Name: the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster
Uploaded: 2017-03-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. Die CAFE-Assay HINWEIS: Der Test besteht aus drei Komponenten: ein Versuchsfläschchen, eine spezifische Deckel und Mikrokapillaren. Ein Kunststoff-Box mit Deckel wird verwendet, um die vorbereiteten Fläschchen für den Transport und die Feuchtigkeit effizienter zu steuern. <ol><li> Verwenden Sie eine Drosophila melanogaster Kultur - Kunststoffröhrchen (optional 8 cm Höhe, 3,3 cm Durchmesser) als Rohr für den Test. </li><li> Verschließen Sie die Fläschchen mit einem hergestellten Plexiglasdeckel enthält einen O-Ring (1A, 1B). Legen Sie fliegt durch Antippen oder mit einem Blasrohr durch die zentrale Öffnung des Deckels (0,9 cm Durchmesser), die auch für die Luftzirkulation und Wasserversorgung ermöglicht, und schließen Sie das Loch mit einem Schwamm Spund. Sechs kleinere konische Öffnungen (0,4 cm oberen Durchmesser, 0,3 cm Innendurchmesser) umgeben das zentrale Loch und passen Sie die Pipettenspitzen von 2-20 &amp; mgr; l Volumen der Kapillaren in Position zu halten. (Siehe Zusatz Zahlen für technische Details des Deckels.) HINWEIS: Die Verwendungeines Schwamms Stopfen mit Öffnungen für die Stelle des nach Maß Deckel Kapillaren in unserer Handschrift verwendet wird, ist möglich. Unsere maßgeschneiderten Deckel ermöglicht einen sicheren Umgang mit den vorbereiteten Fläschchen Minimierung des Risikos der Kapillaren nach unten fallen. </li><li> Um die flüssige Lebensmittel darstellen, verwenden Sie 5 ul Mikrokapillaren mit 1 &amp; mgr; l Mark. Positionieren Sie die Kapillaren in den konischen Öffnungen im Deckel durch die Spitze eines 2 abschneidet - 20 &amp; mgr; l - Pipettenspitze und Einführen der Spitze in das Loch (Abbildung 1B, mit rotem Rand markiert). Um Fliegen an der Flucht zu verhindern, legen Sie eine ungeschnittene 2-20 ul Pipettenspitze in die gleiche Öffnung. </li><li> Um sicher mehrere vorbereitete Ampullen verarbeiten, legen Sie sie in eine Plastikbox mit einem gerasterten Inlay (2A). </li></ol> 2. Herstellung von Flies <ol><li> Halten Sie Fliegen auf Standardnahrung bei 25 ° C, 60% relativer Luftfeuchtigkeit und 12 h / 12 h Hell-Dunkel-Zyklus. </li><li> Zur Brutbedingungen kontrollieren, stellen 35 jungfräulichen Weibchen eind 15 Männer für jede Versuchsgruppe in eine Plastikkulturfläschchen (9,8 cm Höhe, 4,8 cm Durchmesser) mit 50 ml fliegen Essen. Lassen Sie Fliegen Eier für die ersten 3 Tage zu legen, dann übertragen Erwachsenen frische Lebensmittel Fläschchen fliegt und lassen Sie sie für zwei weitere Tage Eier legen. Danach wiederholen Sie die Übertragung erneut. Verwerfen Erwachsener fliegt nach 2 Tage. </li><li> Da die Nahrungsaufnahme auf Fly Größe abhängig ist, um das Gewicht einer Gruppe von 100 Fliegen bestimmen durch 2- bis 3-Tage alten erwachsenen anesthetizing fliegt mit einem CO 2 fly - Pad und sammeln sie in ein 1,5 - ml - Kunststoffröhrchen und Messen mit einem Standard Labormaßstab. Bestimmen Sie das Nassgewicht von mindestens vier unabhängigen Fliegengruppen sortiert nach Geschlecht (Tabelle 1); Verwenden Sie das Gewicht ul Nahrungsmittelverbrauch pro mg fly zu berechnen. Verwenden Sie den Wert der Menge der Nahrung, um zu bestimmen, dass eine einzige Fliege pro Experiment Feeds und stellen Sie die Anzahl der Lebensmittel gefüllten Kapillaren entsprechend Entleerung der Kapillaren zu vermeiden, durch die Fütterung. <ol><li> Für einen 3 h Assay Verwendung20 Fliegen und zwei gefüllte Kapillaren. Für einen Langzeitversuch (&gt; 3 h und bis zu 9 Tage), verwenden, um eine Gruppe von acht Fliegen mit einer Lieferung von vier gefüllten Kapillaren (zuverlässige Ergebnisse können nicht mit weniger als acht Fliegen unter den beschriebenen Bedingungen erhalten werden). </li></ol></li><li> Separate Fliegen in Gruppen (8 oder 20 Fliegen) nach Gewicht unter CO 2 Belichtung zu messen. Übertragen Sie die Gruppe in eine neue Lebensmittelfläschchen (mit 15 ml Standardnahrung) zu ermöglichen Erholung von CO 2 Sedierung für 48 Stunden vor dem Experiment. Verwenden 4- bis 6-Tage alten Fliegen für das CAFE-Test. </li><li> Als nicht verhungert Fliegen Wildtyp nur marginal ernähren 19, 21, Pre-verhungern fliegt 3 h Fütterungsversuche. Kein Fasten ist erforderlich, wenn die Nahrungsaufnahme über mehrere Tage überwacht. Für das Fasten, Transfer fliegt 16 bis 20 h vor dem Test durch vorsichtiges sie in ein Fläschchen klopfen nur einen 45-mm-Durchmesser gefalteten Filterpapier angefeuchtet mit ~ 0,5 ml ddH enthält2 O (doppelt destilliertem Wasser), und in der Nähe mit einem aufgesteckt CAFE - Test Deckel. </li></ol> 3. Herstellung von Liquid-Food <ol><li> Bereiten einer 3 M (10%, w / v) Saccharose - Stammlösung durch Füllen 102,6 g Saccharose (C 12 H 22 O 11) zu 100 ml ddH 2 O. Die Pipetten - 3 &amp; mgr; l, 33 &amp; mgr; l, 333 &amp; mgr; l, 3,3 ml und 6,6 ml der Stammlösung in einen 15 ml-Kunststoffrohr; 2 mL Lebensmittelfarbe (Rot: Cochenille [E124]; für Blau: Indigokarmin [E132]) und ddH 2 O. Die resultierenden Konzentrationen sind 0,001, 0,01, 0,1, 1 und 2 M Saccharose auf 10 ml mit füllen . HINWEIS: Der Lebensmittelfarbstoff des Meniskus leichter ermöglicht die Visualisierung. Jedoch könnte der Farbstoff einen Einfluss auf die Nahrungsaufnahme haben. Um eine Vorspannung zu vermeiden aufgrund des Farbstoffs der Lebensmittelfarbstoff verzichten oder randomisiert, um die Verwendung von Farbstoffen für die Lebensmittelproben während des Experiments und Gruppen. </li><li> Zur Prüfung auf Alkohol bevorzugt Pipette 333 ul der 3 M Saccharose-Stammlösung in einem 15 ml Kunststoffröhrchen.1,5 ml (2,3 ml) von 100% EtOH (Ethanol) und fügen Sie ddH 2 O bis zu 10 ml in 15% zur Folge (0,25 mm) und einer 23% (0,39 mM) Arbeitslösungen. </li><li> Halten Sie Stammlösungen bei -20 ° C und Arbeitslösungen bei 4 ° C; Verwenden Sie innerhalb 1 Woche. </li><li> Füllen mit einem farbigen Nahrungsmittellösung gleichzeitig bis 10 Kapillaren, durch Kapillarkraft. Führen Sie die Enden der Kapillaren in die Saccharose-Lösung (die Kapillaren in einem 45 ° Winkel zur Lösung halten). Stoppen Sie, wenn die Flüssigkeit die obere (5 ul) Markierung der Kapillare erreicht, und entfernen Sie überschüssige Lösung auf der außen und innen mit Seidenpapier. </li></ol> 4. Montage und Durchführen der Kapillar-feeder-Assay <ol><li> Wenn das Fasten ist nicht erforderlich, übertragen Sie die experimentellen Fliegen auf den Test durch Antippen oder durch Blasrohr. Stellen Sie sicher, drei Kontrollfläschchen ohne Fliegen umfassen Verdunstung zu quantifizieren. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig eine Pipettenspitze (2-20 &amp; mgr; l Volumen), die eine der äußeren openin schließtgs, und legen Sie eine gefüllte Glaskapillare, Boden-Ende zuerst. Sichern Sie die Kapillare durch die Pipettenspitze zurück neben der Kapillare platzieren. Wenn mehrere Lebensmittel-Lösungen getestet werden, wiederholen Sie diesen Vorgang entsprechend. </li><li> Legen Sie die Kapillare endet innerhalb aller Fläschchen auf dem gleichen Niveau um Verzerrungen zu vermeiden, dass, wenn die Nahrungsquellen befanden sich in unterschiedlichen Höhen auftreten konnte (3-4 cm vom Deckel); halten Sie einen Abstand zu dem Filterpapier, um die Kapillare verhindern ein Auslaufen durch versehentliches das Filterpapier oder verschiedenen Viskositäten von Nahrungsquellen zu berühren. </li><li> Beschriften Sie das obere Ende der gefärbten Flüssigkeit mit einem Markierungsstift (Marke Anfang). Um zu gewährleisten, können die verschiedenen Kapillaren identifiziert werden, beschriften sie individuell eine Farbe oder ein Streifencode. </li><li> Legen Sie mehrere vorbereitet CAFE - Assays in einer Kunststoffbox mit gerasterten Inlay und übertragen Sie die Box (2A) auf eine sichere Position unter Laborbedingungen oder in einer temperatur-, licht- und feuchtigkeitsgesteuerten Climaß Kammer (Parameter: 25 ° C, 60% relative Luftfeuchtigkeit, 12 h / 12 h Hell-Dunkel - Zyklus) für den Versuchszeitraum (zB 3 h oder Tage). </li><li> Als Bodenfilterpapier trocknet aus , wenn der Test über mehrere Tage durchgeführt wird, gelten Frischwasser alle 24 h über den Schwamm Spund (100 &amp; mgr; l) in der Test Luftfeuchtigkeit konstant zu halten. Verwenden Sie vier separaten Fläschchen (8 cm Höhe, 3,3 cm Durchmesser) , gefüllt mit 30 ml ddH 2 O als Feuchtigkeits Geräte und legen sie neben den CAFE - Assays in der Kunststoffbox. Verwenden Sie eine Abdeckung für die Kunststoff - Box auf Feuchtigkeit kontrollierten Umgebung während des Experiments (2A) erstellen. HINWEIS: Breitere Variabilität tritt unter Laborbedingungen; jedoch ist es möglich , die CAFE - Test bei Raumtemperatur durchzuführen (z. B. in einem Klassenzimmer). Die Verwendung einer Befeuchtungseinrichtung (Filterpapier, mit oder ohne einem nassen Schwamm Spund, Wasserflaschen und Abdeckung für die Kunststoff-Box gefüllt) ist sehr Verdunstung zu verringern ermutigt ( <strong&gt; 2B). </li><li> Ersetzen Sie die Kapillaren mit frisch gefüllten diejenigen, für die Langzeitversuche alle 24 h. Notieren Sie sich tote Fliegen vor jedem 24 h Intervall und verwenden, um die Zahl der lebenden Fliegen Verbrauch pro Fliege für den folgenden Zeitraum zu berechnen. Entsorgen Sie die alten Kapillaren nach dem Niedergang des Meniskus gemessen wird (siehe 5.1). HINWEIS: Während eines 3 h Experiment, das wir kaum tote Fliegen zu sehen. Während einer 4 Tage-Studie finden wir in der Regel 1-3 tote Fliegen. </li><li> Am Ende des Tests oder vor der Kapillare zu ersetzen, markieren Sie die untere Meniskus der Kapillare (Markierung Ende) mit einem Markierungsstift während der CAFE - Test noch in der aufrechten Position befindet. Entsorgen Sie die Daten , wenn Markierung Ende nicht unter dem ursprünglichen Marke (Marke Anfang). Sie den Deckel nicht entfernen, da dies den Meniskus ändern könnte. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Kapillaren aus dem Test und speichert sie für die Datenerfassung. Überprüfen Sie, ob die Flüssigkeit in der Kapillare das untere Ende erreicht, wenn nicht Discard die Daten, als Nahrung zu den Fliegen nicht zugänglich war. Sammeln Sie alle Kapillaren pro Fläschchen als Gruppe. Legen Sie ungeschnitten Pipettenspitzen in alle Öffnungen zu verhindern Fliegen entweicht. Zerlegen Sie das Setup und waschen Sie die Fläschchen, Deckel und Schwamm Spunde in einem Seife Bad und trocken über Nacht bei Raumtemperatur für die weitere Verwendung. HINWEIS: Flies kann weiter nach dem Test untersucht werden. Bestätigen Nahrungsaufnahme mit dem Auge oder unter einem Präpariermikroskop. </li><li> Wiederholungsversuche mit den gleichen Genotypen an mindestens drei verschiedenen Tagen. </li></ol> 5. Datenerhebung und Analyse <ol><li> Messen Sie den Abstand zwischen Marke Anfang und Marke Ende an der Kapillare einen Sattel oder mit einem Lineal. Zur Übertragung von Daten direkt in eine Tabelle, verwenden Sie einen USB (Universal Serial Bus) angeschlossen digitaler Schieber (Abbildung 1E). Entsorgen Sie die Kapillaren nach der Messung. </li><li> Konto für Kapillarengröße Nahrungsaufnahme oder Verdunstung zu berechnen. Betrachten wir zum Beispiel eine KappeIllary, die 73 mm lang und enthält 5 &amp; mgr; l von Lebensmitteln Lösung. Ein 14,6 mm Abnahme des Meniskus spiegelt die Aufnahme von 1 &amp; mgr; l Lösung. Berechnen der Nahrungsaufnahme mit der folgenden Formel: Nahrungsaufnahme (ul) = gemessene Abstand (mm) / 14,6 mm </li><li> Um den Effekt der Verdunstung auf die Nahrungsaufnahme auszuschließen, berechnen Verdunstung in den drei (mindestens) Kontrollfläschchen ohne Fliegen bedeuten. Subtrahieren dieses Mittelwertes aus dem Wert für die Nahrungsaufnahme durch die Fliegen erhalten. </li><li> Verwenden Sie die folgende Formel Gesamtverbrauch pro Fliege zu bestimmen: Der Futterverbrauch (ul) = (Nahrungsaufnahme [ul] - Verdunstungsverlust [ul]) / Gesamtzahl der Fliegen in der Phiole. Für langfristige Experimente verwenden, um die Anzahl der Fliegen lebendig vor dem Start des 24-Stunden-Intervall. </li><li> Zur Berücksichtigung der Unterschiede in der Körpergröße, wie zum Beispiel zwischen männlichen und weiblichen Fliegen, normalisieren die Nahrungsaufnahme auf das Körpergewicht (ul Lebensmittel / mg fly). </li><li> Verwenden Sie statistische Software für die Datenanalyse. Für Normally verteilten Daten, T -Tests die Nutzung student Unterschiede zwischen zwei fly Gruppen zu bestimmen und verwenden ANOVA (Varianzanalyse) mit Tukey post hoc Cramer Tests für mehr als zwei Gruppen. In einer Auswahl Situation analysieren Unterschiede aus einer zufälligen Auswahl eines nichtparametrischer einer Stichprobe Zeichen-Test. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Der Bericht beschreibt die CAFE-Test in einem Schritt-für-Schritt-Mode auf dem technischen Aufbau und die erfolgreiche Entwicklung im Labor konzentrieren. Aufgrund seiner Einfachheit kann dieser Assay auch bildungs ​​als Schul Experiment verwendet werden. Die Beispiele zeigen , dass der Assay Untersuchung von Lebensmitteln Erkundung, bevorzugt und Verbrauch in Drosophila melanogaster über kürzere und längere Zeiträume (Stunden bis Tage) ermöglicht. Die CAFE - Assay wurde Themen wie Essen und Drogenkon...

Essen ist wichtig; jedoch Deregulierung der Nahrungsaufnahme in Essen Störungen wie Bulimie, Anorexie oder die allgemeine Tendenz erlegt zu viel zu essen Kosten auf den Einzelnen und die Gesellschaft 1, 2, 3. Das Ziel der vorliegenden Forschung ist Regulationsmechanismen der Nahrungsaufnahme zu entdecken und eine Strategie zur Maximierung für Unordnung Bildung zu umgehen. Zahlreiche Studien haben in Essstörungen 4, 5, 6 neue Erkenntnisse der Schaltung und die Rolle von Signalsystemen zur Verfügung gestellt Säugetiermodellorganismen verwendet. Dennoch ist unser Wissen über die neuronalen und molekularen Grundlagen dieser Erkrankungen zugrunde liegen bleibt noch lange nicht abgeschlossen. In den letzten Jahren hat sich die Fruchtfliege Drosophila melanogaster ein wertvolles Modellsystem werden für grundlegende mechanistische Einblicke in die Regulation von metabolis entwirrenm 7, 8, 9. Die kapillare feeder (CAFE) Assay für Drosophila melanogaster wurde von einer früheren Arbeit im Jahr 2007 inspiriert von Dethier in blowfly 10, 11 im Labor von Seymour Benzer etabliert. Die CAFE - Test machte es möglich , direkt die Nahrungsaufnahme in Drosophila melanogaster zu messen. In diesem Verhaltenstest-System füttern Fliegen auf flüssige Nahrung in abgestufter Glaskapillaren in einem Fläschchen gegeben zur Verfügung gestellt. Der Rückgang des kapillaren Meniskus zeigt den Verlust von Lebensmitteln Lösung durch Verdunstung und der Nahrungsaufnahme. Die Bestimmung der Verdampfungsrate von Fläschchen ohne Fliegen ermöglicht die genaue Quantifizierung der Nahrungsaufnahme. Die CAFE - Assay ist eine von mehreren Verhaltensparadigmen verwendet Fütterung in Drosophila melanogaster zu messen und Forscher haben die am besten geeignete für ihre spezifischen wählenFrage. Die Entscheidung für einen bestimmten Test zu verwenden, sollten Sie die folgenden Punkte zu beachten: die Art des Lebensmittels vorgesehen ist; die Fütterung Zustand; die Messung der Aufnahme oder Aufnahme von Nährstoffen und Untersuchung der Nahrungsaufnahme oder Reaktion auf Lebensmittel. Die CAFE-Test, wie in diesem Bericht beschrieben wird, ist ideal für folgende Nahrungsaufnahme einer flüssigen Nahrungsquelle unter einer aufrechten Futterzustand. Alternativ kann die Nahrungsaufnahme für eine Fliege Gruppe in einem Fläschchen oder auf einer Platte auf einem farbigen Nahrungsquelle gemessen werden. Flies werden in der Regel nach der Fütterung und die Menge der aufgenommenen Farbstoff wird durch Spektrometrie oder visuelle Inspektion des gefärbten Bauch bestimmt getötet oder betäubt. Flies starten Sie die aufgenommene Nahrung nur 30 Minuten nach der Einnahme auszuscheiden, damit dieser Ansatz schwierig ist für die Analyse von kontinuierlichen länger Fütterung zu verwenden Verhaltensweisen 12, 13. Im Gegensatz sind Fliegen intakt gehalten, wenn resorbierbaren Farbstoffs mit radioaktiven Tracer verwendet werden , und den Verbrauch von Radioisotop in einem Szintillationszähler 14, 15 erzielt. Die Absorption des radioaktiven Markers durch das System fly Verdauungs macht langfristige Nahrungsaufnahme Messung möglich, könnte aber zu einer Unterschätzung des Verbrauchs führen, weil der nicht-absorbiert und ausgeschieden Tracermoleküle. Ein anderer Ansatz als Reaktion auf Lebensmittel in Drosophila melanogaster zu messen ist der Rüssel Verlängerung Antwort (PER), die für die Nahrungsaufnahme 16 normalerweise auftritt. Dieses elegante Verfahren misst die erste Reaktion auf einen Reiz Essen, aber nicht aufnehmen, die Menge der Aufnahme. Die Nahrungsaufnahme wird während der Fütterung mit mehreren post-Verdauungs - Rückkopplungssignalen , die kritisch sind für die Regulierung der Zufuhr 17, 18 dynamisch angepasst. Mehrere Versuche wurden in den letzten Jahren zu semi-Automate Datensammlung in der PER-Test gemacht worden 19, 20. Das PER wird durch einen elektrischen Pad oder einer Kombination von Elektroden und gezählt via Computer erkannt. Die PER - Test mit Radioisotopen - Aufnahme Kombination ergab , dass dieser Test durch eine geringe Empfindlichkeit auf die Erfassung Menge Futter Differenzen 18 begrenzt ist. Die manuelle Zuführung Assay (MAFE) 21, in dem eine Fliege manuell mit einer Glaskapillare eingespeist wird, wurde vor kurzem zur Messung der Nahrungsaufnahme in einem einzigen immobilisierten fly entwickelt. Der MAFE Assay vermeidet die Interferenzen von Nahrungssuche und Zuführen Initiation und hat eine Zeitauflösung von Sekunden und die Einleitung PER und der Nahrungsaufnahme kann in dem Assay unabhängig überwacht werden. Jedoch beeinflußt die Art, wie Immobilisierung des fly bestimmte Aspekte von Fressverhalten (zB Fortbewegung, Motivation) muss noch untersucht werden. Für eine exzellente vergleichende Bewertungen verschiedener Tests zur Nahrungsaufnahme in Drosophila Messung michlanogaster und Forschern zu helfen , die am besten geeignete, siehe Berichte von Deshpande und Marx zu finden 13, 22. Die CAFE-Assay vermeidet einige der Nachteile anderer beschriebenen Tests oben und verbindet einfache Bedienung mit einer zuverlässigen Messung der Nahrungsaufnahme. Hier wird eine detaillierte Beschreibung des CAFE-Test wird zur Verfügung gestellt und wir zeigen eine einfache Einrichtung Modifikation Verdunstung zu reduzieren. Repräsentative Ergebnisse einschließlich eines zwei Wahl der Lebensmittel-Test (kurz- und langfristig) und der Saccharose-Aufnahme von Fliegen demonstriert. In der Diskussion vergleichen wir unsere beschriebene Verfahren mit alternativen Möglichkeiten, die CAFE-Test durchzuführen, und mögliche Einschränkungen hervorheben.

<table><tbody><tr><td>Vials (breeding)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>960177</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>217101</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td>Plastime</td><td>353</td><td>www.plastime.it</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td>BLAUBRAND&amp;nbsp;</td><td>REF 7087 07</td><td>www.brand.de</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td>Greiner Bio-One</td><td>771290</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td>Whatman</td><td>10 311 804</td><td>www.sigmaaldrich.com</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td>AppliChem</td><td>57-50-1</td><td>www.applichem.com</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>VWR Chemicals</td><td>20,821,330</td><td>www.vwr.com</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td>Backfun</td><td>10027</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td>Backfun</td><td>10030</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td>CVH</td><td>103220</td><td>www.cvh.de</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td>GARANT</td><td>412,616</td><td>www.hoffmann-group.com</td></tr><tr><td>Vials (breeding)</td><td></td><td></td><td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td></td><td></td><td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td></td><td></td><td>Produced in university workshop, technical drawing supplied&lt;br/&gt;
&lt;a href=&quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/55024/Diegelmann-Cafe-Lid-technical-drawing.pdf&quot; target=&quot;_blank&quot;&gt;Please click here to download this file.&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td></td><td></td><td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td></td><td></td><td>Dimensions (37 x 29 x 18 cm)</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td></td><td></td><td>DIN ISO 7550 norm,&amp;nbsp; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td></td><td></td><td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td></td><td></td><td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td></td><td></td><td>Not harmful</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td></td><td></td><td>Highly flammable liquid and vapor</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td></td><td></td><td>Odor neutral soap</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard fly food</td><td></td><td></td><td>(for 20 L)</td></tr><tr><td>Agar</td><td></td><td></td><td>160 g</td></tr><tr><td>Brewer&#039;s Yeast</td><td></td><td></td><td>299.33 g</td></tr><tr><td>Cornmeal</td><td></td><td></td><td>1,200 g</td></tr><tr><td>Molasses</td><td></td><td></td><td>1.6 L</td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td></td><td></td><td>57.3 mL</td></tr><tr><td>Nipagin 30%</td><td></td><td></td><td>160 mL</td></tr></tbody></table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

Flies des w 1118 Genotyp verwendet zu demonstrieren , wie der Test durchgeführt wird. Die w 1118 Mutanten werden häufig verwendet , transgene Linien zu erzeugen und den genetischen Hintergrund von Transgenen mit dem weißen Gen markiert zu steuern. Normalerweise für Verhaltensexperimente alle transgenen Linien werden für fünf Generationen der gleichen w 1118 Lager rückgekreuzt, die als experimentelle Kontrolle ver...

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The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.6K Aufrufe.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Serie: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

Kombination von quantitativer Nahrungsaufnahme Assays und zwangsweise Aktivierung von Neuronen um Appetit in Drosophila studieren

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Verhalten

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental factors, and the toxicological and pharmacological effects of numerous substances. Few methods currently implemented are amenable to high throughput measurement. The Microplate Feeder Assay (MFA) was developed for quantifying the consumption of liquid food for individual flies using absorbance. In this assay, flies consume liquid food medium from select wells of a 1536-well microplate. By incorporating a dilute tracer dye into the liquid food medium and loading a known volume into each well, absorbance measurements of the well acquired before and after consumption reflect the resulting change in volume (i.e., volume consumed). To enable high throughput analysis with this method, a 3D-printed coupler was designed that allows flies to be sorted individually into 96-well microplates. This device precisely orients 96- and 1536-well microplates to give each fly access to up to 4 wells for consumption, thus enabling food preference quantification in addition to regular consumption. Furthermore, the device has barrier strips that toggle between open and closed positions to allow for controlled containment and release of a column of samples at a time. This method enables high throughput measurements of consumption of aqueous solutions by many flies simultaneously. It also has the potential to be adapted to other insects and to screen consumption of nutrients, toxins, or pharmaceuticals.

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

The microplate feeder assay offers an economical, high throughput method for quantifying liquid food consumption in Drosophila. A 3D-printed device connects a 96-well microplate in which flies are housed to a 1536-well microplate from which flies consume a feeding solution with a tracer dye. The solution volume decline is measured spectrophotometrically.

Ein Hochdurchsatz-Mikroplatten-Feeder-Assay zur Quantifizierung des Verbrauchs in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Geschmackspräferenz Assay für Erwachsene<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

Quantifizierung der Zufuhr von Makronährstoffen in einem thermogenetischen neuronalen Bildschirm mit Drosophila Larven

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

Ein schneller Food-Preference-Test in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...

Feeding Test: Assessment of Feeding Preferences in Drosophila melanogaster

Source: Bovier, T. F., et al. <a href="https://www.jove.com/video/59535/" target="_blank">Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay for fruit flies in which colored food is used to monitor feeding and the effect added compounds may have on feeding activity. The example protocol tests the effects of several endocrine disrupting chemicals (EDC).

Fütterungstest: Erfassung der Fresspräferenzen bei Drosophila melanogaster

Source: Bovier, T. F., et al. Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Biologie

Drosophila melanogaster (Fruchtfliege)

Adultes Tier

Taste Preference Assay: A Method for Measuring Feeding Behavior in Drosophila

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. <a href="https://www.jove.com/video/54403/" target="_blank">Taste Preference Assay for Adult Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference assay, a behavioral method used to measure attraction or avoidance towards colored solutions that taste differently by assessing the fly&#39;s abdominal coloration after ingestion of the preferred substance. The featured protocol demonstrates the procedure used to measure flies&#39; preference towards solutions of varying sucrose concentrations.

Geschmackspräferenz-Assay: Eine Methode zur Messung des Fressverhaltens bei Drosophila

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. Taste Preference Assay for Adult Drosophila. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference ...

The CApillary FEeder (CAFE) Assay: A Method to Track Food Consumption and Preference in Drosophila

Source: Diegelmann, S., et al. <a href="https://www.jove.com/video/55024/" target="_blank">The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the CApillary FEeder, or CAFE, assay, a behavioral method that measures food intake and preference of unrestrained fruit flies. The featured protocol shows how to perform the assay with minimal evaporation from the liquid-filled capillaries used to deliver the food and track its intake.

Der CApillary FEeder (CAFE) Assay: Eine Methode zur Verfolgung des Lebensmittelkonsums und der Präferenz bei Drosophila

Source: Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the ...

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in

Zusammenfassung

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Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae