We thank K. Delaney for comments on the manuscript. This work was supported by the National, Heart, Lung, and Blood Institute (NHLBI) Intramural Program.

1. Gewebeentnahme und Dissection <ol><li> In jedem Fläschchen mit Trockenhefe, Kultur 10 erwachsene Frau fliegt mit 10 Männern für 2-3 Tage. Hinweis: Die Aufrechterhaltung gut genährten weiblichen Fliegen wird die Qualität und die Ausbeute an Ovar Produktion und erleichtern Dissektion verbessern. </li><li> Anesthetize das Weibchen auf einem Kohlendioxid fliegt (CO 2) fliegen Pad. </li><li> Unter dem Stereoskop, setzen einige Tropfen RT - Medium (Schneiders Drosophila - Medium mit 10% fötalem Rinderserum (FBS) ergänzt) auf einem Sezieren Pad. Führen Sie alle Dissektion Verfahren in dem Medium das Gewebe am Leben und gesund zu halten. </li><li> Schnappen Sie sich ein gemästet Frau mit scharfen feinen Nase Zange an ihrem unteren Thorax fliegen. Verwenden Sie eine andere Gruppe von Zange am äußersten hinteren der Fliege sanft zu zerren, bis die Gewebe im Unterleib ausgesetzt sind. Lösen Sie die beiden Ovarien aus anderen Geweben (zB Innereien). Hinweis: Jeder Ovar zeigt eine undurchsichtige Struktur, die compose istd von 16-20 befestigt Ovariolen. </li><li> Um das Eindringen von Reagenzien zu verbessern, öffnen Sie die Ovarien von ihnen auseinander und vorbei an den Spitzen der Zange zwischen jedem Ovariole ein paar Mal ziehen. Halten Sie die Ovariolen innerhalb eines Eierstocks verbunden Verlust von Gewebe während der folgenden Verfahren zu minimieren. </li><li> Übertragen Sie die Ovarien sofort auf eine 1,5 - ml - Mikroröhrchen mit 500 ul Schneiders Drosophila - Medium mit 10% FBS. </li><li> Wiederholen Sie die Präparation und sammeln 10-15 Ovarien in jedem Reaktionsgefäß. </li></ol> 2. EdU Labeling <ol><li> Saugen Sie das Medium in jedem Rohr, und ersetzen mit 500 ul Schneiders Drosophila - Medium mit 10% FBS , enthaltend 7 uM Aphidicolin. Hinweis: Aphidicolin verwendet wird Kern - DNA - Synthese durch Hemmung der DNA - Polymerase α ohne Beeinträchtigung der mtDNA - Replikation 7, 12 zu blockieren. Es ist möglich, die Aphidicolin-Konzentration auf bis zu erhöhenbis 70 um bessere Hemmung zu erzielen. Die Stammlösung von 3-30 mM Aphidicolin in DMSO kann für bis zu 6 Wochen bei -20 ° C im Dunkeln gelagert werden. </li><li> Damit die Ovarien gesund, sicherzustellen, dass sie unter Lösungen eingetaucht werden, während das Medium verändert. Verwenden Schneiders Drosophila - Medium mit 10% FBS bis Schritt 2.6. </li><li> Inkubieren Ovarien 3 h bei RT auf einem Benchtop-Rocker mit sanfter Drehung. <ol><li> Zur medikamentösen Therapie, zum Beispiel mitochondrialen Entkoppler carbonyl Cyanid 4-trifluormethoxy phenylhydrazons (FCCP), fügen Sie die entsprechende Konzentration des Wirkstoffs (zB 10 &amp; mgr; M FCCP) in das Medium nach 2 h von Aphidicolin - Behandlung. Nach weiteren 1 h inkubiert. </li></ol></li><li> Entfernen Sie das Medium, das Aphidicolin mit oder ohne Arzneimittel. Kurz spülen Sie die Ovarien mit Medium (Aphidicolin nicht notwendig ist) zweimal. </li><li> 1 ml Medium, das 10 &amp; mgr; M EdU und 7 uM Aphidicolin und weiter incubatinbei RT g für 2 Std. Lagern Sie die 10 mM EdU Stammlösung (in DMSO) bei -20 ° C. </li><li> Entfernen Sie das Medium, das EdU und Aphidicolin. Waschen mit Medium (ohne Aphidicolin) zweimal für jeweils 3 min. </li></ol> 3. Gewebefixierung und Permeabilisierungs <ol><li> Bereiten einer 4% Paraformaldehydlösung in phosphatgepufferter Salzlösung (PBS, pH 7,4). Hinweis: Wir verwendeten kommerziell erhältlichen Paraformaldehyd gespeichert in vorgeritzten Ampullen. Öffnen Sie eine neue Ampulle und mit Wasser auf 4% vor dem Gebrauch. ACHTUNG: Formaldehyd ist giftig; es sollte mit der Haut und Augenschutz in einem Abzug gehandhabt werden. </li><li> Fix Ovarien mit 4% Paraformaldehyd für 20 min bei RT unter leichtem Rotation. </li><li> Entfernen Sie die Fixiermittel und waschen Ovarien zweimal in 1 ml 3% BSA in PBS für jeweils 5 min. </li><li> Um das Gewebe durchdringbar zu machen, entfernen Sie die Waschlösung und 1 ml 0,5% Triton X-100 in PBS. 20 min bei RT inkubiert. </li><li> Entfernen Sie die Permeabilisierung Lösung und waschen zweimal in 1 mlvon 3% BSA in PBS. </li></ol> 4. EdU Erkennung Hinweis: EdU Nachweis beruht auf &quot;Klick&quot; Chemie, eine Cu (I) -katalysierte [3 + 2] -Cycloaddition 13, die fluoreszierende Azide an die terminalen Alkin Gruppe EdU hinzufügt und das fluoreszierende Molekül zum anschließenden Nachweis unterzogen. Da Cu (I), die leicht an die nicht-katalytische Cu (II) -Spezies oxidiert wird, ist erforderlich , um die Reaktion zu katalysieren, wird empfohlen , die Cu (II) -sulfat in situ zu reduzieren , Cu (I) zu erhalten. Das heißt, Cu (II) -sulfat in Gegenwart eines Reduktionsmittels, wie Ascorbinsäure, verwendet wird (hierin die &quot;Puffer additive&quot;), Kupfer (I) zu erzeugen. <ol><li> Vor dem Versuch, bereiten Sie die Arbeitslösung des Alexa Fluor Azid (Alexa Fluor 488 Azid, Alexa Fluor 555 Azid oder andere, je nach dem bevorzugten Fluorophore, die als &quot;Farbstoff Azid&quot; im Folgenden genannt werden), EDU Reaktionspuffer und EdU Puffer-Zusatz nach HerstellerAnleitung. <ol><li> Die Rekonstitution der Farbstoff Azid in 70 ul DMSO. Bewahren Sie die Arbeitslösung bei -20 ° C für bis zu 1 Jahr. </li><li> Bereiten Sie frische EdU Reaktionspuffer, die 10-fach EdU Reaktionspuffer mit entsalztem Wasser durch Verdünnen. Hinweis: Nach dem Gebrauch speichern alle verbleibenden 1x Lösung bei 4 ° C. Die 1x Lösung ist stabil für bis zu 6 Monate. </li><li> Machen Sie eine 10x Stammlösung des EdU Puffer-Zusatz durch vollständig um das Pulver in 2 ml entionisiertem Wasser gelöst. Hinweis: Diese Stammlösung für bis zu 1 Jahr bei -20 ° C stabil ist. Wenn die Lösung eine braune Farbe entwickelt, wurde abgebaut und verworfen werden sollte. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die EdU Reaktion Cocktail frisch jedes Mal, und innerhalb von 15 Minuten der Vorbereitung. Um reproduzierbare Ergebnisse zu erzielen, stellen Sie sicher, dass die Reaktionskomponenten in den gleichen Verhältnissen gehalten. <ol><li> (Hergestellt in Schritt 4.1.3) 1:10 in entsalztem Wasser Make frisch 1x EdU Zusatzlösung Puffer durch die 10x Stammlösung verdünnt wird. Verwenden Sie dieses sÖSUNG am selben Tag. </li><li> Vorbereitung 1 ml EdU Reaktionscocktail , indem die folgenden Bestandteile , um die Kombination von : 860 &amp; mgr; l 1x EdU Reaktionspuffer, 40 ul CuSO 4, 2,5 &amp; mgr; l Farbstoff Azid, 100 ul 1x EdU Pufferadditiv. Hinweis: Es ist wichtig, dass die Bestandteile zugegeben werden, um eine optimale Leistung zu gewährleisten. </li></ol></li><li> Entfernen Sie die PBS mit 3% BSA und 0,5 ml der EDU Reaktion Cocktail in jedes Röhrchen. bei RT inkubieren für 30 min unter leichtem Rotation. Halten Sie die Proben vor Licht geschützt. </li><li> Entfernen Sie die EdU Reaktion Cocktail und waschen Sie einmal mit 1 ml 3% BSA in PBS. </li><li> Waschen Sie die Proben einmal mit 1 ml PBS. </li></ol> 5. Antikörpermarkierung Hinweis: Führen Sie Antikörpermarkierung nach EdU Färbung. Wenn keine zusätzliche Färbung gewünscht wird, kann man direkt an der Montage und Abbildungs ​​fortzufahren. Es ist wichtig, dass die Proben von Licht in allen folgenden Verfahren geschützt werden. <ol><li> Entfernen Sie die Waschlösung. Blockieren die Ovarien in 1 ml Blockierungslösung, enthaltend 0,2% BSA und 0,1% Triton X-100 in PBS für 30 min. </li><li> Entfernen Sie die Blockierungslösung und ersetzen mit dem primären Antikörper verdünnt in Blockierungslösung (zB Maus ATP - Synthase - Untereinheit α - Antikörper, 1: 1000 Verdünnung). Inkubieren im Dunkeln bei 4 ° CO / N. </li><li> Waschen der Proben mit 1 ml Blockierungslösung 3-mal, jeweils 10 Minuten Zeit. Um den Hintergrund zu minimieren, waschen Sie noch zwei Mal für jeweils 30 min. Entfernen Sie die Blockierungslösung. </li><li> Inkubieren mit sekundärem Antikörper , verdünnt in Blockierungslösung (beispielsweise Ziegen - anti-Maus - Alexa Fluor 568 sekundärem Antikörper, 1: 200 Verdünnung) für 2 h bei RT. Hinweis: Verwenden Sie eine andere Farbe als das zu EdU gekoppelt. </li><li> Wiederholen Sie die Waschschritte durchgeführt in Schritt 5.3. </li><li> Spülen Sie mit 1 ml PBS einmal entfernen, um die Reinigungsmittel. </li></ol> 6. Montage und Imaging <ol><li> Entfernen Sie vorsichtig alle PBS und immediately decken Ovarien mit 50 ul Medium Montage (mit oder ohne DAPI). Hinweis: Verwenden Sie einen Montagemedium, das härtet nicht aus, während die Ovariolen voneinander getrennt werden. Ovarien kann für bis zu einer Woche bei 4 ° C in Befestigungsmedium gespeichert werden. </li><li> Schneiden Sie das Ende einer Pipettenspitze und es verwenden, Ovarien sorgfältig auf einen Objektträger übertragen werden. </li><li> Völlig getrennt jeder Ovariole mit scharfen feinen Nase Zange unter dem Stereomikroskop. Entfernen Sie die Verbindungsgewebe am hinteren Ende und Stufe 14 oder reife Eizelle Kammern. Die jungen Eikammern sind am vorderen Ende und transparent. </li><li> Ausrichten der Eikammern mit einer Pinzette, so daß sie miteinander nicht überlappen. </li><li> ein # 1.5 Deckglas auf der Oberseite der Proben langsam senken. Ermöglichen die Befestigungsmittel für mehrere Stunden bei RT zu polymerisieren. Siegel mit transparentem Nagellack. </li><li> Bild schiebt den nächsten Tag oder bei 4 ° C vor der Bildgebung. </li><li> Visualisieren unter einem konfokalen mikop mit einem 63X Ölimmersionsobjektiv. Erfassen Sie dreidimensionale z-Stapel Bilder. Hinweis: Es gibt starke EdU Signal in reifere Eikammern und Hintergrundfluoreszenz in der epithelialen Mantel. Wenn EdU Kennzeichnung in einem bestimmten Germarium untersuchen, sollte man germariums vermeiden, die durch oder in der Nähe zu anderen Geweben überlappen oder später stufigen Eikammern. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

EdU Kennzeichnung ist ein neuartiges und effizientes Verfahren der DNA-Synthese in proliferierenden Zellen zu erfassen, die sich auf den Einbau und Färbung von Nukleosidanaloga in neu synthetisierte DNA basiert. Dieses Verfahren ist besser als die BrdU-Markierungsverfahren, dass es schneller und sehr empfindlich. Noch wichtiger ist , ermöglicht es für eine gute strukturelle Erhaltung und effiziente EDU-Farbstoffpenetration von 9 Gewebe ganze Montage, 10. Historisch gesehen , als eine überlegene Alternative zu BrdU - Markierung, wurde während der S-Phase des Zellkern - DNA - Replikation EdU Markierung verwendet für das Studium Zellzyklus. Aphidicolin ist ein Inhibitor der DNA - Polymerase α, die für die Kern - DNA - Replikation in der S-Phase 12 15 der Haupt Polymerase ist. mtDNA-Replikation wird durch DNA-Polymerase-γ durchgeführt wird, die unempfindlich ist Behandlung Aphidicolin. Daher Behandlung mit Aphidicolin vor und während der EdU Inkubation deutlich hemmte EdU Einbau in die Kern-DNA. Es solltezu beachten, dass Aphidicolin für mehrere Wochen stabil sein kann, wenn in geeigneter Weise gespeichert, und die Wirksamkeit von Aphidicolin in Kern-DNA-Replikation war variabel Hemmung in unseren Händen. Die Ovariolen oder Eikammern mit starken sollten nukleare DNA-Markierung ausgeschlossen werden von der weiteren Datenanalysen. mtDNA Replikation kann leicht als puncta im Zytoplasma sichtbar gemacht werden, die auch eine einfache Möglichkeit bietet, indem die Anzahl von EdU puncta, normiert auf das Gesamtvolumen des Zytoplasmas das Niveau der mtDNA-Replikation zu quantifizieren. Imaging-Software kann angewendet werden, um automatisch EdU puncta in mikroskopischen Bildern zu identifizieren, die für die rechnerische Analysen großer Datenmengen besonders nützlich ist. Allerdings sollten Vorkehrungen getroffen werden, da die unvollständige Hemmung der Zellkern-DNA-Replikation zu der EDU Einbau in verschiedene Loci auf dem Chromosom und zeigen als puncta innerhalb des Kerns führen kann. Auch in anderen Fällen, die Aufnahme der Intensität von EdU in replicating mtDNA können schwach sein, während der Hintergrund und Rauschen hoch sein könnte. Daher sollten die einzelnen Parameter für die automatische Bildanalyse genau definiert. Es wird auch empfohlen, dass die Bilder sollten mit geschulten Augen, um sicherzustellen, überprüft werden, dass die richtige EdU puncta identifiziert werden. Visualisierung von neu synthetisierten mtDNA während Drosophila Oogenese bietet die Möglichkeit zu untersuchen , wie mtDNA Replikation unter physiologischen oder pathologischen Bedingungen reguliert wird, indem das Experiment in Fliegen auf eine Vielzahl von pharmakologischen und genetischen Störungen unterworfen , durchgeführt wird . In einer früheren Studie wurde EdU Inkorporationstest in einem mtDNA mutierten Drosophila mt ausgeführt: COI T300I 11. Darüber hinaus können die mitochondrialen Membranpotentials zu unterbrechen, wurden Ovarien mit verschiedenen Konzentrationen von mitochondrialen Entkoppler FCCP behandelt oder 2,4-Dinitrophenol (DNP) vor EdU Inkorporation. In Abhängigkeit von den experimentellen Zweckenund Drogen Eigenschaften, verschiedene Methoden könnte für eine effektive Lieferung angenommen. Für erwachsene Fliegen, Medikamente können als Dampf (zB Ethanol und Kokain) 16,17 oder Drogen präsentiert werden können in das Abdomen injiziert, wo es schnell im ganzen Körper diffundiert 18. Die am weitesten verbreitete Praxis besteht darin, dass Medikamente zur Fliege Lebensmittel oder einer Saccharose / arzneimittel gesättigtem Filterpapier zugesetzt werden. Zum Beispiel kann der Inhibitor von Mikrotubuli Anordnung, Colchicin, wurde 2-3 Tage vor Ovar dissection 19 fliegt zugeführt. Daher ist es wichtig, die Arzneimittelverabreichungsmethode und wählen geeigneten Konzentrationen zu bewerten. Um die erfolgreiche Abbildung von mtDNA - Replikation in Drosophila Ovarien, mehrere wichtige Schritte sicherstellen müssen sorgfältig ausgeführt. Foremost, bei der Präparation und EdU Inkorporation die Lebensfähigkeit und die Gesundheit der Ovarien zu erhalten ist wichtig (die Schritte 1 und 2). Die Drosophila Mediums Schneider mit FBS muss RT erwärmt werdenvor Gebrauch. Man sollte einen direkten Kontakt zwischen den Eikammern und Sezieren Werkzeuge oder Pipettenspitzen zu minimieren. Die Ovarien sollten unter Lösungen für alle Zeiten eingetaucht werden, um Austrocknung zu vermeiden. führen die Gewebe Falsche Handhabung leicht in Ohnmacht fallen oder keine Fluoreszenzsignale. Während des Gewebes Montageschritt sollte Ovariolen voneinander getrennt werden, und verteilt auf dem Objektträger. Stellen Sie sicher, dass die Eikammern nicht übereinander gestapelt werden. Wir haben festgestellt, dass die Eikammern über Stufe 14 wenig EdU Einbau angezeigt. Zusätzlich wegen der großen Größe, die Eier späten Stadium Kammern verursachen oft die benachbarten jüngeren Eikammern unscharf zu sein. Daher empfiehlt es sich, dass die späten Stadium Eikammern verworfen werden. Hier bieten wir Ihnen ein detailliertes Protokoll zur Markierung von mtDNA in Drosophila erwachsenen Ovarien zu replizieren. Dieses Verfahren ermöglicht eine einfache Quantifizierung von mtDNA-Replikation unter verschiedenen genetischen und pharmakologischen Störungen,und wird nützlich sein, zum Präparieren Mechanismen entwicklungs mitochondrialen Biogenese und mtDNA Erbe zugrunde liegen.

Neben dem Kerngenom, jede eukaryotische Zelle enthält auch Tausende von Kopien von kleinen kreisförmigen DNA in der mitochondrialen Matrix. Während mitochondriale DNA (mtDNA) wesentliche Untereinheiten der Elektronentransportkette kodiert, die Mehrheit der mitochondrialen Proteoms, einschließlich aller Faktoren, die für die Replikation und Transkription von mtDNA durch die nukleare Genom kodiert. Im Gegensatz zum Kerngenom, die Mendelschen Vererbungsgesetze folgt, wird das Tier mitochondriale Genom ausschließlich über die mütterliche Linie vererbt. Daher verstehen, wie mtDNA stark vermehrt wird und von einer Generation zur nächsten durch die weibliche Eizelle übertragen wird, ist von grundlegender Bedeutung. Allerdings gibt es anhaltende Debatte darüber, wie mtDNA-Replikation in der weiblichen Keimbahn geregelt wird. Darüber hinaus schlägt die weithin akzeptierte mtDNA Engpass Theorie für mtDNA Übertragung, dass die Bevölkerung von mtDNA in Urkeimzellen auf eine relativ kleine Zahl unterabgetastet during Entwicklung 1 2. Es bedeutet auch, dass die mtDNA-Replikation ist zeitlich und räumlich reguliert während der Oogenese. Daher wird die in situ Nachweis von mtDNA - Replikation während der Entwicklung der Keimbahn das Verständnis des Mechanismus der mtDNA Vererbungs erleichtern. Drosophila oogenesis ein genetisch manipulierbaren System mtDNA - Replikation und Übertragung zu studieren. In jeder der beiden Drosophila Ovarien, gibt es 16-20 unabhängige Strings Eikammern genannt Ovariolen 3, die die Funktionseinheiten der Eierproduktion sind (siehe 1A). Jede Ovariole enthält eine progressive lineare Organisation der Oogenese, wo die vordere Spitze einer Struktur namens Germarium zusammengesetzt ist. Die Germarium wird weiter in vier Bereiche unterteilt, die Keimzellen an unterschiedlichen Entwicklungsstadien enthalten. In der Region 1, gehen Keimbahn-Stammzellen durch asymmetrische Teilung Tochterzellen als c bekannt zu produzierenystoblasts. Region 2a enthält die cystoblasts, die ihre endgültige Teilung abgeschlossen haben. Cystoblasts laufen vier Runden der Division produziert 16-Zellgruppen. Die 16 Zellen bleiben zytoplasmatische Brücken miteinander verbunden sind Kanäle genannt Ring. Nur einer der Zellen verpflichtet sich zur Differenzierung der Eizelle, während die anderen 15 als polyploid Nährzellen entwickeln. Eine wesentliche cytoplasmatische Struktur, wie fusome bekannt ist , wird vorgeschlagen , mit der Bildung von Ringkanälen zu erleichtern, die Zyste Polarität und die Krankenschwester Zell-Wechselwirkungen Oozyte 4,5 bestimmen. Da die Zysten in Richtung Bereich 2b bewegen, erstrecken sich die Zyste Strukturen, die die gesamte Breite des Germarium, und sich mehr mit Follikel-Zellen in Verbindung gebracht. Die Germarium Strukturen enden mit Bereich 3 des ersten Knospung Eikammer enthält. Anschließend werden die Eikammern am hinteren Ende des Germarium zusammengebaut, das in 14 morphologisch unterschiedlichen Phasen durch die Ovariole fortzuschreiten. Das Wachstum der Eizelle, hängt von den Nährzellen, which Transportproteine, mRNA und endomembrane Strukturen (zB Golgi) über die Ringkanäle in die Eizelle. Während Drosophila oogenesis wurde festgestellt , dass ein Bruchteil der Mitochondrien in jeder 16-Zell - Zyste wurden mit dem fusome verbunden sind , bewegt durch die Ringkanäle und wurden in die einzelnen Eizelle in einer großen Masse geliefert genannt Balbiani Körper 6. Dieses Phänomen wurde vorgeschlagen, um die Qualitätskontrolle der mitochondrialen Vererbung durch weiblichen Ovarien beizutragen. Nachweis von mtDNA-Synthese beruht auf dem Einbau von markierten DNA-Vorläufer in die zelluläre DNA. Traditionell wurde ein Nukleosid - Analogon von Thymidin - 5-bromo-2&#39;-desoxyuridin (BrdU) verwendet , die 7,8 mtDNA - Replikation in Gewebekulturzellen zu etikettieren. Allerdings ist die Antikörper-basierte BrdU-Markierung weist mehrere Einschränkungen, insbesondere für ganze-mount Gewebefärbung. Ein wesentlicher Nachteil von BrdU-Markierung ist, dass es DNA-Denaturierung erfordert aussetzendie BrdU-Epitop, so dass es durch die anti-BrdU-Antikörper nachgewiesen werden. Die Probe wurde behandelt unter rauen denaturierenden Bedingungen wie Chemikalien (beispielsweise Salzsäure oder Mischungen aus Methanol und Essigsäure), Wärme oder Verdau mit DNase werden, die die Struktur der Probe stören könnten und erschweren die folgenden Färbeverfahren 9, 10. Hier wird eine alternative Thymidin - Analogon 5-ethinyl-2&#39;-desoxyuridin (EDU) wird verwendet , um die Replikation von mitochondrialer DNA in Drosophila erwachsenen Ovarien zu etikettieren. Diese Methode ist schneller und hochempfindlich. EdU wird leicht in die zelluläre DNA während der DNA-Replikation eingebaut. Die folgende Erkennung auf einem &quot;Klick&quot; Reaktion basiert, ein Cu (I) -katalysierte kovalente Reaktion zwischen dem terminalen Alkin - Gruppe und einem fluoreszierenden Azid 10. Da die Reaktion nicht die Denaturierung der Probe erfordern, ermöglicht es eine gute strukturelle Erhaltung. Ferner ist die Größe der Farbstoff einzide ist nur 1/500 derjenigen eines Antikörpermoleküls 10, die eine schnelle und effiziente Eindringen von Vollmontage Gewebe ermöglicht. Wir haben diese Methode verwendet , um mtDNA - Replikation während der Drosophila oogenesis und fand eine verblüffende räumliche Muster in der Germarium Region von Drosophila Ovar 11, die uns erkennen , führen eine Replikationsabhängigen mtDNA selektiven Vererbungsmechanismus vorzuschlagen. Wir präsentieren hier ein ausführliches Protokoll über EdU Kennzeichnung von mtDNA - Replikation in Drosophila Ovarien. Um die Anwendung des Protokolls zeigen , testeten wir auch die mtDNA - Replikation in einer mtDNA mutanten Drosophila (mt: CoI T300I) 11, sowie mit diversen Behandlung mitochondrialer Entkoppler, der die mitochondriale Membranpotential abzuleiten und potenziell mtDNA - Replikation stören.

<table><tbody><tr><td>Schneider&amp;rsquo;s Drosophila medium</td><td>Invitrogen</td><td>21720-024</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Invitrogen</td><td>10100-147</td><td></td></tr><tr><td>Pair of Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Aphidicolin</td><td>Sigma</td><td>A0781</td><td>Aliquot after dissolving in DMSO. Avoid repetitive thawing and freezing. Protect from light. May be used within 6 weeks after dissolving.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>FCCP</td><td>Sigma</td><td>C2920</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde, 16% EM grade</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15710</td><td>Formaldehyde is toxic; it should be handled in a fume hood with skin and eye protection.</td></tr><tr><td>PBS</td><td>KD Medical</td><td>RGF-3190</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A7030</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>T9284</td><td></td></tr><tr><td>Click-iT EdU Alexa Fluor 488 Imaging Kit</td><td>Invitrogen</td><td>C10337</td><td>EdU, CuSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;, Alexa Fluor 488 azide, EdU reaction buffer and Edu buffer additive are included</td></tr><tr><td>Mouse ATP synthase subunit &amp;alpha; antibody, (15H4C4)</td><td>MitoSciences</td><td>Ab14748</td><td>1:1,000 dilution</td></tr><tr><td>Mouse Hts antibody (clone RC)</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB)</td><td>hts RC</td><td>1:1,000 dilution</td></tr><tr><td>Goat anti-mouse Alexa Fluor 568 secondary antibody</td><td>Invitrogen</td><td>A-11004</td><td>1:200 dilution</td></tr><tr><td>Vectashield mounting medium with DAPI</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1500</td><td></td></tr><tr><td>Glass coverslips, #1.5 22 mm x 22 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-541-B</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slide</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-038-103</td><td></td></tr><tr><td>Nail polish</td><td>Elf</td><td></td><td>Many of the pigments used in nail polishes are fluorescent and leach into specimens. Only clear nail polish should be used.</td></tr></tbody></table>

in situ labeling of mitochondrial dna replication in drosophila adult ovaries by edu staining

The mitochondrial genome is inherited exclusively through the maternal line. Understanding of how the mitochondrion and its genome are proliferated and transmitted from one generation to the next through the female oocyte is of fundamental importance. Because of the genetic tractability, and the elegant, ordered simplicity by which oocyte development proceeds, Drosophila oogenesis has become an invaluable system for mitochondrial study. An EdU (5-ethynyl-2&#180;-deoxyuridine) labeling method was utilized to detect mitochondrial DNA (mtDNA) replication in Drosophila ovaries. This method is superior to the BrdU (5-bromo-2'-deoxyuridine) labeling method in that it allows for good structural preservation and efficient fluorescent dye penetration of whole-mount tissues.
Here we describe a detailed protocol for labeling replicating mitochondrial DNA in Drosophila adult ovaries with EdU. Some technical solutions are offered to improve the viability of the ovaries, maintain their health during preparation, and ensure high-quality imaging. Visualization of newly synthesized mtDNA in the ovaries not only reveals the striking temporal and spatial pattern of mtDNA replication through oogenesis, but also allows for simple quantification of mtDNA replication under various genetic and pharmacological perturbations.

Das obige Protokoll ermöglicht die Visualisierung der punctate Strukturen im Zusammenhang mit Mitochondrien (1B-C), die während der Oogenese Drosophila mitochondrialen DNA - Replikation zeigen. Die EDU puncta mit Mitochondrien lokalisiert gekennzeichnet durch für die ATP - Synthase - alpha - Untereinheit (Abbildung 2) Färbung. Die beobachteten Signale fehlten in Ovarien mit Ethidiumbromid 11 behandelt, einem Inhibitor für mtDNA - Replikation 14, Validierung , dass diese puncta tatsächlich Label replizierende mtDNA.Aphidicolin verwendet wurde , nukleare DNA - Färbung zu verhindern , ohne dass dies Auswirkungen mtDNA Replikation (Abbildung 2). Ohne Aphidicolin - Behandlung, beschriften intensive EdU Signale , die Kerne und mtDNA puncta wurden kaum nachgewiesen werden (Abbildung 3). Jedoch in Gegenwart von Aphidicolin wurde Kern Inkorporation dramatisch reduziert und viele puncta mit Mitochondrien assoziiert beobachtet. (1B). Doch vor allem, angezeigt mtDNA-Replikation ein räumliches Muster in Germarium. Wie durch die Anzahl der EdU puncta angegeben ist , gibt es ein moderates Maß an mtDNA - Replikation in Region 1 des Germarium, aber fast keine EdU Einbau in Region 2A (1C). Da die Zyste in der Germarium zu Region 2B bewegt sich nach unten, wieder mtDNA - Replikation und die Anzahl der EdU puncta in der hinteren Zyste von 2B Region war viel höher als die in der Region 2A (1C). Insbesondere wurde intensive EdU Inkorporation um die Ringkanäle eingeengt und der fusome Strukturen, wie sie in der hu li tai Shao (HES) Protein gefärbt. mtDNA gehalten in Bereich 3 des Germarium (1C) auf einem hohen Niveau zu replizieren Um die Zuordnung von spezif demonstrierenic Gene oder Behandlung mit mtDNA Proliferation konnte Drosophila Ovarien Genmanipulation oder medikamentöse Behandlung unterzogen werden. Wir behandelten Ovarien mit verschiedenen Konzentrationen von FCCP, einem klassischen mitochondrialen protonophore, das mitochondriale Membranpotential ableitet. Als Kontrolle hatte DMSO keine Auswirkung auf mtDNA Replikation (4A). Hohe Dosen von FCCP (10 uM) fast mtDNA Replikation verarmt vollständig im gesamten Germarium (4D). Dennoch geringere Konzentration von FCCP (2 oder 5 &amp; mgr; M) hatte einen geringen Einfluss auf die mtDNA - Replikation in Region 1 , aber gehemmt Replikation in Regionen 2B und 3 (4B-C), was darauf hindeutet Regionen 2B und 3 empfindlicher auf mitochondriale Störung sind, oder sie halten relativ langsamer Replikationskinetik. Die obigen Ergebnisse zeigten, dass mtDNA-Replikation mit mitochondrialen Aktivität assoziiert ist. Insbesondere reagiert verschiedenen Regionen der Germarium unterschiedlich auf die mitochondriale impairment. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54516/54516fig1.jpg" /> Abbildung 1. mtDNA - Replikation während der Drosophila oogenesis. (A) Schematische Darstellung eines Drosophila Ovariole und eine vergrößerte Ansicht des Germarium. Die Ovariole zeigt von links nach rechts, von vorne nach hinten, aufeinanderfolgenden Entwicklungsstadien der Eikammern. Im Germarium, die fusome (rot), Keimbahn-Stammzellen (blau), Mitochondrien (grün), Zukunft Oozyten (gestrichelte Linie, anerkannt durch Positionierung, fusome Struktur und mitochondriale Cluster), die Entwicklung von Zysten (Pfirsich) und vier Entwicklungsbereiche werden gezeigt . (B) Repräsentative Z-Stapel - Projektion eines Ovariole Wildtyp gekennzeichnet durch EdU und Antikörper gegen Hts-RC, einem Marker für die Ringkanäle und fusome. In Gegenwart von Aphidicolin wurde die EdU in mtDNA eingebaut (Pfeilspitzen) und Kerne (Pfeile). Maßstabsbalken, 10 &amp; mgr; m.(C) Vergrößerte Ansicht von germaria im boxed Region in B skizziert. Die vier Entwicklungsbereiche sind angegeben. Maßstabsbalken, 5 um 11. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54516/54516fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54516/54516fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54516/54516fig2.jpg" /> Abbildung 2. mtDNA Replikation in der Germarium Drosophila visualisiert durch EdU Einbau mit Aphidicolin - Behandlung (A) -. (D) Repräsentative konfokalen Abschnitt eines Wildtyp Germarium zeigt EdU Inkorporation (grün, b), Mitochondrien, durch ATP - Synthase alpha - Untereinheit Färbung markiert (red, C), und Kerne, markiert mit DAPI - Färbung (blau, D) mit Vorinkubation mit DNA - Polymerase-α - Inhibitor Aphidicolin. (A &amp;# 39 ;-D &#39;) ein vergrößertes Bild des eingerahmten Bereich in (A) zeigt EdU Inkorporation (B&#39;), Mitochondrien (C &#39;) und Kerne (D&#39;). In Gegenwart von Aphidicolin wird Kern Inkorporation (Pfeile) verringert und viele puncta wurden innerhalb von Mitochondrien (Pfeilspitzen) lokalisiert. Maßstabsbalken, 10 &amp; mgr; m. Die Figur wurde von 11 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54516/54516fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54516/54516fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/54516/54516fig3.jpg" /> Abbildung 3. mtDNA - Replikation wird kaum in der Drosophila Germarium ohne Aphidicolin - Behandlung nachgewiesen werden (A) . - (D) Repräsentative konfokalen Abschnitt eines Wildtyp Germarium zeigt EdU Inkorporation (grün), Mitochondrien, gekennzeichnet durchATP-Synthetase-Untereinheit alpha-Färbung (rot), und Kerne, markiert mit DAPI-Färbung (blau) in Abwesenheit der DNA-Polymerase-α-Inhibitor Aphidicolin. (A&#39;-D &#39;) ein vergrößertes Bild des eingerahmten Bereich in (A) zeigt Inkorporation EdU (B&#39;), Mitochondrien (C &#39;) und Kerne (D&#39;). Ohne Aphidicolin wurden intensiv EdU Signale Etikett Kerne (Pfeile) und mtDNA puncta kaum erkannt. Maßstabsbalken, 10 &amp; mgr; m. Die Figur wurde von 11 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54516/54516fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54516/54516fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/54516/54516fig4.jpg" /> Abbildung 4. Mitochondrial Entkupplungsgleise beeinträchtigt die mtDNA - Replikation. Repräsentative z-Stack Projekte Wildtyp Germarium mit DMSO behandelt zeigt(A) oder der mitochondrialen Entkopplers FCCP bei Konzentrationen von 2 uM (B), 5 &amp; mgr; M (C), 10 uM (D) während EdU Inkorporation. Beachten Sie die beeinträchtigte EdU Kennzeichnung in der Region 2B behandelt mit 2 uM FCCP (B), und in beiden Bereich 2B und 3 behandelt mit 5 uM FCCP (skizziert in Kästen). Vier Entwicklungsregionen sind dargestellt. Pfeile, die Kern-DNA; Pfeilspitzen, mtDNA. Maßstabsbalken, 10 &amp; mgr; m. Die Figur wurde von 11 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54516/54516fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54516/54516fig4large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

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In Situ Labeling of Mitochondrial DNA Replication in Drosophila Adult Ovaries by EdU Staining

Drosophila oogenesis continues to be exceptionally useful in the study of mitochondrial proliferation and inheritance. This manuscript describes a detailed protocol used to label the replicating mitochondrial DNA (mtDNA) in Drosophila adult ovaries with 5-ethynyl-2&#180;-deoxyuridine (EdU), which facilitates uncovering mechanisms associated with mitochondrial inheritance that were previously debatable.

In Situ Labeling der mitochondrialen DNA - Replikation in Drosophila Adult Ovarien von EdU Anfärben

The mitochondrial genome is inherited exclusively through the maternal line. Understanding of how the mitochondrion and its genome are proliferated and ...

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Research

JoVE Journal

Genetics

In Situ Labeling of Mitochondrial DNA Replication in Drosophila Adult Ovaries by EdU Staining

9.1K Aufrufe.  National Institutes of Health. Drosophila oogenesis continues to be exceptionally useful in the study of mitochondrial proliferation and inheritance. This manuscript describes a detailed protocol used to label the replicating mitochondrial DNA (mtDNA) in Drosophila adult ovaries with 5-ethynyl-2´-deoxyuridine (EdU), which facilitates uncovering mechanisms associated with mitochondrial inheritance that were previously debatable.

Serie: In Situ Labeling of Mitochondrial DNA Replication in Drosophila Adult Ovaries by EdU Staining

Visualization of Mitochondrial DNA Replication in Individual Cells by EdU Signal Amplification

Mitochondria are key regulators of cellular energy and mitochondrial biogenesis is an essential component of regulating mitochondria numbers in healthy cells1-3. One approach for monitoring mitochondrial biogenesis is to measure the rate of mitochondrial DNA (mtDNA) replication4. We developed a sensitive technique to label newly synthesized mtDNA in individual cells in order to study mtDNA biogenesis. The technique combines the incorporation of 5-ethynyl-2'-deoxyuridine (EdU)5-7 with a tyramide signal amplification (TSA)8 protocol to visualize mtDNA replication within subcellular compartments of neurons. EdU is superior to other thymidine analogs, such as 5-bromo-2-deoxyuridine (BrdU), because the initial click reaction to label EdU5-7 does not require the harsh acid treatments or enzyme digests that are required for exposing the BrdU epitope. The milder labeling of EdU allows for direct comparison of its incorporation with other cellular markers9-10. The ability to visualize and quantify mtDNA biogenesis provides an essential tool for investigating the mechanisms used to regulate mitochondrial biogenesis and would provide insight into the pathogenesis associated with drug toxicity, aging, cancer and neurodegenerative diseases. Our technique is applicable to sensory neurons as well as other cell types. The use of this technique to measure mtDNA biogenesis has significant implications in furthering the understanding of both normal cellular physiology as well as impaired disease states.

We developed a sensitive technique to label newly synthesized mitochondrial DNA (mtDNA) in individual cells in order to study mtDNA biogenesis. The technique combines the incorporation of EdU together with a tyramide signal amplification (TSA) protocol to visualize mtDNA replication within subcellular compartments of neurons.

Visualisierung der mitochondrialen DNA-Replikation in einzelnen Zellen von Edu Signalverstärkung

Mitochondria are key regulators of cellular energy and mitochondrial biogenesis is an essential component of regulating mitochondria numbers in healthy ...

Forschung

Neurowissenschaften

High Resolution Fluorescent In Situ Hybridization in Drosophila Embryos and Tissues Using Tyramide Signal Amplification

In our efforts to determine the patterns of expression and subcellular localization of Drosophila RNAs on a genome-wide basis, and in a variety of tissues, we have developed numerous modifications and improvements to our original fluorescent in situ hybridization (FISH) protocol. To facilitate throughput and cost effectiveness, all steps, from probe generation to signal detection, are performed using exon 96-well microtiter plates. Digoxygenin (DIG)-labelled antisense RNA probes are produced using either cDNA clones or genomic DNA as templates. After tissue fixation and permeabilization, probes are hybridized to transcripts of interest and then detected using a succession of anti-DIG antibody conjugated to biotin, streptavidin conjugated to horseradish peroxidase (HRP) and fluorescently conjugated tyramide, which in the presence of HRP, produces a highly reactive intermediate that binds to electron dense regions of immediately adjacent proteins. These amplification and localization steps produce a robust and highly localized signal that facilitates both cellular and subcellular transcript localization. The protocols provided have been optimized to produce highly specific signals in a variety of tissues and developmental stages. References are also provided for additional variations that allow the simultaneous detection of multiple transcripts, or transcripts and proteins, at the same time.

High Resolution Fluorescent In Situ Hybridization in Drosophila Embryos and Tissues Using Tyramide Signal Amplification

The described RNA in situ hybridization protocol allows the detection of RNA in whole Drosophila embryos or dissected tissues. Using 96-well microtiter plates and tyramide signal amplification, transcripts can be detected at high resolution, sensitivity, and throughput, and at a relatively low cost.

Hochauflösender Fluoreszenz In Situ Hybridisierung in Drosophila Embryos und Gewebe mit Tyramide Signalverstärkung

In our efforts to determine the patterns of expression and subcellular localization of Drosophila RNAs on a genome-wide basis, and in a variety of ...

Genetik

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo for studying mitosis1. Drosophila has useful genetics with a sequenced genome, and it can be easily maintained and manipulated. Many mitotic mutants exist, and transgenic flies expressing functional fluorescently (e.g. GFP) - tagged mitotic proteins have been and are being generated. Targeted gene expression is possible using the GAL4/UAS system2. 

The Drosophila early embryo carries out multiple mitoses very rapidly (cell cycle duration, &asymp;10 min). It is well suited for imaging mitosis, because during cycles 10-13, nuclei divide rapidly and synchronously without intervening cytokinesis at the surface of the embryo in a single monolayer just underneath the cortex. These rapidly dividing nuclei probably use the same mitotic machinery as other cells, but they are optimized for speed; the checkpoint is generally believed to not be stringent, allowing the study of mitotic proteins whose absence would cause cell cycle arrest in cells with a strong checkpoint. Embryos expressing GFP labeled proteins or microinjected with fluorescently labeled proteins can be easily imaged to follow live dynamics (Fig. 1). In addition, embryos can be microinjected with function-blocking antibodies or inhibitors of specific proteins to study the effect of the loss or perturbation of their function3. These reagents can diffuse throughout the embryo, reaching many spindles to produce a gradient of concentration of inhibitor, which in turn results in a gradient of defects comparable to an allelic series of mutants. Ideally, if the target protein is fluorescently labeled, the gradient of inhibition can be directly visualized4. It is assumed that the strongest phenotype is comparable to the null phenotype, although it is hard to formally exclude the possibility that the antibodies may have dominant effects in rare instances, so rigorous controls and cautious interpretation must be applied. Further away from the injection site, protein function is only partially lost allowing other functions of the target protein to become evident.

Microinjection Techniques for Studying Mitosis in the Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of microinjection and high resolution imaging in the Drosophila melanogaster syncytial embryo to study mitosis.

Mikroinjektion Techniken zur Untersuchung Mitose in der Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

This protocol describes the use of the Drosophila melanogaster syncytial embryo  for studying mitosis1.  Drosophila has useful genetics with a sequenced ...

Biologie

Single Nucleotide Polymorphism-sensitive FISH Detection of Locus-specific Ribosomal RNA Transcription in Drosophila melanogaster

In order to ensure sufficient ribosomal RNA (rRNA) is transcribed for ribosome function, genomes contain hundreds of tandem duplications of the sequences that encode rRNAs, composing regions called ribosomal DNA (rDNA) loci. Many organisms' genomes contain more than one rDNA locus distributed across different chromosomes, and rRNA may be transcribed from multiple rDNA loci or only a single locus. Changes in rRNA transcription sources often indicate ribosomal distress. However, the homogeneity of rRNA obstructs distinguishing if rRNA is transcribed from multiple or a single rDNA locus. Here, we describe a method that uses single nucleotide polymorphism-sensitive fluorescence in situ hybridization (SNP-FISH) to distinguish rRNA transcription between Drosophila melanogaster rDNA loci on the X and Y chromosomes. This method leverages locus-specific rRNA variants to enable easy detection of the source of rRNA transcription with single-cell resolution. This assay can be applied to any Drosophila cell type and may be adapted for use in other systems.

The protocol describes single nucleotide polymorphisms-sensitive fluorescence in situ hybridization (SNP-FISH) method to distinguish ribosomal RNA transcripts derived from the X or Y chromosome ribosomal DNA locus in Drosophila melanogaster.

Einzelnukleotid-Polymorphismus-sensitiver FISH-Nachweis der lokusspezifischen ribosomalen RNA-Transkription in Drosophila melanogaster

In order to ensure sufficient ribosomal RNA (rRNA) is transcribed for ribosome function, genomes contain hundreds of tandem duplications of the sequences ...

Visualizing the Effects of Oxidative Damage on Drosophila Egg Chambers using Live Imaging

Live imaging of Drosophila melanogaster ovaries has been instrumental in understanding a variety of basic cellular processes during development, including ribonucleoprotein particle movement, mRNA localization, organelle movement, and cytoskeletal dynamics. There are several methods for live imaging that have been developed. Due to the fact that each method involves dissecting individual ovarioles placed in media or halocarbon oil, cellular damage due to hypoxia and/or physical manipulation will inevitably occur over time. One downstream effect of hypoxia is to increase oxidative damage in the cells. The purpose of this protocol is to use live imaging to visualize the effects of oxidative damage on the localization and dynamics of subcellular structures in Drosophila ovaries after induction of controlled cellular damage. Here, we use hydrogen peroxide to induce cellular oxidative damage and give examples of the effects of such damage on two subcellular structures, mitochondria and Clu bliss particles. However, this method is applicable to any subcellular structure. The limitations are that hydrogen peroxide can only be added to aqueous media and would not work for imaging that uses halocarbon oil. The advantages are that hydrogen peroxide is readily available and inexpensive, acts quickly, its concentrations can be modulated, and oxidative damage is a good approximation of damage caused by hypoxia as well as general tissue damage due to manipulation.

The objective of this protocol is to use live imaging to visualize the effects of oxidative damage on the localization and dynamics of subcellular structures in Drosophila ovaries.

Visualisierung der Auswirkungen oxidativer Schäden auf Drosophila-Eierkammern mit Live Imaging

Live imaging of Drosophila melanogaster ovaries has been instrumental in understanding a variety of basic cellular processes during development, including ...

Entwicklungsbiologie

Hochdurchsatz-Quantifizierung der Synthese und Verteilung von mtDNA

High-Throughput Image-Based Quantification of Mitochondrial DNA Synthesis and Distribution

The vast majority of cellular processes require a continuous supply of energy, the most common carrier of which is the ATP molecule. Eukaryotic cells produce most of their ATP in the mitochondria by oxidative phosphorylation. Mitochondria are unique organelles because they have their own genome that is replicated and passed on to the next generation of cells. In contrast to the nuclear genome, there are multiple copies of the mitochondrial genome in the cell. The detailed study of the mechanisms responsible for the replication, repair, and maintenance of the mitochondrial genome is essential for understanding the proper functioning of mitochondria and whole cells under both normal and disease conditions. Here, a method that allows the high-throughput quantification of the synthesis and distribution of mitochondrial DNA (mtDNA) in human cells cultured in vitro is presented. This approach is based on the immunofluorescence detection of actively synthesized DNA molecules labeled by 5-bromo-2'-deoxyuridine (BrdU) incorporation and the concurrent detection of all the mtDNA molecules with anti-DNA antibodies. Additionally, the mitochondria are visualized with specific dyes or antibodies. The culturing of cells in a multi-well format and the utilization of an automated fluorescence microscope make it easier to study the dynamics of mtDNA and the morphology of mitochondria under a variety of experimental conditions in a relatively short time.

Autor im Rampenlicht: Bildbasierte Hochdurchsatz-Quantifizierung der mitochondrialen DNA-Synthese und -Verteilung  

A procedure for studying the dynamics of mitochondrial DNA (mtDNA) metabolism in cells using a multi-well plate format and automated immunofluorescence imaging to detect and quantify mtDNA synthesis and distribution is described. This can be further used to investigate the effects of various inhibitors, cellular stresses, and gene silencing on mtDNA metabolism.

Bildbasierte Hochdurchsatz-Quantifizierung der mitochondrialen DNA-Synthese und -Verteilung

The vast majority of cellular processes require a continuous supply of energy, the most common carrier of which is the ATP molecule. Eukaryotic cells ...

Biochemie

Sonication-facilitated Immunofluorescence Staining of Late-stage Embryonic and Larval Drosophila Tissues In Situ

Studies performed in Drosophila melanogaster embryos and larvae provide crucial insight into developmental processes such as cell fate specification and organogenesis. Immunostaining allows for the visualization of developing tissues and organs. However, a protective cuticle that forms at the end of embryogenesis prevents permeation of antibodies into late-stage embryos and larvae. While dissection prior to immunostaining is regularly used to analyze Drosophila larval tissues, it proves inefficient for some analyses because small tissues may be difficult to locate and isolate. Sonication provides an alternative to dissection in larval Drosophila immunostaining protocols. It allows for quick, simultaneous processing of large numbers of late-stage embryos and larvae and maintains in situ morphology. After fixation in formaldehyde, a sample is sonicated. Sample is then subjected to immunostaining with antigen-specific primary antibodies and fluorescently labeled secondary antibodies to visualize target cell types and specific proteins via fluorescence microscopy. During the process of sonication, proper placement of a sonicating probe above the sample, as well as the duration and intensity of sonication, is critical. Additonal minor modifications to standard immunostaining protocols may be required for high quality stains. For antibodies with low signal to noise ratio, longer incubation times are typically necessary. As a proof of concept for this sonication-facilitated protocol, we show immunostains of three tissue types (testes, ovaries, and neural tissues) at a range of developmental stages.

Sonication-facilitated Immunofluorescence Staining of Late-stage Embryonic and Larval Drosophila Tissues In Situ

Immunostaining is an effective technique for visualizing specific cell types and proteins within tissues. By utilizing sonication, the protocol described here alleviates the need to dissect Drosophila melanogaster tissues from late-stage embryos and larvae before immunostaining. We provide an efficient methodology for the immunostaining of formaldehyde-fixed whole mount larvae.

Beschallung-erleichtert Immunfluoreszenzfärbungen der Late-Stage embryonalen und Larven<em&gt; Drosophila</em&gt; Gewebe<em&gt; In-situ</em

Studies performed in Drosophila melanogaster embryos and larvae provide crucial insight into developmental processes such as cell fate specification and ...

Studying Mitochondrial Structure and Function in Drosophila Ovaries

Analysis of the mitochondrial structure-function relationship is required for a thorough understanding of the regulatory mechanisms of mitochondrial functionality. Fluorescence microscopy is an indispensable tool for the direct assessment of mitochondrial structure and function in live cells and for studying the mitochondrial structure-function relationship, which is primarily modulated by the molecules governing fission and fusion events between mitochondria. This paper describes and demonstrates specific methods for studying mitochondrial structure and function in live as well as in fixed tissue in the model organism Drosophila melanogaster. The tissue of choice here is the Drosophila ovary, which can be isolated and made amenable for ex vivo live confocal microscopy. Furthermore, the paper describes how to genetically manipulate the mitochondrial fission protein, Drp1, in Drosophila ovaries to study the involvement of Drp1-driven mitochondrial fission in modulating the mitochondrial structure-function relationship. The broad use of such methods is demonstrated in already-published as well as in novel data. The described methods can be further extended towards understanding the direct impact of nutrients and/or growth factors on the mitochondrial properties ex vivo. Given that mitochondrial dysregulation underlies the etiology of various diseases, the described innovative methods developed in a genetically tractable model organism, Drosophila, are anticipated to contribute significantly to the understanding of the mechanistic details of the mitochondrial structure-function relationship and to the development of mitochondria-directed therapeutic strategies.

Studying Mitochondrial Structure and Function in Drosophila Ovaries

Analysis of the mitochondrial structure-function relationship is required for a thorough understanding of the regulatory mechanisms of mitochondrial functionality. Specific methods for studying mitochondrial structure and function in live and fixed Drosophila ovaries are described and demonstrated in this paper.

Studieren Mitochondrial Struktur und Funktion in<em&gt; Drosophila</em&gt; Ovarien

Analysis of the mitochondrial structure-function relationship is required for a thorough understanding of the regulatory mechanisms of mitochondrial ...

In Situ Labeling der mitochondrialen DNA - Replikation in Drosophila Adult Ovarien von EdU Anfärben

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Visualisierung der mitochondrialen DNA-Replikation in einzelnen Zellen von Edu Signalverstärkung

Hochauflösender Fluoreszenz In Situ Hybridisierung in Drosophila Embryos und Gewebe mit Tyramide Signalverstärkung

Mikroinjektion Techniken zur Untersuchung Mitose in der Drosophila melanogaster Syncytial Embryo

Einzelnukleotid-Polymorphismus-sensitiver FISH-Nachweis der lokusspezifischen ribosomalen RNA-Transkription in Drosophila melanogaster

Visualisierung der Auswirkungen oxidativer Schäden auf Drosophila-Eierkammern mit Live Imaging

Bildbasierte Hochdurchsatz-Quantifizierung der mitochondrialen DNA-Synthese und -Verteilung

Bildbasierte Hochdurchsatz-Quantifizierung der mitochondrialen DNA-Synthese und -Verteilung

Bildbasierte Hochdurchsatz-Quantifizierung der mitochondrialen DNA-Synthese und -Verteilung

Beschallung-erleichtert Immunfluoreszenzfärbungen der Late-Stage embryonalen und Larven

Studieren Mitochondrial Struktur und Funktion in