Name: using touch-evoked response and locomotion assays to assess muscle performance and function in zebrafish
Uploaded: 2016-10-31T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 40 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Using Touch-evoked Response and Locomotion Assays to Assess Muscle Performance and Function in Zebrafish at JoVE.com

We thank Viewpoint for their kind sponsorship of this manuscript. This work was funded by an Australian National Health and Medical Research Council (NHMRC) Project Grant (APP1010110).

1. Berühren-evozierten Reaktion Assay <ol><li> Herstellung von 2 dpf Embryonen für Touch-evozierten Reaktion Assay <ol><li> Sicherzustellen , dass die Zeit des Tages , an dem der Test durchgeführt wird , konsistent zwischen den Experimenten, weil Aktivität dramatisch ganzen Tag 17,18 variieren. HINWEIS: Das Experiment ist blind durchgeführt werden, und die Reihenfolge der Tests randomisierten experimentellen Artefakte zu minimieren. </li><li> die Fische zuweisen Stämme eine Nummer, die dem einzelnen nicht bekannt ist, das Experiment durchgeführt wird. Im Anschluss daran mit frei verfügbaren Online-Tools, um eine zufällige Liste erzeugen, die die Reihenfolge der Prüfung vorschreibt. </li><li> Mindestens eine Stunde vor der Prüfung dechorionate Embryonen, die durch ein Loch in der Chorion-Ripping und sanft das Chorion Auseinanderziehen einer feinen Pinzette verwenden. Entfernen Sie die Verschmutzungen aus der Petrischale vor ° C Inkubator zum 28 zurückkehrt. </li></ol></li><li> Performing-Touch-evozierten Reaktion Assay <ol><li> wärme~~POS=TRUNC stage bis 28 ° C mindestens 15 min vor dem Test zu beginnen. HINWEIS: In dieser Phase wird die Temperatur gesteuert und wird bei 28 bleiben &#160; ° C für die Dauer des Tests. Temperatur Aktivität beeinflussen und es ist daher wichtig, eine konstante Temperatur zu halten. Wenn ein erwärmtes Stufe nicht verfügbar ist, dann sollte die Temperatur des Wassers überwacht werden, und alle Versuche sollten bei der gleichen Temperatur durchgeführt werden. </li><li> Legen Sie eine Petrischale gefüllt mit Embryo Medium (5 mM NaCl, 0,17 mm KCl, 0,33 mM CaCl 2, 0,33 mM MgSO 4 in Wasser) auf einer beleuchteten Bühne und montieren Sie die High-Speed - Kamera über die Petrischale. </li><li> Starten Sie die Videokamera-Aufnahme-Software (wie Stream Pix 5, hier beschrieben) und unter dem &quot;Arbeitsplatz&quot; wählen Sie die Registerkarte 1.000 Bilder pro Sekunde (1000 fps) als die Aufnahmegeschwindigkeit, die eine schnelle Schwimmverhalten der Fische zu gewährleisten, wird aufgezeichnet. </li><li> Arbeiten mit einem Embryo in einer Zeit, legen Sie den Embryo in middle der Petrischale mit der Zebrabärbling deutlich sichtbar in dem Sichtfeld. HINWEIS: Wenn der Embryo vor schwimmt weg von dem Experiment zu Beginn der Bauarbeiten mit einem anderen zu ersetzen, wie zurückzuerobern und die Positionierung des Embryos führen kann es auf den Reiz desensibilisiert werden und wiederholt Burst Antworten Muskelschwäche in einigen Krankheitsmodellen fördern kann. </li><li> Starten Sie die Aufnahme, indem Sie auf den &quot;Record&quot; Button klicken und liefern die mechanosensorischen Reiz auf den Embryo durch sie vorsichtig mit einer stumpfen Nadel auf der Oberseite des Kopfes zu berühren. </li><li> Beenden Sie die Aufnahme, nachdem der Embryo aus dem Sichtfeld oder wieder in Ruhe geschwommen. HINWEIS: Die Beschleunigungsspitzen innerhalb der ersten 0,2 Sekunden des Burst-Fluchtreaktion im Anschluss an die mechanischen Reiz. Daher sicher, dass zumindest während der ersten 0,2 Sekunden der Fluchtreaktion der Aufnahme die Fische im Blickfeld ist. Verwendung der Software in Schritt 1.2.3 beschrieben, werden die Daten automatisch gespeichert werdenals .avi Videodatei. Alternative Video-Capture-Software wie Free Video Capture oder Softonic, die beide frei zum Download verfügbar sind, können ebenfalls verwendet werden. </li><li> Bringen Sie den Embryo in eine neue Petrischale und wählen Sie einen anderen Embryo zum Testen. Führen Sie die Tests auf mindestens 15 Fische. </li></ol></li><li> Die Quantifizierung der Schwimmverhalten <ol><li> Um das Schwimmverhalten zu quantifizieren, starten Sie die Software und wählen Sie die &quot;Single Larvae Locomotion ohne Untergrundsubtraktion&quot; Modul zu öffnen Sie das gespeicherte Video in .avi - Datei. </li><li> Mit Hilfe der &quot;freihändig&quot; oder &quot;Polygon&quot; Werkzeug aus der Menüleiste wählen Sie Bereiche des Films für die Analyse verwendet werden. Stellen Sie sicher, dass die Region umfasst sowohl die ursprüngliche Position der Fische und die Gegend, dass die Fische schwimmen in wird. Stellen Sie sicher, dass die Sonde aus dem Bereich ausgeschlossen ist, analysiert werden. Die Software wird die Flugbahn des Fisches im gewünschten Bereich automatisch zu verfolgen. </li><li> Zur Durchführung ter Analyse, klicken Sie auf &quot;Experiment&quot; in der Menüleiste und wählen Sie &quot;Ausführen&quot;. Wenn aufgefordert , die Rohdaten Analysedatei (.phr Format) in der gewünschten Position zu speichern. Einmal gespeichert, klicken Sie auf &quot;Start&quot;, um die Analyse zu beginnen. Beenden Sie die Analyse durch einen Klick auf &quot;Stop&quot; unter dem &quot;Experiment&quot; Drop-Down-Menü. Ein Fenster mit den Ergebnissen wird angezeigt. </li><li> Blättern Sie nach rechts, um die &quot;maximale Beschleunigung&quot; Wert zu erhalten. Falls gewünscht, können diese Daten exportieren, indem Sie das Ergebnisfenster zu schließen und auf den &quot;Export sofortige Ergebnisse&quot; -Knopf unter &quot;Ergebnisse&quot; im Dropdown-Menü klicken. Wählen Sie die entsprechende Rohdaten Analysedatei, und klicken Sie auf Open. Eine Textdatei, die in einem Tabellenkalkulationsprogramm geöffnet werden kann, wird im Zielordner gespeichert werden. </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang für jeden einzelnen Fisch und durchschnittlich die mittlere maximale Beschleunigung für jeden Stamm zu erhalten (siehe Abbildung 1). HINWEIS: Als Alternative zu using die hier beschriebene Software, ähnliche Pakete wie die frei verfügbaren ImageJ-Software kann die relevanten Bewegungsdaten zu extrahieren, verwendet werden. Die 3D-Particle Tracker Plugin kann verwendet werden, Schwimmbahnen zu verfolgen. </li></ol></li></ol> 2. Locomotion Assay - 10 min Schwimmtest <ol><li> Herstellung von 6 dpf Embryonen für Schwimmanalyse <ol><li> Falls erforderlich, sort Embryonen für die gewünschte Genotyp, beispielsweise durch Expression eines fluoreszierenden Proteins oder durch Phänotyp untersucht, und in einen separaten Petrischale (25-30 Embryonen pro Schale). Alternativ kann der Genotyp nach Beendigung der Fortbewegung Assay bestimmt werden. </li><li> Bei 3 dpf, erneut zu prüfen, Petrischalen und entfernen Sie alle nicht geschlüpften Embryonen und Schutt. Rückpetrischalen auf 28 ° C Inkubator bis 6 dpf. </li><li> Führen Sie die Tests aller Stämme von 9.00 bis 12.00 Uhr, die die Zeit ist, bei der Zebrabärblingembryonen am aktivsten sind. Randomisieren die Reihenfolge des Testens und der Position in der pEnde von Wildtyp und Mutante Proben, die die Auswirkungen der zirkadianen Unterschiede und andere experimentelle Bias zu minimieren. Hinweis: Es ist wichtig, daß die Testzeit zwischen den Experimenten konsistent ist, weil Aktivität dramatisch während des Tages variieren. </li><li> Mindestens 30 Minuten vor der Prüfung statt Larven in einer 48-Well-Platte mit einer Larve pro Vertiefung. Nach der Übertragung füllen die Vertiefungen, so dass die Wasseroberfläche knapp unter dem oberen Ende des Bohrloches ist, um sicherzustellen, gibt es keine Blasen. Rückplatten bis 28 ° C Inkubator. </li><li> im Licht für fünf Minuten vor dem Test nehmen Platten aus dem Inkubator und akklimatisieren. </li></ol></li><li> Durchführen von Locomotion Assay <ol><li> Platzieren Sie die 48-Well-Platte in die Aufzeichnungskammer, die mit einer Infrarot-Kamera ausgestattet ist, die Erfassung von bis zu 60 Bildern / sec, so daß Larven im Dunkeln erkannt werden. Prüfen, ob alle der Vertiefungen im Inneren des kreisförmigen Gitters auf der Lokomotion Software gesetzt und dass alle Larven CLEarly nachweisbar. </li><li> Starten Sie die Software und wählen Sie das &quot;Tracking&quot; Modul. Unter &quot;Datei&quot; klicken Sie auf &quot;generieren neue Protokoll&quot; und die Anzahl der Brunnen für das Experiment verwendet bearbeiten. Stellen Sie sowohl die Versuchsdauer und der Integrationsperiode bis 10 min durch einen Klick auf den &quot;Parameter&quot; Drop-Down-Menü und die Auswahl der &quot;Protokollparameter&quot; und anschließend die &quot;Zeit&quot; aus. Auf der gleichen &quot;Protokollparameter&quot; Dialogfenster klicken Sie auf die Registerkarte &quot;Optionen&quot; und stellen Sie sicher das &quot;Numeriscope&quot;, um folgende geklickt wird, das kann der &quot;Protokollparameter&quot; Dialogfeld geschlossen werden. </li><li> So stellen Sie die Aufnahmebereiche das gesamte Raster und klicken Sie doppelt auf einen der Brunnen hervorzuheben. Klicken Sie auf die &quot;ziehen Bereiche&quot; und ziehen um die oben links, oben rechts und unten links Brunnen und klicken Sie auf &quot;Build&quot;, das die Software die Position jeder Vertiefung automatisch bestimmen können. zeichnen sich auch in einer SkalaLeiste und klicken Sie auf &quot;gelten Gruppe&quot;. Einmal abgeschlossen, klicken Sie auf den &quot;ziehen Bereichen&quot; -Taste. </li><li> bestimmen visuell Detektionsschwelle durch die &quot;Detektionsschwelle&quot; bar auf ein Niveau Gleiten, bei dem nur die Fischbewegungen ohne Hintergrundsignale werden hervorgehoben. HINWEIS: Die Detektionsschwelle zwischen den Stämmen und somit müssen die Schwellenwerte festgelegt werden, wann immer ein neuer Stamm getestet variieren. In der repräsentativen Daten, die eine Detektionsschwelle von 25 mm vorgestellt / s verwendet wurde. </li><li> Vor Beginn der Prüfung eingeben Bewegung Schwellen für die Erkennung von Inaktivität, und kleine und große Bewegungen. HINWEIS: Bei der repräsentativen Daten, die eine Inaktivitätsschwelle von 6 mm / s und eine Aktivität platzen Schwelle von 30 mm / s verwendet wurde, vorgestellt. Die Schwellenwerte bestimmen die minimale Bewegung aktiv zu berücksichtigen und das Niveau erforderlich ist, um Burst-Aktivität in Betracht gezogen werden und die Klassifizierung der Tätigkeit in kleine (aktiv erlauben aber unter Burst activity Schwellen) und groß (größer als der Schwellenwert Burst-Aktivität) Bewegungen. Die Schwellenwerte können abhängig von der Aktivität der besonderen Fischstämme analysiert verändert werden. HINWEIS: Obwohl der Test kann in entweder hellen oder dunklen Bedingungen durchgeführt werden, Zebrabärblingembryonen im Dunkeln 18 , aktiver zu sein gezeigt worden sind. </li><li> Stellen Sie die Lichtintensität innerhalb der Kammer bei 0% liegen, indem Sie auf die &quot;Lichtfahr Einstellungen&quot; Taste unter dem &quot;Parameter&quot; klicken Dropdown-Menü. Auf dem resultierenden Dialogfeld, fügen Sie die erforderlichen Lichteinstellungen. HINWEIS: Die Lichtintensität innerhalb der Kammer kann ausgelöst werden, zum Ein- und Ausschalten während der Testzeit Larven Aktivität zu stimulieren </li><li> Schließen Sie die Tür des Aufzeichnungskammer und Videoaufnahme zu starten. </li></ol></li><li> Die Quantifizierung der Schwimmverhalten <ol><li> Nachdem das Experiment abgeschlossen ist, klicken Sie auf &quot;Stopp&quot; unter dem &quot;Experiment&quot; Drop-Down-Menü. Ein Dialog box mit allen Ergebnissen wird angezeigt. </li><li> Für den Zugriff auf diese Ergebnisse in Excel, klicken Sie auf &quot;Übergeordneten Ordner öffnen&quot; und öffnen Sie die Excel-Datei, die in dem resultierenden Ordner angezeigt wird. Die wichtigen Parameter sind &quot;smlct&quot; (kleine Bewegung count) &quot;larct&quot; (große Bewegung count) &quot;smldist&quot; (Gesamtstrecke durch die Fische in kleinen Bewegungen abgedeckt) und &quot;lardist&quot; (total durch die Fische zurückgelegte Strecke in große Bewegungen ). HINWEIS: Nach der Aufnahme, gibt die Software auch zwei zusätzliche Ausgabedateien in Form einer .avi - Datei (ein Video von der 10 min Aufzeichnung enthält) und eine .png Bilddatei (eine visuelle Darstellung der Fortbewegung während der 10 - haltigen min Experiment, siehe Abbildung 2). </li><li> Sobald die Bewegungswerte berechnet werden, wiederholen Sie die .avi und PNG - Dateien , ob die Bewegungswerte , um die Schwimmbewegungen des Fisches (siehe Abbildung genau abbilden berechnet Meinung3). HINWEIS: Als Alternative, die Software zu verwenden hier beschriebenen Pakete wie die frei verfügbaren ImageJ Software verwendet werden, können die Bewegungsverhalten zu verfolgen. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Viele verschiedene Tiermodelle einschließlich Mäuse, Hunde, Zebrabärbling, Fliegen und Würmer haben zu unserem Verständnis der genetischen und molekularen Grundlagen von Muskelerkrankungen beigetragen und bei der Entwicklung von therapeutischen Ansätzen unterstützt sie zu bekämpfen. Der Zebrafisch bietet mehrere Vorteile für die Untersuchung von Muskelerkrankungen. Der Zebrafisch ein genetisch manipulierbar System komplex Muskelmusterungs in einem geeigneten physiologischen Umgebung zu bewerten, die in in vitro Kultursystemen nicht möglich ist. Im Gegensatz zu anderen Wirbeltiermodellen erzeugt die große Anzahl von Fischen, zusammen mit seiner optischen Klarheit, erleichtert die schnelle Hochdurchsatz in vivo chemische und genetische Screening. Hier beschreiben wir die Entwicklung von Zebrabärbling Bewegung Assays ein Hochdurchsatz und automatisierte Verfahren zu schaffen, Muskelleistung während Zebrabärbling Embryonalentwicklung zu beurteilen. Für beide Assays festzustellen, dass zirkadiane Rhythmen quittiert undexterne Reize aus der Umwelt deutlich Zebrabärbling Schwimmverhalten 17,18 beeinflussen. Wiederholtes Testen des gleichen Zebrabärbling wird auch Gewöhnung führen eine Abnahme der Reaktion auf den taktilen Reiz verursacht 23. Daher sollten, um reproduzierbare Ergebnisse zwischen den Experimenten jedes Zebrafischembryo zu erreichen nur einmal getestet werden, die Tageszeit und Lichtbedingungen standardisiert werden sollten, und die Wassertemperatur muss streng reguliert werden. Mit dem Touch-evozierte Analyse bei 2 dpf wir direkt die maximale Beschleunigung eines Bursts Schwimmbewegungen messen können, die zu Muskelkraft proportional ist. Früheren Techniken in Zebrabärbling haben Muskelkraft untersucht , indem beide Enden der Embryonen zu Versuchsanlagen folgenden binden Kontraktion der Muskeln stimuliert wird unter Verwendung eines elektrischen Feldes und die Krafterzeugungsfähigkeit des Muskels 14 gemessen wird . Während dieses Verfahren misst die Kraft Kapazität von t Erzeugungser Larven Muskel, ist es nicht die tatsächliche Kraft messen durch die Larven Muskel erzeugt während des Schwimmens. Wir entwickelten deshalb ein Verfahren, um indirekt die Kraft beurteilen während des normalen Larvenschwimmbewegung erzeugt ein Gesamtmaß der Muskel Gesundheit zu liefern. Die Hochgeschwindigkeits-Videosystem, der fähig ist mit einer Bildrate von 1.000 Frames einzelnen Zebrabärbling Bewegungen Aufzeichnung / sec verwendet werden können kleine, aber signifikante Unterschiede in der Muskelfunktion, die nicht direkt durch unterscheidbare Auge zu identifizieren. Es wird interessant sein zu sehen, wie zuvor Änderungen berichtet in elektrisch stimulierte Kraft-Generation mit Veränderungen in der Schwimmleistung korrelieren. Darüber hinaus evoziert die Touch - Reaktion Assays können auch eine quantitative Messung des Bewegungsverhaltens zu geben Schwimmkinematik, wie die Form und die Geschwindigkeit der Körperwelle während der Schwimmbewegung 24, zu beurteilen , verwendet werden. Aufgrund der spontanen Bewegung zebrafish Larven nach 3 dpf, waren wir die berührungs evozieren Tests durchzuführen, um zu messen Muskelfunktion nicht in der Lage. Im Gegensatz dazu messen wir die Muskelleistung über einen längeren Zeitraum, indem der Abstand geschwommen von Zebrabärblingembryonen bei 6 dpf zu bestimmen. Dieser Test, obwohl ein indirektes Maß für die Muskelfunktion, kann verwendet werden , Fisch Anzeige beeinträchtigter Muskelleistung 8 oder Neurodegeneration 25,26 zu identifizieren. Dieser Test liefert nicht nur eine Messung analog zum 6 min - Gehtest , sondern eignet sich auch für die automatisierte Hochdurchsatz - in - vivo - Arzneimittel oder Mutagenese - Bildschirme.

Während des letzten Jahrzehnts Zebrabärbling zunehmend verwendet worden, um Muskel Zellbiologie und der Krankheit zu untersuchen. Die rasche Entwicklung der externen Zebrafischembryo, gekoppelt mit seiner optischen Klarheit, ermöglicht die direkte Visualisierung der Muskelbildung, Wachstum und Funktion. Der Prozess der Entwicklung der Muskulatur ist stark in Zebrabärbling konserviert und dies hat die erfolgreiche Modellierung einer Reihe von Muskelerkrankungen einschließlich Muskeldystrophien und angeborenen Myopathien 1-8 erlaubt. Detaillierte Prüfung von Zebrabärbling Modelle hat nicht nur neue Einblicke in die Pathobiologie dieser Bedingungen zur Verfügung gestellt , sondern auch eine Plattform für die Erprobung geeigneter Therapien 6,9-13 zur Verfügung gestellt. Die Analyse der Zebrabärbling Modelle von Muskelerkrankungen beruht auf zuverlässige und reproduzierbare Tests Muskelleistung zu messen. Frühere Studien haben erfolgreich die Krafterzeugungsfähigkeit des Zebrabärbling Rumpfmuskulatur in Fisch zwischen 3 und 7 dpf gemessenelektrisch stimulieren Kontraktion eines mit einem Kraftübertragungssystem 14 angebracht immobilisiert Fisch. Dies kann detaillierte Messungen von Kraft zur Verfügung stellen, sind jedoch nicht ideal für einen höheren Durchsatz Experimente geeignet und gibt es Vorteile für die Muskelleistung Messung während des Schwimmens. Bei 2 dpf Zebrabärbling Muskel ist voll funktionsfähig und die Fische können platzen Schwimmbewegungen als Reaktion auf Reize hervorzurufen. Die berührungs evozieren Fluchtreaktion-Assay wird verwendet, Beschleunigung zu messen, während eines Bursts Schwimmbewegung, die als Maß für die Kontraktionskraft verwendet werden kann. Eines der am meisten verwendeten Maßnahmen der Muskelfunktion in Myopathie - Patienten ist die 6 min - Gehtest, die die Gesamtstrecke ging auf einer harten , flachen Oberfläche 15,16 aufzeichnet. Wir haben einen vergleichbaren Test zur Messung der Muskelfunktion in 6 dpf Zebrabärblingembryonen angewandt, wobei wir die gesamte Strecke geschwommen, und die Gesamtzahl der Bewegungen von jeder Larve über einen Zeitraum von 10 Minuten gemacht überwachen. Dies wird durchgeführt,unter Verwendung eines automatischen Verfolgungssystem, das zuverlässig und mit hoher Durchsatzmessungen von Muskelleistung liefert. Beide Muskeltests sind in hohem Maße reproduzierbar und verwendet wurden Unterschiede in der Muskelleistung in Zebrabärbling Myopathie Modelle 8 zu quantifizieren.

<table><tbody><tr><td>21 G x 1&#039; Blunt Needle</td><td>Terumo/Admiral Medical Supplies</td><td>TE2125</td><td></td></tr><tr><td>48-well plates</td><td>Sigma</td><td>M8937</td><td></td></tr><tr><td>90 mm Petri Dishes</td><td>Pacific Laboratory Products PT</td><td>S90001</td><td></td></tr><tr><td>High Speed Camera</td><td>Baumer</td><td>HXC20</td><td></td></tr><tr><td>http://www.randomization.com</td><td>N/A</td><td></td><td>Steps 1.1.2, 2.1.3</td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Thermoline Scientific</td><td>TEI-43L</td><td></td></tr><tr><td>Plastic Pipette</td><td>VWR</td><td>16001-188</td><td></td></tr><tr><td>StreamPix5</td><td>NorPix</td><td></td><td>Step 1.2.3</td></tr><tr><td>Temperature Control Unit</td><td>Viewpoint</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tweezers, style 8</td><td>ProSciTech</td><td>T04-821</td><td></td></tr><tr><td>Zebrabox System</td><td>Viewpoint</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zebralab</td><td>Viewpoint</td><td></td><td>Steps 1.3.1, 2.2.1</td></tr></tbody></table>

using touch-evoked response and locomotion assays to assess muscle performance and function in zebrafish

Zebrabärbling Muskelentwicklung ist mit Säugetiersystemen hoch konserviert sie ein hervorragendes Modell macht die Muskelfunktion und Krankheit zu untersuchen. Viele Myopathien der Skelettmuskelfunktion beeinträchtigen können schnell und einfach über die ersten paar Tage der Embryonalentwicklung in Zebrabärbling beurteilt werden. Mit dem 24 Stunden nach der Befruchtung (HPF), Wildtyp- Zebrabärbling Vertrag spontan ihre Schwanzmuskeln und um 48 HPF, Zebrabärbling Ausstellung kontrollierten Schwimmverhalten. Verringerung der Häufigkeit von oder andere Veränderungen in, können diese Bewegungen eine Skelettmuskelfunktionsstörung hinweisen. Um Schwimmverhalten zu analysieren und die Muskelleistung in frühen Zebrabärblingentwicklung beurteilen zu können, nutzen wir beide Touch-evozierte Fluchtreaktion und Lokomotion Assays. Touch-evozierte Fluchtreaktion Assays können verwendet werden, um die Leistungsfähigkeit der Muskulatur während der kurzen Burst Bewegungen beurteilen aus Kontraktion der Fast-Twitch-Muskelfasern. Als Reaktion auf einen externen Stimulus, der in diesem Fall ein Antippender Kopf, Wildtyp- Zebrabärbling bei 2 Tage nach der Befruchtung (dpf) weisen typischerweise eine leistungsstarke Burst schwimmen, durch scharfe Kurven begleitet. Unsere Methode quantifiziert Skelettmuskelfunktion durch die maximale Beschleunigung während einer Burst-Schwimmbewegung zu messen, die Beschleunigung auf die Kraft direkt proportional durch Muskelkontraktion erzeugt. Im Gegensatz dazu Lokomotion Tests während der frühen Zebrabärbling Larvenentwicklung verwendet werden, um die Leistungsfähigkeit der Muskulatur während anhaltender Perioden der Muskelaktivität zu bewerten. Verwendung eines Verfolgungssystems Schwimmverhalten zu überwachen, wurde eine automatisierte Berechnung der Häufigkeit der Anwendung und Entfernung in 6 Tage alten Zebrafisch, reflektierendes ihrer Skelettmuskelfunktion erhalten. Messungen der Schwimmleistung sind wertvoll für die phänotypischen Bewertung von Krankheitsmodellen und Hochdurchsatz-Screening von Mutationen oder chemischen Behandlungen Skelettmuskelfunktion zu beeinflussen.

Touch evozierten Reaktion Assay verwendet werden, können die Geschwindigkeit und Beschleunigung der Schwimmbewegungen zu bestimmen, die ein proportionales Maß an Muskelkraft. Als Reaktion auf einen mechanischen Reiz, wie ein kleiner Klaps auf den Kopf 2 dpf Wildtyp Zebrabärbling zeigen eine schnelle Schwimmbewegungen. Tg (ACTA1 D286G -eGFP), ein Modell von nemaline Myopathie , die erhebliche Muskelschwäche zu haben, und ein Modell der Duchenne - Muskeldystrophie , bei denen schwere Muskeldefekten hat sich gezeigt , beschrieben wurden: Videos wurden für zwei verschiedene Zebrabärbling Myopathie Modelle erfasst und analysiert bei 5 dpf 19,20. Bilder aus einem Video eines typischen Touch evozierte Assays sind in 1A dargestellt. Beschleunigung der Zebrabärbling wurde innerhalb der ersten 0,2 Sekunden des Bursts swimming Fluchtreaktion (1B) zu Spitze untersucht und festgestellt. Dieser Peak maximaler Beschleunigung liefert ein Maß, das der Kraft proportional ist, generating Kapazität der Skelettmuskulatur. Die maximale Beschleunigungswerte wurden gemittelt , um eine mittlere maximale Beschleunigungswert (± Standardfehler des Mittelwerts) für jeden Stamm zu erhalten: Tg (ACTA1 D286G -eGFP): Mittelwert = 276,0 ± 28,8 m / s 2, n = 3 unabhängigen Wiederholungsversuchen umfassend 15 einzelne Fische; Wildtyp - Steuerung: Mittelwert = 500,8 ± 50,28 m / sec 2, n = 3 unabhängige Wiederholungsversuchen mit 15 einzelnen Fische; DMD PC2 - / - Mutante: mean = 249,9 ± 19,1 m / s 2, n = 3 unabhängige Wiederholungsversuchen umfassend 12-19 einzelne Fische; DMD pc2 +/- heterozygote: Mittelwert = 235,9 ± 8,7 m / s 2, n = 3 unabhängige Wiederholungsversuchen umfassend 16-27 einzelne Fische; DMD PC2 + / + Wildtyp - Homozygoten: Mittelwert = 230,9 ± 8,7 m / s 2, n = 3 unabhängige Wiederholungsversuchen umfassend 8-27 einzelnen Fisch (1C). Wie erwartet, D286 die Tg (ACTA1G -eGFP) Fische wurden eine signifikante Abnahme der maximalen Beschleunigung zu haben , die darauf hindeuteten , reduziert die Muskelfunktion, die mit Maus - Modellen und Patientendaten konsistent ist 8,21,22. Die DMD pc2 - / - Mutante Fische zeigten jedoch keinen Unterschied in der maximalen Beschleunigung, bei 2 dpf, in Übereinstimmung mit der Detektion von Muskeldefekten von 3 dpf 20 (1D). Locomotion Assays wurden bei 6 dpf geführt, um die Aktivität und die Entfernung von swum Zebrabärbling-Stämme als Hinweis auf Muskelleistung zu bestimmen. Nach der Prüfung, eine schematische Darstellung der Schwimmbewegungen während der Testphase von zehn Minuten erzeugt wurde, mit roten und grünen Linien Perioden von langsamen und schnellen Bewegung repräsentieren jeweils und schwarzen Linien , die Perioden der Inaktivität (Abbildung 2). Einzelne Wildtyp- Zebrabärbling zeigen eine hohe Aktivität mit relativ keine Perioden der Inaktivität als opposed an Tg (ACTA1 D286G -eGFP) Fische, die der Testphase (2B) aktiv sind , weniger über. Das Schwimmverhalten wurde durch Mittelung der einzelnen Werte der Anzahl der Bewegungen und der Abstand swum von jedem Fisch (Abbildung 3) quantifiziert. Sowohl Tg (ACTA1 D286G -eGFP) Fisch (3A und 3B) und DMD pc2 - / - Mutante Fisch (3C und 3D) wurden eine signifikante Abnahme haben in der mittleren Anzahl von Bewegungen und Entfernung gefunden SWUM im Vergleich zu ihren jeweiligen Kontrollen: Tg (ACTA1 D286G -eGFP) Fisch: mittlere Anzahl der Bewegungen = 94,3 ± 13,6, Abstand geschwommen = 112,9 ± 18,4 mm, n = 3 unabhängigen Wiederholungsversuchen, die 45 Fische bedeuten; Wildtyp-Kontrollen: mittlere Anzahl der Bewegungen = 177,4 ± 14,0, mittlerer Abstand geschwommen = 300,2 ± 22,8 mm, n = 3 unabhängigen replicate Experimente, die 45 Fische; DMD PC2 - / - Mutante die mittlere Anzahl von Bewegungen = 163,3 ± 30,0, Entfernung geschwommen bedeuten: 298,4 ± 60,37 mm, n = 3 unabhängigen Wiederholungsversuchen umfassend 12-20 Fisch; DMD pc2 +/- heterozygote: mittlere Anzahl der Bewegungen = 362,3 ± 38,8, mittlerer Abstand geschwommen: 660,3 ± 86.1mm n = 3 unabhängige Wiederholungsversuchen umfassend 17-27 Fisch; DMD PC2 + / + Wildtyp - Homozygoten die mittlere Anzahl von Bewegungen = 341,9 ± 91,6, mittlerer Abstand geschwommen = 574,3 ± 170.9mm n = 3 unabhängige Wiederholungsversuchen umfassend 8-25 Fisch. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54431/54431fig1.jpg" /> Abb . 1: Die Quantifizierung der berührungs evozieren Antwort Assay für 2 dpf Genaktivität (A) Snapshot Bilder eines Steuer Zebrabärbling während berührungs evozieren Assays bei 2 dpf. (B) Beschleunigungsprofil für den ersten 0,2 Sekunden von aEinzel Tg (ACTA1 D286G -eGFP) (rot) und Einzelkontrolle (blau) Zebrabärbling nach der Anwendung des Berührungsreiz. Die maximale Beschleunigung wird durch die gepunkteten Linien dargestellt. (C, D) Quantifizierung der maximalen Beschleunigung (m / s 2) aufgezeichnet von Touch-evozierten Reaktion Assays von (C) Tg (ACTA1 D286G -eGFP) Zebrabärbling und (D) DMD PC2 - / - Mutant Fisch im Vergleich Zebrabärbling zu steuern , mit 2 dpf. Die Fehlerbalken stellen ± SEM für drei Wiederholungsexperimenten, * p &lt;0.05. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54431/54431fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54431/54431fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54431/54431fig2.jpg" /> Abbildung 2:. Darstellung der Lokomotion Assays für Genaktivität (A) sind Genaktivität platziert in 48-Well - Platten und Fortbewegung wird von oben mit einem Infrarot - Digitalkamera aufgenommen. (B) Schematische Darstellung der Zebrabärbling Bewegung während der Testperiode mit roten Linien zeigen schnelle Bewegungen, grüne Linien zeigen langsame Bewegungen und schwarzen Linien Inaktivität darstellt (wie eingegeben durch die Erkennungsschwellen bestimmt in der Software). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54431/54431fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54431/54431fig2large.jpg" target="_blank">um eine größere Version diese Figur.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54431/54431fig3.jpg" /> Abbildung 3:. Die Quantifizierung der Lokomotion Assays für 6 dpf Zebrabärblingembryonen Quantifizierung der (A) Anzahl der Bewegungen und (B) Entfernung von Tg (ACTA1 D286G -eGFP) Zebrabärbling reiste im Vergleich Zebrabärbling zu steuern , mit 6 dpf.Die Quantifizierung der (C) Anzahl der Bewegungen und (D) Entfernung von DMD pc2 gereist - / - Mutant Fisch im Vergleich Zebrabärbling zu steuern , mit 6 dpf. Die Fehlerbalken stellen ± SEM für drei Wiederholungsexperimenten, * p &lt;0,05, ** p &lt;0.01. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54431/54431fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54431/54431fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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Using Touch-evoked Response and Locomotion Assays to Assess Muscle Performance and Function in Zebrafish

Zebrafish are an excellent model to study muscle function and disease. During early embryogenesis zebrafish begin regular muscle contractions producing rhythmic swimming behavior, which is altered when the muscle is disrupted. Here we describe a touch-evoked response and locomotion assay to examine swimming performance as a measure of muscle function.

Mit Touch-evozierte Reaktion und Locomotion Assays zur Beurteilung der Muskelleistung und Funktion in Zebrabärbling

Zebrafish muscle development is highly conserved with mammalian systems making them an excellent model to study muscle function and disease. Many ...

using-touch-evoked-response-locomotion-assays-to-assess-muscle

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

12.8K Aufrufe.  Monash University. Zebrafish are an excellent model to study muscle function and disease. During early embryogenesis zebrafish begin regular muscle contractions producing rhythmic swimming behavior, which is altered when the muscle is disrupted. Here we describe a touch-evoked response and locomotion assay to examine swimming performance as a measure of muscle function. 

Serie: Using Touch-evoked Response and Locomotion Assays to Assess Muscle Performance and Function in Zebrafish

Analysis of Zebrafish Larvae Skeletal Muscle Integrity with Evans Blue Dye

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders. In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle membrane is a critical disease determinant. To date, numerous neuromuscular conditions display degenerating muscle fibers with abnormal membrane integrity; this is most commonly observed in muscular dystrophies. Evans Blue Dye (EBD) is a vital, cell permeable dye that is rapidly taken into degenerating, damaged, or apoptotic cells; in contrast, it is not taken up by cells with an intact membrane. EBD injection is commonly employed to ascertain muscle integrity in mouse models of neuromuscular diseases. However, such EBD experiments require muscle dissection and/or sectioning prior to analysis. In contrast, EBD uptake in zebrafish is visualized in live, intact preparations. Here, we demonstrate a simple and straightforward methodology for performing EBD injections and analysis in live zebrafish. In addition, we demonstrate a co-injection strategy to increase efficacy of EBD analysis. Overall, this video article provides an outline to perform EBD injection and characterization in zebrafish models of neuromuscular disease.

In this study, we describe a straightforward method to perform Evans Blue Dye (EBD) analysis on zebrafish larvae. This technique is a powerful tool for the characterization of skeletal muscle integrity and delineation of zebrafish models of muscular dystrophy, and is a valuable method for the development of novel therapeutics.

Analyse von Zebrafisch-Larven Skelettmuskel Integrität mit Evans Blue Dye

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders.  In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities 

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the visual scene. However, the OKR requires that an animal detect moving stripes and it is possible that fish that fail to exhibit an OKR may not be completely blind. One zebrafish mutant, the no optokinetic response c (nrc) has no OKR under any light conditions tested and was reported to be completely blind. Previously, we have shown that OFF-ganglion cell activity can be recorded in these mutants. To determine whether mutant fish with no OKR such as the nrc mutant can detect simple light increments and decrements we developed the visual motor behavioral assay (VMR). In this assay, single zebrafish larvae are placed in each well of a 96-well plate allowing the simultaneous monitoring of larvae using an automated video-tracking system. The locomotor responses of each larva to 30 minutes light ON and 30 minutes light OFF were recorded and quantified. WT fish have a brief spike of motor activity upon lights ON, known as the startle response, followed by return to lower-than baseline activity, called a freeze. WT fish also sharply increase their locomotor activity immediately following lights OFF and only gradually (over several minutes) return to baseline locomotor activity. The nrc mutants respond similarly to light OFF as WT fish, but exhibit a slight reduction in their average activity as compared to WT fish. Motor activity in response to light ON in nrc mutants is delayed and sluggish. There is a slow rise time of the nrc mutant response to light ON as compared to WT light ON response. The results indicate that nrc fish are not completely blind. Because teleosts can detect light through non-retinal tissues, we confirmed that the immediate behavioral responses to light-intensity changes require intact eyes by using the chokh (chk) mutants, which completely lack eyes from the earliest stages of development. In our VMR assay, the chk mutants exhibit no startle response to either light ON or OFF, showing that the lateral eyes mediate this behavior. The VMR assay described here complements the well-established OKR assay, which does not test the ability of zebrafish larvae to respond to changes in light intensities. Additionally, the automation of the VMR assay lends itself to high-throughput screening for defects in light-intensity driven visual responses.

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities

We developed the Visual-Motor Response to quantitate the motor output of larval zebrafish in response to light increments and decrements. We also examined zebrafish vision mutants, including the no optokinetic response (nrc) mutants, which were thought to be completely blind when tested by another vision assay, the optokinetic reflex.

A Behavioral Assay, um die Reaktionsfähigkeit der Zebrafisch zu Änderungen in Lichtintensitäten messen

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the ...

Biologie

Examining Muscle Regeneration in Zebrafish Models of Muscle Disease

Skeletal muscle has a remarkable ability to regenerate following injury, which is driven by obligate tissue resident muscle stem cells. Following injury, the muscle stem cell is activated and undergoes cell proliferation to generate a pool of myoblasts, which subsequently differentiate to form new muscle fibers. In many muscle wasting conditions, including muscular dystrophy and ageing, this process is impaired resulting in the inability of muscle to regenerate. The process of muscle regeneration in zebrafish is highly conserved with mammalian systems providing an excellent system to study muscle stem cell function and regeneration, in muscle wasting conditions such as muscular dystrophy. Here, we present a method to examine muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease. The first step involves the use of a genotyping platform that allows the determination of the genotype of the larvae prior to eliciting an injury. Having determined the genotype, the muscle is injured using a needle stab, following which polarizing light microscopy is used to determine the extent of muscle regeneration. We therefore provide a high throughput pipeline which allows the examination of muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease.

Skeletal muscle regeneration is driven by tissue resident muscle stem cells, which are impaired in many muscle diseases such as muscular dystrophy, and this results in the inability of muscle to regenerate. Here, we describe a protocol that allows the examination of muscle regeneration in zebrafish models of muscle disease.

Untersuchung der Muskelregeneration in Zebrafischmodellen von Muskelerkrankungen

Skeletal muscle has a remarkable ability to regenerate following injury, which is driven by obligate tissue resident muscle stem cells. Following injury, ...

Real Time and Repeated Measurement of Skeletal Muscle Growth in Individual Live Zebrafish Subjected to Altered Electrical Activity

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish with fluorescently-marked plasma membranes can be scanned in a confocal laser scanning microscope in order to determine the volume of muscle tissue and the number of muscle fibers present. Efficient approaches for the measurement of cell number and size in live animals over time are described and validated against more arduous segmentation methods. Methods are described that permit the control of muscle electrical, and thus contractile, activity. Loss of skeletal muscle contractile activity greatly reduced muscle growth. In larvae, a protocol is described that allows reintroduction of patterned electrical-evoked contractile activity. The described methods minimize the effect of inter-individual variability and will permit analysis of the effect of electrical, genetic, drug, or environmental stimuli on a variety of cellular and physiological growth parameters in the context of the living organism. Long-term follow-up of the measured effects of a defined early-life intervention on individuals can subsequently be performed.

Optical clarity is a major advantage for cell biological and physiological work in zebrafish. Robust methods for measurement of cell growth in individual animals are described that permit novel insights into how growth of skeletal muscle and neighboring tissues are integrated with whole body growth.

Echtzeit- und wiederholte Messung des Skelettmuskelwachstums bei einzelnen lebenden Zebrafischen, die einer veränderten elektrischen Aktivität ausgesetzt sind

A number of methods can be used to visualize individual cells throughout the body of live embryonic, larval or juvenile zebrafish. We show that live fish ...

Analysis of Embryonic and Larval Zebrafish Skeletal Myofibers from Dissociated Preparations

The zebrafish has proven to be a valuable model system for exploring skeletal muscle function and for studying human muscle diseases. Despite the many advantages offered by in vivo analysis of skeletal muscle in the zebrafish, visualizing the complex and finely structured protein milieu responsible for muscle function, especially in whole embryos, can be problematic. This hindrance stems from the small size of zebrafish skeletal muscle (60 &mu;m) and the even smaller size of the sarcomere. Here we describe and demonstrate a simple and rapid method for isolating skeletal myofibers from zebrafish embryos and larvae. We also include protocols that illustrate post preparation techniques useful for analyzing muscle structure and function. Specifically, we detail the subsequent immunocytochemical localization of skeletal muscle proteins and the qualitative analysis of stimulated calcium release via live cell calcium imaging. Overall, this video article provides a straight-forward and efficient method for the isolation and characterization of zebrafish skeletal myofibers, a technique which provides a conduit for myriad subsequent studies of muscle structure and function.

Zebrafish are an emerging system for modeling human disorders of the skeletal muscle. We describe a fast and efficient method to isolate skeletal muscle myofibers from embryonic and larval zebrafish. This method yields a high-density myofiber preparation suitable for study of single skeletal muscle fiber morphology, protein subcellular localization, and muscle physiology.

Analyse der embryonalen Zebrafisch-Larven-und Skelett Muskelfasern aus Dissoziierte Vorbereitungen

The zebrafish has  proven to be a valuable model system for exploring skeletal muscle function and  for studying human muscle diseases. Despite  the many ...

Force Measurement During Contraction to Assess Muscle Function in Zebrafish Larvae

Zebrafish larvae provide models of muscle development, muscle disease and muscle-related chemical toxicity, but related studies often lack functional measures of muscle health. In this video article, we demonstrate a method to measure force generation during contraction of zebrafish larval trunk muscle. Force measurements are accomplished by placing an anesthetized larva into a chamber filled with a salt solution. The anterior end of the larva is tied to a force transducer and the posterior end of the larva is tied to a length controller. An isometric twitch contraction is elicited by electric field stimulation and the force response is recorded for analysis. Force generation during contraction provides a measure of overall muscle health and specifically provides a measure of muscle function. Although we describe this technique for use with wild-type larvae, this method can be used with genetically modified larvae or with larvae treated with drugs or toxicants, to characterize muscle disease models and evaluate treatments, or to study muscle development, injury, or chemical toxicity.

Force measurements can be used to demonstrate changes in muscle function due to development, injury, disease, treatment or chemical toxicity. In this video, we demonstrate a method to measure force during a maximal contraction of zebrafish larval trunk muscle.

Kraftmessung während der Kontraktion zu Muscle Funktion in Zebrafisch-Larven bewerten

Zebrafish larvae provide models of muscle development, muscle disease and muscle-related chemical toxicity, but related studies often lack functional ...

Analysis of Skeletal Muscle Defects in Larval Zebrafish by Birefringence and Touch-evoke Escape Response Assays

Zebrafish (Danio rerio) have become a particularly effective tool for modeling human diseases affecting skeletal muscle, including muscular dystrophies1-3, congenital myopathies4,5, and disruptions in sarcomeric assembly6,7, due to high genomic and structural conservation with mammals8. Muscular disorganization and locomotive impairment can be quickly assessed in the zebrafish over the first few days post-fertilization. Two assays to help characterize skeletal muscle defects in zebrafish are birefringence (structural) and touch-evoked escape response (behavioral).
Birefringence is a physical property in which light is rotated as it passes through ordered matter, such as the pseudo-crystalline array of muscle sarcomeres9. It is a simple, noninvasive approach to assess muscle integrity in translucent zebrafish larvae early in development. Wild-type zebrafish with highly organized skeletal muscle appear very bright amidst a dark background when visualized between two polarized light filters, whereas muscle mutants have birefringence patterns specific to the primary muscular disorder they model. Zebrafish modeling muscular dystrophies, diseases characterized by myofiber degeneration followed by repeated rounds of regeneration, exhibit degenerative dark patches in skeletal muscle under polarized light. Nondystrophic myopathies are not associated with necrosis or regenerative changes, but result in disorganized myofibers and skeletal muscle weakness. Myopathic zebrafish typically show an overall reduction in birefringence, reflecting the disorganization of sarcomeres.
The touch-evoked escape assay involves observing an embryo&#39;s swimming behavior in response to tactile stimulation10-12. In comparison to wild-type larvae, mutant larvae frequently display a weak escape contraction, followed by slow swimming or other type of impaired motion that fails to propel the larvae more than a short distance12. The advantage of these assays is that disease progression in the same fish type can be monitored in vivo for several days, and that large numbers of fish can be analyzed in a short time relative to higher vertebrates.

The zebrafish is now an established and powerful tool for modeling muscular dystrophies, congenital myopathies, and related neuromuscular diseases. Birefringence and touch-evoked escape behavior are two common noninvasive assays used to determine the degree of muscular disorganization and locomotive impairment of zebrafish embryos during early development.

Zebrafish (Danio rerio) have become a particularly effective tool for modeling human diseases affecting skeletal muscle, including muscular ...

Assessment of Swim Endurance and Swim Behavior in Adult Zebrafish

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. Following complete transection of their spinal cord, zebrafish extend glial and axonal bridges across severed tissue, regenerate neurons proximal to the lesion, and regain their swim capacities within 8 weeks of injury. Recovery of swim function is thus a central readout for functional spinal cord repair. Here, we describe a set of behavioral assays to quantify zebrafish motor capacity inside an enclosed swim tunnel. The goal of these methods is to provide quantifiable measurements of swim endurance and swim behavior in adult zebrafish. For swim endurance, zebrafish are subjected to a constantly increasing water current velocity until exhaustion, and time at exhaustion is reported. For swim behavior assessment, zebrafish are subjected to low current velocities and swim videos are captured with a dorsal view of the fish. Percent activity, burst frequency, and time spent against the water current provide quantifiable readouts of swim behavior. We quantified swim endurance and swim behavior in wild-type zebrafish before injury and after spinal cord transection. We found that zebrafish lose swim function after spinal cord transection and gradually regain that capacity between 2 and 6 weeks post-injury. The methods described in this study could be applied to neurobehavioral, musculoskeletal, skeletal muscle regeneration, and neural regeneration studies in adult zebrafish.

Capable of functional recovery after spinal cord injury, adult zebrafish is a premier model system to elucidate innate mechanisms of neural regeneration. Here, we describe swim endurance and swim behavior assays as functional readouts of spinal cord regeneration.

Beurteilung der Schwimmausdauer und des Schwimmverhaltens bei erwachsenen Zebrafischen

Due to their renowned regenerative capacity, adult zebrafish are a premier vertebrate model to interrogate mechanisms of innate spinal cord regeneration. ...

Neurowissenschaften

Startle Assay zur Bewertung der Toxizität in Zebrafischembryonen

Evaluating Toxicity of Chemicals using a Zebrafish Vibration Startle Response Screening System

We developed a simple screening system for the evaluation of neuromuscular and general toxicity in zebrafish embryos. The modular system consists of electrodynamic transducers above which tissue culture dishes with embryos can be placed. Multiple such loudspeaker-tissue culture dish pairs can be combined. Vibrational stimuli generated by the electrodynamic transducers induce a characteristic startle and escape response in the embryos. A belt-driven linear drive sequentially positions a camera above each loudspeaker to record the movement of the embryos. In this way, alterations to the startle response due to lethality or neuromuscular toxicity of chemical compounds can be visualized and quantified. We present an example of the workflow for chemical compound screening using this system, including the preparation of embryos and treatment solutions, operation of the recording system, and data analysis to calculate benchmark concentration values of compounds active in the assay. The modular assembly based on commercially available simple components makes this system both economical and flexibly adaptable to the needs of particular laboratory setups and screening purposes.

Autor im Rampenlicht: Hochdurchsatz-Toxizitätsscreening mit dem Zebrafisch-Embryo-Startle-Response-Assay

We describe a screening system's workflow and data analysis for evaluating chemical compound toxicity based on the zebrafish embryo vibration startle response. The system records the movements of zebrafish embryos upon exposure to a vibration stimulus and allows for an integrated evaluation of general toxicity/lethality and neuromuscular toxicity.

Bewertung der Toxizität von Chemikalien mit einem Zebrafisch-Vibrations-Startle-Response-Screening-System

We developed a simple screening system for the evaluation of neuromuscular and general toxicity in zebrafish embryos. The modular system consists of ...

Mit Touch-evozierte Reaktion und Locomotion Assays zur Beurteilung der Muskelleistung und Funktion in Zebrabärbling

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Analyse von Zebrafisch-Larven Skelettmuskel Integrität mit Evans Blue Dye

A Behavioral Assay, um die Reaktionsfähigkeit der Zebrafisch zu Änderungen in Lichtintensitäten messen

Untersuchung der Muskelregeneration in Zebrafischmodellen von Muskelerkrankungen

Echtzeit- und wiederholte Messung des Skelettmuskelwachstums bei einzelnen lebenden Zebrafischen, die einer veränderten elektrischen Aktivität ausgesetzt sind

Analyse der embryonalen Zebrafisch-Larven-und Skelett Muskelfasern aus Dissoziierte Vorbereitungen

Kraftmessung während der Kontraktion zu Muscle Funktion in Zebrafisch-Larven bewerten

Analysis of Skeletal Muscle Defects in Larval Zebrafish by Birefringence and Touch-evoke Escape Response Assays

Beurteilung der Schwimmausdauer und des Schwimmverhaltens bei erwachsenen Zebrafischen

Bewertung der Toxizität von Chemikalien mit einem Zebrafisch-Vibrations-Startle-Response-Screening-System

Bewertung der Toxizität von Chemikalien mit einem Zebrafisch-Vibrations-Startle-Response-Screening-System