We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. Die CAFE-Assay HINWEIS: Der Test besteht aus drei Komponenten: ein Versuchsfläschchen, eine spezifische Deckel und Mikrokapillaren. Ein Kunststoff-Box mit Deckel wird verwendet, um die vorbereiteten Fläschchen für den Transport und die Feuchtigkeit effizienter zu steuern. <ol><li> Verwenden Sie eine Drosophila melanogaster Kultur - Kunststoffröhrchen (optional 8 cm Höhe, 3,3 cm Durchmesser) als Rohr für den Test. </li><li> Verschließen Sie die Fläschchen mit einem hergestellten Plexiglasdeckel enthält einen O-Ring (1A, 1B). Legen Sie fliegt durch Antippen oder mit einem Blasrohr durch die zentrale Öffnung des Deckels (0,9 cm Durchmesser), die auch für die Luftzirkulation und Wasserversorgung ermöglicht, und schließen Sie das Loch mit einem Schwamm Spund. Sechs kleinere konische Öffnungen (0,4 cm oberen Durchmesser, 0,3 cm Innendurchmesser) umgeben das zentrale Loch und passen Sie die Pipettenspitzen von 2-20 &amp; mgr; l Volumen der Kapillaren in Position zu halten. (Siehe Zusatz Zahlen für technische Details des Deckels.) HINWEIS: Die Verwendungeines Schwamms Stopfen mit Öffnungen für die Stelle des nach Maß Deckel Kapillaren in unserer Handschrift verwendet wird, ist möglich. Unsere maßgeschneiderten Deckel ermöglicht einen sicheren Umgang mit den vorbereiteten Fläschchen Minimierung des Risikos der Kapillaren nach unten fallen. </li><li> Um die flüssige Lebensmittel darstellen, verwenden Sie 5 ul Mikrokapillaren mit 1 &amp; mgr; l Mark. Positionieren Sie die Kapillaren in den konischen Öffnungen im Deckel durch die Spitze eines 2 abschneidet - 20 &amp; mgr; l - Pipettenspitze und Einführen der Spitze in das Loch (Abbildung 1B, mit rotem Rand markiert). Um Fliegen an der Flucht zu verhindern, legen Sie eine ungeschnittene 2-20 ul Pipettenspitze in die gleiche Öffnung. </li><li> Um sicher mehrere vorbereitete Ampullen verarbeiten, legen Sie sie in eine Plastikbox mit einem gerasterten Inlay (2A). </li></ol> 2. Herstellung von Flies <ol><li> Halten Sie Fliegen auf Standardnahrung bei 25 ° C, 60% relativer Luftfeuchtigkeit und 12 h / 12 h Hell-Dunkel-Zyklus. </li><li> Zur Brutbedingungen kontrollieren, stellen 35 jungfräulichen Weibchen eind 15 Männer für jede Versuchsgruppe in eine Plastikkulturfläschchen (9,8 cm Höhe, 4,8 cm Durchmesser) mit 50 ml fliegen Essen. Lassen Sie Fliegen Eier für die ersten 3 Tage zu legen, dann übertragen Erwachsenen frische Lebensmittel Fläschchen fliegt und lassen Sie sie für zwei weitere Tage Eier legen. Danach wiederholen Sie die Übertragung erneut. Verwerfen Erwachsener fliegt nach 2 Tage. </li><li> Da die Nahrungsaufnahme auf Fly Größe abhängig ist, um das Gewicht einer Gruppe von 100 Fliegen bestimmen durch 2- bis 3-Tage alten erwachsenen anesthetizing fliegt mit einem CO 2 fly - Pad und sammeln sie in ein 1,5 - ml - Kunststoffröhrchen und Messen mit einem Standard Labormaßstab. Bestimmen Sie das Nassgewicht von mindestens vier unabhängigen Fliegengruppen sortiert nach Geschlecht (Tabelle 1); Verwenden Sie das Gewicht ul Nahrungsmittelverbrauch pro mg fly zu berechnen. Verwenden Sie den Wert der Menge der Nahrung, um zu bestimmen, dass eine einzige Fliege pro Experiment Feeds und stellen Sie die Anzahl der Lebensmittel gefüllten Kapillaren entsprechend Entleerung der Kapillaren zu vermeiden, durch die Fütterung. <ol><li> Für einen 3 h Assay Verwendung20 Fliegen und zwei gefüllte Kapillaren. Für einen Langzeitversuch (&gt; 3 h und bis zu 9 Tage), verwenden, um eine Gruppe von acht Fliegen mit einer Lieferung von vier gefüllten Kapillaren (zuverlässige Ergebnisse können nicht mit weniger als acht Fliegen unter den beschriebenen Bedingungen erhalten werden). </li></ol></li><li> Separate Fliegen in Gruppen (8 oder 20 Fliegen) nach Gewicht unter CO 2 Belichtung zu messen. Übertragen Sie die Gruppe in eine neue Lebensmittelfläschchen (mit 15 ml Standardnahrung) zu ermöglichen Erholung von CO 2 Sedierung für 48 Stunden vor dem Experiment. Verwenden 4- bis 6-Tage alten Fliegen für das CAFE-Test. </li><li> Als nicht verhungert Fliegen Wildtyp nur marginal ernähren 19, 21, Pre-verhungern fliegt 3 h Fütterungsversuche. Kein Fasten ist erforderlich, wenn die Nahrungsaufnahme über mehrere Tage überwacht. Für das Fasten, Transfer fliegt 16 bis 20 h vor dem Test durch vorsichtiges sie in ein Fläschchen klopfen nur einen 45-mm-Durchmesser gefalteten Filterpapier angefeuchtet mit ~ 0,5 ml ddH enthält2 O (doppelt destilliertem Wasser), und in der Nähe mit einem aufgesteckt CAFE - Test Deckel. </li></ol> 3. Herstellung von Liquid-Food <ol><li> Bereiten einer 3 M (10%, w / v) Saccharose - Stammlösung durch Füllen 102,6 g Saccharose (C 12 H 22 O 11) zu 100 ml ddH 2 O. Die Pipetten - 3 &amp; mgr; l, 33 &amp; mgr; l, 333 &amp; mgr; l, 3,3 ml und 6,6 ml der Stammlösung in einen 15 ml-Kunststoffrohr; 2 mL Lebensmittelfarbe (Rot: Cochenille [E124]; für Blau: Indigokarmin [E132]) und ddH 2 O. Die resultierenden Konzentrationen sind 0,001, 0,01, 0,1, 1 und 2 M Saccharose auf 10 ml mit füllen . HINWEIS: Der Lebensmittelfarbstoff des Meniskus leichter ermöglicht die Visualisierung. Jedoch könnte der Farbstoff einen Einfluss auf die Nahrungsaufnahme haben. Um eine Vorspannung zu vermeiden aufgrund des Farbstoffs der Lebensmittelfarbstoff verzichten oder randomisiert, um die Verwendung von Farbstoffen für die Lebensmittelproben während des Experiments und Gruppen. </li><li> Zur Prüfung auf Alkohol bevorzugt Pipette 333 ul der 3 M Saccharose-Stammlösung in einem 15 ml Kunststoffröhrchen.1,5 ml (2,3 ml) von 100% EtOH (Ethanol) und fügen Sie ddH 2 O bis zu 10 ml in 15% zur Folge (0,25 mm) und einer 23% (0,39 mM) Arbeitslösungen. </li><li> Halten Sie Stammlösungen bei -20 ° C und Arbeitslösungen bei 4 ° C; Verwenden Sie innerhalb 1 Woche. </li><li> Füllen mit einem farbigen Nahrungsmittellösung gleichzeitig bis 10 Kapillaren, durch Kapillarkraft. Führen Sie die Enden der Kapillaren in die Saccharose-Lösung (die Kapillaren in einem 45 ° Winkel zur Lösung halten). Stoppen Sie, wenn die Flüssigkeit die obere (5 ul) Markierung der Kapillare erreicht, und entfernen Sie überschüssige Lösung auf der außen und innen mit Seidenpapier. </li></ol> 4. Montage und Durchführen der Kapillar-feeder-Assay <ol><li> Wenn das Fasten ist nicht erforderlich, übertragen Sie die experimentellen Fliegen auf den Test durch Antippen oder durch Blasrohr. Stellen Sie sicher, drei Kontrollfläschchen ohne Fliegen umfassen Verdunstung zu quantifizieren. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig eine Pipettenspitze (2-20 &amp; mgr; l Volumen), die eine der äußeren openin schließtgs, und legen Sie eine gefüllte Glaskapillare, Boden-Ende zuerst. Sichern Sie die Kapillare durch die Pipettenspitze zurück neben der Kapillare platzieren. Wenn mehrere Lebensmittel-Lösungen getestet werden, wiederholen Sie diesen Vorgang entsprechend. </li><li> Legen Sie die Kapillare endet innerhalb aller Fläschchen auf dem gleichen Niveau um Verzerrungen zu vermeiden, dass, wenn die Nahrungsquellen befanden sich in unterschiedlichen Höhen auftreten konnte (3-4 cm vom Deckel); halten Sie einen Abstand zu dem Filterpapier, um die Kapillare verhindern ein Auslaufen durch versehentliches das Filterpapier oder verschiedenen Viskositäten von Nahrungsquellen zu berühren. </li><li> Beschriften Sie das obere Ende der gefärbten Flüssigkeit mit einem Markierungsstift (Marke Anfang). Um zu gewährleisten, können die verschiedenen Kapillaren identifiziert werden, beschriften sie individuell eine Farbe oder ein Streifencode. </li><li> Legen Sie mehrere vorbereitet CAFE - Assays in einer Kunststoffbox mit gerasterten Inlay und übertragen Sie die Box (2A) auf eine sichere Position unter Laborbedingungen oder in einer temperatur-, licht- und feuchtigkeitsgesteuerten Climaß Kammer (Parameter: 25 ° C, 60% relative Luftfeuchtigkeit, 12 h / 12 h Hell-Dunkel - Zyklus) für den Versuchszeitraum (zB 3 h oder Tage). </li><li> Als Bodenfilterpapier trocknet aus , wenn der Test über mehrere Tage durchgeführt wird, gelten Frischwasser alle 24 h über den Schwamm Spund (100 &amp; mgr; l) in der Test Luftfeuchtigkeit konstant zu halten. Verwenden Sie vier separaten Fläschchen (8 cm Höhe, 3,3 cm Durchmesser) , gefüllt mit 30 ml ddH 2 O als Feuchtigkeits Geräte und legen sie neben den CAFE - Assays in der Kunststoffbox. Verwenden Sie eine Abdeckung für die Kunststoff - Box auf Feuchtigkeit kontrollierten Umgebung während des Experiments (2A) erstellen. HINWEIS: Breitere Variabilität tritt unter Laborbedingungen; jedoch ist es möglich , die CAFE - Test bei Raumtemperatur durchzuführen (z. B. in einem Klassenzimmer). Die Verwendung einer Befeuchtungseinrichtung (Filterpapier, mit oder ohne einem nassen Schwamm Spund, Wasserflaschen und Abdeckung für die Kunststoff-Box gefüllt) ist sehr Verdunstung zu verringern ermutigt ( <strong&gt; 2B). </li><li> Ersetzen Sie die Kapillaren mit frisch gefüllten diejenigen, für die Langzeitversuche alle 24 h. Notieren Sie sich tote Fliegen vor jedem 24 h Intervall und verwenden, um die Zahl der lebenden Fliegen Verbrauch pro Fliege für den folgenden Zeitraum zu berechnen. Entsorgen Sie die alten Kapillaren nach dem Niedergang des Meniskus gemessen wird (siehe 5.1). HINWEIS: Während eines 3 h Experiment, das wir kaum tote Fliegen zu sehen. Während einer 4 Tage-Studie finden wir in der Regel 1-3 tote Fliegen. </li><li> Am Ende des Tests oder vor der Kapillare zu ersetzen, markieren Sie die untere Meniskus der Kapillare (Markierung Ende) mit einem Markierungsstift während der CAFE - Test noch in der aufrechten Position befindet. Entsorgen Sie die Daten , wenn Markierung Ende nicht unter dem ursprünglichen Marke (Marke Anfang). Sie den Deckel nicht entfernen, da dies den Meniskus ändern könnte. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Kapillaren aus dem Test und speichert sie für die Datenerfassung. Überprüfen Sie, ob die Flüssigkeit in der Kapillare das untere Ende erreicht, wenn nicht Discard die Daten, als Nahrung zu den Fliegen nicht zugänglich war. Sammeln Sie alle Kapillaren pro Fläschchen als Gruppe. Legen Sie ungeschnitten Pipettenspitzen in alle Öffnungen zu verhindern Fliegen entweicht. Zerlegen Sie das Setup und waschen Sie die Fläschchen, Deckel und Schwamm Spunde in einem Seife Bad und trocken über Nacht bei Raumtemperatur für die weitere Verwendung. HINWEIS: Flies kann weiter nach dem Test untersucht werden. Bestätigen Nahrungsaufnahme mit dem Auge oder unter einem Präpariermikroskop. </li><li> Wiederholungsversuche mit den gleichen Genotypen an mindestens drei verschiedenen Tagen. </li></ol> 5. Datenerhebung und Analyse <ol><li> Messen Sie den Abstand zwischen Marke Anfang und Marke Ende an der Kapillare einen Sattel oder mit einem Lineal. Zur Übertragung von Daten direkt in eine Tabelle, verwenden Sie einen USB (Universal Serial Bus) angeschlossen digitaler Schieber (Abbildung 1E). Entsorgen Sie die Kapillaren nach der Messung. </li><li> Konto für Kapillarengröße Nahrungsaufnahme oder Verdunstung zu berechnen. Betrachten wir zum Beispiel eine KappeIllary, die 73 mm lang und enthält 5 &amp; mgr; l von Lebensmitteln Lösung. Ein 14,6 mm Abnahme des Meniskus spiegelt die Aufnahme von 1 &amp; mgr; l Lösung. Berechnen der Nahrungsaufnahme mit der folgenden Formel: Nahrungsaufnahme (ul) = gemessene Abstand (mm) / 14,6 mm </li><li> Um den Effekt der Verdunstung auf die Nahrungsaufnahme auszuschließen, berechnen Verdunstung in den drei (mindestens) Kontrollfläschchen ohne Fliegen bedeuten. Subtrahieren dieses Mittelwertes aus dem Wert für die Nahrungsaufnahme durch die Fliegen erhalten. </li><li> Verwenden Sie die folgende Formel Gesamtverbrauch pro Fliege zu bestimmen: Der Futterverbrauch (ul) = (Nahrungsaufnahme [ul] - Verdunstungsverlust [ul]) / Gesamtzahl der Fliegen in der Phiole. Für langfristige Experimente verwenden, um die Anzahl der Fliegen lebendig vor dem Start des 24-Stunden-Intervall. </li><li> Zur Berücksichtigung der Unterschiede in der Körpergröße, wie zum Beispiel zwischen männlichen und weiblichen Fliegen, normalisieren die Nahrungsaufnahme auf das Körpergewicht (ul Lebensmittel / mg fly). </li><li> Verwenden Sie statistische Software für die Datenanalyse. Für Normally verteilten Daten, T -Tests die Nutzung student Unterschiede zwischen zwei fly Gruppen zu bestimmen und verwenden ANOVA (Varianzanalyse) mit Tukey post hoc Cramer Tests für mehr als zwei Gruppen. In einer Auswahl Situation analysieren Unterschiede aus einer zufälligen Auswahl eines nichtparametrischer einer Stichprobe Zeichen-Test. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Der Bericht beschreibt die CAFE-Test in einem Schritt-für-Schritt-Mode auf dem technischen Aufbau und die erfolgreiche Entwicklung im Labor konzentrieren. Aufgrund seiner Einfachheit kann dieser Assay auch bildungs ​​als Schul Experiment verwendet werden. Die Beispiele zeigen , dass der Assay Untersuchung von Lebensmitteln Erkundung, bevorzugt und Verbrauch in Drosophila melanogaster über kürzere und längere Zeiträume (Stunden bis Tage) ermöglicht. Die CAFE - Assay wurde Themen wie Essen und Drogenkon...

Essen ist wichtig; jedoch Deregulierung der Nahrungsaufnahme in Essen Störungen wie Bulimie, Anorexie oder die allgemeine Tendenz erlegt zu viel zu essen Kosten auf den Einzelnen und die Gesellschaft 1, 2, 3. Das Ziel der vorliegenden Forschung ist Regulationsmechanismen der Nahrungsaufnahme zu entdecken und eine Strategie zur Maximierung für Unordnung Bildung zu umgehen. Zahlreiche Studien haben in Essstörungen 4, 5, 6 neue Erkenntnisse der Schaltung und die Rolle von Signalsystemen zur Verfügung gestellt Säugetiermodellorganismen verwendet. Dennoch ist unser Wissen über die neuronalen und molekularen Grundlagen dieser Erkrankungen zugrunde liegen bleibt noch lange nicht abgeschlossen. In den letzten Jahren hat sich die Fruchtfliege Drosophila melanogaster ein wertvolles Modellsystem werden für grundlegende mechanistische Einblicke in die Regulation von metabolis entwirrenm 7, 8, 9. Die kapillare feeder (CAFE) Assay für Drosophila melanogaster wurde von einer früheren Arbeit im Jahr 2007 inspiriert von Dethier in blowfly 10, 11 im Labor von Seymour Benzer etabliert. Die CAFE - Test machte es möglich , direkt die Nahrungsaufnahme in Drosophila melanogaster zu messen. In diesem Verhaltenstest-System füttern Fliegen auf flüssige Nahrung in abgestufter Glaskapillaren in einem Fläschchen gegeben zur Verfügung gestellt. Der Rückgang des kapillaren Meniskus zeigt den Verlust von Lebensmitteln Lösung durch Verdunstung und der Nahrungsaufnahme. Die Bestimmung der Verdampfungsrate von Fläschchen ohne Fliegen ermöglicht die genaue Quantifizierung der Nahrungsaufnahme. Die CAFE - Assay ist eine von mehreren Verhaltensparadigmen verwendet Fütterung in Drosophila melanogaster zu messen und Forscher haben die am besten geeignete für ihre spezifischen wählenFrage. Die Entscheidung für einen bestimmten Test zu verwenden, sollten Sie die folgenden Punkte zu beachten: die Art des Lebensmittels vorgesehen ist; die Fütterung Zustand; die Messung der Aufnahme oder Aufnahme von Nährstoffen und Untersuchung der Nahrungsaufnahme oder Reaktion auf Lebensmittel. Die CAFE-Test, wie in diesem Bericht beschrieben wird, ist ideal für folgende Nahrungsaufnahme einer flüssigen Nahrungsquelle unter einer aufrechten Futterzustand. Alternativ kann die Nahrungsaufnahme für eine Fliege Gruppe in einem Fläschchen oder auf einer Platte auf einem farbigen Nahrungsquelle gemessen werden. Flies werden in der Regel nach der Fütterung und die Menge der aufgenommenen Farbstoff wird durch Spektrometrie oder visuelle Inspektion des gefärbten Bauch bestimmt getötet oder betäubt. Flies starten Sie die aufgenommene Nahrung nur 30 Minuten nach der Einnahme auszuscheiden, damit dieser Ansatz schwierig ist für die Analyse von kontinuierlichen länger Fütterung zu verwenden Verhaltensweisen 12, 13. Im Gegensatz sind Fliegen intakt gehalten, wenn resorbierbaren Farbstoffs mit radioaktiven Tracer verwendet werden , und den Verbrauch von Radioisotop in einem Szintillationszähler 14, 15 erzielt. Die Absorption des radioaktiven Markers durch das System fly Verdauungs macht langfristige Nahrungsaufnahme Messung möglich, könnte aber zu einer Unterschätzung des Verbrauchs führen, weil der nicht-absorbiert und ausgeschieden Tracermoleküle. Ein anderer Ansatz als Reaktion auf Lebensmittel in Drosophila melanogaster zu messen ist der Rüssel Verlängerung Antwort (PER), die für die Nahrungsaufnahme 16 normalerweise auftritt. Dieses elegante Verfahren misst die erste Reaktion auf einen Reiz Essen, aber nicht aufnehmen, die Menge der Aufnahme. Die Nahrungsaufnahme wird während der Fütterung mit mehreren post-Verdauungs - Rückkopplungssignalen , die kritisch sind für die Regulierung der Zufuhr 17, 18 dynamisch angepasst. Mehrere Versuche wurden in den letzten Jahren zu semi-Automate Datensammlung in der PER-Test gemacht worden 19, 20. Das PER wird durch einen elektrischen Pad oder einer Kombination von Elektroden und gezählt via Computer erkannt. Die PER - Test mit Radioisotopen - Aufnahme Kombination ergab , dass dieser Test durch eine geringe Empfindlichkeit auf die Erfassung Menge Futter Differenzen 18 begrenzt ist. Die manuelle Zuführung Assay (MAFE) 21, in dem eine Fliege manuell mit einer Glaskapillare eingespeist wird, wurde vor kurzem zur Messung der Nahrungsaufnahme in einem einzigen immobilisierten fly entwickelt. Der MAFE Assay vermeidet die Interferenzen von Nahrungssuche und Zuführen Initiation und hat eine Zeitauflösung von Sekunden und die Einleitung PER und der Nahrungsaufnahme kann in dem Assay unabhängig überwacht werden. Jedoch beeinflußt die Art, wie Immobilisierung des fly bestimmte Aspekte von Fressverhalten (zB Fortbewegung, Motivation) muss noch untersucht werden. Für eine exzellente vergleichende Bewertungen verschiedener Tests zur Nahrungsaufnahme in Drosophila Messung michlanogaster und Forschern zu helfen , die am besten geeignete, siehe Berichte von Deshpande und Marx zu finden 13, 22. Die CAFE-Assay vermeidet einige der Nachteile anderer beschriebenen Tests oben und verbindet einfache Bedienung mit einer zuverlässigen Messung der Nahrungsaufnahme. Hier wird eine detaillierte Beschreibung des CAFE-Test wird zur Verfügung gestellt und wir zeigen eine einfache Einrichtung Modifikation Verdunstung zu reduzieren. Repräsentative Ergebnisse einschließlich eines zwei Wahl der Lebensmittel-Test (kurz- und langfristig) und der Saccharose-Aufnahme von Fliegen demonstriert. In der Diskussion vergleichen wir unsere beschriebene Verfahren mit alternativen Möglichkeiten, die CAFE-Test durchzuführen, und mögliche Einschränkungen hervorheben.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="582">
	<tbody>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;width:161px;">Vials (breeding)</td>
			<td style="width:117px;">Greiner Bio-One</td>
			<td style="width:123px;">960177</td>
			<td style="width:183px;">www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>217101</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td>Plastime</td>
			<td>353</td>
			<td>www.plastime.it</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td>Workshop</td>
			<td>&#8211;</td>
			<td>&#8211;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td>BLAUBRAND&#160;</td>
			<td>REF 7087 07</td>
			<td>www.brand.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>771290</td>
			<td>www.greinerbioone.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>10 311 804</td>
			<td>www.sigmaaldrich.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td>www.applichem.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>20,821,330</td>
			<td>www.vwr.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10027</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td>Backfun</td>
			<td>10030</td>
			<td>www.backfun.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td>CVH</td>
			<td>103220</td>
			<td>www.cvh.de</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td>GARANT</td>
			<td>412,616</td>
			<td>www.hoffmann-group.com</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (breeding)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Vials (CAFE assay)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Lid-CAFE assay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Produced in university workshop, technical drawing supplied</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Plastic box, low wall</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cover for the plastic box</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dimensions (37 x29 x18 cm)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Capillaries</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>DIN ISO 7550 norm,&#160; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Pipette tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Filter paper circles</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">D(+)-Sucrose</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not harmful</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Ethanol absolute</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Highly flammable liquid and vapor</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (red, E124)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Food color (blue, E133)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not stated</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Soap solution (CVK 8)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Odor neutral soap</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Digital caliper</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Standard fly food</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>(for 20 L)</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Agar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Brewer`s Yeast</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>299.33 g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Cornmeal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1200g</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Molasses</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1.6 L</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Propionic acid</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>57.3 mL</td>
		</tr>
		<tr height="31">
			<td height="31" style="height:31px;">Nipagin 30%</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>160 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

Flies des w 1118 Genotyp verwendet zu demonstrieren , wie der Test durchgeführt wird. Die w 1118 Mutanten werden häufig verwendet , transgene Linien zu erzeugen und den genetischen Hintergrund von Transgenen mit dem weißen Gen markiert zu steuern. Normalerweise für Verhaltensexperimente alle transgenen Linien werden für fünf Generationen der gleichen w 1118 Lager rückgekreuzt, die als experimentelle Kontrolle ver...

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The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.5K Aufrufe.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Serie: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Einzel Sensillum Recordings in der Insekten Drosophila melanogaster Und Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Forschung

Neurowissenschaften

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Gepaart Nanoinjection und Elektrophysiologie-Test zum Screening auf Bioaktivität der Verbindungen unter Verwendung des Drosophila melanogaster Riesen-Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Beschriften einzelner Zellen im zentralen Nervensystem<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Bestimmung der spontanen lokomotorischen Aktivität in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Einfache Assay zur Quantifizierung von Sozialvermeidung in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Bedingungen, die sozialen Raum, in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. When selecting sites to deposit their eggs, female flies are capable of ranking the relative attractiveness of their options and choosing the &#34;greater of two goods.&#34; However, most egg-laying preference assays are not practical if one wants to take a systematic genetic screening approach to search for the circuit basis underlying this simple decision-making process, as they are population-based and laborious to set up. To increase the throughput of studying of egg-laying preferences of single females, we developed custom chambers that each can simultaneously assay egg-laying preferences of up to thirty individual flies as well as a protocol that ensures each female has a high egg-laying rate (so that their preference is readily discernable and more convincing). Our approach is simple to execute and produces very consistent results. Additionally, these chambers can be equipped with different attachments to allow video recording the egg-laying animals and to deliver light for optogenetics studies. This article provides the blueprints for fabricating these chambers and the procedure for preparing the flies to be assayed in these chambers.

High Throughput Assay to Examine Egg-Laying Preferences of Individual Drosophila melanogaster

This protocol describes a high throughput assay for testing egg-laying preferences of Drosophila melanogaster at single-animal resolution. This assay provides a simple, efficient, and scalable platform to identify genes and circuit components that control a simple decision-making process.

Assay mit hohem Durchsatz Eiablage Präferenzen der einzelnen zu untersuchen<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Recently, egg-laying preference of Drosophila has emerged as a genetically tractable model to study the neural basis of simple decision-making processes. ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Ein einfacher Weg zu messen Veränderungen in Reward-seeking Verhalten verwenden<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...