Diese Arbeit wurde vom National Institutes of Health Zuschüsse HL44485 und HL28607 unterstützt.

Ethics Statement: Alle Verfahren wurden überprüft und von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt. 1. Vorab Herstellung von Mikropipetten, Einschränkung der Bewegungsfreiheit, und Blockers <ol><li> Ziehen mehreren sauberen Borosilikatglas Kapillarröhrchen Hälfte mit Hilfe eines elektronischen Abzieher so eingestellt, daß, wenn er gezogen wird, ist der gestreckte Abschnitt des Rohrs etwa 1 cm in der Länge und die beiden Hälften sind etwas symmetrisch. Stellen Sie sicher, dass die Verjüngung steht im Einklang mit den Abmessungen in Abbildung 1. Verwenden Sie beide Hälften für Mikropipetten, Verzögerer und Blocker. <ol><li> Bevel die Mikropipetten mit einem luftbetriebenen Schleifscheibe 30 mit 0,5 &amp; mgr; m-Schleifpapier mit Wasser gebadet. Den Winkel der Mikropipette Halter, so daß es etwa 30 Grad von der Horizontalen. </li><li> Gründlich reinigen und abtrocknen die Mikropipetten mit Hilfe Absaugen, um saubere Aceton durch die Spitze und bis der Welle ziehen. Überprüfen Sie die Mikropipetten (1A) mit einem kleinen aufrechten Mikroskop mit 4 × und 40 × Ziele mit einer Krokodilklemme Mikropipette Halter und einem Okular-Strich ausgestattet. </li><li> Wählen Mikropipetten mit Spitzenöffnung etwa 50 &amp; mgr; m lang mit einer Fase, deren Länge / Breite-Verhältnis zwischen 3,1 und 3,5 und mit einem stark verjüngenden Punkt, dringen in die harte Kollagenfasern im Mesenterium hilft. </li><li> Speichern 15-20 Mikropipetten aus leicht unterschiedlicher Größe in einer staubfreien Feld. </li></ol></li><li> Machen Verzögerer mit gezogen Kapillaren in Schritt 1.1) hergestellt. Halten Sie eine gezogen Glaskapillarrohr kurz in der Nähe einer Mikroflamme, um ein stumpfes Ende (1B) zu bilden. Bewahren Sie mehrere in einer staubfreien Feld. </li><li> Machen microoccluders Verwendung gezogen Kapillaren in Schritt 1.1) hergestellt. Halten Sie eine gezogen Kapillare unter einem Mikroflamme und vorsichtig biegen (unter Verwendung eines Schlauchadapter, z. B. 23G) die feine Spitze (ca. 4 mm von der Spitze), um einen Winkel von fast 120 Grad, um die Welle zu machen ( <strong&gt; 1C). Machen Sie und speichern Sie mehrere. </li></ol> 2. Vorbereitung der Tiere und Chirurgie <ol><li> Anästhesiert männliche (350-450 g) oder weiblichen Sprague-Dawley-Ratten (200-300 g) mit Natriumpentobarbital (80-100 mg / kg, Sigma-Aldrich, P3761) subkutan injiziert; Schutz des Mesenteriums indem keine intraperitoneale Injektion. </li><li> Gesamten chirurgischen Verfahren und experimentelle Protokolle, Aufrechterhaltung einer Narkose durch zusätzliche Injektionen (30 mg / kg) nach Bedarf. Bestimmen Sie Narkosetiefe durch toe Prise oder Hornhautreflex. Nach Beendigung des experimentellen Verfahrens, euthanize die Ratte über Pentobarbitalüberdosis oder intrakardiale Injektion von gesättigtem Kaliumchlorid unter Anästhesie. </li></ol> 3. Bereiten Solutions und Erythrozyten zur Verwendung als Durchfluss Markers <ol><li> Vorbereitung Säugerringerlösung für Superfusat und Steuerungs Perfusatlösung (typischerweise Säuger Ringerlösung, die 10 mg / ml Fettsäurekostenlos Rinderserumalbumin, BSA). <ol><li> Filter Perfusat durch 0,2 &amp; mgr; m-Spritzenfilter, um winzige Partikel, die die Mikropipettenspitze blockieren könnten, zu entfernen; Filter in kleine sauberen Behälter. </li></ol></li><li> Vorbereitung Erythrozyten, indem etwa 0,2 ml Blut aus der Schwanzvene der narkotisierten Ratte in einer 20G-Nadel auf einer kleinen Spritze mit 0,05 ml Heparin (1000 U / ml) und in ein 15 ml Zentrifugenröhrchen mit etwa 14 ml Säugerringerlösung Lösung . <ol><li> Zentrifuge vorsichtig packen roten Zellen (ca. max 200 g für 7 min). Beziehen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die roten Zellen in Ringer-Lösung. </li><li> Nach Zentrifugieren und Entfernen verlassen Stand dreimal die gepackten roten Zellen, die in der Unterseite des Rohres für eine spätere Verwendung. Man beachte, dass diese Vorgehensweise reduziert Blutplättchen in der endgültigen perfusates auf weniger als 0,1% des normalen Niveaus 31. </li></ol></li></ol> 4. Ordnen Sie die Tissue auf dem TierTray <ol><li> Rasieren Sie den Bauch des narkotisierten Ratten von unten Nabel bis Schwertfortsatz. Sicherzustellen, daß die rasierten Bereich erstreckt sich um die rechte Seite (für Ratten auf der rechten Seite angeordnet), so daß das Haar nicht einen Docht zu bilden, um das Superfusat aus dem Gewebe heraus und ziehen. Entfernen Cut Haare mit einem befeuchteten Gaze oder Gewebe. <ol><li> Halten Sie die Haut mit einem stumpfen gezahnten Pinzette und eine Mittellinie Schnitt (2-3 cm lang) durch die Haut mit ein robustes Schere. Mit einem feinen (Iris) Schere machen einen ähnlichen Schnitt durch die Linea alba, die Aufhebung der Bauchwand mit Wellenzange um eine Beschädigung der Darm. </li><li> Mit dem Tier auf seiner Seite auf dem Tier Fach, ziehen Sie vorsichtig den Darm aus der Bauchhöhle mit Wattestäbchen (Holzstab) in Ringer-Lösung und stumpf gezähnten Zange eingeweicht. Ordnen Sie die gut in das Gewebe gut, so dass das Mesenterium wird über die Säule für die Betrachtung durch das Mikroskop die Pflege zu vermeiden, berühren Sie die Gekröse (pote drapiertntially beschädigen Mikrogefäßen) entweder mit einer Pinzette oder Baumwolle. Hinweis: Das Tier Fach (2A) aus Plexiglas gebaut werden und erfordert eine Gewebe gut (ca. 3 mm tief), ein optisch klares Säule (zB poliert Quarz ca. 2 cm Durchmesser und 5 mm hoch.) Und eine wärmende Unterlage so eingestellt, daß das Tier Temperatur aufrechtzuerhalten. Die Dicke der Säule muß der Arbeitsabstand der Objektiv nicht überschreiten. </li></ol></li><li> Die Position des Tieres Tablett auf dem Mikroskoptisch, so dass das Mesenterium durch die Okulare sichtbar ist. </li><li> Positionieren Sie einen der Schwerkraft gespeiste Tropflinie kontinuierlich superfuse das Mesenterium mit Säugetier-Ringer-Lösung bei 35-37 ° C gehalten. Verwenden Gaze-Pads, die gut in Position zu halten, zu helfen, Feuchtigkeit zu speichern und zu saugen überschüssige Ringer-Lösung von der Oberfläche. Stellen Sie die Strömung und saugen Sie den Abfluß, um eine konsistente Superfusat Dicke zu erhalten. </li><li> Identifizieren Sie Ziel venulären Mikrogefäße, die sindunverzweigte Segmenten nachgeschaltet konvergenten Strömungs eine oder zwei Verzweigungen distal wahre Kapillaren. Finden Sie einen unverzweigten Gefäß (idealerweise 600 bis 1000 &amp; mgr; m in der Länge) mit flotten Durchblutung und frei von weißen Blutkörperchen kleben an der Gefäßwand. </li><li> Positionieren Sie den Testmikrogefäß in der Mitte des Mikroskopfeld und bewegen Sie den Verzögerer in die richtige Position in der Nähe der gewählten Kanülierungsstelle. </li></ol> 5. Füllen Mikropipette und Mount in Halter <ol><li> Kurz vor Kanülierung, auszusetzen: die Erythrozyten im Perfusat. Hinzufügen 7 ul gepackter roter Zellen auf 0,5 ml Perfusat in einem sauberen Borosilikat Reagenzglas. Hinweis: Hämatokritwerte von 1-3% können verwendet werden, aber im Einklang Hämatokrit wird, um konsistente Perfusat Konzentrationen von Stoffen aus den roten Blutkörperchen freigesetzt führen. </li><li> Eine 1-ml-Spritze mit einer 23G-Schlauchadapter und PE 50 Schläuchen (5-15 cm Länge). Zeichnen Sie das Perfusat / rot Zellgemisch in die Spritze. Kehren Spritze zu mischen und zu vertreiben alle Luftblasen aus Schlauch undAdapter. Für mehr Effizienz, fit Schlauch an mehreren Spritzen vor dem Beginn des Experiments und halten sie in einer staubfreien Karton oder Plastikbeutel. </li><li> Füllen der Mikropipette durch Vorschieben der Rohrleitung in das große Ende der Mikropipette bis es den sich verjüngenden Bereich anliegt. Tragen Sie eine sanfte kurzer Druck auf den Spritzenkolben, um die Mikropipettenspitze zu füllen. Hinweis: Eine kleine Stream oder Tropfen sollte an der Spitze sichtbar sein, um eine vollständige Füllung nachzuweisen. </li><li> Ziehen Sie den Schlauch unter leichtem Druck auf den Kolben, um den breiteren Teil des Mikropipette Welle zu füllen. Entfernen Sie kleine Blasen in der breiten Welle durch vorsichtiges Schwenken der Mikropipette Welle. Hinweis: Ein ähnliches Verfahren wurde 32 dargestellt. </li><li> Platzieren der Mikropipette in eine Pipettenhalter mit einer Seitenöffnung, die eine kontinuierliche Fluidverbindung mit einem Wassermanometer ermöglicht. Sicherzustellen, dass der Halter, der mit einem hydraulischen Antrieb verwendet werden, um sehr feine Weiterentwicklung der Mikropipette unter Kontrolle gebunden ist, in einem kleinen Winkel (15-25 °)zur Horizontalen, so dass der Rand der Mikropipette Verjüngung nicht traf den Darm oder Fach. </li><li> Montieren Sie den hydraulischen Antrieb auf einer beweglichen Mikromanipulator, der x, y und z-Antrieben muss eine enge Abstimmung mit dem Testgefäß (Abbildung 2) zu ermöglichen. </li><li> Einstellen des hydrostatischen Drucks auf das Fluid in der Mikropipette unter Verwendung einer Spritze oder wassergefüllte Gummiblase, die Höhe der Flüssigkeit in der Wassersäule des Manometers bis ungefähr 40 cmH 2 O oberhalb des Mesenteriums ändern. </li><li> Kanülieren die Mikrogefäß so bald wie möglich nach dem Füllen der Pipette; Erythrozyten setzen sich am Boden der Pipette, so dass nach etwa 40 Minuten sehr wenige Erythrozyten in den Behälter fließen. </li></ol> 6. Microcannulation und mikrovaskuläre Druckmessung <ol><li> Vor der Positionierung des gefüllte Mikropipette unter dem Mikroskop, vorsichtig auf die Rückhalteeinrichtung auf das Gewebe in der Nähe des Mikrogefäß eine ausreichende Kraft zum Greifen des Gewebes. Zeichnen Sie dieRestrainer zurück, das Gewebe in Übereinstimmung mit der Mikrogefäß leicht ausdehnt, so daß die Spannungen in den mesenterialen Kollagenfasern werden mit dem Behälter ausgerichtet ist. <ol><li> Richten Sie die Mikropipette mit dem Behälter und setzen Sie sie in den Blick durch die Okulare. Setzen Sie die Spitze kurz vor dem gewählten Kanülierungsstelle und senken Sie es auf das Gewebe, so dass es teilweise behindert Fluss innerhalb des Gefäßes, aber nicht zu verschließen ist. </li></ol></li><li> Kanülieren das Gefäß durch Antreiben der Pipettenspitze langsam in das Gefäßlumen mit dem hydraulischen Antrieb. Achten Sie darauf, durch die untere Seite des Behälters zu drücken. Hinweis: Da die Mikropipette in die Lumen, das Perfusat schnell wäscht das Blut in den Behälter aus dem Lumen und Perfusat frei fließt in Umlauf distal des Tieres auf die Probe microvessel verdrängen einige der normalen Durchblutung in den nachgeschalteten Behälter. </li><li> Senken Sie den Perfusionsdruck durch Einstellen der Manometer, bis das Blut (wie angegebenvon roten Zellen des Tieres) zurück in den perfundierten Segment gezogen wird; dies bestimmt die ausgeglichene Druck, wo die roten Zellen vorsichtig oszillieren im Gefäßlumen und misst den hydrostatischen Mikrogefäßdruck (P c) an dem distalen Ende des Mikrogefäßsegment. Pflegen Gefäßdurchblutung bei allen Drücken oberhalb dieses Gleichgewicht Druck. </li></ol> 7. Microocclusion und Erhebung von Daten <ol><li> Optionaler Schritt: Vor der Verwendung der Mikro-Okkluder, um den Behälter zu sperren, drücken Sie sie in das Gewebe in einem nicht verwendeten Bereich des Mesenterium weit von jedem Schiff, so dass die Spitze sammelt sich eine feine Polster aus Gewebe, das die Versuchsgefäß während wiederholter Mikro schützt Verschlüsse. </li><li> Setzen Sie den Blocker oberhalb des durchströmten Behälter in der Nähe des unteren Randes des Mikroskops ein. </li><li> Nehmen Sie die folgende mit Video und Audio. <ol><li> Mündlich erfassen die Position des Blocks Website und unteren Bildschirmrand auf der Okular-Strich gesehen. </li><li> Mit der Spitzedes Blockers gerade oberhalb des Mikrogefäß platziert Mit dem Fein z Steuerung des Mikromanipulators sanft absenken Blocker, bis die Strömung im Behälter verschlossen wird. Beachten Sie das Manometer Druck (P c) auf Audio. Bewerben Okklusion in der Regel für 3-10 sec und dann freigeben, die Wiederherstellung frei Perfusion. Bewegen Sie den Block Website bis das Schiff in Richtung auf die Pipettenspitze in 5-10 um Schritte basierend auf Zeit (&gt; 5 min nach dem ersten Block an einem Standort), die Anzahl der Verschlüsse (3-5), um Gefäßwandschäden am Block Website zu verhindern . </li></ol></li></ol> 8. Analyse von Daten und Messung der L p (Wasserdurchlässigkeit) <ol><li> Während der Wiedergabe, bestimmen die Anfangsabstand (ℓ 0) von einer Markierung von roten Blutkörperchen an die Okklusions-Stelle unter Verwendung eines Bildes einer Objektmikrometer und die bekannten Positionen in den Bildern. Bestimmung der Anfangsgeschwindigkeit (dl / dt) des Markers Zelle von ihrer Position in mehreren Rahmen während des 3-10 sec von aufgezeichneten Bildern. AbschreckenMinen das Schiff Radius (r) aus den Bildern während der Okklusion (Abbildung 3) übernommen. </li><li> Berechnen J v / S für jede Okklusion (dl / dt) x (1 / ℓ 0), x (r / 2). Berechnen L p auf einem konstanten Druck (J v / S) dividiert durch den Antriebsdruck (Mikrogefäßdruck - effektive kolloidosmotischen Druck, siehe Diskussion). </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Details von L p Berechnungen. Obwohl transvaskulären Flüssigkeitsbewegung auftritt, während das Schiff frei durchströmt, ist ein solcher Austausch viel zu klein, um im freien Durchblutung gemessen, weil es in der Regel weniger als 0,01% des Schiffes Perfusionsrate werden. Jedoch, wenn die Perfusion transient durch Verschließen der Mikrogefäß, transvaskulär Strom gestoppt (dh Filtration) von der Bewegung des Markers roten Zellen in das Lumen als die Fluidsäule zwischen einem Marker r...

Mikroperfusionskammer im Gefäß gehört der Aufbau gesteuerte Strömung eines künstlichen Perfusat bekannter Zusammensetzung über eine Mikropipette in einem Blutgefäß in der Regel weniger als 40 um im Durchmesser. Die durchströmten Gefäß bleibt innerhalb seiner normalen Gewebeumgebung und ist mit Blut bis das Tier zum Zeitpunkt der Kanülierung perfundiert. Wenn sie in Verbindung mit einer Reihe von Video-Imaging oder fluorometrische Techniken in situ Mikroperfusionskammer verwendet ermöglicht die Messung von Wasser und Stoffströme in den Wänden von Mikrogefäßen unter Bedingungen, wo die treibende Kraft für diese Ströme bekannt sind, und die Durchlässigkeitseigenschaften der Gefäßwand kann direkt ausgewertet. Ferner kann durch Steuern der Zusammensetzung der Flüssigkeit um das Mikrogefäß in dem Gewebe (Perfusat und Superfusat), Regelung der Mikrogefäßdurchlässigkeit und den Austausch kann durch Aktivierung der Endothelzellen Bildung der Mikrogefäßwand, um eine Vielzahl von E ausgesetzt werden untersucht werdenxperimental Bedingungen für präzise gemessen Zeit (Sek hr) (Agonisten, modifizierte Perfusionsbedingungen, Fluoreszenzindikatoren an intrazelluläre Zusammensetzung und Signalisierung zu messen). Zusätzlich können ultra oder cytochemischen Evaluierungen zelluläre Schlüsselmolekülstrukturen Regulieren der Barriere in den gleichen Mikrogefäßen in denen Durchlässigkeit direkt gemessen wird untersucht werden. Der Ansatz bildet dabei eine Brücke zwischen Untersuchung der zellulären und molekularen Mechanismen zu Endothelbarriere Funktion in kultivierten Endothelzellen-Monoschichten und die Untersuchung in intakten Mikrogefäßen zu modifizieren. Auch die folgenden Beiträge zu weiteren Auswertung 1-6. Eine Begrenzung der Mikroperfusionskammer ist, dass sie nur in mikrovaskulären Betten, die dünn, transparent sind und eine ausreichende strukturelle Integrität Kanülierung mit einer Glasmikropipette verwendet werden, ermöglichen. Während frühe Untersuchungen verwendet Frosch Mikrogefäße im Mesenterium und dünne Haut pectoris muscle 7,8, die bei weitem am häufigsten verwendete Zubereitung in Säugermodellen ist die Rattengekröse 9-15. Die meisten Untersuchungen auf akute Veränderungen der Gefäßdurchlässigkeit untersucht über einen Zeitraum von 1-4 Stunden konzentriert, aber neuere Untersuchungen haben Messungen an einzelnen Schiffen nach einer anfänglichen Perfusion 12,16 erweitert 24-72 h. Die neu entwickelte CRISPR-Technologie, die zur Untersuchung der vaskulären Permeabilität Regulierung 17 sollten die in dieser Mitteilung beschriebenen Methoden ermöglichen mehr gentechnisch veränderte Rattenmodellen verfügbar zu machen verspricht, in venulären Mikrogefäßen des Mesenteriums in dieser wichtigen neuen Rattenmodellen angewendet werden. Das Verfahren erfordert eine inverse Mikroskop mit einem speziell angefertigten Mikroskoptisch groß genug ausgestattet, um sowohl den Tier Vorbereitung und mindestens drei Mikromanipulatoren zur Position in der Nähe des Mikrowerk perfundierten Gefäß und einen Perfusion Mikropipette mit dem Behälter auszurichten verwendet haltenLumen. Zum Beispiel eine individuelle Plattform für einen xy Mikroskoptisch (ca. 90 × 60 cm) aus einer 1 cm dicken Stahlplatte mit einem Rostschutzbeschichtung hergestellt werden. Die Phase auf eine Engineering-Indextabelle oder zwei Schwalbenschwanzschlitten rechtwinklig zur Bewegung in der horizontalen Ebene montiert ist und auf Teflonsäulen oder Kugelrollen abgestützt angebracht ist. Eine typische rig (siehe Abbildung 2) hat viel gemeinsam mit dem Mikroskop und Mikropositionierung Ausrüstung für eine Vielzahl von Intravitalmikrozirkulation Experimente, wie sie verwendet werden, um Einzelgefäß Blutfluss und Hämatokrit, lokalen Sauerstoffversorgung von durchbluteten Mikrogefäße, die Regulierung der vaskulären glatten messen Muskeltonus und der örtliche mikrovaskuläre Akkumulation von fluoreszierenden Indikatoren in den gesamten Kreislauf injiziert. 18-26 Die grundlegenden Aspekt der Technik ist die Messung der Volumenstrom (J v) in einer definierten Oberfläche (S) der Mikrogefäßwand. ErreichenDieses über das modifizierte Landis Technik beschrieben eine einfache invertierte Mikroskop ist ausreichend. Eine kleine Videokamera wird auf dem Bild-Port und dem Videosignal angebracht ist, mit einem zusätzlichen Zeitbasis wird auf einem Videomonitor angezeigt und entweder in digitaler Form in einem Computer oder als digitales oder analoges Signal auf einem Videorekorder aufgezeichnet. Sobald die Mikrogefäß kanüliert ist der Teil des Mikrogefäß für die Kamera sichtbar ist, indem die Phase und Manipulatoren als Einheit ohne Unterbrechung der Kanülierung geändert werden. Die Messung der transvaskulären Ströme kann auch mit mehr detaillierte Untersuchungen mit Hilfe eines hoch entwickelten Fluoreszenzmikroskop mit geeigneten Filtern, wie Bohrinseln für die Messung des gelösten Stoffes Durchlässigkeit, Fluoreszenz-Verhältnis Überwachung der zytoplasmatischen Calcium oder anderen zellulären Mechanismen und konfokale Bildgebung 6,12,13 verwendet kombiniert werden, 27. Ein wesentlicher Vorteil aller Mikroperfusionskammer Ansätze ist die Fähigkeit, wiederholte Messungen zu machen, auf dem gleichen Gefäß, Unter kontrollierten Veränderung der Antriebskraft, wie beispielsweise hydrostatischen und onkotischen Drücke oder induzierte Veränderung der Gefäßreaktionen auf Entzündungszuständen. Die häufigste Design ist eine paarweise Vergleich der gemessenen hydraulischen Leitfähigkeit (L p) auf dem gleichen Schiff mit dem Gefäß zunächst über eine Mikropipette mit einer Steuer Perfusat und der Erythrozytensuspension gefüllt perfundiert, um eine Grundlinie Lässigkeit Zustand mit einem zweiten Pipette zu etablieren, dann mit dem Testmittel zugesetzt, um dem Perfusat. Mehrere Kanülierungen sind mit dem Zyklus nach der Reperfusion mit dem Steuerpipetten wiederholt möglich. Dieses Protokoll zeigt die Kanülen sowie Mikroperfusionskammer eines venulären Gefäß Rattengekröse Wasserflüsse über die Mikrogefäßwand erfassen und messen die L p der Gefäßwand, ein nützlicher Index der Permeabilität des gemeinsamen Syntheseweges für Wasser und gelösten Stoffen durch die intakte endothelialen Barriere. Das Verfahren wird als modifiziert Landis technique, weil die ursprüngliche Landis Prinzip der Verwendung die Relativbewegung der roten Zellen als Maß für die transvaskuläre Flüssigkeitsaustausch nach Perfusion blockiert wird beibehalten 28, aber die Auswahl der Versuchsbedingungen (beispielsweise die hydrostatische und Albumin onkotischen Druckdifferenzen über die Mikrogefäßwand) nach Mikroperfusion verfügbar ist weit größer als in uncannulated blutet Mikrogefäßen 8,29.

<table><tbody><tr><td>MICROSCOPE, TABLE AND STAGE</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>inverted microscope (metallurgical type) with trinocular head for video: example</td><td>Olympus</td><td>CK-40</td><td>try to place eyepieces higher relative to stage--you have to look through eyepieces while reaching around to top of stage over intervening micromanipulators</td></tr><tr><td>inverted microscope (metallurgical type) with trinocular head for video: example</td><td>Leica</td><td>DMIL</td><td>try to place eyepieces higher relative to stage--you have to look through eyepieces while reaching around to top of stage over intervening micromanipulators</td></tr><tr><td>narrow diameter, long working distance objective: example</td><td>Nikon</td><td>Nikon E Plan 10&amp;times;/0.25 LWD</td><td></td></tr><tr><td>stage platform--1/2 inch or 1 cm sheet steel</td><td>welding shop</td><td></td><td>this should be heavy to reduce vibration</td></tr><tr><td>Unislide x-y table: dove tail slides</td><td>Velmex</td><td>AXY4006W1</td><td></td></tr><tr><td>VIDEO</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CCD video camera: example</td><td>Pulnix</td><td>TM-7CN (no longer available)</td><td>no color needed</td></tr><tr><td>video capture system with audio--generic</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>video playback system (completely still frame, single frame motion)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>small microphone</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>MICROMANIPULATORS, HOLDERS</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>micromanipulator, XYZ (3)</td><td>Prior/Stoelting (no longer available)</td><td></td><td>look for fine Z, and larger range of travel in coarse drives for ease of positioning</td></tr><tr><td>hydraulic probe drive, one way</td><td>FHC</td><td>50-12-1C</td><td>need to buy either manual drive or electronic drive</td></tr><tr><td>manual drum drive&amp;nbsp;</td><td>FHC</td><td>50-12-9-02</td><td></td></tr><tr><td>or hydraulic drive, 3 way</td><td>Siskiyou Corporation</td><td>MX610 (1-way) or MX630 (3-way)</td><td>great for short arms, water filled and must be sent back for refill ~every 2 years</td></tr><tr><td>connectors/rods/holders</td><td>Siskiyou Corporation</td><td>MXC-2.5, MXB etc.</td><td></td></tr><tr><td>pin vise</td><td>Starrett</td><td>162C</td><td>to hold restrainer</td></tr><tr><td>pipette holder</td><td>World Prescision Instruments</td><td>MPH3</td><td></td></tr><tr><td>water manometer ~120 cm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>MICROSCOPE TRAY</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>clear Plexiglas for microscope tray for animal</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3/4 inch polished quartz disc ~1/4 inch tall</td><td>Quartz Scientific Inc.</td><td>custom</td><td>&amp;nbsp;(or polished plexiglass, glass); make sure the height is less than working distance of objective</td></tr><tr><td>Plexiglas glue (Weld-on 4: CAUTION CARCINOGEN)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>medical adhesive for tissue well</td><td>NuSil</td><td>MED-1037</td><td></td></tr><tr><td>All-purpose silicone rubber heat mat, 5&quot; L x 2&quot; W</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-03125-20</td><td>heater for microscope tray--needs cord and controller--240V version available</td></tr><tr><td>Power Cord Adapter for Kapton Heaters and Kits, 6 ft, 120 VAC</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-03122-75</td><td></td></tr><tr><td>STACO 3PN1010B Variable-Voltage Controller, 10 A; 120 V In, 0-140 V Out</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-01575-00</td><td></td></tr><tr><td>PIPET MANUFACTURE</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>vertical pipette puller</td><td>Sutter Instrument Company</td><td>P-30 with nichrome filament</td><td></td></tr><tr><td>1.5 mm OD thin wall capillary tubing</td><td>Sutter Instrument Company</td><td>B150-110-10</td><td></td></tr><tr><td>pipette grinder air stone and dissection microscope--see reference in text</td><td></td><td></td><td>or purchase a package from Sutter Instruments or World Precision Instruments</td></tr><tr><td>RX Honing Machine, System II</td><td>RX Honing Machine Corporation</td><td>MAC-10700 Rx System II Machine</td><td>alternative for air stone, use with a dissecting microscope mounted at an angle</td></tr><tr><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp; with ceramic sharpening disc</td><td>RX Honing Machine Corporation</td><td></td><td>use &quot;as is&quot; or attach lapping film</td></tr><tr><td>lapping film sheets, 0.3 or 0.5 um</td><td>3M</td><td>part no. 051144 80827</td><td>268X Imperial lapping film sheets with adhesive back--can be purchased from Amazon</td></tr></tbody></table>

microperfusion technique to investigate regulation of microvessel permeability in rat mesentery

Versuche, um die Durchlässigkeitseigenschaften individuell perfundiert microvessels messen eine Brücke zwischen Untersuchung der molekularen und zellulären Mechanismen, die die vaskuläre Permeabilität in kultivierten Endothelzellen-Monoschichten und den Funktionsaustauscheigenschaften von Voll mikrovaskulärer Betten. Ein Verfahren, um kanülieren und perfundieren venulären Mikrogefäßen des Rattengekröse und messen die hydraulische Leitfähigkeit des Mikrogefäßwand beschrieben. Die wichtigsten Geräte benötigt umfasst eine Intravitalmikroskop mit einer großen Bühne, die modifizierten Mikromanipulatoren unterstützt zu drei verschiedene Mikrowerk positionieren: (1) eine abgeschrägte Glas-Mikropipette zu kanülieren und Perfusion der Mikrogefäß; (2) eine Glasmikro Okkluder transient zu blockieren Perfusion und ermöglichen die Messung der transvaskulären Wasserströmungsbewegung mit einer gemessenen hydrostatischen Druck, und (3) ein stumpfer Glasstab um den mesenterialen Gewebe an der Stelle der Kanülierung stabilisieren. Die modifizierte Landis Mikro Okklusion technique verwendet Erythrozyten im künstlichen Perfusat als Marker für transvaskuläre Flüssigkeitsbewegung ausgesetzt ist, und ermöglicht auch wiederholte Messungen dieser Ströme als Versuchsbedingungen geändert werden, und hydrostatischen und kolloidosmotischen Druckdifferenz über den Mikrogefäßen werden sorgfältig gesteuert. Messungen der hydraulischen Leitfähigkeit zunächst unter Verwendung eines Steuer Perfusat, dann nach erneuter Kanülierung der gleichen Mikrogefäß mit den Test Perfusaten ermöglichen Paarvergleiche der Mikrogefäßreaktion unter diesen gut kontrollierten Bedingungen. Versuche, das Verfahren auf Mikrogefäße im Mesenterium von Mäusen mit genetischen Veränderungen erwartet, Gefäßdurchlässigkeit ändern erstrecken waren stark eingeschränkt wegen der Abwesenheit von langen Geraden und unverzweigten Mikrogefäße in der Maus Mesenterium, aber die jüngsten Verfügbarkeit der Ratten, die mit ähnlichen genetischen Veränderungen mit die CRISPR / Cas9 Technologie wird erwartet, dass neue Bereiche der Untersuchung, wo die hier beschriebenen Verfahren angewendet werden kann, zu öffnen. </p&gt;

Figur 4 zeigt die Ergebnisse aus der Messung der Zeitverlauf von Änderungen des L p in einem Ratten venulären microvessel nacheinander mit vier perfusates kanüliert. 33 Die Grße L p auf einem konstanten Druck wurde berechnet als Maß für die Änderungen in der Mikrogefäßwanddurchlässigkeit verwendet wird, zunächst im Steuerzustand mit einem Perfusat, das 1% Rinderserumalbumin, dann, wenn der Behälter auf dem Entzündungsmittel Bradykinin (Bk) unter Verwendung e...

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Microperfusion Technique to Investigate Regulation of Microvessel Permeability in Rat Mesentery

The modified Landis technique enables paired measurement of the hydraulic conductivity of individual microvessels in the mesentery of normal and genetically modified rats under control and test conditions using microperfusion techniques. It provides a convenient method to evaluate mechanisms that regulate microvessel permeability and transvascular exchange under physiological conditions.

Mikroperfusion Technik zur Untersuchung von Mikrogefäßdurchlässigkeit Verordnung in Rattengekröse

Experiments to measure the permeability properties of individually perfused microvessels provide a bridge between investigation of molecular and cellular ...

microperfusion-technique-to-investigate-regulation-microvessel

Research

JoVE Journal

Biology

9.7K Aufrufe.  University of California Davis. The modified Landis technique enables paired measurement of the hydraulic conductivity of individual microvessels in the mesentery of normal and genetically modified rats under control and test conditions using microperfusion techniques. It provides a convenient method to evaluate mechanisms that regulate microvessel permeability and transvascular exchange under physiological conditions. 

Serie: Microperfusion Technique to Investigate Regulation of Microvessel Permeability in Rat Mesentery

Mesenteric Artery Contraction and Relaxation Studies Using Automated Wire Myography

Proximal resistance vessels, such as the mesenteric arteries, contribute substantially to the peripheral resistance. These small vessels of between 100-400 &mu;m in diameter function primarily in directing blood flow to various organs according to the overall requirements of the body. The rat mesenteric artery has a diameter greater than 100 &mu;m. The myography technique, first described by Mulvay and Halpern1, was based on the method proposed by Bevan and Osher2. The technique provides information about small vessels under isometric conditions, where substantial shortening of the muscle preparation is prevented. Since force production and sensitivity of vessels to different agonists is dependent on the extent of stretch, according to active tension-length relation, it is essential to conduct contraction studies under isometric conditions to prevent compliance of the mounting wires. Stainless steel wires are preferred to tungsten wires because of oxidation of the latter, which affects recorded responses3.The technique allows for the comparison of agonist-induced contractions of mounted vessels to obtain evidence for normal function of vascular smooth muscle cell receptors.
We have shown in several studies that isolated mesenteric arteries that are contracted with phenylyephrine relax upon addition of cumulative concentrations of extracellular calcium (Ca2+e). The findings led us to conclude that perivascular sensory nerves, which express the G protein-coupled Ca2+-sensing receptor (CaR), mediate this vasorelaxation response. Using an automated wire myography method, we show here that mesenteric arteries from Wistar, Dahl salt-sensitive(DS) and Dahl salt-resistant (DR) rats respond differently to Ca2+e. Tissues from Wistar rats showed higher Ca2+-sensitivity compared to those from DR and DS. Reduced CaR expression in mesenteric arteries from DS rats correlates with reduced Ca2+e-induced relaxation of isolated, pre-contracted arteries. The data suggest that the CaR is required for relaxation of mesenteric arteries under increased adrenergic tone, as occurs in hypertension, and indicate an inherent defect in the CaR signaling pathway in Dahl animals, which is much more severe in DS.
The method is useful in determining vascular reactivity ex vivo in mesenteric resistance arteries and similar small blood vessels and comparisons between different agonists and/or antagonists can be easily and consistently assessed side-by-side6,7,8.

An automated myography method for force measurements in isolated mesenteric arteries is described. It employs a Mulvany-Halpern Auto Dual Wire Myograph 510A to determine responses to phenylephrine and extracellular calcium. The method allows consistent determination of isometric responses to agonists in small vessels of diameters of 60 - 300 &mu;m, independently.

A. mesenterica Kontraktion und Entspannung Studies Verwendung automatisierter Draht Myographie

Proximal resistance vessels, such as the mesenteric arteries, contribute substantially to the peripheral resistance. These small vessels of between ...

Forschung

Medizin

An Ex Vivo Method for Time-Lapse Imaging of Cultured Rat Mesenteric Microvascular Networks

Angiogenesis, defined as the growth of new blood vessels from pre-existing vessels, involves endothelial cells, pericytes, smooth muscle cells, immune cells, and the coordination with lymphatic vessels and nerves. The multi-cell, multi-system interactions necessitate the investigation of angiogenesis in a physiologically relevant environment. Thus, while the use of in vitro cell-culture models have provided mechanistic insights, a common critique is that they do not recapitulate the complexity associated with a microvascular network. The objective of this protocol is to demonstrate the ability to make time-lapse comparisons of intact microvascular networks before and after angiogenesis stimulation in cultured rat mesentery tissues. Cultured tissues contain microvascular networks that maintain their hierarchy. Immunohistochemical labeling confirms the presence of endothelial cells, smooth muscle cells, pericytes, blood vessels and lymphatic vessels. In addition, labeling tissues with BSI-lectin enables time-lapse comparison of local network regions before and after serum or growth factor stimulation characterized by increased capillary sprouting and vessel density. In comparison to common cell culture models, this method provides a tool for endothelial cell lineage studies and tissue specific angiogenic drug evaluation in physiologically relevant microvascular networks.

An Ex Vivo Method for Time-Lapse Imaging of Cultured Rat Mesenteric Microvascular Networks

Angiogenesis involves multi-cell, multi-system interactions that need to be investigated in a physiologically relevant environment. The objective of this study is to demonstrate the ability of the rat mesentery culture model to make time-lapse comparisons of intact microvascular networks during angiogenesis.

Ein<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Methode für Time-Lapse-Imaging von kultivierten Ratten Mesenteriale mikrovaskuläre Netzwerke

Angiogenesis, defined as the growth of new blood vessels from pre-existing vessels, involves endothelial cells, pericytes, smooth muscle cells, immune ...

Entwicklungsbiologie

Assessing Myogenic Response and Vasoactivity In Resistance Mesenteric Arteries Using Pressure Myography

Small resistance arteries constrict and dilate respectively in response to increased or decreased intraluminal pressure; this phenomenon known as myogenic response is a key regulator of local blood flow. In isobaric conditions small resistance arteries develop sustained constriction known as myogenic tone (MT), which is a major determinant of systemic vascular resistance (SVR). Hence, ex vivo&#160;pressurized preparations of small resistance arteries are major tools to study microvascular function in near-physiological states. To achieve this, a freshly isolated intact segment of a small resistance artery (diameter ~260 &#956;m) is mounted onto two small glass cannulas and pressurized. These arterial preparations retain most in vivo characteristics and permit assessment of vascular tone in real-time. Here we provide a detailed protocol for assessing vasoactivity in pressurized small resistance mesenteric arteries from rats; these arteries develop sustained vasoconstriction - approximately 25% of maximal diameter - when pressurized at 70 mmHg. These arterial preparations may be used to study the effect of investigational compounds on relationship between intra-arterial pressure and vasoactivity and determine changes in microvascular function in animal models of various diseases.

Pressure myography is used to assess vasoactivity of small arteries that develop sustained constriction when pressurized. This manuscript provides a detailed protocol to assess in isolated segments of small mesenteric arteries from rats, vasoactivity and the effect of intraluminal pressure on vascular diameter.

Beurteilung Myogenic Antwort und Vasoaktivität In Resistance Mesenterialarterien Mit Druck Myographie

Small resistance arteries constrict and dilate respectively in response to increased or decreased intraluminal pressure; this phenomenon known as myogenic ...

Rat Mesentery Angiogenesis Assay

The adult rat mesentery window angiogenesis assay is biologically appropriate and is exceptionally well suited to the 
study of sprouting angiogenesis in vivo [see review papers], which is the dominating form of angiogenesis in human tumors and non-tumor 
tissues, as discussed in invited review papers1,2. Angiogenesis induced in the membranous mesenteric parts by intraperitoneal (i.p.) injection of a pro-angiogenic factor can be modulated
by subcutaneous (s.c.), intravenous (i.v.) or oral (p.o.) treatment with modifying agents of choice. Each membranous part of the mesentery is 
translucent and framed by fatty tissue, giving it a window-like appearance.
The assay has the following advantageous features: (i) the test tissue is natively vascularized, albeit 
sparsely, and since it is extremely thin, the microvessel network is virtually two-dimensional, which allows the entire network 
to be assessed microscopically in situ; (ii) in adult rats the test tissue lacks significant physiologic angiogenesis, which characterizes
 most normal adult mammalian tissues; the degree of native vascularization is, however, correlated with age, as discussed in1; 
(iii) the negligible level of trauma-induced angiogenesis ensures high sensitivity; (iv) the 
assay replicates the clinical situation, as the angiogenesis-modulating test drugs are administered systemically and the responses 
observed reflect the net effect of all the metabolic, cellular, and molecular alterations induced by the treatment; (v) the assay 
allows assessments of objective, quantitative, unbiased variables of microvascular spatial extension, density, and network pattern 
formation, as well as of capillary sprouting, thereby enabling robust statistical analyses of the dose-effect and molecular 
structure-activity relationships; and (vi) the assay reveals with high sensitivity the toxic or harmful effects of treatments in 
terms of decreased rate of physiologic body-weight gain, as adult rats grow robustly.
Mast-cell-mediated angiogenesis was first demonstrated using this assay3,4. The model demonstrates a high level of 
discrimination regarding dosage-effect relationships and the measured effects of systemically administered chemically or functionally closely related drugs and proteins, 
including: (i) low-dosage, metronomically administered standard chemotherapeutics that yield diverse, drug-specific effects (i.e., 
angiogenesis-suppressive, neutral or angiogenesis-stimulating activities5); (ii) natural iron-unsaturated human lactoferrin, which stimulates 
VEGF-A-mediated angiogenesis6, and natural iron-unsaturated bovine lactoferrin, which inhibits VEGF-A-mediated angiogenesis7; and (iii) 
low-molecular-weight heparin fractions produced by various means8,9. Moreover, the assay is highly suited to studies of the combined 
effects on angiogenesis of agents that are administered systemically in a concurrent or sequential fashion.
The idea of making this video originated from the late Dr. Judah Folkman when he visited our laboratory and witnessed the methodology being demonstrated.
Review papers (invited) discussing and appraising the assay
Norrby, K. In vivo models of angiogenesis. J. Cell. Mol. Med. 10, 588-612 (2006).
Norrby, K. Drug testing with angiogenesis models. Expert Opin. Drug. Discov. 3, 533-549 (2008).

Normal adult vascularized mammalian tissue that lacks physiologic angiogenesis and that has not been exposed to surgical intervention is used to study: (i) the initiation and development of angiogenesis following intraperitoneal administration of test agents; and (ii) modification of angiogenesis following systemic administration of selected test agents.

Rat Mesenterium Angiogenese Assay

The adult rat mesentery window angiogenesis assay is biologically appropriate and is exceptionally well suited to the 
study of sprouting angiogenesis in ...

Biologie

Rat Mesentery Exteriorization: A Model for Investigating the Cellular Dynamics Involved in Angiogenesis

Microvacular network growth and remodeling are critical aspects of wound healing, inflammation, diabetic retinopathy, tumor growth and other disease conditions1, 2. Network growth is commonly attributed to angiogenesis, defined as the growth of new vessels from pre-existing vessels. The angiogenic process is also directly linked to arteriogenesis, defined as the capillary acquisition of a perivascular cell coating and vessel enlargement. Needless to say, angiogenesis is complex and involves multiple players at the cellular and molecular level3. Understanding how a microvascular network grows requires identifying the spatial and temporal dynamics along the hierarchy of a network over the time course of angiogenesis. This information is critical for the development of therapies aimed at manipulating vessel growth.
The exteriorization model described in this article represents a simple, reproducible model for stimulating angiogenesis in the rat mesentery. It was adapted from wound-healing models in the rat mesentery4-7, and is an alternative to stimulate angiogenesis in the mesentery via i.p. injections of pro-angiogenic agents8, 9. The exteriorization model is attractive because it requires minimal surgical intervention and produces dramatic, reproducible increases in capillary sprouts, vascular area and vascular density over a relatively short time course in a tissue that allows for the two-dimensional visualization of entire microvascular networks down to single cell level. The stimulated growth reflects natural angiogenic responses in a physiological environment without interference of foreign angiogenic molecules. Using immunohistochemical labeling methods, this model has been proven extremely useful in identifying novel cellular events involved in angiogenesis. Investigators can readily correlate the angiogenic metrics during the time course of remodeling with time specific dynamics, such as cellular phenotypic changes or cellular interactions4, 5, 7, 10, 11.

This article describes a simple model for stimulating angiogenesis in the rat mesentery. The model produces dramatic increases in capillary sprouting, vascular area and vascular density over a relatively short time course in a tissue that allows en face visualization of entire microvascular networks down to the single cell level.

Rattengekröse Exteriorisation: Ein Modell für die Untersuchung der Zelluläre Dynamik an der Angiogenese beteiligt

Microvacular network growth and remodeling are critical aspects of wound healing, inflammation, diabetic retinopathy, tumor growth and other disease ...

Evaluation of Vascular Control Mechanisms Utilizing Video Microscopy of Isolated Resistance Arteries of Rats

This protocol describes the use of in vitro television microscopy to evaluate vascular function in isolated cerebral resistance arteries (and other vessels), and describes techniques for evaluating tissue perfusion using Laser Doppler Flowmetry (LDF) and microvessel density utilizing fluorescently labeled Griffonia simplicifolia (GS1) lectin. Current methods for studying isolated resistance arteries at transmural pressures encountered in vivo and in the absence of parenchymal cell influences provide a critical link between in vivo studies and information gained from molecular reductionist approaches that provide limited insight into integrative responses at the whole animal level. LDF and techniques to selectively identify arterioles and capillaries with fluorescently-labeled GS1 lectin provide practical solutions to enable investigators to extend the knowledge gained from studies of isolated resistance arteries. This paper describes the application of these techniques to gain fundamental knowledge of vascular physiology and pathology in the rat as a general experimental model, and in a variety of specialized genetically engineered &#34;designer&#34; rat strains that can provide important insight into the influence of specific genes on important vascular phenotypes. Utilizing these valuable experimental approaches in rat strains developed by selective breeding strategies and new technologies for producing gene knockout models in the rat, will expand the rigor of scientific premises developed in knockout mouse models and extend that knowledge to a more relevant animal model, with a well understood physiological background and suitability for physiological studies because of its larger size.

This manuscript describes in vitro video microscopy protocols for evaluating vascular function in rat cerebral resistance arteries. The manuscript also describes techniques for evaluating microvessel density with fluorescently labeled lectin and tissue perfusion using Laser Doppler Flowmetry.

Bewertung der vaskulären Kontrollmechanismen Nutzung Videomikroskopie der isolierten Widerstand Arterien von Ratten

This protocol describes the use of in vitro television microscopy to evaluate vascular function in isolated cerebral resistance arteries (and other ...

Mechanisms Underlying Gut Hormone Secretion Using the Isolated Perfused Rat Small Intestine

The gut is the largest endocrine organ of the body, producing more than 15 different peptide hormones that regulate appetite and food intake, digestion, nutrient absorption and distribution, and post-prandial glucose excursions. Understanding the molecular mechanisms that regulate gut hormone secretion is fundamental for understanding and translating gut hormone physiology. Traditionally, the mechanisms underlying gut hormone secretion are either studied in vivo (in experimental animals or humans) or using gut hormone-secreting primary mucosal cell cultures or cell lines. Here, we introduce an isolated perfused rat small intestine as an alternative method for studying gut hormone secretion. The virtues of this model are that it relies on the intact gut, meaning that it recapitulates most of the physiologically important parameters responsible for the secretion in in vivo studies, including mucosal polarization, paracrine relationships and routes of perfusion/stimulus exposure. In addition, and unlike in vivo studies, the isolated perfused rat small intestine allows for almost complete experimental control and direct assessment of secretion. In contrast to in vitro studies, it is possible to study both the magnitude and the dynamics of secretion and to address important questions, such as what stimuli cause secretion of different gut hormones, from which side of the gut (luminal or vascular) is secretion stimulated, and to analyze in detail molecular sensors underlying the secretory response. In addition, the preparation is a powerful model for the study of intestinal absorption and details regarding the dynamics of intestinal absorption including the responsible transporters.

Here, we present a powerful and physiological model to study the molecular mechanisms underlying gut hormone secretion and intestinal absorption &#8212; the isolated perfused rat small intestine.

Mechanismen, die Hormonausschüttung der Darm mit der isolierten durchblutet Ratte Dünndarm

The gut is the largest endocrine organ of the body, producing more than 15 different peptide hormones that regulate appetite and food intake, digestion, ...

Quantifying Single Microvessel Permeability in Isolated Blood-perfused Rat Lung Preparation

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with real time imaging, it becomes feasible to determine permeability changes in individual pulmonary microvessels. Herein we describe steps to isolate rat lungs and perfuse them with autologous blood. Then, we outline steps to infuse fluorophores or agents via a microcatheter into a small lung region. Using these procedures described, we determined permeability increases in rat lung microvessels in response to infusions of bacterial lipopolysaccharide. The data revealed that lipopolysaccharide increased fluid leak across both venular and capillary microvessel segments. Thus, this method makes it possible to compare permeability responses among vascular segments and thus, define any heterogeneity in the response. While commonly used methods to define lung permeability require postprocessing of lung tissue samples, the use of real time imaging obviates this requirement as evident from the present method. Thus, the isolated lung preparation combined with real time imaging offers several advantages over traditional methods to determine lung microvascular permeability, yet is a straightforward method to develop and implement.

The isolated blood-perfused lung preparation makes it feasible to visualize microvessel networks on the lung surface. Here we describe an approach to quantify permeability of single microvessels in isolated lungs using real time fluorescence imaging.

Quantifizierung der Mikrogefäßdurchlässigkeit im Einzel isolierten Blutdurchbluteten Lungen Rat Vorbereitung

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with ...

Rodent Model of Intestinal Ischemia-Reperfusion Injury via Occlusion of the Superior Mesenteric Artery

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, such as gastric dilatation volvulus (GDV), mesenteric torsion, and colic, are observed in animals such as dogs and horses. An initial interruption of blood flow causes tissues to become ischemic. Although necessary to salvage viable tissue, subsequent reperfusion can induce further injury. The main mechanism responsible for IRI is free radical formation upon reperfusion and reintroduction of oxygen into damaged tissue, but there are many other components involved. The resulting local and systemic effects often impart a poor prognosis. 
Intestinal IRI has been the subject of extensive research over the past 50 years. An in vivo rodent model in which the base of the superior mesenteric artery (SMA) is temporarily ligated is currently the most common method used to study intestinal IRI. Here, we describe a model of intestinal IRI utilizing isoflurane anesthesia in 21% O2 medical air that yields reproducible injury, as demonstrated by consistent histopathology of the small intestines. Tissue injury was also assessed in the colon, liver, and kidneys.

We describe how to generate a widely used surgical model of intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) in rodents. The procedure involves occlusion of the superior mesenteric artery followed by the restoration of blood flow. This model is useful for studies investigating occlusive causes of intestinal IRI in both veterinary and human medicine.

Nagetiermodell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsverletzung durch Verschluss der Arteria mesenterica superior

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, ...

<meta charset="utf8"></head><body>Rattenmodell für Untersuchungen zur Malperfusion viszeraler Organe

Controlled Reversible Visceral Arterial Ischemia, Venous Congestion and Combined Malperfusion via Midline Laparotomy in Rats

Besides sepsis and malignancy, malperfusion is the third leading cause of tissue degradation and a major pathomechanism for various medical and surgical conditions. Despite significant developments such as bypass surgery, endovascular procedures, extracorporeal membrane oxygenation, and artificial blood substitutes, tissue malperfusion, especially of visceral organs, remains a pressing issue in patient care. The demand for further research on biomedical processes and possible interventions is high. Valid biological models are of utmost importance in enabling this kind of research. Due to the multifactorial aspects of tissue perfusion research, which include not only cell biology but also vascular microanatomy and rheology, an appropriate model requires a degree of biological complexity that only an animal model can provide, rendering rodents the obvious model of choice. Tissue malperfusion can be differentiated into three distinct conditions: (1) isolated arterial ischemia, (2) isolated venous congestion, and (3) combined malperfusion. This article presents a detailed step-by-step protocol for the controlled and reversible induction of these three types of visceral malperfusion via midline laparotomy and clamping of the abdominal aorta and caval vein in rats, underscoring the significance of precise surgical methodology to guarantee uniform and dependable results. Prime examples of possible applications of this model include the development and validation of innovative intraoperative imaging modalities, such as Hyperspectral Imaging (HSI), to objectively visualize and differentiate malperfusion of gastrointestinal, gynecological, and urological organs.

<meta charset="utf8"></head><body>Author Spotlight: Advancing Spectral Characterization of Physiological and Malperused Tissues

This article introduces a standardized procedure for controlled, reversible malperfusion of visceral organs in rat models. The aim is to induce these malperfusion states with a high degree of methodological certainty and control while maintaining technical simplicity and error resilience.

Kontrollierte reversible viszerale arterielle Ischämie, venöse Stauung und kombinierte Malperfusion mittels Midline-Laparotomie bei Ratten

Besides sepsis and malignancy, malperfusion is the third leading cause of tissue degradation and a major pathomechanism for various medical and surgical ...