Diese Arbeit wurde durch das Department of Defense (W81XWH-13-01-0243) und die National Institutes of Health (R37 AG008796) gefördert. Wir danken Alan Baker in der Northwestern University Maschinenhalle für den Bau des kopffesten Zylindervorrichtung. Wir danken Dr. Shoai Hattori für seine Führung in MATLAB und Solidworks. Wir danken Dr. John Power für die LabView-Software, die das Experiment gesteuert.

Alle Verfahren an Mäusen wurden in Übereinstimmung mit den Protokollen genehmigt von der Northwestern University Institutional Animal Care und Use Committee basierend auf Richtlinien des National Institute of Health ausgestellt durchgeführt. 1. Zylinder (2A) <ol><li> Konstruieren Sie den Zylinder , wie von Chettih et al. Und Heiney et al. Von einem langen Schaumstoffzylinder 14-15. Schneiden Sie ein 10 cm Länge des Zylinders und bohren der Mitte ein Loch durch die Achse passen, einen Metallstab 12,7 mm (0,5 in.) Im Durchmesser. Montieren Sie den Zylinder mit seiner Achse auf eine Metall optischen Steckbrett wie von Heiney et al. Oder einen anderen Träger (zB Plexiglas) 15. </li><li> Aufrecht zwei vertikale Metallstangen von 12,7 mm Durchmesser auf jeder Seite des Zylinders. </li><li> Befestigen Sie zwei rechtwinkligen Halterungen auf die Metallstangen. </li><li> Befestigen Sie zwei weitere Stangen (5 cm lang, 12,7 mm Durchmesser) durch den rechten Winkel montiert. Bevel the Enden dieser Stäbe und deren Enden Niveau oberhalb der Mitte des Zylinders (Figur 2G). </li><li> Bohren Sie ein Loch durch die nivelliert Enden der Stangen zwei 4-40 Maschinenschrauben zu passen , die die Flügel des Verbinders an Ort und Stelle (2G) halten wird. </li></ol> 2. Montage der Whisker-Stimulationssystem (2B) <ol><li> Schneiden Sie ein 10-Zahnsegment Kamm von einem normalen Haarkamm. </li><li> Schneiden Sie einen Schlitz etwa 2-3 mm breit und etwa 5 mm tief auf den oberen Teil des Kamms eine 2-Schicht rechteckigen Biegeaktor zu akzeptieren. </li><li> Verlöten eines Drahtes an jede Oberfläche des Biegewandlers. Verwenden Sie das Lot und Flussmittel durch den Hersteller zur Verfügung gestellt. Decken Sie den Antrieb und Lot mit Isolierband der Maus und der Benutzer aus dem elektrischen Strom zu schützen. </li><li> Gleiten die Betätigungsleiste in den Schlitz in den Kamm schneiden, so dass der Biegebetätigungsleiste zur Ebene des Kamms sitzt senkrecht. Winkel der Kamm, so dass es bei 4 gekippt5 ° und mehr natürlich folgt der Kurve des Gesichts der Maus. </li><li> Befestigen Sie das Ende des Betätigungsleiste an die Spitze des Kamms mit Schnelleinstellung Epoxid. Anmerkung: Die Drähte an den Biegebetätigungsleiste verlötet sollte auf einen Rheostat verbunden sein, die mit 40 Volt an das Stellglied liefert. Frühere Experimente haben gezeigt, dass 40 Volt für die Konditionierung wirksam ist, aber evozieren keine Schreckreaktionen. </li><li> Platzieren Sie den Biegewandler und den Kamm auf einer beweglichen Halterung. Ein Pipettenhalter an einem Magnetfuß befestigt , wie sie normalerweise für in - vitro - Elektrophysiologie - Rigs verwendet funktioniert gut. </li></ol> 3. Montage der Stecker, der an Stangen über dem Zylinder Mounts (2C, 2E) Hinweis: Der Stecker ist ein 3-D - 7-Loch - Streifen von der Amphenol 221 Serie Nylonband für die Haltegurt von Weiss und Disterhoft und Galvez et al modelliert gedruckt 10,17. <ol><li> Tippen Sie auf das erste Loch in dem Streifen für eine 0-80 x-1&quot;Maschinenschraube. Dies wird als Verriegelungsschraube dienen dem Kopfstück mit dem Anschluss zu verankern. Affix eine 0-80 Mutter auf den Kopf der Verriegelungsschraube mit Cyanacryl- Klebstoff, um die Schraube mit der Hand zu erleichtern drehen. </li><li> Lassen Sie ein Loch leer, nachdem die Gewindebohrung (um Platz für die 0-80 Maschinenmutter) und schieben fünf vergoldete relia-tac-Buchsen durch die verbleibenden fünf Löcher. </li><li> Isolieren Sie die Beschichtung aus fünf langen Leitungen (Drähte aus einem Ethernet-Kabel erhalten) und löten an die Enden der Buchsen. Hinweis: Die ersten beiden Drähte verwendet werden, um die Elektromyographie (EMG) Signale aufzuzeichnen, die eine eyeblink Antwort nach Signalfilterung und Verstärkung von einem Verstärker erkennt. Der zweite beiden wird den Schock-Signal von einem Stimulus Isolator liefern. Der letzte Draht wird als Masseverbindung dienen. Diese Drähte werden an die Systeme für die zeitlich CS-US-Lieferung verwendet angeschlossen werden. </li><li> Achten Sie darauf, die elektrische Verbindung zwischen den Drähten und den Sockel mit einem multiMeter. Setzen Sie das Multimeter auf die Kontinuität Einstellung und halten Sie eine der Sonden an den Stift und die andere Sonde auf die freiliegenden Enden des Drahtes. Die Stifte und die Drähte sind elektrisch verbunden, wenn der Widerstand gering ist und das Multimeter sendet einen Ton. <ol><li> Alternativ, wenn das Multimeter messen keine Kontinuität Einstellung, um den Widerstand zwischen den Stiften und den Drähten. Es gibt eine elektrische Kontinuität, wenn es sehr wenig Widerstand gemessen. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die Flügel des Verbinders von zwei TO-220-Stil-Transistoren. Schneiden die Emitter-, Basis- und Kollektor-Anschlüsse des Transistors ab und das Oberflächenniveau, so kann es an dem Verbinder befestigt werden. </li><li> Schneiden Sie den Rand der Befestigungslasche um das Loch zu durchbrechen, so dass die Lasche unter dem Kopf der Schraube rutschen kann. </li><li> Epoxy die Transistoren an den Anschluss. Das Loch in der Befestigungslasche verwendet werden, um den Verbinder an die Stäbe über dem Zylinder zu befestigen. </li><li> Anwenden epoxy an der Basis der Drähte protruding von den Buchsen und lassen Sie das Epoxy zu trocknen. Das Epoxid wird isolieren und die Anschlüsse zu schützen. </li></ol> 4. Vorbereiten der Kopfstück (2D, 2E) Hinweis: Der Kopfteil Streifen ist ein 3-D - 7-Loch - Streifen von der Amphenol 221 Serie Nylonband für die Kopfbedeckung von Weiss und Disterhoft und Galvez et al 10,17 verwendet modelliert gedruckt.. Dieses Stück wird nicht mehr kommerziell hergestellt. Der Drucker-Datei kann aus dieser Zeitschrift-Website heruntergeladen werden. <ol><li> Tippen Sie auf das erste Loch in dem Streifen für eine 0-80 x 1 &quot;Maschinenschraube und lassen ein Loch leer nach dem ersten Loch. </li><li> Push fünf vergoldete Stifte durch den Boden der verbleibenden fünf Bohrungen (durch die schmaleren Enden). Verwenden Sie einen Schraubstock gleichmäßig Schieben Sie die Stifte in den Streifen zu erleichtern. </li><li> Mit Hilfe eines thermischen Tripper, entfernen Sie etwa 0,5 cm von Polyimidbeschichtung über das Ende eines Edelstahldraht (0,005 in. Durchmesser), löten das abisolierte Ende des wire zur Eröffnung einer der Stifte und den Draht zu 0,6-0,7 cm geschnitten. </li><li> Isolieren Sie etwa 0,2 cm vom Ende des Drahtes, damit Strom an das Tier zu übergeben. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 4,3-4,4 für die restlichen drei Drähte. Hinweis: Die ersten zwei Drähte aufnehmen EMG-Antworten, während die zweite beiden wird dazu dienen, einen Schlag auf das Tier zu liefern. </li><li> Als der letzte (fünfte) Draht als Erdungskabel dienen wird, schneiden Sie etwa 5 cm von unbeschichteten Edelstahldraht (0,005 in. Durchmesser) und Lot auf die verbleibenden Stift. </li><li> Die Kontinuität zwischen den Drähten und den Stiften mit einem Multimeter. (Im Falle des Erdungsdrahts, der unbeschichtet ist, kann die Multimeter-Sonde entlang des Drahtes überall platziert werden.) </li></ol> 5. Chirurgische Vorbereitung (2F) <ol><li> Sterilisieren alle chirurgischen Werkzeugen, einschließlich der Kopfbedeckung. Sterilisieren das Kopfstück, indem sie es in Alkohol tränken und dann mit steriler Kochsalzlösung gespült werden. </li><li> Anesthetize die Maus in einer Induktionskammer mit 3-4% vaporized Isofluran mit einer Flussrate von 1-2 Liter Sauerstoff pro Minute gemischt. </li><li> Festzustellen, dass das Tier mit einer Zehe Prise voll narkotisierten ist. Die Maus ist vollständig betäubten, wenn es nicht reflexartig auf die Zehe Prise reagiert. </li><li> Sobald das Tier vollständig betäubt wurde, injizieren als Analgetikum eine Dosis von Buprenorphin-Hydrochlorid (0,05-2 mg / kg, sc), rasieren die Spitze der den Kopf des Tieres, legen Sie es auf einer überdachten Heizkissen auf der Basis des Stereotaxierahmen festzustellen, dass das Tier vollständig betäubt, und sichern Sie den Kopf auf den Rahmen. Aufrechterhaltung Fluss verdampft Isofluran an das Tier, mit einer Flussrate von 1-2 Liter Sauerstoff pro Minute bis 2% umgeschaltet wird. Eine kleine Menge von Augensalbe auf die Cornea. </li><li> Desinfizieren Sie die Kopfhaut mit PVP-Jod und Alkohol drei Mal jeweils zwischen den beiden abwechselnd. </li><li> Mit einer Reihe 10 oder 15 Skalpellklinge, stellen einen Schnitt entlang der Mittellinie der Kopfhaut, den Schädel von der Vorderseite des t Belichtungser die Augen hinter der interparietal Knochen (~ 1,5-2 cm). </li><li> Halten Sie die Klappen der Haut mit Mikro Clips zurück. Setzen Sie einen Clip über dem Auge, eine entlang der Mitte des rostral-kaudale Achse, und eine an der Rückseite des Schädels auf bilateraler Ebene (dh verwenden sechs Clips in allen). Um Kopfstück avulsion zu verhindern, freizulegen, wie viel des Schädels wie möglich, einschließlich der Seiten und der Rückseite. Dadurch wird die Oberfläche für die Aufbringung des Klebstoffs Befestigungszement erhöhen. </li><li> Mit dem Skalpell, kratzen an der Oberseite des Schädels das Periost zu entfernen und eine saubere und trockene Arbeitsfläche zu gewährleisten. Reinigen Sie die Oberseite des Schädels mit 3% Wasserstoffperoxid dreimal. </li><li> Bohren Sie zwei Löcher in den Schädel mit einer Größe 34 umgekehrten Kegel Grat oder ein 1,6 mm Gravur Meißelbohrer zu akzeptieren 00-90 Schrauben (0,0625 in. Lang). Die Schrauben werden die elektrische Masseverbindung bereitzustellen. Legen Sie ein Loch vor Bregma, und die andere vor Lambda, links von der Mittellinie, wenn Konditionierung der right Auge. Legen Sie eine Schraube in jedes Loch. Senken Sie die Schraube 0,28 mm in den Schädel für jede volle Umdrehung; zwei volle Umdrehungen ausreichend. </li><li> Erstellen Sie mehrere kleine Einschläge von etwa 0,75 mm Durchmesser auf dem Schädel, um die Oberfläche und Griffstärke für den Zement zu erhöhen. </li><li> Nehmen Sie das fertige Kopfstück und wickeln den Erdungsdraht in einer Acht-Konfiguration um die beiden Schrauben. Lassen Sie etwas Spielraum (~ 1,5 cm zwischen dem Kopfstück und der Schraube) in der Masseleitung, so dass das Kopfstück später richtig positioniert werden. Hinweis: Die Zahl acht in der Regel sorgt für eine gute elektrische Verbindung zwischen dem Draht und den Erdungsschrauben. Der Draht kann auch auf die Schraube gelötet werden, um eine elektrische Verbindung zu gewährleisten. </li><li> Den Kleber Befestigungszement. Folgen Sie den Anweisungen des Herstellers zum Mischen des Klebstoff-Befestigungszement oder mischen 4 Kugeln L-Pulvermischung, 8 Tropfen der Basis, und 2 Tropfen des Katalysators in einem kalten Keramikmischschale (sicherzustellen, um die Temperatur Streifen on die Mischschale ist komplett schwarz.) Die Kälte verlängert die Zeit des Zements. <ol><li> Mantel der Schädel und die Schrauben zügig mit dem Befestigungszement und lassen Sie den Zement zu trocknen. Dies sollte nur ein paar Minuten dauern. </li></ol></li><li> Nachdem der Zement getrocknet ist, positionieren Sie vertikal das Kopfstück, wobei die Stifte stehend, über dem Schädel. Halten Sie das Kopfstück an Ort und Stelle mit einem Halter ähnlich dem Stecker Hinweis: Siehe &quot;3. Montage des Connector&quot; braucht -Der Halter nur sein, ein Fünf-Loch-Streifen mit vergoldeten Buchsen, um die Stifte des Kopfstücks zu erhalten. Der Halter ist mit einem Arm auf dem stereotaktischen Rahmen befestigt. Die Verwendung des Halters und des Arms erleichtert die Positionierung des Kopfstücks und der Drähte. </li><li> Nachdem das Kopfstück positioniert ist, ziehen Sie die Haut um den Periorbitalbereichs und positionieren die beiden Stoßdrähte die 0,2 cm Ende unter der Haut zur Ruhe abgestreift zu ermöglichen zurück und ca. 2-4 mm direkt kaudal der eye. Nicht die Enden der beiden Drähte ermöglichen, einander zu berühren. Positionieren Sie die beiden EMG Drähte auf der Muscularis orbicularis oculi oberhalb der Augenhöhle. <ol><li> Wenn nötig, schneiden Sie die Enden der Drähte ab, wenn sie zu lang sind und scheinen, als ob sie direkt in die Umlaufbahn und führen zu einer Infektion verkratzen. Wenn das Schneiden der Enden des Drahtes ab, sicherzustellen, dass es genug blanken Draht ausgesetzt ist. Alternativ kann, wenn die Drähte zu lang erscheinen, biegen Sie den Draht wieder an der Basis, wo sie aus dem Kopfstück erstrecken. </li><li> Zementieren Sie die Basis der Drähte (dh das Ende in der Nähe des Kopfstücks) an Ort und Stelle auf dem Schädel mit einem kleinen Ausbreitung des adhäsiven Befestigungszement und trocknen lassen (Verwendung Hälfte des Abschnitts weiter oben beschrieben). </li></ol></li><li> Entfernen Sie die Mikro-Clips und falten sanft die Hautlappen wieder über den Zement. Lassen Sie die Haut auf natürliche Weise zu regeln Spannung zu verhindern , auf einen Teil der Haut , um eine Verzerrung des Augenlids zu vermeiden, Verhinderung der eyeblink Antwort,und Qualen des Tieres. </li><li> Verschließen Sie den exponierten Bereich mit Zahnzement und deckt alles von der eingeschnittenen Haut an den Rand der Oberseite des Kopfteils mit Zement. Seien Sie besonders vorsichtig auf die Augen oder die Stifte des Aufsatzes tropft Zement zu vermeiden. Teilweise ausgehärteten Zement kann mit einem Wattestäbchen geglättet und manipuliert werden, die mit Zahnzement Lösungsmittel getränkt wird. Lassen Sie den Zement vollständig trocknen, bevor Sie den Überträger Halter zu entfernen. </li><li> Lassen Sie das Tier aus der Narkose auf einer erwärmten Oberfläche zu erholen, bevor das Tier wieder in seinem Käfig zu ersetzen. Verabreichen Metacam (1 mg / kg, SQ) und legen Sie dann das Tier zurück in seinen Käfig. </li><li> Lassen Sie das Tier 5-7 Tage der Erholung vor der Prüfung oder Training. Pflegen Standard postoperative Pflege für das Tier entsprechend Ihrer Einrichtung Richtlinien. Das Tier sollte mindestens einmal pro Tag geprüft werden, nachdem er sich von der Operation erholt hat. Achten Sie auf Anzeichen von schlechter Ernährung und / oder Trinken und lustlos Verhalten. Wenn der Schmerzalle 24 h (gleiche Dosis wie am Ende der postoperativen) vermutet wird, bieten Metacam bis gelindert. Lidocain kann lokal auf die Wunde aufgebracht werden, wenn das Tier kratzt oder zeigt Anzeichen von Unwohlsein. </li></ol> 6. Wenn Sie den Mauszeiger auf dem Zylinder und Training (2G) <ol><li> Um die Maus auf den Zylinder legen, begrenze die Maus mit einer Hand kurz, indem sie durch den Schwanz mit einer Hand festhalten und dann die Maus mit Zeigefinger und Daumen mit dem anderen hinter den Schultern zu erfassen. Wickeln Sie die restlichen Finger um die Maus Bauch und Oberkörper. </li><li> Mit der Hand die Maus nicht zurückzuhalten, befestigen Sie den Stecker mit dem Kopfstück auf den Kopf des Maus und drehen Sie die Verschlussschraube. </li><li> Platzieren Sie die Maus sanft auf den Zylinder und halten es fest, während Sie den Stecker am Rahmen zu befestigen. Verwenden Sie die beiden Schrauben, um den Anschluss an die Stäbe über dem Zylinder zu befestigen. </li><li> Sobald der Verbinder mit dem Zylinderrahmen gesichert ist, release der Halt an der Maus. Geben Sie der Maus einen Tag zwei Sitzungen der Gewöhnung an den Zylinder. Lassen Sie jede Gewöhnung Sitzung die gleiche Dauer wie jeder Anlage Sitzung. <ol><li> Nehmen Sie spontane Blinkrate während Gewöhnung und Pre-setzen die Mäuse auf die Whisker Vibration CS, um das Auftreten von Schreckreaktionen zu minimieren. Tragen Sie die CS als während einer tatsächlichen Anlage Sitzung, aber ohne die USA einen elektrischen Schlag. </li><li> Tragen Sie die Whisker Stimulation CS durch das Piezo-System nahe legen (ca. 0,5 cm) auf die konditionierte Seite (die rechte Seite) der Maus, während die Zähne des Kamms über die einzelnen Whiskers rutscht. Sicherzustellen, dass die gleichen whiskers Tag zu Tag stimuliert werden durch das Piezo-System in der gleichen Position von Tag zu Tag legen. </li></ol></li><li> Beginnen Sie mit der Maus auf die klassische Konditionierung zu trainieren. Geben Sie zwei Sitzungen Training pro Tag für fünf Tage. Lassen Sie etwa zwei Stunden zwischen jeder Trainingseinheit. <ol><li> Zum konditionierten Gruppe, deliver dreißig Studien pro Sitzung von einem 250 ms langen Whisker Vibration CS (60 Hz) mit einem 100 ms langen elektrischen Impuls gepaart US (0,3 mA - 3 mA, von einem WPI A385R Stimulus Isolator geliefert). Trennen Sie die CS und die USA mit einem 250 ms langen Stimulus freien Hinlaufintervalls die Aufgabe abhängig von dem Hippocampus (Abbildung 1) 23 zu machen. </li><li> Stellen Sie die Intensität des elektrischen Schlags für jedes Tier, so daß ein Blink evoziert wird. Separate Versuche mit einem zufälligen intertrial Intervall von 30-60 sec (durchschnittlich 45 sec, Gesamtdauer von 30 Minuten pro Sitzung.) </li><li> Geben Sie dreißig ungepaarten CS allein und US allein Versuche jeweils (für insgesamt sechzig Studien) zur pseudoconditioned Gruppe, die gleichen Stimulationsparameter verwendet wie für die konditionierte Gruppe angegeben. Stellen Sie sicher, dass das allein CS und US allein Versuche solche pseudorandomized sind, dass kein Reiz mehr als zweimal in Folge präsentiert wird. Trennen Sie die Studie mit einem durchschnittlichen intertrial Intervall von 22,5 sec. </li></ol></li><li> DeLeber Hintergrundgeräusch bei 65 dB im gesamten Gewöhnung und Ausbildung, um durch die Whisker-Stimulator erzeugt keine Geräusche von der Schwingung zu maskieren. </li></ol>

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<li>Boele, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebellar+and+extracerebellar+involvement+in+mouse+eyeblink+conditioning%3A+the+ACDC+model%5BTitle%5D)+AND+%22Front+in+Cell+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cerebellar and extracerebellar involvement in mouse eyeblink conditioning: the ACDC model.</a> Front in Cell Neurosci. 3 (19), (2010).</li>
<li>Koekkoek, S. K. E., Den Ouden, W. L., Perry, G., Highstein, S. M., De Zeeuw, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+kinetic+and+frequency-domain+properties+of+eyelid+responses+in+mice+with+magnetic+distance+measurement+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Monitoring kinetic and frequency-domain properties of eyelid responses in mice with magnetic distance measurement technique.</a> J Neurophysiol. 88 (4), 2124-2133 (2002).</li>
<li>Ward, R. L., Flores, L. C., Disterhoft, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infragranular+barrel+cortex+activity+is+enhanced+with+learning%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Infragranular barrel cortex activity is enhanced with learning.</a> J Neurophysiol. 108 (5), 1278-1287 (2012).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen haben.

Klassische eyeblink Anlage ist eine Form des assoziativen Lernens, das ist ein nützliches Werkzeug für das Verständnis der neuronalen Substrate zugrunde liegenden Lernen und Gedächtnis. Frühere Verfahren zur eyeblink Anlage bei Nagetieren eingesetzt wie Mäuse eine Kammer beteiligt, die für das Tier erlaubt, sich frei zu bewegen. Ein Kopf-Fest Vorbereitung für eyeblink Anlage in Mäusen, wobei die Vorrichtung von Chettih beschriebenen et al. Und Heiney et al. Und zuletzt verwendeten in Licht-evo...

Eyeblink Anlage ist eine Form der Pawlowschen Konditionierung und ein Modellsystem für die neuronalen Mechanismen des assoziativen Lernens und des Gedächtnisses zu untersuchen. Es wurde in verschiedenen Arten, einschließlich Menschen, Kaninchen, Katzen, Ratten und Mäusen untersucht. Das Paradigma beinhaltet die Präsentation von zwei gepaarte Reize: ein neutrales konditionierten Reiz (CS, zB einen Ton, einen Lichtblitz oder Whisker Stimulation) und einen ausgeprägten unbedingten Reiz (US, zB ein Luftstoß auf das Auge, oder periorbitalen Schock). Die US entlockt einen unbedingten, reflexive eyeblink Reaktion (dh UR). Schließlich, nach mehreren Präsentationen des gekoppelten CS-US, lernt das Subjekt die CS mit den USA zu verbinden. Dieses Lernen manifestiert sich in Form einer konditionierte Reaktion (CR), ein von der CS ausgelöst eyeblink allein, die die Präsentation der US vorausgeht. Eyeblink Anlage in der Spur Form enthält einen Stimulus freien Intervall von wenigen Stundenundred Millisekunden, die die CS und die USA (Abbildung 1) trennt. Trace Anlage ist eine Form der deklarativen Lernen , da es das Bewusstsein für die Stimulus Eventualitäten erfordert 1. Die zeitliche Lücke erfordert das Tier ein neuronales &#39;Spur&#39; zu halten , der CS in forebrain Regionen wie dem Hippocampus , um für die USA und die CS 1-6 assoziiert werden. Zusammen mit den Vorderhirns Regionen ist Trace Anlage auch abhängig von dem Cerebellum 7. Eyeblink Anlage ist daher ein nützliches Paradigma für die Untersuchung der zahlreichen Facetten des Gedächtnisses, einschließlich des Erwerbs, Konsolidierung und Abruf. Während eyeblink Anlage, eine Kontrollgruppe von Tieren mit ungepaarten Stimuli in zufälliger Reihenfolge präsentiert für pseudoconditioning oder sensibilisierte Reaktionen auf die CS zu testen, die durch US-Präsentation verursacht werden können, allein und nicht als CS-US-Verband gelernt. Eine häufig verwendete Apparatus für die Untersuchung von eyeblink Anlage bei Nagern ist eine Kammer , in der die Nagetiere sind erlaubt 8-10 über frei während des Trainingsprozesses zu bewegen. Mit dieser Art von Vorrichtung wird ein Tether normalerweise an einem Kopfstück befestigt ist, die an das Nagetier Schädel befestigt ist. Der Haltegurt ermöglicht die Abgabe der US (und manchmal auch die CS) und für das Tier die Antwort auf diese Stimuli zu übertragen (dh die eyeblink response) 10. Das Fangband selbst kann basierend auf der Art von Stimuli modifiziert werden, geliefert und wie die eyeblink Antwort wird aufgezeichnet. Der Grund für die &quot;frei bewegen&quot; tethered Mäuse für eyeblink Anlage ist, dass Mäuse gegen Zurückhaltung zu kämpfen. Obwohl andere Spezies Rückhalte zugänglicher sein kann, ist der Hauptvorteil von Mäusen in eyeblink Konditionierungsversuche mit, dass die Mehrzahl der verfügbaren genetisch veränderten Mutanten-Stämme Mausstämme sind. Zusätzlich zu kämpfen, komplett resTraint von Mäusen führt zu einer akuten Notlage. Ein Kopf-Fest Maus Vorbereitung, die Stress minimiert würde die physiologischen Informationen erhöhen, die während der eyeblink Anlage erhalten werden können. Zum Beispiel würde dieses System Imaging von kortikalen Neuronen ermöglichen , mit 2-Photonen Mikroskopie 11. Head-feste Präparate wurden in früheren Experimenten zur optischen Abbildung des Kortex durch entfernbare kranialen Implantate in vivo elektrophysiologische Aufnahmen des Nagetier Gehirn mit Tetrode Arrays, Zwei-Photonen - Calcium - Bildgebung, und auch als Plattform für eyeblink Anlage in Mäusen 11 -16. Im Kopf festen System, zuverlässige Stimulation und Aufnahmen werden ohne vollständige Zurückhaltung der Maus (Abbildung 2) gewährleistet. Ein Kopfstück, wie die in der frei beweglichen System verwendet wird, um die Maus des Schädels befestigt. Während des Trainings wird das Kopfstück an einem Verbinder befestigt, die an Stangen befestigt ist, überein zylindrisches Laufband, um die Rattenkopf (2A) zu stabilisieren. Der zylindrische Laufband kann die Maus bequem zur Ruhe, aber wenn die Maus dies wünscht, kann es auch zu laufen oder zu gehen. Mit der Verwendung dieses Systems, Mäuse mit einer whisker Vibration als CS und einer milden periorbital elektrischen Schlag als US (Figur 1) ausgebildet. Die USA wird über Drähte geliefert chirurgisch unter der Haut seitlich auf das Auge gelegt. Die CS ist über einen Kamm geliefert, die zu einer 2-Schicht rechteckigen Biegeaktor (2B) angebracht ist. Der Kamm und Biegeaktor werden dann einer Magnetbasis befestigt, die an der richtigen Position während des Trainings bewegt wird, und ist für eine optimale Abgabe für jedes einzelne Tier angepasst. Der Kamm ist so positioniert, um die ausgewählten Whisker spreizen. Während der Abgabe des CS, wird ein Signal an den Biegestellglied gesendet , die den Kamm und führt zu einer Vibration der Whisker 17 verdrängt. 16,18,19 verwendet. Der Grund, Whisker Stimulation wird in diesem experimentellen Paradigma für die CS gewählt ist die Abhängigkeit von murinen Tiere auf ihre Tasthaare für somatosensorischen Informationseingabe während der Exploration. Whisker Stimulation wurde eine zuverlässige und effektive CS - 20 gezeigt werden. Darüber hinaus die gut etablierte und organisierte Rindensubstrat des vibrissae System (dh der Barrel Cortex), Whisker Stimulation gegeben , wie die CS für die Abbildung kortikalen Veränderungen und Plastizität mit dem Lernen eyeblink Anlage 20,21 zugeordnet ist ein elegantes Werkzeug zur Verfügung stellt. Ein Kopf-Fest System ermöglicht die präzise Stimulation ausgewählter Whiskers Antworten zwischen stimulierten Neuronen und Neuronen empfangen Eingaben von nicht-stimulierten Whiskers zu vergleichen. Schließlich viele Stämme von Mäusen zeigen altersbedingten Hörverlust als relativ junge Erwachsene <sup&gt; 22, und Lidschluss während der konditionierten blink ändert eine visuelle CS (obwohl eine visuelle CS Fragen tut verbessern mit Schreckreaktionen 16). Whisker Stimulation wird nicht durch eine dieser Komplikationen betroffen. Präsentiert hier sind einzigartige und wichtige Änderungen auf andere kopffesten Vorbereitungen für eyeblink Anlage, einschließlich der Methoden für CS und US-Lieferung, und der Erwerb der eyeblink Antwort. Die Zuverlässigkeit dieser Geräte und die Ausbildung Paradigma in eyeblink Anlage wird durch Lernkurven von konditionierten Mäusen und einer relativ flachen Lernkurve von pseudoconditioned Kontrolltieren (7A) unter Beweis gestellt.

<table><tbody><tr><td>Exervo TeraNova Foam Roller 36&quot; x 6&quot;&amp;nbsp;</td><td>Amazon</td><td>B002ONUM0E</td><td>For cylinder</td></tr><tr><td>Plexiglas</td><td></td><td></td><td>Custom-made; 1 cm thick</td></tr><tr><td>Metal Rods (12.7&amp;nbsp;mm diameter)</td><td></td><td></td><td>Custom-made</td></tr><tr><td>4-40 machine screw (.25&amp;nbsp;in. long)</td><td>Amazon Supply</td><td>B00F33Q8QO</td><td>For cylinder</td></tr><tr><td>Classic Design Hair Comb</td><td>Conair</td><td>93505WG-320</td><td>For whisker stimulation</td></tr><tr><td>2-Layer Rectangular Bending Actuator</td><td>Piezo Systems</td><td>T220-A4-303X&amp;nbsp;</td><td>For whisker stimulation</td></tr><tr><td>Solder and Flux Kit</td><td>Piezo Systems</td><td>MSF-003-NI</td><td>For whisker stimulation</td></tr><tr><td>Magnetic Base</td><td>Thor Labs</td><td>MB175</td><td>For whisker stimulation</td></tr><tr><td>Threaded rod for magnetic base</td><td></td><td></td><td>Custom-made</td></tr><tr><td>Strips based on 221 series nylon strip connectors from Electronic Connector Corp.</td><td></td><td></td><td>Custom-made, based on Weiss and Disterhoft, 2008</td></tr><tr><td>TO-220 Style Transistor</td><td>Amazon Supply</td><td>B0002ZPZYO&amp;nbsp;</td><td>For connector; for the wings</td></tr><tr><td>Relia-Tac Sockets</td><td>Electronic Connector Corp.</td><td>220-S02</td><td>For connector</td></tr><tr><td>Relia-Tac Pins</td><td>Electronic Connector Corp.</td><td>220-P02</td><td>For headpiece</td></tr><tr><td>0-80 stainless steel machine screw (1 in. long)</td><td>Amazon Supply</td><td>B000FN68EE</td><td>Locking Screw</td></tr><tr><td>0-80 stainless steel machine screw hex nut (5/32 in. thick)</td><td>Amazon Supply</td><td>B000N2TK7Y</td><td>Locking Screw Head</td></tr><tr><td>Loctite Super Glue-Liquid</td><td>Loctite</td><td>1365896</td><td>Cyanoacrylic glue; for the locking screw</td></tr><tr><td>Quick Setting Epoxy</td><td>Ace Hardware</td><td>18613</td><td>For connector and whisker stimulation system</td></tr><tr><td>Ethernet Cable Wires</td><td></td><td></td><td>Ethernet cable can be taken apart to use the individual wires for the connector</td></tr><tr><td>Polyimide coated stainless steel wires (2&amp;nbsp;in. long, .005 in. diameter)</td><td>PlasticsOne</td><td>005sw/2.0 37365 S-S&amp;nbsp;</td><td>For headpiece, EMG and shock wires</td></tr><tr><td>Stainless steel uncoated wire (.005&amp;nbsp;in. diameter)</td><td>AM Systems</td><td>792800</td><td>For headpiece, ground wires</td></tr><tr><td>Tenma Variable Autotransformer</td><td>Tenma</td><td>72-110</td><td>For the whisker stimulation; rheostat to adjust current to the bending actuator</td></tr><tr><td>Amplifier</td><td>A-M Systems</td><td>1700</td><td>Amplifier for filtering and amplifying EMG signals</td></tr><tr><td>WPI A385R stimulus isolator</td><td>World Precision Instruments</td><td>31405</td><td>For the electrical shock</td></tr><tr><td>Isothesia (Isoflurane)</td><td>Henry Schein: Animal Health</td><td>50031</td><td>For surgery; anesthesia</td></tr><tr><td>Buprenex Injectable CIII</td><td>Reckett Benckiser Pharmaceuticals Inc</td><td>NDC 12496-0757-1</td><td>For surgery; analgesic</td></tr><tr><td>Akwa Tears: Lubricant Ophthalmic Ointment&amp;nbsp;</td><td>Akorn</td><td>NDC 17478-062-35</td><td>Artificial tear ointment to prevent dry eyes while under anesthesia</td></tr><tr><td>Povidine-Iodine Prep Pads</td><td>PDI</td><td>NDC 10819-3883-1</td><td>For surgery; antiseptic</td></tr><tr><td>Alcohol Prep Pads</td><td></td><td></td><td>May be purchased from any standard pharmacy</td></tr><tr><td>Stainless steel surgical scalpel handles (no.3)</td><td>Integra Miltex&amp;nbsp;</td><td>4-7.</td><td>For surgery</td></tr><tr><td>Stainless steel surgical scalpel blades</td><td>Integra Miltex</td><td>4-310 or 4-315</td><td>For surgery; number 10 or 15 scalpel blade</td></tr><tr><td>3% Hydrogen Peroxide</td><td></td><td></td><td>May be purchased from any standard pharmacy</td></tr><tr><td>Micro Clip</td><td>Roboz</td><td>RS-5459</td><td>For surgery, to hold back skin</td></tr><tr><td>00-90 stainless steel machine screw (0.0625&amp;nbsp;in. long)</td><td>Amazon Supply</td><td>B002SG89X4&amp;nbsp;</td><td>For surgery, to wrap ground wire around</td></tr><tr><td>Professional Rotary Tool</td><td>Walnut Hollow</td><td>29637</td><td>Hand drill for surgery, to drill holes in skull</td></tr><tr><td>Inverted Cone Burr</td><td>Roboz</td><td>RS-6282C-34</td><td>Inverted cone burr size 34; for surgery, to drill holes in skull</td></tr><tr><td>Engraving Cutter Drill Bit</td><td>Dremel</td><td>106</td><td>Engraving cutter; 1.6 mm bit; for surgery, to drill holes in skull</td></tr><tr><td>C&amp;amp;B Metabond-Quick! Cement System &quot;B&quot; Quick Base</td><td>Parkell</td><td>S398</td><td>For surgery; adhesive luting cement system; important to prevent headpiece avulsion</td></tr><tr><td>C&amp;amp;B Metabond-Quick! Cement System Clear L-Powder</td><td>Parkell</td><td>S399</td><td>For surgery; adhesive luting cement system; important to prevent headpiece avulsion</td></tr><tr><td>C&amp;amp;B Metabond-Quick! Cement System &quot;C&quot; Universal TBB Catalyst 0.7 ml</td><td>Parkell</td><td>S371</td><td>For surgery; adhesive luting cement system; important to prevent headpiece avulsion</td></tr><tr><td>C&amp;amp;B Metabond-Quick! Cement System Ceramic Mixing Dish with temperature strip</td><td>Parkell</td><td>S387</td><td>For surgery; adhesive luting cement system; important to prevent headpiece avulsion</td></tr><tr><td>Swiss Tweezers, style #5</td><td>World Precision Instruments</td><td>504506</td><td>For surgery</td></tr><tr><td>Puritan Cotton-Tipped Applicators</td><td>VWR International</td><td>10806-005&amp;nbsp;</td><td>For surgery</td></tr><tr><td>Dental Caulk Grip Cement Kit</td><td>Dentsply</td><td>675570</td><td>For surgery; dental cement</td></tr></tbody></table>

whisker-signaled eyeblink classical conditioning in head-fixed mice

Eyeblink conditioning is a common paradigm for investigating the neural mechanisms underlying learning and memory. To better utilize the extensive repertoire of scientific techniques available to study learning and memory at the cellular level, it is ideal to have a stable cranial platform. Because mice do not readily tolerate restraint, they are usually trained while moving about freely in a chamber. Conditioned stimulus (CS) and unconditioned stimulus (US) information are delivered and eyeblink responses recorded via a tether connected to the mouse's head. In the head-fixed apparatus presented here, mice are allowed to run as they desire while their heads are secured to facilitate experimentation. Reliable conditioning of the eyeblink response is obtained with this training apparatus, which allows for the delivery of whisker stimulation as the CS, a periorbital electrical shock as the US, and analysis of electromyographic (EMG) activity from the eyelid to detect blink responses.

8-10 Wochen alte männliche C57Bl6 / J-Mäuse wurden auf Spur eyeblink Anlage auf dem Kopf fixierten zylindrischen Laufbandvorrichtung ausgebildet. 8 Mäuse wurden mit gepaart CS-US-Präsentationen geschult (konditioniert Gruppe) und 9 Mäuse wurden mit ungepaarten CS und US-Präsentationen (pseudoconditioned Gruppe) ausgebildet. Beispiel EMG Aufnahmen eines konditionierten Antwort von einem konditionierten Maus sind in <stron...

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Whisker-signaled Eyeblink Classical Conditioning in Head-fixed Mice

The preparation presented here for whisker-signaled eyeblink conditioning in head-fixed mice precisely stimulates specific whiskers while allowing mice to ambulate on a cylindrical treadmill. A whisker stimulation conditioned stimulus (CS) paired with a periorbital shock unconditioned stimulus (US) results in reliable associative learning on this apparatus.

Whisker-signalisierte Eyeblink Klassische Konditionierung in Head-Fest Mäuse

Eyeblink conditioning is a common paradigm for investigating the neural mechanisms underlying learning and memory. To better utilize the extensive ...

whisker-signaled-eyeblink-classical-conditioning-in-head-fixed-mice

Research

JoVE Journal

Behavior

12.9K Aufrufe.  Northwestern University. The preparation presented here for whisker-signaled eyeblink conditioning in head-fixed mice precisely stimulates specific whiskers while allowing mice to ambulate on a cylindrical treadmill. A whisker stimulation conditioned stimulus (CS) paired with a periorbital shock unconditioned stimulus (US) results in reliable associative learning on this apparatus.

Serie: Whisker-signaled Eyeblink Classical Conditioning in Head-fixed Mice

Flat-floored Air-lifted Platform: A New Method for Combining Behavior with Microscopy or Electrophysiology on Awake Freely Moving Rodents

It is widely acknowledged that the use of general anesthetics can undermine the relevance of electrophysiological or microscopical data obtained from a living animal&#8217;s brain. Moreover, the lengthy recovery from anesthesia limits the frequency of repeated recording/imaging episodes in longitudinal studies. Hence, new methods that would allow stable recordings from non-anesthetized behaving mice are expected to advance the fields of cellular and cognitive neurosciences. Existing solutions range from mere physical restraint to more sophisticated approaches, such as linear and spherical treadmills used in combination with computer-generated virtual reality. Here, a novel method is described where a head-fixed mouse can move around an air-lifted mobile homecage and explore its environment under stress-free conditions. This method allows researchers to perform behavioral tests (e.g., learning, habituation or novel object recognition) simultaneously with two-photon microscopic imaging and/or patch-clamp recordings, all combined in a single experiment. This video-article describes the use of the awake animal head fixation device (mobile homecage), demonstrates the procedures of animal habituation, and exemplifies a number of possible applications of the method.

This method creates a tangible, familiar environment for the mouse to navigate and explore during microscopic imaging or single-cell electrophysiological recordings, which require firm fixation of the animal&#8217;s head.

Flach platt Klima angehoben Plattform: Eine neue Methode zur Kombination von Verhalten mit Mikroskopie oder Elektrophysiologie auf Awake frei bewegen Nagetiere

It is widely acknowledged that the use of general anesthetics can undermine the relevance of electrophysiological or microscopical data obtained from a ...

Forschung

Verhalten

Introducing Clicker Training as a Cognitive Enrichment for Laboratory Mice

Establishing new refinement strategies in laboratory animal science is a central goal in fulfilling the requirements of Directive 2010/63/EU. Previous research determined a profound impact of gentle handling protocols on the well-being of laboratory mice. By introducing clicker training to the keeping of mice, not only do we promote the amicable treatment of mice, but we also enable them to experience cognitive enrichment. Clicker training is a form of positive reinforcement training using a conditioned secondary reinforcer, the "click" sound of a clicker, which serves as a time bridge between the strengthened behavior and an upcoming reward. The effective implementation of the clicker training protocol with a cohort of 12 BALB/c inbred mice of each sex proved to be uncomplicated. The mice learned rather quickly when challenged with tasks of the clicker training protocol, and almost all trained mice overcame the challenges they were given (100% of female mice and 83% of male mice). This study has identified that clicker training for mice strongly correlates with reduced fear in the mice during human-mice interactions, as shown by reduced anxiety-related behaviors (e.g., defecation, vocalization, and urination) and fewer depression-like behaviors (e.g., floating). By developing a reliable protocol that can be easily integrated into the daily routine of the keeping of laboratory mice, the lifetime experience of welfare in the mice can be improved substantially.

The development of new refinement strategies for laboratory mice is a challenging task that contributes towards fulfilling the 3R principle. This protocol introduces clicker training as a cognitive enrichment program for laboratory mice.

Einführung in Clicker Ausbildung als Cognitive Anreicherung für Labormäuse

Establishing new refinement strategies in laboratory animal science is a central goal in fulfilling the requirements of Directive 2010/63/EU. Previous ...

Classical Short-Delay Eyeblink Conditioning in One-Year-Old Children

Classical eyeblink conditioning (EBC) refers to the learned association between a conditioned stimulus (an auditory tone) and an unconditioned stimulus (a puff of air to the cornea). Eyeblink conditioning is often used experimentally to detect abnormalities in cerebellar-dependent learning and memory that underlies this type of associative learning. While experiments in adults and older children are relatively simple to administer using commercial equipment, eyeblink conditioning in infants is more challenging due to their poor compliance, which makes correct positioning of the equipment difficult. To achieve conditioning in one-year-old infants, a custom-made or an adapted commercial system can be used to deliver the air puff to the infant's cornea. The main challenge lies in successfully detecting and classifying the behavioral responses. We report that automated blink detection methods are unreliable in this population, and that conditioning experiments should be analyzed using frame-by-frame analysis of supplementary video camera recordings. This method can be applied to study developmental changes in eyeblink conditioning and to examine whether this paradigm can detect children with neurological disorders.

This protocol describes an eyeblink conditioning paradigm appropriate for experiments with one-year-old infants. Commercial or custom-made equipment can be used to deliver the stimuli, and data collection and analysis should be performed on the video recordings.

Klassische kurze Verzögerung Eyeblink Konditionierung in One-jährige Kinder

Classical eyeblink conditioning (EBC) refers to the learned association between a conditioned stimulus (an auditory tone) and an unconditioned stimulus (a ...

A System for Tracking the Dynamics of Social Preference Behavior in Small Rodents

Exploring the neurobiological mechanisms of social behavior requires behavioral tests that can be applied to animal models in an unbiased and observer-independent manner. Since the beginning of the millennium, the three-chamber test has been widely used as a standard paradigm to evaluate sociability (social preference) and social novelty preference in small rodents. However, this test suffers from multiple limitations, including its dependence on spatial navigation and negligence of behavioral dynamics. Presented and validated here is a novel experimental system that offers an alternative to the three-chamber test, while also solving some of its caveats. The system requires a simple and affordable experimental apparatus and publicly available open-source analysis system, which automatically measures and analyzes multiple behavioral parameters at individual and population levels. It allows detailed analysis of the behavioral dynamics of small rodents during any social discrimination test. We demonstrate the efficiency of the system in analyzing the dynamics of social behavior during the social preference and social novelty preference tests as performed by adult male mice and rats. Moreover, we validate the ability of the system to reveal modified dynamics of social behavior in rodents following manipulations such as whisker trimming. Thus, the system allows for rigorous investigation of social behavior and dynamics in small rodent models and supports more accurate comparisons between strains, conditions, and treatments.

Described here is a novel automated experimental system that offers an alternative to the three-chamber test and also solves several caveats. This system supplies multiple behavioral parameters that enable rigorous analysis of small rodent behavioral dynamics during the social preference and social novelty preference tests.

Ein System zur Verfolgung der Dynamik des Verhaltens sozialer Präferenzen bei kleinen Nagetieren

Exploring the neurobiological mechanisms of social behavior requires behavioral tests that can be applied to animal models in an unbiased and ...

Investigating Migraine-Like Behavior Using Light Aversion in Mice

Migraine is a complex neurological disorder characterized by headache and sensory abnormalities, such as hypersensitivity to light, observed as photophobia. Whilst it is impossible to confirm that a mouse is experiencing migraine, light aversion can be used as a behavioral surrogate for the migraine symptom of photophobia. To test for light aversion, we utilize the light/dark assay to measure the time mice freely choose to spend in either a light or dark environment. The assay has been refined by introducing two critical modifications: pre-exposures to the chamber prior to running the test procedure and adjustable chamber lighting, permitting the use of a range of light intensities from 55 lux to 27,000 lux. Because the choice to spend more time in the dark is also indicative of anxiety, we also utilize a light-independent anxiety test, the open field assay, to distinguish anxiety from light-aversive behavior. Here, we describe a modified test paradigm for the light/dark and open field assays. The application of these assays is described for intraperitoneal injection of calcitonin gene-related peptide (CGRP) in two mouse strains and for optogenetic brain stimulation studies.

Rodents are not able to report migraine symptoms. Here, we describe a manageable test paradigm (light/dark and open field assays) to measure light aversion, one of the most common and bothersome symptoms in patients with migraines.

Untersuchung von migräneähnlichem Verhalten mit Lichtaversion bei Mäusen

Migraine is a complex neurological disorder characterized by headache and sensory abnormalities, such as hypersensitivity to light, observed as ...

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures in behaving animals remains a technical challenge, especially if the structures must be targeted stereotaxically. This protocol describes convenient surgical and electrophysiological techniques that maintain the animal&#8217;s head in the stereotaxic plane and unambiguously isolate the spiking activity of single neurons. The protocol combines head restraint of alert rodents, juxtacellular monitoring with micropipette electrodes, and iontophoretic dye injection to identify the neuron location in post-hoc histology. While each of these techniques is in itself well-established, the protocol focuses on the specifics of their combined use in a single experiment. These neurophysiological and neuroanatomical techniques are combined with behavioral monitoring. In the present example, the combined techniques are used to determine how self-generated vibrissa movements are encoded in the activity of neurons within the somatosensory thalamus. More generally, it is straightforward to adapt this protocol to monitor neuronal activity in conjunction with a variety of behavioral tasks in rats, mice, and other animals. Critically, the combination of these methods allows the experimenter to directly relate anatomically-identified neurophysiological signals to behavior.

This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

Juxtacellular Überwachung und Lokalisierung von einzelnen Neuronen im Sub-kortikalen Hirnstrukturen der Alarm, Head-zurückhaltende Ratten

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Neurowissenschaften

Behavioral Training Procedures for Head-fixed Virtual Reality in Mice

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays to be performed in head-fixed mice. This enables precise behavioral recordings while incorporating various neurophysiological techniques that require head-fixation to minimize movement-related signal noise during neural recordings. However, despite the growing use of VR, there is little published data on the detailed methodology of how to implement it. In this study, a training protocol is developed whereby male and female C57B16/J mice are trained to run down a virtual linear corridor, the length of which is increased from 1-3 m over multiple training sessions. Building upon this foundation, this study investigated the feasibility of mice performing complex behaviors within VR using a Y-maze paradigm. The task required navigating to the arm with black walls from the choice point in the Y-maze. After reaching a criterion of two consecutive days equal to or greater than 70% correct, the mice progressed to increasingly difficult sensory discrimination. The findings provide important details on the methodologies useful for the successful training of mice in VR and demonstrate that mice exhibit learning capabilities in navigating the Y-maze. The methodology presented not only offers insights into training duration in VR-based assays but also underscores the potential for probing intricate behaviors in mice, opening avenues for more comprehensive neuroscience investigations.

The article describes the experimental procedures for the commonly used linear track virtual reality (VR) paradigm in mice as well as determining the feasibility of running complex VR tasks by testing a Y-shaped signal discrimination task.

Verhaltenstrainingsverfahren für kopffixierte Virtual Reality bei Mäusen

Virtual reality (VR) combined with head-fixation is increasingly being utilized in behavioral neuroscience studies as it allows complex behavioral assays ...

<meta charset="utf8"></head><body>Echtzeit-Erkennung von Mausaugenschielen zur Verfolgung von Migräneschmerzen mit DeepLabCut

An Automated Squint Method for Time-syncing Behavior and Brain Dynamics in Mouse Pain Studies

Spontaneous pain has been challenging to track in real time and quantify in a way that prevents human bias. This is especially true for metrics of head pain, as in disorders such as migraine. Eye squint has emerged as a continuous variable metric that can be measured over time and is effective for predicting pain states in such assays. This paper provides a protocol for the use of DeepLabCut (DLC) to automate and quantify eye squint (Euclidean distance between eyelids) in restrained mice with freely rotating head motions. This protocol enables unbiased quantification of eye squint to be paired with and compared directly against mechanistic measures such as neurophysiology. We provide an assessment of AI training parameters necessary for achieving success as defined by discriminating squint and non-squint periods. We demonstrate an ability to reliably track and differentiate squint in a CGRP-induced migraine-like phenotype at a sub second resolution.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor im Rampenlicht: Entschlüsselung elektrischer Netzwerke hinter komplexen Gehirnaktivitäten und -störungen

This protocol provides a method for tracking automated eye squint in rodents over time in a manner compatible with time-locking to neurophysiological measures. This protocol is expected to be useful to researchers studying mechanisms of pain disorders such as migraine.

Eine automatisierte Schielmethode zur zeitsynchronen Verhaltens- und Gehirndynamik in Schmerzstudien an Mäusen

Spontaneous pain has been challenging to track in real time and quantify in a way that prevents human bias. This is especially true for metrics of head ...

Whisker-signalisierte Eyeblink Klassische Konditionierung in Head-Fest Mäuse

Zusammenfassung

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Flach platt Klima angehoben Plattform: Eine neue Methode zur Kombination von Verhalten mit Mikroskopie oder Elektrophysiologie auf Awake frei bewegen Nagetiere

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Ein System zur Verfolgung der Dynamik des Verhaltens sozialer Präferenzen bei kleinen Nagetieren

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Eine automatisierte Schielmethode zur zeitsynchronen Verhaltens- und Gehirndynamik in Schmerzstudien an Mäusen

Eine automatisierte Schielmethode zur zeitsynchronen Verhaltens- und Gehirndynamik in Schmerzstudien an Mäusen

Eine automatisierte Schielmethode zur zeitsynchronen Verhaltens- und Gehirndynamik in Schmerzstudien an Mäusen