Agradecemos a U. Heberlein y A. Devineni para las discusiones de larga duración y asesoramiento técnico. También se agradece a los miembros del laboratorio Shohat-Ophir, A. Benzur, L. Kazaz, y O. Shalom, por la ayuda con la demostración del método. agradecimiento especial va a Eliezer Costi para el establecimiento de los sistemas de moscas en el laboratorio. Este trabajo fue apoyado por la Fundación de Ciencias de Israel (384/14) y los Curie Becas de Integración de la carrera de Marie (CIG) 631127.

Nota: Visión general del diseño experimental: El diseño experimental incluye un protocolo adaptado para la supresión de cortejo 7-9 en el que las moscas macho están expuestos a experiencias gratificantes y nonrewarding en 3 sesiones de entrenamiento consecutivas en el transcurso de 4 d. Al final de la fase de la experiencia, las moscas se ponen a prueba en un ensayo de consumo de etanol voluntaria de dos elección para 3-4 d. El protocolo de la presente memoria incluye varios pasos preparatorios, algunos de los cuales se pueden hacer de antemano para ser utilizado en más de un experimento, mientras que otros deberían tener lugar de una manera oportuna antes del comienzo del experimento (Tabla 1). 1. Los pasos preparatorios <ol><li> Preparación del sistema de alimentación capilar <ol><li> Calentar una aguja de 27 G y lo utilizan para perforar agujeros pequeños a lo largo de un vial (Figura 1). </li><li> Cortar el tapón de vial en un medio (en sentido transversal) usando una cuchilla de afeitar. Marca de cuatro puntos de la superficie del tapón, creando una square forma para posicionar los titulares capilares hacia. Utilice una aguja de 18 G para hacer 4 agujeros a través del tapón (Figura 1b). </li><li> Utilice una hoja de afeitar para cortar micropipetas para que puedan mantener firmemente 5 capilares de vidrio mu l, que sirven como adaptadores. </li><li> Inserte 4 adaptadores capilar en los tapones preparadas. </li><li> Marcar la posición de las 2 etanol y dos capilares que contienen nonethanol-en el enchufe. Nota: Se recomienda mantener las posiciones de los 2 tipos de capilares consistentes a través de todos los viales. Prestar atención al tamaño de los agujeros, como grandes agujeros permiten el escape de las moscas de los viales. Además, se recomienda usar el lado suave de la clavija (generalmente opuesto al lado de corte) como el lado que está orientado hacia abajo cuando se inserta en el vial, como el corte de la clavija crea algunas fibras pequeñas sueltas que las moscas pueden enredarse en . </li><li> Preparar un gran número de viales y adaptadores para ser utilizado para el sistema de alimentación capilar (CAFE)experimentos descritos en el paso 2.3. </li></ol></li><li> Preparación de alimentos a pequeña viales de vidrio <ol><li> Un día antes de la recogida de las moscas (paso 1.4), disponer de 200 viales de vidrio sobre bastidores de tubo de microcentrífuga. Melt vuela alimentos (de acuerdo con la receta de la melaza de harina de maíz, ver la Tabla de Materiales) usando un horno de microondas. Verter 2 ml de alimentos mosca en los viales de vidrio (trate de no manchar la comida en las paredes del vial). Dejar cuajar la comida, y cubrir los viales con una envoltura de plástico. NOTA: Los viales de vidrio que contienen los alimentos pueden mantenerse a 4 ° C durante varias semanas. </li><li> En el día de la toma de la mosca, tome los viales de la nevera y dejar que alcancen temperatura ambiente antes de usarlos para albergar a las moscas. NOTA: Si los frascos de comida varias semanas de edad, asegúrese de que la comida es todavía intacto y no separado de la cubeta, ya que las moscas pueden ser atrapados en las grietas entre el alimento y el vidrio. </li></ol></li><li> Haciendo solución de reserva de alimentos para el ensayo de alimentación capilar <ol><li> para prepare la solución madre de la alimentación (5% de sacarosa y 5% de extracto de levadura), se disuelven 5,88 g de extracto de levadura y 5,88 g de sacarosa en 100 ml de agua destilada. NOTA: La solución madre es altamente propenso a la contaminación. Por lo tanto, se recomienda que el autoclave (121 ° C, 30 min, y sin un ciclo de secado) y alícuota en 850 l alícuotas de trabajo que se mantuvo a 4 ° C hasta su uso posterior. La concentración de los ingredientes en la solución madre es de 5.88% y se llega a la concentración final de 5% después de la adición de 15% de etanol o agua (150 l en 850 l de solución de alimento preparado de antemano) justo antes de su uso en el paso 2.3. </li></ol></li><li> El cobro de moscas experimentales <ol><li> Recoger 200 moscas machos no tratados previamente utilizando una almohadilla de CO 2. Nota: Utilice la cepa de laboratorio pertinentes para la cuestión estudiada. 250 las moscas pueden ser fácilmente recogidos de cinco botellas de moscas en su fase de eclosión selección. Al recoger las moscas, prestar especial atención a colleccionar moscas que recientemente han eclosed (moscas vírgenes de aspecto: moscas luminosas con una mancha de meconio en su abdomen). moscas experimentales se debe alojar individualmente en viales de vidrio pequeños que contienen los alimentos y envejecido a 3 - 4 d de edad antes de ser utilizados en el experimento. </li><li> Use tapones blandos para cerrar los viales. Nota: El mismo tapones blandos serán de gran utilidad para la fase de entrenamiento cuando se utiliza la aspiración boca para insertar las mujeres dentro y fuera de los viales durante la fase de experiencia. </li></ol></li><li> El cobro de las moscas de entrenador NOTA: Todas las moscas recogidas deben mantenerse en un 12 h / 12 h luz / oscuridad incubadora a 25 ° C y 70% de humedad relativa (RH). El 12 h / 12 h luz / oscuridad ciclo se puede cambiar a un tiempo de partida conveniente. <ol><li> Vírgenes moscas entrenadora <ol><li> Recoger 500 formador hembra virgen vuela de una reserva de WT o una acción virginator para su uso como hembras receptivas vírgenes. Mantenga las moscas hembras en grupos de 25 por vial comida de tamaño normal, y todosow a la edad de 3 - 4 días de edad antes de usarlos en el experimento. </li></ol></li><li> Apareadas moscas entrenadora <ol><li> Recoger 300 moscas hembras vírgenes de una reserva de WT o un virginator de valores para someterse a acoplamiento antes de la fase de aprendizaje (etapa 1.6.1). NOTA: Las moscas hembras se mantienen en grupos de 10 mujeres por cada frasco de comida de tamaño normal y se envejeció a 3 - 4 d de edad antes de ser utilizados en el experimento. </li></ol></li><li> Las moscas macho utilizan para generar apareadas moscas entrenadora <ol><li> Recoger 150 moscas macho (no necesariamente virgen). NOTA: Las moscas se mantienen en grupos de 15 hombres por cada vial de tamaño normal de alimentos y envejecido a 3 - 4 d de edad antes de ser emparejado con hembras vírgenes vuela a crear las hembras apareadas entrenador. </li></ol></li></ol></li><li> La generación de moscas apareadas entrenadora <ol><li> Para generar hembra apareada vuela para ser utilizado como entrenadores, grupos de pares de 10 hembra virgen vuela con 15 moscas macho por voltear un vial que contiene macho-hembra en un contaIning vial de 16 - 18 h antes de la fase de entrenamiento (paso 2.1) 10. NOTA: Normalmente, esto debería tener lugar la noche antes de la sesión de entrenamiento. La proporción de 1,5: 1 entre el macho vuela a las moscas hembras asegura que todas las hembras se aparean. </li><li> En el día del experimento, se separan las hembras apareadas de los machos mediante la aspiración de los machos del vial usando un aspirador de boca. Realizar esta justo antes del comienzo de cada día de entrenamiento. </li></ol></li></ol> 2. Pasos experimentales <ol><li> La creación de la fase de la experiencia <ol><li> Iniciar el experimento lo más cerca posible al comienzo de la fase de la luz en la incubadora. Coloque las hembras entrenador (tanto vírgenes y apareadas) en la cámara de comportamiento. NOTA: Se recomienda realizar el experimento en una cámara de comportamiento, o cualquier entorno aislado que es tranquilo y se puso a 25 ° C y 60 - 65% de humedad relativa. Mantener la humedad superior al 50% es muy importante, ya que el cortejo y el apareamiento comportamientos dependen de la detección de feromonas, que se sabe que es sensible a la humedad. </li></ol></li><li> La exposición de las moscas macho a las experiencias gratificantes y nonrewarding <ol><li> Disponer los viales de vidrio que contienen las moscas macho individuales en bastidores de microcentrífuga, el posicionamiento de los viales a lo largo de los márgenes del bastidor. NOTA: Esta disposición permite que el experimentador observar fácilmente los pares de moscas que se someten a la cópula sin tomar los viales fuera del bastidor. </li><li> Preparar (como se describe en el paso 2.2.1) 2 grupos de 100 viales de vidrio que contienen solo macho vuela en bastidores separados para hombres sometidos a experiencias gratificantes de apareamiento y nonrewarding (es decir, rechazado y se aparearon). </li><li> hembras entrenador de aspirado y añadirlos a cada vial contiene las moscas macho. Ajustar el temporizador durante 1 h. Comenzando con el grupo rechazada, añadir una hembra apareada a cada vial. A continuación, pasar a los machos para aparearse y añadir una hembra virgen a cada vial. </li><li> Ver los encuentros de apareamiento de cercapara asegurarse de que los hombres interactúan con hembras vírgenes se aparean con éxito dentro de la primera hora y que los machos que interactúan con las hembras apareadas con anterioridad no se aparean. Para supervisar la cohorte rechazado en el transcurso de 1 h, establecer un segundo temporizador para 15 min y ver los machos cada 15 min. </li><li> Descargar los varones de la cohorte rechazado que logró aparearse y varones de la cohorte se aparearon que no terminan de acoplamiento para el final de la primera sesión de entrenamiento. </li><li> Terminar la primera sesión de entrenamiento mediante la aspiración de los entrenadores hembra apareada previamente en un vial de alimentos mosca regular, y guardarlos para la próxima sesión de condicionamiento. Siga este paso, aspirando suavemente las hembras del grupo masculino apareado. </li><li> Deje que las moscas descansan durante 1 h. </li><li> Repita los pasos 2.2.3 - 2.2.7 dos veces. </li><li> Repetir la sesión de entrenamiento en los pasos 2.2.3 - 2.2.8 cada día durante 3 d más. </li></ol></li><li> el consumo de la grabación (CAFE) <ol><li> Al final de la última conditioning sesión (cuarto día), aspirar los machos individuales y agruparlos en los viales de conexión capilar. Use un tapón blando para cubrir el vial de alimentación capilar, mientras que la inserción de las moscas, y reemplazarlo rápidamente con el enchufe de alimentación capilar ya hecha después de que todas las moscas se han insertado. Grupo 6 - 8 moscas de cada uno de los grupos experimentales en un vial, la creación de no menos de 8 viales por condición. </li><li> Mojar los tapones añadiendo lentamente 5 ml de agua a la parte superior del tapón. Tenga cuidado al añadir el agua para evitar derrames en los viales. Añadir la misma cantidad de agua a cada vial. NOTA: Este paso se realiza para reducir la evaporación de los capilares. Por lo tanto, se repite cada día durante el resto del experimento. Dependiendo de la humedad relativa, los siguientes días pueden requerir menos agua que se añade a los tapones. </li><li> Preparar dos soluciones separadas de los alimentos mediante la adición de etanol o agua a las partes alícuotas de la comida para crear una concentración final de 15%. </li><li> Para llenar el capillaries con las dos soluciones alimentarias, crean 5 l alimento líquido cae en una tira de película de laboratorio y permiten la solución para llenar el capilar hasta que alcanza la marca de 5 mL. Asegúrese de usar el final claro del capilar, que está cerca de la línea de marca de negro 5 l. NOTA: Para llenar varios capilares a la vez, es posible conectar 6 - 8 adaptadores capilares juntos y utilizarlos como un inserto para mantener los capilares. </li><li> Toque en los capilares suavemente sobre la tira de parafina para posicionar la solución comida exactamente en el punto negro. Sellar los capilares por inmersión al final de cada capilar en pequeñas gotas de aceite mineral. Este paso reduce al mínimo el potencial de evaporación de la solución de alimentación. </li><li> Insertar dos capilares que contienen etanol y dos capilares nonethanol que contiene a través de los 4 adaptadores / titulares en el tapón hasta que los lados expuestos de los capilares apenas asoman desde el interior del vial (1 mm o menos de la superficie de enchufe). NOTA:Mantener la apertura de los capilares cercanos a la clavija húmeda reduce la evaporación y permite un fácil acceso a la comida, como las moscas normalmente se sientan en los enchufes y trepan hacia abajo en el capilar se expone a alimentar. </li><li> Además de los viales que contienen las moscas experimentales, preparar un vial maqueta sin moscas. Este control sirve para evaluar la evaporación natural. NOTA: Trate de mantener relativamente iguales posicionamiento de la abertura capilar en comparación con los enchufes, ya que las diferencias pueden dar lugar a la evaporación variable y para engañar a los datos de consumo. Mantener la humedad adecuada durante el experimento y la posición de las aberturas capilares lo más estrechamente posible a la bujía de mojado, como baja humedad y gran distancia de la clavija húmedo puede tanto resultado de la evaporación incontrolada. </li><li> Registrar la posición relativa del líquido en cada uno de los capilares con respecto a la línea de punto negro en mm usando una regla, y escribir estos valores hacia abajo. NOTA: Si la solución se coloca exactamente en el L negroine, el valor debe ser igual a cero, y si está por encima o por debajo, debería ser valores positivos o negativos, respectivamente. Los niveles iniciales de líquido establecen los puntos de referencia para los valores de consumo final de S / N. </li><li> Establecer los viales de nuevo en la incubadora durante 24 h. Reemplazar los capilares a la vez constante durante todo el experimento. </li><li> Retirar con cuidado los capilares de los viales y medir los niveles de líquido con respecto a la línea de marcado negro. </li><li> Se recomienda inspeccionar el nivel de líquido en el vial simulacro. NOTA: Si los niveles cayeron más de 2 mm, indica que la evaporación es alta y los niveles de consumo no son fiables. </li><li> Humedecer los tapones suavemente con 2 ml de agua y añadir un nuevo conjunto de capilares, como se indica en los pasos 2.3.3 - 2.3.10. Establecer los viales de nuevo en la incubadora durante 24 h. </li></ol></li><li> La determinación de la preferencia <ol><li> Calcular el consumo total de cada capilar restando el nivel final de la initial nivel en el punto de partida. </li><li> Combinar los valores de ambos capilares con la misma comida (es decir nonethanol capilares por separado de los capilares que contienen etanol). </li><li> Calcular preferencia etanol restando la cantidad consumida de los capilares no etanol a partir de la cantidad consumida de los capilares que contienen etanol y dividir el valor de los valores de consumo total de todos los capilares de la misma vial. </li><li> La media de los índices de preferencias de todos los viales del mismo grupo experimental. <img alt="ecuación1" src="/files/ftp_upload/54910/54910equation1.jpg" /> NOTA: Nonethanol 1 (NE1), Nonethanol 2 (NE2), etanol 1 (E1), etanol 2 (E2), nonethanol total (NE total) = NE1 + NE2, etanol total (Total E) = E1 + E2, la suma total Índice de consumo (total suma) = total NE + total e, y etanol preferencia (PI) </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Robinson, G. E., Fernald, R. D., Clayton, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+and+social+behavior.">Genes and social behavior.</a> Science. 322, 896-900 (2008).</li><li>Koob, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiological+substrates+for+the+dark+side+of+compulsivity+in+addiction.">Neurobiological substrates for the dark side of compulsivity in addiction.</a> Neuropharmacol. 56, 18-31 (2009).</li><li>Kaun, K. R., Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+melanogaster+as+a+model+to+study+drug+addiction.">Drosophila melanogaster as a model to study drug addiction.</a> Hum Genet. 131, 959-975 (2012).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addiction-like+behavior+in+Drosophila.">Addiction-like behavior in Drosophila.</a> Commun Integr Biol. 3, 357-359 (2010).</li><li>Shohat-Ophir, G., Kaun, K. R., Azanchi, R., Mohammed, H., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+deprivation+increases+ethanol+intake+in+Drosophila.">Sexual deprivation increases ethanol intake in Drosophila.</a> Science. 335, 1351-1355 (2012).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Curr Biol : CB. 19, 2126-2132 (2009).</li><li>McBride, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mushroom+body+ablation+impairs+short-term+memory+and+long-term+memory+of+courtship+conditioning+in+Drosophila+melanogaster.">Mushroom body ablation impairs short-term memory and long-term memory of courtship conditioning in Drosophila melanogaster.</a> Neuron. 24, 967-977 (1999).</li><li>Ejima, A., Smith, B. P., Lucas, C., Levine, J. D., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+learning+of+pheromonal+cues+modulates+memory+consolidation+in+trainer-specific+associative+courtship+conditioning.">Sequential learning of pheromonal cues modulates memory consolidation in trainer-specific associative courtship conditioning.</a> Curr Biol. 15, 194-206 (2005).</li><li>Ejima, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generalization+of+courtship+learning+in+Drosophila+is+mediated+by+cis-vaccenyl+acetate.">Generalization of courtship learning in Drosophila is mediated by cis-vaccenyl acetate.</a> Curr Biol. 17, 599-605 (2007).</li><li>Keleman, K., Kruttner, S., Alenius, M., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Function+of+the+Drosophila+CPEB+protein+Orb2+in+long-term+courtship+memory.">Function of the Drosophila CPEB protein Orb2 in long-term courtship memory.</a> Nat Neurosci. 10, 1587-1593 (2007).</li><li>Kaun, K. R., Azanchi, R., Maung, Z., Hirsh, J., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Drosophila+model+for+alcohol+reward.">A Drosophila model for alcohol reward.</a> Nat Neurosci. 14, 612-619 (2011).</li><li>Xu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+propensity+for+consuming+ethanol+in+Drosophila+requires+rutabaga+adenylyl+cyclase+expression+within+mushroom+body+neurons.">The propensity for consuming ethanol in Drosophila requires rutabaga adenylyl cyclase expression within mushroom body neurons.</a> Genes Brain Behav. 11, 727-739 (2012).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+evolution+of+Drosophila+melanogaster+as+a+model+for+alcohol+research.">The evolution of Drosophila melanogaster as a model for alcohol research.</a> Annu Rev Neurosci. 36, 121-138 (2013).</li><li>Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIC:+high-throughput,+continuous+analysis+of+feeding+behaviors+in+Drosophila.">FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila.</a> PloS one. 9, 101107 (2014).</li><li>Itskov, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behaviour+in+Drosophila.">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila.</a> Nat Commun. 5, 4560 (2014).</li><li>Yapici, N., Cohn, R., Schusterreiter, C., Ruta, V., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Taste+Circuit+that+Regulates+Ingestion+by+Integrating+Food+and+Hunger+Signals.">A Taste Circuit that Regulates Ingestion by Integrating Food and Hunger Signals.</a> Cell. 165, 715-729 (2016).</li><li>Peru, Y. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-lasting,+experience-dependent+alcohol+preference+in+Drosophila.">Long-lasting, experience-dependent alcohol preference in Drosophila.</a> Addict Biol. 19, 392-401 (2014).</li><li>Dus, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nutrient+Sensor+in+the+Brain+Directs+the+Action+of+the+Brain-Gut+Axis+in+Drosophila.">Nutrient Sensor in the Brain Directs the Action of the Brain-Gut Axis in Drosophila.</a> Neuron. 87, 139-151 (2015).</li><li>Anderson, D. J., Adolphs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+framework+for+studying+emotions+across+species.">A framework for studying emotions across species.</a> Cell. 157, 187-200 (2014).</li><li>Gibson, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+to+a+repetitive+visual+threat+stimulus+express+a+persistent+state+of+defensive+arousal+in+Drosophila.">Behavioral responses to a repetitive visual threat stimulus express a persistent state of defensive arousal in Drosophila.</a> Curr Biol. 25, 1401-1415 (2015).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Here, we illustrate the details of an integrated approach to measure alterations in reward-seeking behavior, based on previous work described by Devineni et al.6 and Shohat-Ophir et al5. The first section of the protocol uses different types of sexual interactions as the experience input, and the second section uses a two-choice feeding assay to assess the effect of experience on the preference to consume ethanol.
As shown by Devineni et al.<sup...

La modificación del comportamiento en respuesta a la experiencia permite a los animales para ajustar su comportamiento a los cambios en su entorno 1. Durante este proceso, los animales integrar su estado fisiológico interno con las condiciones cambiantes del entorno externo y, posteriormente, elegir una acción sobre otro para aumentar sus posibilidades de supervivencia y reproducción. Evolucionaron los sistemas de recompensa para motivar comportamientos que son necesarios para la supervivencia de los individuos y de las especies mediante el refuerzo de los comportamientos que mejoran la supervivencia inmediata, tales como comer o beber, o las que aseguran la supervivencia a largo plazo, tales como el comportamiento sexual o el cuidado de la descendencia 2. Compuestos artificiales como las drogas de abuso afectan también a los sistemas de recompensa por los caminos de los nervios de cooptación que median recompensas naturales 2. Durante las dos últimas décadas, la mosca de la fruta Drosophila melanogaster se ha establecido como un modelo prometedor para el estudio de la Molecular y los mecanismos neuronales que están dando forma a los efectos del etanol sobre el comportamiento 3,4. Anteriormente, hemos identificado un subconjunto de neuronas peptidergic en las moscas (receptor de NPF / la NPF (R), las neuronas) que las recompensas naturales par, como la experiencia sexual, a la motivación de obtener recompensas de drogas 5. NPF expresión es sensible tanto a las experiencias sexuales y recompensas de drogas, tales como la intoxicación por etanol. Los cambios en los niveles de expresión NPF se convierten a alteraciones en etanol autoadministración 5, donde la alta y baja reduce la NPF NPF aumenta la preferencia de consumir etanol. La activación de las neuronas NPF es gratificante para las moscas, ya que muestran una fuerte preferencia por un olor emparejado con la activación, que también se refleja por la disminución del consumo de etanol. Más importante, la activación de las neuronas NPF interfiere con la capacidad de las moscas para formar una asociación positiva entre la intoxicación etanol y una señal olor. La relación de causalidad entre la NPF / Rsistema, la memoria recompensa, y el consumo de etanol sugiere que uno puede usar etanol autoadministración como una medida de los cambios en los estados de recompensa 5. En esta publicación se demuestra un enfoque integrado para aprovechar el sistema natural de recompensa mosca y los cambios en los estados de ensayo de muestras de recompensa. El enfoque consiste en dos partes separadas, un protocolo de entrenamiento para la manipulación de las experiencias naturales relacionadas con la recompensa, seguido de un ensayo de dos opciones de alimentación capilar (CAFE) para evaluar el etanol autoadministración como una estimación de los cambios en los estados de recompensa. El ensayo CAFE es análoga a los ensayos de la elección de dos botellas usadas en estudios con roedores para la autoadministración de drogas y se ha demostrado para reflejar ciertas propiedades de comportamiento de adicción similar en moscas 6.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1176">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Polystyrene 25 x 95mm Vials</td>
			<td style="width:352px;">FlyStuff</td>
			<td style="width:251px;">32-109</td>
			<td style="width:285px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">narrow plastic vials flugs</td>
			<td style="width:352px;">FlyStuff</td>
			<td style="width:251px;">42-102</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Disposable Sterile Needle 18G and 27G&#160;</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td>1.20 X 38mm (18Gx1 1/2&#34;) , 0.40 X 13mm (27Gx1/2&#34;)</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:288px;">10x75mm Borosilicate Glass Disposable Culture Tubes</td>
			<td style="width:352px;">kimble chase</td>
			<td style="width:251px;">73500-1075</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">calibrated pipets 5ul (microliter)</td>
			<td style="width:352px;">VWR</td>
			<td style="width:251px;">53432-706</td>
			<td>color coded white to contain 5 microliters</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mineral Oil&#160;</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:251px;">M5904</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Sucrose, Molecular Biology Grade</td>
			<td style="width:352px;">CALBIOCHEM</td>
			<td dir="LTR" style="width:251px;">573113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Yeast extract Powder for microbiology</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Ethanol</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td>32221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:288px;">standard pipette Tips (micro-pipets)</td>
			<td style="width:352px;">ThermScientific</td>
			<td style="width:251px;">T114R-Q</td>
			<td>volume- 0.1-20 ul Ultra micro</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:288px;">IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs)</td>
			<td>Jaece</td>
			<td>L800-A</td>
			<td>fits opening 6 to 13mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:288px;">IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs)</td>
			<td>Jaece</td>
			<td>L800-D</td>
			<td>fits opening 35 to 45mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">virginator fly stock&#160;</td>
			<td style="width:352px;">bloomington drosophila stock center</td>
			<td style="width:251px;">#24638</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Narrow Vials, Tray Pack (PS)</td>
			<td>Genesee Scientific Corporation</td>
			<td>&#160;# 32-109BR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Drosophila Media Recipes and Methods</td>
			<td>Bloomington Drosophila Stock Center</td>
			<td colspan="2">http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/molassesfood.htm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">propionic acid</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:251px;">P5561</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">phosphoric acid</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:251px;">W290017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Methl 4-Hydroxybenzoate</td>
			<td style="width:352px;">Sigma-Aldrich&#160;</td>
			<td style="width:251px;">H3647</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Agar Agar</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">corn meal</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">Grandma&#39;s molasses</td>
			<td>B&#38;G Foods, Inc</td>
			<td style="width:251px;">not indicated</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:288px;">instant dry yeast</td>
			<td>can be acquired by any company</td>
			<td style="width:251px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple way to measure alterations in reward-seeking behavior using drosophila melanogaster

Se describe un protocolo para la medición de la autoadministración de etanol en las moscas de la fruta (Drosophila melanogaster) como sustituto de los cambios en los estados de recompensa. Demostramos una forma sencilla de aprovechar el sistema de recompensa mosca, modificar las experiencias relacionadas con la recompensa natural, y utilizar el consumo voluntario de etanol como una medida de los cambios en los estados de recompensa. El enfoque sirve como una herramienta importante para estudiar las neuronas y los genes que juegan un papel en la experiencia mediada por los cambios de estado interno. El protocolo se compone de dos partes bien diferenciadas: la exposición de las moscas a las experiencias gratificantes y nonrewarding, y ensayando el consumo voluntario de etanol como una medida de la motivación para obtener una recompensa de las drogas. Las dos partes se pueden usar independientemente para inducir la modulación de la experiencia como un paso inicial para más ensayos de aguas abajo o como un ensayo de alimentación de dos elección independiente, respectivamente. El protocolo no requiere una instalación complicada y por lo tanto se puede aplicar en cualquier laboratory con las herramientas básicas de cultivo de mosca.

FPreviously, Devineni et al. mostraron que cuando moscas de la fruta se les da la opción de consumir alimentos que contiene etanol, muestran una fuerte preferencia por los alimentos que contiene etanol sobre nonethanol que contiene los alimentos 6. Aquí se presentan algunos resultados representativos que obtuvimos cuando el ensayo de la preferencia innata de etanol de moscas machos no tratados previamente que no se sometieron al protocolo de entrenamiento. <p cl...

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A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

Se describe un protocolo para inducir gratificante y nonrewarding experiencias en moscas de la fruta (Drosophila melanogaster), utilizando el consumo voluntario de etanol como una medida de los cambios en los estados de recompensa.

Una manera sencilla de medir alteraciones en el comportamiento de búsqueda de recompensa Uso<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

a-simple-way-to-measure-alterations-reward-seeking-behavior-using

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

8.3K vistas.  Bar-Ilan University.  Se describe un protocolo para inducir gratificante y nonrewarding experiencias en moscas de la fruta (Drosophila melanogaster), utilizando el consumo voluntario de etanol como una medida de los cambios en los estados de recompensa. 

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Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning

High-Resolution Magic Angle Spinning (HRMAS) proton magnetic resonance spectroscopy (1H-MRS) is a novel non-destructive technique that improves spectral line-widths and allows high-resolution spectra to be obtained from extracts, intact cells, cell cultures, and more importantly intact tissue to investigate relationships between metabolites and cellular processes. In vivo HRMAS 1H-MRS studies have yet to be reported in the live fruit fly Drosophila melanogaster. Drosophila, as a simpler genetic organism, allows the multiple biological functions and various evolutionarily conserved signaling pathways to be examined at the whole organism level and it is a useful model for investigating genetics and physiology. To this end, we developed and implemented an in vivo HRMAS 1H-MRS method to investigate live Drosophila at 14.1 T. Here, we outline an HRMAS 1H-MRS protocol for the molecular characterization of Drosophila with a conventional MR spectrometer equipped with an HRMAS probe. This technique is a novel, in vivo, non-destructive Drosophila metabolite measurement approach, which enables the identification of disease biomarkers and thus may contribute to novel therapeutic development.

Magnetic Resonance Spectroscopy of live Drosophila melanogaster using Magic Angle Spinning

This technique enables the use of high-resolution magic angle spinning proton MR spectroscopy (HRMAS 1H-MRS) for molecular characterization of live Drosophila melanogaster with a conventional 14.1 tesla spectrometer equipped with an HRMAS probe.

Espectroscopia de Resonancia Magnética de vivir Drosophila melanogaster Utilizando Spinning Magic ángulo

High-Resolution Magic Angle Spinning (HRMAS) proton magnetic resonance spectroscopy (1H-MRS) is a novel non-destructive technique that improves spectral ...

Investigación

Neurociencias

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

A Simple Way to Measure Ethanol Sensitivity in Flies

Low doses of ethanol cause flies to become hyperactive, while high doses are sedating. The sensitivity to ethanol-induced sedation of a given fly strain is correlated with that strain s ethanol preference, and therefore sedation is a highly relevant measure to study the genetics of alcohol responses and drinking. We demonstrate a simple way to expose flies to ethanol and measure its intoxicating effects. The assay we describe can determine acute sensitivity, as well as ethanol tolerance induced by repeat exposure. It does not require a technically involved setup, and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A simple assay to measure the sedating effects of ethanol on Drosophila flies, based on the loss of righting reflex, is described.

Una manera sencilla de medir la sensibilidad de etanol en las moscas

Low doses of ethanol cause flies to become hyperactive, while high doses are sedating. The sensitivity to ethanol-induced sedation of a given fly strain ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Métodos de ensayo a Drosophila Comportamiento

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenético estimulación de comportamiento de escape en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

Un ensayo de una sola mosca por el comportamiento de forrajeo en<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condiciones que afectan Espacio Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

De alta resolución de cuantificación del comportamiento guiado Olor en<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Uso de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigma

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

Uso de los canales lineales de agarosa para estudiar<em&gt; Drosophila</em&gt; Comportamiento de las larvas de arrastre

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.