この方法論とチャンバデザインのテストと確立の初期の仕事については、Brian Shepherd、Tat Udomritthiruj、Aaron Willey、Ruby Froom、Elise Pitmon、Rose Hedreenに感謝します。私たちはKelly TellezとGraham Buchanに原稿の読み書きについて感謝します。 Brilliant Yellow Dye（Sigma）の使用を提案する上での先駆的な仕事と助言と支援についてAndrew SeedsとJulie Simpsonに感謝します。この仕事は、Mary E. Groff外科医学研究および教育慈善団体、ブロンフマン科学センター、ヘルマンフェロープログラムによって一部サポートされています。

1.準備<ol><li> 生きたショウジョウバエを培養バイアルからグルーミングチャンバーに移動するための吸引器を準備する。アスピレーターは、麻酔がその後の行動観察に影響しないように、行動室に意識のある動物を移すことを可能にする。 <ol><li>はさみを使用して、1.5フィートのタイゴンチューブID 1/8 &quot;、OD¼&quot;を切断します。1 mLの使い捨てマイクロピペットチップの先端から少なくとも1インチは外します。カット先端に1cm四方のメッシュ（開口部0.196インチ）を保持する。 注記：ほとんどの1mLチップには、チップがパッケージボックスに収まるグラデーションラインがあります。通常、そのラインまでカットされます。 </li><li>新しい1 mLのマイクロピペットチップをメッシュ/カットチップの上にしっかりと置きます。 2つのヒントの間にメッシュフォームがきつい障壁があることを確認してください。新しいチップの内側はハエのための保持室を作ります。 </li><li>新しいマイクロピペット先端の極端な先端を切断して、シングルフライの通過を可能にするのに十分な開口部を広げる。ホールeは、グルーミングチャンバの開口部（直径約1.5~2mm）にほぼ一致する。 </li><li>入れ子状の先端をタイゴンチューブの端にぴったりとはめ込みます。ヒントをチューブに押し込んで、真空圧力に耐えられるようにしっかりと固定します。 </li><li>チュービングのもう一方の端で、200μLのマイクロピペットチップの先端を切断し、細い切断端をチューブにはめ込む。これはアスピレーターの「口」側です。 </li></ol></li><li>アリコートチューブを準備する。風袋計量紙に約5mgのブリリアントイエロー染料を秤量する。塵を0.6 mLのマイクロ遠心チューブに注ぎ、キャップをしっかり閉めます。 注：一部のラテックス手袋は染料に対して透過性であるため、アリコート調製中にニトリル手袋を使用することをお勧めします。 </li><li>実験中のすべてのサンプル（各チャンバーのすべてのフライに対して1つずつ）について、ステップ1.2）を繰り返す。 </li><li>エタノール（EtOH）チューブを調製する：100mLのEtOH 1mLを1.5mLのマイクロ遠心チューブにピペットで入れる。遺伝子型または条件についてチューブにラベルを付ける&lt;/ li&gt; <li>実験のすべてのサンプル（各チャンバーのすべてのフライに対して1つずつ）について、ステップ1.4）を繰り返す。グルーミングアッセイの完了のためにEtOHチューブをキャップして保存する。少なくとも1つの「ブランク」サンプルも含まれています。このサンプルは、ネガティブコントロールのためのフライなしでEtOH 1 mLのみになります。 </li><li>各グルーミングチャンバーを、摺動天板（より小さな穴を有する）をねじ込むことによって組み立てるが、ほこりの添加のために底板（より大きな穴を有する）を取り外したままにする。 </li><li>各必要なグルーミングチャンバーを、上面を下にした台の上に平らに置きます。フライエントリー側がフェイスダウンです。 </li><li>チューブを所望のウェルの上にあるチャンバの表面に当てて、各チャンバに5mgのブリリアントイエロー色素アリコートをロードする。すべてのほこりがメッシュを通って天板に落ちるように、テーブルに向かってチャンバーをタップします。 </li><li>円錐形の開口部の広い方の端が外側を向くように、底板を各チャンバーにねじ込み、穴がウェルの上に載っていないようにします。ボットを保護するトムプレートがしっかりとスライドして染料を放出しないようにします。 </li><li>チャンバーを裏返しにして、テーブルに数回平らにノックして、ほこりがメッシュを通って底板に載るようにします。 </li><li>小さな穴が15個のウェルと整列するように、チャンバーの天板を「開位置」にスライドさせて、個々のウェルにハエを導入できるようにします。 </li></ol> 2.フライダストとグルーミング<ol><li>ストローを使用しているかのようにアスピレーターの一端を静かに吸い込んで、1本のフライを口腔アスピレーターに入れます。軽く吹いて、ターゲットに向かって開口部を向けることによって、ハエを沈着させる。 </li><li>実験に使用された各ウェルに1つのフライを吸う。ウェルをロードした後、フライがチャンバー内に閉じ込められるようにトッププレートをスライドさせ、他のウェルをロードしている間にフライの脱出を防ぐためにチャンバー全体のローディング中にテープをウェルの開口部の上に置きます。複数のハエが1つに吸引された場合eは、1つのフライだけが残るまで、その開口部を開けたままにしておきます。 </li><li>必要な井戸のすべてがハエで満たされた後、ボトムプレートが上向きになるようにチャンバを反転させて、ホコリがメッシュを通ってハエを覆う可能性があるようにします。 </li><li>スクリューを締めて上部と下部のプレートをしっかりと固定し、ボルテックスして4秒間飛ばします。 </li><li>染料が反対側に落ちるように、テーブル（上のプレートを下にして）を2度ノックしてください。次にチャンバーを裏返し（天板を上にして）、チャンバーを2回ノックして、上部チャンバーに保持されたフライから底部チャンバーの床に染料が落ち着くようにします。 </li><li>グルーミングが許可されていないコントロールハエについては、すぐにプロトコールのステップ3に進む。アッセイを完了するハエについては、ステップ2.7に進む。 </li><li>上のプレートを上にしてテーブルまたはカウンタートップに30分間部屋を平らに置いて、ハエがきれいになるようにします。チャンバーを置く騒音と振動のない空間で、すべてのグルーミング実験（照明レベル、湿度、温度）を一定に保ちます。 RTまたは25°Cの湿度コントロールを備えた卓上型インキュベーターが理想的です。 </li></ol>試料の調製および吸光度分析<ol><li>天板を上にしてチャンバーを水平に保ち、底板を緩やかに緩めて、チャンバーから取り出し、色素を失わないように注意してください。 </li><li>ハエが麻酔されるまで、気流の少ないフライCO 2パッドにチャンバーを置きます。 </li><li>チャンバーからトッププレートを外します。注意深く鉗子を使用して脚をつかみ、各チャンバーから1つの飛散したフライを動かし、EtOHを含む1.5mLの微量遠心チューブに入れてください。各フライを含む15個のチャンバーの移動時間は約3〜5分である。実験の効率的なステージングを確保するために、複数のチャンバーで驚異的な実験を行う場合、実験者は移動時間を考慮する必要があります。 </&gt; <li>各マイクロ遠心チューブに1フライが含まれたら、キャップを閉めてチューブを3回転倒させて、色素とエタノールの溶液を攪拌して混合します。 </li><li>エタノールとハエを含むチューブを室温で5時間インキュベートして、フライから溶液中に染料を完全に除去する。 5時間後、各チューブ（2秒間）を短時間ボルテックスして、ハエからの染料のクリアランスを確保する。 </li><li>プレート上の各サンプルの位置に注目して、使用可能であれば、96ウェルプレートのウェルに50μLの実験用1.5mLチューブを分注する。試料5xを希釈するために200μLのEtOHを添加する。この希釈は、多量の飛散したハエや大きなグルーミング欠陥の天井効果を回避します。 </li><li>プレートリーダーを使用して、各サンプルを397 nmで分析します。あるいは、プレートリーダーが利用できない場合、可視スペクトルの標準分光光度計で個々のサンプルおよびブランクの吸光度を測定する。 </li><li>プレートリーダーを介してサンプルを読み取り、記録し、スプレッドシートをレコーダーで保存するdプレート上のサンプル。 </li></ol> 4.結果の定量化<ol><li>すべてのサンプルの結果をコンパイルし、各遺伝子型または条件の分散を測定します。 注：時間0分および時間30分の色素蓄積は、一元配置ANOVAおよびBonferroni補正または複数の平行比較のための他の補正による統計分析を用いて、別個の条件とみなされる。 </li><li>次の式を使用して、各遺伝子型/条件についてのグルーミングパーセンテージ差を計算する：[時間0における色素蓄積平均値 - 時間30 &#39;における色素蓄積平均値] /時間0における色素蓄積平均値]×100。 </li><li>バープロットで各遺伝子型と状態のパーセンテージを表現し、遺伝子型と条件を比較する。 </li></ol>

<ol>
	<li>Szebenyi, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cleaning+Behaviour+in+Drosophila-Melanogaster.">Cleaning Behaviour in Drosophila-Melanogaster.</a> Animal. Behaviour. 17, (1969).</li><li>Corfas, G., Dudai, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Habituation+and+dishabituation+of+a+cleaning+reflex+in+normal+and+mutant+Drosophila.">Habituation and dishabituation of a cleaning reflex in normal and mutant Drosophila.</a> J Neurosci. 9 (1), 56-62 (1989).</li><li>Yanagawa, A., Guigue, A. M. A., Marion-Poll, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hygienic+grooming+is+induced+by+contact+chemicals+in+Drosophila+melanogaster.">Hygienic grooming is induced by contact chemicals in Drosophila melanogaster.</a> Frontiers in Behavioral Neuroscience. 8, (2014).</li><li>Dawkins, R., Dawkins, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hierarchical+Organization+and+Postural+Facilitation+-+Rules+for+Grooming+in+Flies.">Hierarchical Organization and Postural Facilitation - Rules for Grooming in Flies.</a> Animal Behaviour. 24 (Nov), 739-755 (1976).</li><li>Seeds, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+suppression+hierarchy+among+competing+motor+programs+drives+sequential+grooming+in+Drosophila.">A suppression hierarchy among competing motor programs drives sequential grooming in Drosophila.</a> Elife. 3, e02951 (2014).</li><li>King, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurofibromin+Loss+of+Function+Drives+Excessive+Grooming+in+Drosophila.">Neurofibromin Loss of Function Drives Excessive Grooming in Drosophila.</a> G3-Genes Genomes Genetics. 6 (4), 1083-1093 (2016).</li><li>Tauber, J. M., Vanlandingham, P. A., Zhang, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elevated+Levels+of+the+Vesicular+Monoamine+Transporter+and+a+Novel+Repetitive+Behavior+in+the+Drosophila+Model+of+Fragile+X+Syndrome.">Elevated Levels of the Vesicular Monoamine Transporter and a Novel Repetitive Behavior in the Drosophila Model of Fragile X Syndrome.</a> Plos One. 6 (11), e27100 (2011).</li><li>Kaur, K., Simon, A. F., Chauhan, V., Chauhan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+bisphenol+A+on+Drosophila+melanogaster+behavior--a+new+model+for+the+studies+on+neurodevelopmental+disorders.">Effect of bisphenol A on Drosophila melanogaster behavior--a new model for the studies on neurodevelopmental disorders.</a> Behav Brain Res. 284, 77-84 (2015).</li><li>Chang, H. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overexpression+of+the+Drosophila+vesicular+monoamine+transporter+increases+motor+activity+and+courtship+but+decreases+the+behavioral+response+to+cocaine.">Overexpression of the Drosophila vesicular monoamine transporter increases motor activity and courtship but decreases the behavioral response to cocaine.</a> Molecular Psychiatry. 11 (1), 99-113 (2006).</li><li>Yellman, C., Tao, H., He, B., Hirsh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conserved+and+sexually+dimorphic+behavioral+responses+to+biogenic+amines+in+decapitated+Drosophila.">Conserved and sexually dimorphic behavioral responses to biogenic amines in decapitated Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94 (8), 4131-4136 (1997).</li><li>Feng, G. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cloning+and+functional+characterization+of+a+novel+dopamine+receptor+from+Drosophila+melanogaster.">Cloning and functional characterization of a novel dopamine receptor from Drosophila melanogaster.</a> Journal of Neuroscience. 16 (12), 3925-3933 (1996).</li><li>Gotzes, F., Balfanz, S., Baumann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+Structure+and+Functional-Characterization+of+a+Drosophila+Dopamine-Receptor+with+High+Homology+to+Human+D(1/5).">Primary Structure and Functional-Characterization of a Drosophila Dopamine-Receptor with High Homology to Human D(1/5).</a> Receptors. Receptors &amp; Channels. 2 (2), 131-141 (1994).</li><li>Han, K. A., Millar, N. S., Grotewiel, M. S., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DAMB,+a+novel+dopamine+receptor+expressed+specifically+in+Drosophila+mushroom+bodies.">DAMB, a novel dopamine receptor expressed specifically in Drosophila mushroom bodies.</a> Neuron. 16 (6), 1127-1135 (1996).</li><li>Sugamori, K. S., Demchyshyn, L. L., Mcconkey, F., Forte, M. A., Niznik, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Primordial+Dopamine+D1-Like+Adenylyl+Cyclase-Linked+Receptor+from+Drosophila-Melanogaster+Displaying+Poor+Affinity+for+Benzazepines.">A Primordial Dopamine D1-Like Adenylyl Cyclase-Linked Receptor from Drosophila-Melanogaster Displaying Poor Affinity for Benzazepines.</a> Febs Letters. 362 (2), 131-138 (1995).</li><li>Pitmon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+D1+family+dopamine+receptor,+DopR,+potentiates+hind+leg+grooming+behavior+in+Drosophila.">The D1 family dopamine receptor, DopR, potentiates hind leg grooming behavior in Drosophila.</a> Genes Brain and Behavior. 15 (3), 327-334 (2016).</li><li>Phillis, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+mutations+affecting+neural+circuitry+required+for+grooming+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Isolation of mutations affecting neural circuitry required for grooming behavior in Drosophila melanogaster.</a> Genetics. 133 (3), 581-592 (1993).</li><li>Hampel, S., Franconville, R., Simpson, J. H., Seeds, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+neural+command+circuit+for+grooming+movement+control.">A neural command circuit for grooming movement control.</a> Elife. 4, e08758 (2015).</li><li>Kays, I., Cvetkovska, V., Chen, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+and+functional+analysis+of+single+neurons+to+correlate+synaptic+connectivity+with+grooming+behavior.">Structural and functional analysis of single neurons to correlate synaptic connectivity with grooming behavior.</a> Nature Protocols. 9 (1), 1-10 (2014).</li></ol>

著者らは、利害の対立を宣言していない。

グルーミングアッセイは比較的簡単ですが、以下の問題に特別な注意を払うように実験者に注意します。ハエと染料を導入した後、上板と下板のネジを締めることでしっかりとシールを維持することは、再現性のある結果には不可欠です。ブリリアントイエロー染料は非常に細かく、ゆるいジョイントはチャンバーの端から染料を失うことになります。個々のウェルの色素含有量の不規則性?...

ショウジョウバエmelanogaster （ D. melanogaster ）のグルーミングは、複数の独立した運動プログラムの調整を含む強力な生得的な行動である1 。フルーツの飛行は、ビジョンや飛行などの正常な生理機能を阻害する可能性のあるほこり、微生物、およびその他の病原体の体を清潔にするか、または重大な免疫挑戦につながります。機械的2および免疫活性化3の両方を感知し、応答すると、十分にきれいになり、グルーミングが身体の別の部分に進行するまで、ハエはそれらの足を一緒に、または対象の身体領域上で繰り返し擦る。ハエは、主に定型パターン1,4で発生する異なる発作でグルーミング運動を行います。グルーミング信号が優先されると、行動階層が明らかになる。回路と活動のパターンは、階層の最上部にあるグルーミングプログラムが最初に発生し、その後5手入れされている身体の領域からパラレル信号を抑制FAモデル。頭部に最も高い優先順位が与えられ、次に腹部、翼部、そして最後に胸部が与えられる5 。 D. melanogasterのグルーミングプログラムは、神経回路、調節分子シグナル、および神経伝達物質を研究するための理想的なシステムです。例えば、ニューロフィブロミン機能6の妥協、 ショウジョウバエ脆弱X精神遅滞タンパク質（ dfmr1 ） 7の 喪失 、およびビスフェノールA（BPA） 8への曝露はすべて、神経線維腫症の個別のヒト症状である壊れやすいX症候群に類似した過剰なグルーミングおよび他の挙動を引き起こすシンドローム、および自閉症スペクトル障害および注意欠陥多動性障害（ADHD）の局面が含まれる。グルーミングの行動もハビツァになることができます突然変異株2を差別的に区別し、この運動プログラムを行動可塑性の研究に貸与する。 ショウジョウバエによってモデル化され得る神経学的現象の幅は、ハエが自分自身を調整する能力を測定するための新規な比較アプローチを必要とする。 小胞モノアミントランスポーターの組み合わせ作用と体内のドーパミンおよび他の生体アミンの相対的存在量は行動9、10グルーミングショウジョウバエを媒介することが示されています。オクトパミンとドーパミンは、断頭されたハエの同等の後部グルーミング活動を刺激しますが、オクトパミンの前駆物質であるチラミンもまた、より少ない程度でグルーミングを引き起こします7 。四つのドーパミン受容体はキイロショウジョウバエ 11、12、13、14で同定されています</sup&gt;。このプロトコールに記載されているグルーミングアッセイ法を使用することにより、我々は、後天的グルーミング行動15におけるI型ファミリードーパミン受容体DopR（ DopR、dDA1、dumb ）の役割を決定した15 。 グルーミングを間接的に動物が完全マーカー色素または蛍光ダスト5、16で全体体を散布した後、グルーミングことが可能な清浄度の程度を調べることによって定量することができます。身体に残った残りの塵は、全体的な行動の相対的マーカーとして使用することができます。グルーミングするのに十分な時間が与えられた後のほこりは、グルーミング行動の特定の欠点を示している可能性がある。グルーミング調査がより広範になったので、プロトコルは、首の結合神経10に薬理学的処置を加えるための断頭、グルーミング応答2を誘発するための剛毛の触覚刺激、行動のビデオ録画15 。グルーミングの直接観察は、目視観察を使用し、特定のグルーミングイベントの頻度と期間を手作業で記録することによって、容易に研究することができます4 。 我々は、3Dプリンタまたはレーザーカッターで構築できる15ウェルのグルーミングチャンバーを設計し、青写真のデザインは再現のために利用可能である15 。この設計では、メッシュで仕切られた開口部を有する2つの接合された中央プレートと、ハエおよび/または染料がそれぞれ装填される2つの追加のスライド式上部および底部プレートとを使用する。散布したハエの草分けを許可した後、我々はそれらをエタノールに沈殿させて染料を可溶化し、この溶液の吸光度を染料の波長で測定する。複数の平行なサンプルにはプレートリーダーを使用でき、個々のサンプルにはシングルリード分光光度計を使用できます。この方法は、ハンドリングによって引き起こされる誤差を最小限にし、より小さな、コスト効率の高いスケールで実行されるグルーミングアッセイの最低水準。この方法は、温度感受性回路操作5ための加熱要素と、より大きなグルーミングチャンバを使用ジュリーシンプソンとAndrew種子、によって開拓された方法に由来し、修飾されています。以下のプロトコールは、全身の毛づくろいの定量化を示し、個々の身体部分に色素蓄積の定量化のための代替方法を示す。我々はまた、WTとDopR突然変異体の間のサンプル比較データ、およびグルーミング行動のための単純な性能指数を計算する方法を提示する。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>High-Flex Tygon PVC Clear Tubing</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>5229K54</td>
			<td>ID 1/8&#34;, OD 1/4&#34;, used with micropipettor tips and mesh to construct mouth aspirators</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette tips (1ml and 200ul)</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>24-165, 24-150R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon Mesh Screen, 2&#34; x 2.6&#34;</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>9318T44</td>
			<td>Used to construct grooming chamber and mouth aspirators</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS-5050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brilliant Yellow Dye</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>201375-25G</td>
			<td>we recommend use of nitrile gloves while handling this product</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortexer</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-812</td>
			<td>set to &#34;touch&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Carolina Biological Supply</td>
			<td>86-1282</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 ml microcentrifuge tubes</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>10025-726</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.65 ml microcentrifuge tubes</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>20170-293</td>
			<td>tubes can be reused with successive assays</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV 96 well plate</td>
			<td>Corning</td>
			<td>26014017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BioTek Synergy HTX Platereader</td>
			<td>BioTek</td>
			<td>need to download catalog to access product number</td>
			<td>http://www.biotek.com/products/microplate_detection/synergy_htx_multimode_microplate_reader.html?tab=overview</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gen5 Microplate Reader and Imager Software</td>
			<td>BioTek</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsoft Excel</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td></td>
			<td>https://www.microsoftstore.com/store/msusa/en_US/pdp/Excel-2016/productID.323021400?tduid=(65d098c0e83b86c952bdff5b0719c83f)(256380)(2459594)(SRi0yYDlqd0-LI..ql4M2LoZBEhcBljvIA)()</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Incubator</td>
			<td>Tritech</td>
			<td>DT2-CIRC-TK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4&#34; acrylic plastic</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>8473K341</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-32 nuts</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>90257A009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-32 x 1&#34; hex cap screws</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>92185A199</td>
			<td>the bottom plate needs to be tapped for this size screw</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-32 x 1/2&#34; hex cap screws</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>92185A194</td>
			<td>the second plate from the top needs to be tapped</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-56 3/8&#34; flat head phillips machine screws</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>91500A088</td>
			<td>these hold the two middle plates together</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.175&#34; ID, 1/4&#34; OD, 0.34&#34; aluminum pipe</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>92510A044</td>
			<td>Manufactured in-house; product listed is approximately the same dimensions and should work for size 8 screws.&#160; These act as sheaths for the 1&#34; screws and set the hex cap up slightly from the surface of the top plate</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

quantification of drosophila grooming behavior

ショウジョウバエのグルーミング行動は、前肢および後肢の両方の協調運動を必要とする複雑な多段階歩行プログラムである。ここでは、 ショウジョウバエのグルーミングの小規模または大規模の研究のいずれかのための費用対効果とスケーラビリティであるグルーミングアッセイプロトコルと新規チャンバーデザインを紹介します。ハエはブリリアントイエロー染料と体内の体から染料を除去するために与えられた時間で彼らの体のいたるところに散布されます。次に、フライを一定量のエタノール中に沈着させて色素を可溶化する。グルーミングされた動物と不毛飼育された動物の色素 - エタノール試料の相対的な吸光度を測定し、記録する。プロトコルは個々のハエの色素蓄積の定量的データをもたらし、これは容易に平均化され、サンプル間で比較され得る。これにより、実験的デザインは、突然変異動物研究または回路操作のためのグルーミング能力を容易に評価することが可能になる。この効率的な手順は、汎用性と拡張性の両方を備えています。我々はwを示すショウジョウバエ I型ドーパミン受容体（ DopR ）のためのWT動物と突然変異動物との間のプロトコルおよび比較データのork-flow。

グルーミングアッセイは、グルーミングの測定時間（30分）後にハエの体に残った色素の相対的残量に基づいて行動性能を評価するための定量的データをもたらす。スライドグルーミングチャンバー設計のサンプル画像およびアッセイの主要なステップが図1に示されています 。ハエは、色素の存在下でボルテックスすることにより、即時の?...

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Quantification of Drosophila Grooming Behavior

このプロトコールは、グルーミング行動を測定するための堅牢で定量的なデータをもたらす、 ショウジョウバエにおけるスケーラブルな個々のグルーミングアッセイ技術を記載する。この方法は、一定期間にわたり、無毛化された動物と不毛化した動物の体の色素蓄積の差を比較することに基づいている。

ショウジョウバエのグルーミング行動の定量

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

quantification-of-drosophila-grooming-behavior

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.0K ビュー.  Williams College. このプロトコールは、グルーミング行動を測定するための堅牢で定量的なデータをもたらす、 ショウジョウバエにおけるスケーラブルな個々のグルーミングアッセイ技術を記載する。この方法は、一定期間にわたり、無毛化された動物と不毛化した動物の体の色素蓄積の差を比較することに基づいている。 

ビデオ: Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

昆虫における単一感覚子録音キイロショウジョウバエとハマダラカ</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

神経科学

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

同定されたニューロンと摂食行動からカルシウム信号の同時記録キイロショウジョウバエ</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

アッセイのメソッドショウジョウバエ行動

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

で逃避行動のOptogenetic刺激<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

での採餌行動のためのシングル·フライアッセイ<em&gt;ショウジョウバエ</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

社会回避での定量化のための簡単​​なアッセイ<em&gt;キイロショウジョウバエ</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

行動アッセイの染色昆虫：麻酔の配偶行動<em&gt;ショウジョウバエ</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

臭気誘導挙動の高分解能定量<em&gt;キイロショウジョウバエ</em&gt;使用<em&gt; Flywalk</em&gt;パラダイム

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

Why Quantification Matters: Characterization of Phenotypes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Most studies on morphogenesis rely on qualitative descriptions of how anatomical traits are affected by the disruption of specific genes and genetic pathways. Quantitative descriptions are rarely performed, although genetic manipulations produce a range of phenotypic effects and variations are observed even among individuals within control groups.&#160;Emerging evidence shows that morphology, size and location of organelles play a previously underappreciated, yet fundamental role in cell function and survival. Here we provide step-by-step instructions for performing quantitative analyses of phenotypes at the Drosophila larval neuromuscular junction (NMJ). We use several reliable immuno-histochemical markers combined with bio-imaging techniques and morphometric analyses to examine the effects of genetic mutations on specific cellular processes. In particular, we focus on the quantitative analysis of phenotypes affecting morphology, size and position of nuclei within the striated muscles of Drosophila larvae. The Drosophila larval NMJ is a valuable experimental model to investigate the molecular mechanisms underlying the structure and the function of the neuromuscular system, both in health and disease. However, the methodologies we describe here can be extended to other systems as well.

Why Quantification Matters: Characterization of Phenotypes at the Drosophila Larval Neuromuscular Junction

Morphology, size and location of intracellular organelles are evolutionarily conserved and appear to directly affect their function. Understanding the molecular mechanisms underlying these processes has become an important goal of modern biology. Here we show how these studies can be facilitated by the application of quantitative techniques.

なぜ定量事項：での表現型のキャラクタリゼーション<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫の神経筋接合部

Most studies on morphogenesis rely on qualitative descriptions of how anatomical traits are affected by the disruption of specific genes and genetic ...

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

勉強するリニアアガロースチャネルを使用します<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;幼虫クロールの動作

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...