use and affordable will be required for the  future development of high throughput cell assays, ...

Forschung

Biotechnik

Robotic Mirror Therapy System for Functional Recovery of Hemiplegic Arms

Mirror therapy has been performed as effective occupational therapy in a clinical setting for functional recovery of a hemiplegic arm after stroke. It is conducted by eliciting an illusion through use of a mirror as if the hemiplegic arm is moving in real-time while moving the healthy arm. It can facilitate brain neuroplasticity through activation of the sensorimotor cortex. However, conventional mirror therapy has a critical limitation in that the hemiplegic arm is not actually moving. Thus, we developed a real-time 2-axis mirror robot system as a simple add-on module for conventional mirror therapy using a closed feedback mechanism, which enables real-time movement of the hemiplegic arm. We used 3 Attitude and Heading Reference System sensors, 2 brushless DC motors for elbow and wrist joints, and exoskeletal frames. In a feasibility study on 6 healthy subjects, robotic mirror therapy was safe and feasible. We further selected tasks useful for activities of daily living training through feedback from rehabilitation doctors. A chronic stroke patient showed improvement in the Fugl-Meyer assessment scale and elbow flexor spasticity after a 2-week application of the mirror robot system. Robotic mirror therapy may enhance proprioceptive input to the sensory cortex, which is considered to be important in neuroplasticity and functional recovery of hemiplegic arms. The mirror robot system presented herein can be easily developed and utilized effectively to advance occupational therapy.

We developed a real-time mirror robot system for functional recovery of hemiplegic arms using automatic control technology, conducted a clinical study on healthy subjects, and determined tasks through feedback from rehabilitation doctors. This simple mirror robot can be applied effectively to occupational therapy in stroke patients with a hemiplegic arm.

Roboter-Spiegel-Therapiesystem für die funktionelle Erholung von Hemiplegischen Arme

Mirror therapy has been performed as effective occupational therapy in a clinical setting for functional recovery of a hemiplegic arm after stroke. It is ...

Fabrication and Validation of an Organ-on-chip System with Integrated Electrodes to Directly Quantify Transendothelial Electrical Resistance

Organs-on-chips, in vitro models involving the culture of (human) tissues inside microfluidic devices, are rapidly emerging and promise to provide useful research tools for studying human health and disease. To characterize the barrier function of cell layers cultured inside organ-on-chip devices, often transendothelial or transepithelial electrical resistance (TEER) is measured. To this end, electrodes are usually integrated into the chip by micromachining methods to provide more stable measurements than is achieved with manual insertion of electrodes into the inlets of the chip. However, these electrodes frequently hamper visual inspection of the studied cell layer or require expensive cleanroom processes for fabrication. To overcome these limitations, the device described here contains four easily integrated electrodes that are placed and fixed outside of the culture area, making visual inspection possible. Using these four electrodes the resistance of six measurement paths can be quantified, from which the TEER can be directly isolated, independent of the resistance of culture medium-filled microchannels. The blood-brain barrier was replicated in this device and its TEER was monitored to show the device applicability. This chip, the integrated electrodes and the TEER determination method are generally applicable in organs-on-chips, both to mimic other organs or to be incorporated into existing organ-on-chip systems.

This publication describes the fabrication of an organ-on-chip device with integrated electrodes for direct quantification of transendothelial electrical resistance (TEER). For validation, the blood-brain barrier was mimicked inside this microfluidic device and its barrier function was monitored. The presented methods for electrode integration and direct TEER quantification are generally applicable.

Herstellung und Validierung von einer Orgel-on-Chip-System mit integrierten Elektroden, direkt Transendothelial elektrischen Widerstand zu quantifizieren

Organs-on-chips, in vitro models involving the culture of (human) tissues inside microfluidic devices, are rapidly emerging and promise to provide useful ...

Repressing Gene Transcription by Redirecting Cellular Machinery with Chemical Epigenetic Modifiers

Regulation of chromatin compaction is an important process that governs gene expression in higher eukaryotes. Although chromatin compaction and gene expression regulation are commonly disrupted in many diseases, a locus-specific, endogenous, and reversible method to study and control these mechanisms of action has been lacking. To address this issue, we have developed and characterized novel gene-regulating bifunctional molecules. One component of the bifunctional molecule binds to a DNA-protein anchor so that it will be recruited to an allele-specific locus. The other component engages endogenous cellular chromatin-modifying machinery, recruiting these proteins to a gene of interest. These small molecules, called chemical epigenetic modifiers (CEMs), are capable of controlling gene expression and the chromatin environment in a dose-dependent and reversible manner. Here, we detail a CEM approach and its application to decrease gene expression and histone tail acetylation at a Green Fluorescent Protein (GFP) reporter located at the Oct4 locus in mouse embryonic stem cells (mESCs). We characterize the lead CEM (CEM23) using fluorescent microscopy, flow cytometry, and chromatin immunoprecipitation (ChIP), followed by a quantitative polymerase chain reaction (qPCR). While the power of this system is demonstrated at the Oct4 locus, conceptually, the CEM technology is modular and can be applied in other cell types and at other genomic loci.

Regulation of the chromatin environment is an essential process required for proper gene expression. Here, we describe a method for controlling gene expression through the recruitment of chromatin-modifying machinery in a gene-specific and reversible manner.

Gentranskription durch Umleiten zellulären Maschinerie mit chemischen epigenetische Modifikatoren zu unterdrücken

Regulation of chromatin compaction is an important process that governs gene expression in higher eukaryotes. Although chromatin compaction and gene ...

Use of High-Throughput Automated Microbioreactor System for Production of Model IgG1 in CHO Cells

Automated microscale bioreactors (15 mL) can be a useful tool for cell culture engineers. They facilitate the simultaneous execution of a wide variety of experimental conditions while minimizing potential process variability. Applications of this approach include: clone screening, temperature and pH shifts,&#160;media and supplement optimization. Furthermore, the small reactor volumes are conducive to large Design of Experiments that investigate a wide range of conditions. This allows upstream processes to be significantly optimized before scale-up where experimentation is more limited in scope due to time and economic constraints. Automated microscale bioreactor systems offer various advantages over traditional small scale cell culture units, such as shake flasks or spinner flasks. However, during pilot scale process development&#160;significant care must be taken to ensure that these advantages are realized. When run with care, the system can enable high level automation, can be programmed to run DOE&#39;s with a higher number of variables&#160;and can reduce sampling time when integrated with a nutrient analyzer or cell counter. Integration of the expert-derived heuristics presented here, with current automated microscale bioreactor experiments can minimize common pitfalls that hinder meaningful results. In the extreme, failure to adhere to the principles laid out here can lead to equipment damage that requires expensive repairs. Furthermore, the microbioreactor systems have small culture volumes&#160;making characterization of cell culture conditions difficult. The number and amount of samples taken in-process in batch mode culture is limited as operating volumes cannot fall below 10 mL. This method will discuss the benefits and drawbacks of microscale bioreactor systems.

A detailed protocol for the concurrent operation of 48 parallel cell cultures under varied conditions in a microbioreactor system is presented. Cell culture process, harvest and subsequent antibody titer analysis are described.

Einsatz von Hochdurchsatz-automatisierte Microbioreactor-System für die Produktion des Modells IgG1 in CHO-Zellen

Automated microscale bioreactors (15 mL) can be a useful tool for cell culture engineers. They facilitate the simultaneous execution of a wide variety of ...

Purification and Analytics of a Monoclonal Antibody from Chinese Hamster Ovary Cells Using an Automated Microbioreactor System

Monoclonal antibodies (mAbs) are one of the most popular and well-characterized biological products manufactured today. Most commonly produced using Chinese hamster ovary (CHO) cells, culture and process conditions must be optimized to maximize antibody titers and achieve target quality profiles. Typically, this optimization uses automated microscale bioreactors (15 mL) to screen multiple process conditions in parallel. Optimization criteria include culture performance and the critical quality attributes (CQAs) of the monoclonal antibody (mAb) product, which may impact its efficacy and safety. Culture performance metrics include cell growth and nutrient consumption, while the CQAs include the mAb's N-glycosylation and aggregation profiles, charge variants, and molecular weight. This detailed protocol describes how to purify and subsequently analyze HCCF samples produced by an automated microbioreactor system to gain valuable performance metrics and outputs. First, an automated protein A fast protein liquid chromatography (FPLC) method is used to purify the mAb from harvested cell culture samples. Once concentrated, the glycan profiles are analyzed by mass spectrometry using a specific platform (refer to the Table of Materials). Antibody molecular weights and aggregation profiles are determined using size exclusion chromatography-multiple angle light scattering (SEC-MALS), while charge variants are analyzed using microchip capillary zone electrophoresis (mCZE). In addition to the culture performance metrics captured during the bioreactor process (i.e., culture viability, cell counts, and common metabolites including glutamine, glucose, lactate, and ammonia), spent media is analyzed to identify limiting nutrients to improve the feeding strategies and overall process design. Therefore, a detailed protocol for the absolute quantification of amino acids by liquid chromatography-mass spectrometry (LC-MS) of spent media is also described. The methods used in this protocol take advantage of high-throughput platforms that are compatible for large numbers of small-volume samples.

A detailed protocol for the purification and subsequent analysis of a monoclonal antibody from harvested cell culture fluid (HCCF) of automated microbioreactors has been described. Use of analytics to determine critical quality attributes (CQAs) and maximizing limited sample volume to extract vital information is also presented.

Reinigung und Analyse eines monoklonalen Antikörpers aus chinesischen Hamster-Ovarialzellen mit einem automatisierten Mikrobioreaktorsystem

Monoclonal antibodies (mAbs) are one of the most popular and well-characterized biological products manufactured today. Most commonly produced using ...

Primary Clarification of CHO Harvested Cell Culture Fluid using an Acoustic Separator

Primary clarification is an essential step in a biomanufacturing process for the initial removal of cells from therapeutic products within the harvested cell culture fluid. While traditional methods like centrifugation or filtration are widely implemented for cell removal, the equipment for these processes have large footprints and operation can involve contamination risks and filter fouling. Additionally, traditional methods may not be ideal for continuous bioprocessing schemes for primary clarification. Thus, an alternate application using acoustic (sound) waves was investigated to continuously separate cells from the cell culture fluid. Presented in this study is a detailed protocol for using a bench-scale acoustic wave separator (AWS) for the primary separation of culture fluid containing a monoclonal IgG1 antibody from a CHO cell bioreactor harvest. Representative data are presented from the AWS and demonstrate how to achieve effective cell clarification and product recovery. Finally, potential applications for AWS in continuous bioprocessing are discussed. Overall, this study provides a practical and general protocol for the implementation of AWS in primary clarification for CHO cell cultures and further describes its application potential in continuous bioprocessing.

Presented here is a protocol for the primary clarification of CHO cell culture using an acoustic separator. This protocol can be used for the primary clarification of shake flask cultures or bioreactor harvests and has the potential application for continuous clarification of the cell bleed material during perfusion bioreactor operations.

Primärklärung der CHO geernteten Zellkulturflüssigkeit mittels eines akustischen Separators

Primary clarification is an essential step in a biomanufacturing process for the initial removal of cells from therapeutic products within the harvested ...

Large-Scale, Automated Production of Adipose-Derived Stem Cell Spheroids for 3D Bioprinting

Adipose-derived stromal/stem cells (ASCs) are a subpopulation of cells found in the stromal vascular fraction of human subcutaneous adipose tissue recognized as a classical source of mesenchymal stromal/stem cells. Many studies have been published with ASCs for scaffold-based tissue engineering approaches, which mainly explored the behavior of these cells after their seeding on bioactive scaffolds. However, scaffold-free approaches are emerging to engineer tissues in vitro and in vivo, mainly by using spheroids, to overcome the limitations of scaffold-based approaches.
Spheroids are 3D microtissues formed by the self-assembly process. They can better mimic the architecture and microenvironment of native tissues, mainly due to the magnification of cell-to-cell and cell-to-extracellular matrix interactions. Recently, spheroids are mainly being explored as disease models, drug screening studies, and building blocks for 3D bioprinting. However, for 3D bioprinting approaches, numerous spheroids, homogeneous in size and shape, are necessary to biofabricate complex tissue and organ models. In addition, when spheroids are produced automatically, there is little chance for microbiological contamination, increasing the reproducibility of the method.
The large-scale production of spheroids is considered the first mandatory step for developing a biofabrication line, which continues in the 3D bioprinting process and finishes in the full maturation of the tissue construct in bioreactors. However, the number of studies that explored the large-scale ASC spheroid production are still scarce, together with the number of studies that used ASC spheroids as building blocks for 3D bioprinting. Therefore, this article aims to show the large-scale production of ASC spheroids using a non-adhesive micromolded hydrogel technique spreading ASC spheroids as building blocks for 3D bioprinting approaches.

Here, we describe the large-scale production of adipose-derived stromal/stem cell (ASC) spheroids using an automated pipetting system to seed the cell suspension, thus ensuring homogeneity of spheroid size and shape. These ASC spheroids can be used as building blocks for 3D bioprinting approaches.

Großflächige, automatisierte Produktion von aus Fett gewonnenen Stammzellsphäroiden für den 3D-Bioprinting

Adipose-derived stromal/stem cells (ASCs) are a subpopulation of cells found in the stromal vascular fraction of human subcutaneous adipose tissue ...

Skalierbare Erzeugung von einheitlichen Zell-Sphäroiden mit Hilfe eines 3D-Akustik-Montagegeräts

Three-Dimensional Acoustic Assembly Device for Mass Manufacturing of Cell Spheroids

Cell spheroids are promising three-dimensional (3D) models that have gained wide applications in many biological fields. This protocol presents a method for manufacturing high-quality and high-throughput cell spheroids using a 3D acoustic assembly device through maneuverable procedures. The acoustic assembly device consists of three lead zirconate titanate (PZT) transducers, each arranged in the X/Y/Z plane of a square polymethyl methacrylate (PMMA) chamber. This configuration enables the generation of a 3D dot-array pattern of levitated acoustic nodes (LANs) when three signals are applied. As a result, cells in the gelatin methacryloyl (GelMA) solution can be driven to the LANs, forming uniform cell aggregates in three dimensions. The GelMA solution is then UV-photocured and crosslinked to serve as a scaffold that supports the growth of cell aggregates. Finally, masses of matured spheroids are obtained and retrieved by subsequently dissolving the GelMA scaffolds under mild conditions. The proposed new 3D acoustic cell assembly device will enable the scale-up fabrication of cell spheroids, and even organoids, offering great potential technology in the biological field.

Autor im Rampenlicht: Entwicklung einer gerüstfreien akustischen Assemblierungsmethode für hochwertige 3D-Zell-Sphäroid-Kulturen 

Cell spheroids have been considered one potential model in the field of biological applications. This article describes protocols for scalably generating cell spheroids using a 3D acoustic assembly device, which provides an efficient method for the robust and rapid fabrication of uniform cell spheroids.

Dreidimensionales akustisches Montagegerät für die Massenfertigung von Zellsphäroiden

Cell spheroids are promising three-dimensional (3D) models that have gained wide applications in many biological fields. This protocol presents a method ...