Beginnen Sie mit dem Tragen einer Maske, einer Haarbedeckung und einem sauberen Laborkittel oder Peeling. Als nächstes legen Sie die anästhesierte Maus auf eine saubere, vom Operationsbereich getrennte Oberfläche und setzen Sie sie mit einem Nasenkonus ein, der 1,5 % Isofluran mit 21 % Sauerstoff liefert. Injizieren Sie dann Buprenorphin subkutan in den dorsalen Hals-Thoraxbereich.
Injizieren Sie Heparin auch intraperitoneal, um die Thrombusbildung während der Okklusionsphase zu verhindern. Tragen Sie eine Augensalbe auf die Augen auf, um Hornhautschäden zu vermeiden, und entfernen Sie Haare aus dem Bauchbauch mit einer Haarschneidemaschine. Bewegen Sie die Maus zur beheizten Wasserdecke im Operationsbereich.
Setzen Sie es wieder mit einem Nasenkonus ein, der Isofluran liefert. Als nächstes positionieren Sie die Maus in dorsaler Liege und befestigen Sie die Gliedmaßen mit chirurgischem Klebeband am Tisch. Überwachen Sie die Körpertemperatur des Tieres mit einem nagetierspezifischen Rektalthermometer.
Führen Sie nach gründlicher Desinfektion des Bauches einen Zehenquetschtest durch, um sicherzustellen, dass das Tier vollständig betäubt ist. Tragen Sie zum Schluss sterile Handschuhe und drapieren Sie die Operationsstelle aseptisch. Machen Sie zunächst mit einer Skalpellklinge der Nummer 15 einen drei bis fünf Zentimeter langen Bauchschnitt in der ventralen Mittellinie in der Haut.
Trennen Sie 0,5 Zentimeter des Hautrandes von der darunter liegenden Muskelfaszie, um eine spätere Platzierung der Klammer zu ermöglichen. Setzen Sie dann den Schnitt durch die Bauchdecke entlang der linearen Alba mit einer federbelasteten Mikroschere fort und platzieren Sie einen Retraktor. Legen Sie sterile Mullkissen, die mit warmer steriler Kochsalzlösung angefeuchtet sind, um den Operationsbereich.
Entfernen Sie den Dünndarm aus der Bauchhöhle. Drehen Sie es kranial und nach links vom Tier und legen Sie es auf die angefeuchteten Pads. Legen Sie ein weiteres angefeuchtetes Mullkissen über das Gewebe, um ein Austrocknen zu verhindern.
Lokalisieren Sie die Arteria mesenterica superior (SMA) ventral zur Vena cava inferior, kaudal zur Arteria coeliacus und kranial zur Arteria nieren. Präparieren Sie es vom umgebenden Bindegewebe weg. Platzieren Sie einen atraumatischen mikrovaskulären Clip entlang der Basis des SMA, wo er von der Bauchaorta abzweigt.
Überprüfen Sie die Ischämie des Dünndarms, indem Sie den Farbwechsel von rosa zu blassweiß notieren. Bringen Sie die Eingeweide für die Dauer der ischämischen Periode in ihre ursprüngliche Position in der Bauchhöhle zurück. Entfernen Sie den Retraktor und decken Sie den Schnitt mit feuchter Gaze ab.
Entfernen Sie nach einer 45-minütigen Ischämieperiode den Okklusionsclip. Überprüfen Sie die Wiederherstellung des Blutflusses, indem Sie eine mesenteriale Pulsation und eine gerötete Farbe beobachten. Tragen Sie warme, sterile Kochsalzlösung intraperitoneal auf, um eine angemessene Flüssigkeitszufuhr aufrechtzuerhalten.
Schließen Sie dann die Bauchmuskeln mit einer 6-0 Polyglactin 910 Naht. Verabreichen Sie Bupivacain topisch entlang der Muskelschnittlinie zur Schmerzlinderung. Verschließen Sie die Haut mit chirurgischen Klammern oder Wundclips.
Bringen Sie die Maus in eine warme Kammer auf einer zirkulierenden Wasserdecke zurück. Lassen Sie die Maus 90 Minuten lang erholen und überwachen Sie die Maus auf Anzeichen von Schmerzen oder Beschwerden. Sammeln Sie nach der humanen Euthanasie das gewünschte Gewebe wie die Leberlappen, einschließlich des linken lateralen, linken Median- und rechten Medianlappens.
Dann sammeln Sie beide Nieren. Schneiden Sie die linke Niere in Längsrichtung und die rechte Niere als Querschnitt. Sammeln Sie schließlich die gesamte Länge des Dünn- und Dickdarms.
Um die Dünndarmsegmente in gleich lange Abschnitte zu unterteilen, falten Sie den Dünndarm in eine Z-Form, wobei die obere Linie der Zwölffingerdarm, die mittlere Linie das Jejunum und die untere Linie das Ileum ist. Der verbleibende Teil des Darms ist der Dickdarm. Spülen Sie das Lumen der Darmsegmente mit Kochsalzlösung mit einer 10-Milliliter-Spritze, die mit einem 20-Gauge-Angiokatheter befestigt ist.
Schneiden Sie dann die Länge des Darms mit einer Mikro-Präparierschere ab und legen Sie jedes Darmsegment flach mit der luminalen Seite nach oben. Tragen Sie mit einer Drei-Milliliter-Spritze, die mit einer 27-Gauge-Nadel befestigt ist, großzügig 10% gepuffertes Formalin tropfenweise auf, um die gesamte Länge der Schleimhaut zu beschichten. Rollen Sie dann jedes Segment umlaufend um einen Zahnstocher und achten Sie darauf, dass der proximale Teil den inneren Teil der Rolle bildet und das Lumen nach innen zeigt.
Nach dem Rollen sollte der Darm wie ein Schweizer Brötchen aussehen. Legen Sie die Spirale der einzelnen Schweizer Rolle mit der Vorderseite nach oben in die separat beschrifteten Tissue-Kassetten. Legen Sie die Taschentücher schließlich in beschriftete Fläschchen, die mit 10% gepuffertem Formalin gefüllt sind, um sie bei Raumtemperatur zu fixieren.
Nach intestinaler IRI zeigte die H&E-Färbung des Jejunums und Ileums von Mäusen in der Scheingruppe lange und dünne Zotten ohne Verzerrung. Während Schnitte der Mäuse in der IRI-Gruppe Bereiche mit Nekrose und Blutung mit Abstumpfung und Verzerrung der verbleibenden Zotten zeigten. Darüber hinaus war die mikroskopische Schädigung aller drei Dünndarmsegmente bei Tieren, die sich einer IRI unterzogen, im Vergleich zu denen, die sich einer Scheinlaparotomie unterzogen, signifikant erhöht.
