Funding Source / Anzahl Molekularbiologie des hämorrhagischen Schocks GM053789

1. Instrument und OP-Feld Zubereitung: 1. Instrumenten-Aufbereitung. Alle chirurgischen Eingriffe werden unter aseptischen Bedingungen. Ein chirurgischer blauen Pad und sterilen Bereich Dressing verwendet werden. Alle Materialien und Geräte sind vor Gebrauch sterilisiert. 6-0 Suture, Wattestäbchen Applikatoren, Gaze, Stecker-Stecker 3-Wege-Hähne, und die Instrumente sind Autoklaven sterilisiert. Wandler, PE-50 und PE-10 Schläuche sind Ethylenoxid sterilisiert. Alle 3-Wege-Hähne, Spritzen und Nadeln sind sterile erhalten. 6-0 Naht ist in 1-Zoll-Stücke (6 Stück / Tier) geschnitten und in kleinen Sterilisation Beutel. Cotton-Spitze Applikatoren, 4x4 Gaze Plätzen und Stecker-Stecker 3-Wege-Hähne sind entweder in kleinen oder mittleren Sterilisation Beutel und autoklaviert setzen. Die chirurgischen Instrumente werden Autoklaven sterilisiert jeden Abend. Sie sind nach der Operation mit antibakterieller Seife und Leitungswasser gewaschen. Sie dürfen auf einer sauberen chirurgischen blauen Pad trocken. Sie werden dann vorsichtig in eine Sterilisation Beutel gelegt und sterilisiert für den Einsatz am nächsten Tag. Da die Sensoren und Rohre aus Kunststoff-Komponenten, müssen sie sterilisiert mit Gas, dh Ethylenoxid. PE-10-Schlauch wird in 5-cm große Stücke geschnitten und in einen kleinen Beutel Sterilisation. PE-50-Schlauch wird in 18-Zoll-Stücke geschnitten und in ein Medium Sterilisation Beutel. 2. OP-Feld. Zum Einrichten der OP-Feld zunächst auf dem heißen Perle Sterilisator wiederum, um sicherzustellen, erreicht er die entsprechende Temperatur-300-350 ° F, bevor Operationen. Dann auf die nächsten Schritte gehen, indem chirurgischen blauen Pads nach unten auf ein Alkohol abgewischt Labortisch. Ein Pad geht unter dem Mikroskop und der andere geht auf die zirkulierenden Heizkissen, wo die BP-Analysatoren befinden. Legen Sie einen sterilen Bereich Dressing über den beiden chirurgischen blauen Pads. Füllen Sie ein Edelstahl Sterilisierkassettensystem 1 / 3 des Weges mit 70% Alkohol. Verwenden Sie ausreichend 70% EtOH für alle chirurgischen Instrumente. Verwenden Sie eine separate sterile Bereich Dressing und legen Sie sie neben dem Mikroskop. Legen Sie alle sterilen Instrumente, Nahtmaterial, Gaze, und Katheter auf dieser sterilen Bereich. Seien Sie vorsichtig beim Öffnen sterile Instrumente und Nahtmaterial Nicht, um sie durch Berühren sie kontaminieren. Am besten ist es sterile Handschuhe zu verwenden, wenn Sie diese Setup-Prozedur. 2. Mechanische Set-up und Verfahren: 1. Katheter Set-up. Zum Einrichten des rechten Beines murine Katheter verwendet werden, um BP, erstens, auf sterile Handschuhe anziehen zu messen. Dann nutzen Sie die sterile PE-10-Schlauch aus dem autoklaviert Tasche. Besorgen Sie sich die Mitte der Schlauch mit Zeigefinger und Daumen, wobei etwa einen Zentimeter zwischen ihnen. Stretch diesem Abschnitt des Rohres nur ein bisschen, um es dünner im Durchmesser, mit Katheter helfen. Nach dem Dehnen Sie den Schlauch schneiden Sie es in der Hälfte mit einer sterilen Schere. Das 5-Zoll-Schlauch sollte nun zwei Stücke ca. 2 ½-Zoll in der Länge sein. Vergewissern Sie sich, zur Abschrägung der gestreckten Ende. * NICHT Winkel der abgeschrägten Kante zu viel, da dies die Chancen der Austritt aus dem Lumen durch Stossen durch die Unterseite der Gefäßwand erhöhen. Legen Sie eine 30G Nadel in den stumpfen ungedehnt Ende des Schlauchs. Holen Sie sich eine sterile 1cc Spritze und eine 3-Wege-Hahn. Verwenden Sie einen Alkoholtupfer an die Spitze der 10cc sterile Fläschchen mit dem heparinisierten Kochsalzlösung (0,1 ml Heparin/9.9ml Saline) sterilisieren. Füllen Sie die Spritze mit 0,6-0.7cc der Heparin-Lösung. Bringen Sie die 30G Nadel und Katheter bis zum Ende des 3-Wege, die direkt gegenüber dem männlichen Ende. Füllen Sie den Hahn, 30G Nadel und PE-10-Schlauch mit dem Heparin-Lösung. Achten Sie darauf, alle Luftblasen raus aus dem System. Der effektivste Weg, um alle Luftblasen zu entfernen, ist die Schwerkraft nutzen. Richten Sie die Nadel auf den Boden während der Vermietung der Schläuche hängen die Labortisch. Geben Sie dem Kanülenansatz einer Bewegung aus dem Finger und die Blasen an die Spitze des Heparin-Lösung zu schweben. Entfernen Sie die 30G Nadel aus dem 3-Wege, und entfernen Sie die Luftblasen. Ziehen Sie Flüssigkeit in das 3-Wege zurück in die Spritze 1cc keine Blasen, die in den 3-Wege gefangen sind zu entfernen und bringen Sie den Schlauch mit dem 3-Wege. Etwa 1cc der Mischung sollte in der Spritze verbleiben. Die Maus wird über 0.05cc dieser Mischung (als Ergebnis der Spülung des Katheters, um die Durchgängigkeit beim Einführen zu halten) entspricht etwa 1U Heparin / Maus erhalten. Legen Sie das ausgefüllte Katheter auf den sterilen Bereich Dressing mit den chirurgischen Instrumenten. Zum Einrichten des linken Beines murine Katheter nach dem gleichen Verfahren wie oben, mit Ausnahme des 3-Wege-Hahn beschrieben. Das linke Bein wird verwendet, um das Blut zu ziehen und die 3-Wege-Hahn ist nicht erforderlich. Füllen Sie anderen sterile Spritze mit 1ml 0,15-0.2cc der heparinisierten Kochsalzlösung Mischung. Schließen Sie die 30G Nadel und PE-10 tubing direkt an den 1cc Spritze. Füllen Sie dieses linke Bein Katheter-System mit der Lösung. Entfernen Sie die Luftblasen aus diesem System, auch. Legen Sie das ausgefüllte Katheter auf den sterilen Bereich Dressing mit dem sterilen Instrumenten. 2. Transducer Set-up. Schließen Sie einen sterilen Schallkopf auf die digi-med BPA 400-Analysator nach dem Mikro-med-Spezifikationen. Bringen Sie ein 3-Wege-Hahn an den beiden Enden des Wandlers. Füllen Sie ein 10cc Spritze mit Ringer-Laktat-Lösung (LR) und verbinden Sie es mit dem 3-Wege, so dass die Wandler flach auf dem Labortisch. Legen Sie eine 23G Nadel in beide Enden des Stückes von vorgeschnittenen steril 18-Zoll PE-50 Schlauch. Befestigen Sie das eine Ende des PE-50 Schlauch mit dem 3-Wege mit dem 10cc Spritze befestigt. Füllen Sie das 3-Wege-und PE-50 Set-up mit LR. Achten Sie darauf, alle Luftblasen raus aus dem System, wie im vorherigen Abschnitt beschrieben. Bringen Sie die 3-Wege, um den Wandler und füllen den Wandler und 2 nd 3-Wege mit LR. Schließlich, fügen Sie die Metall-Stecker-Stecker leur-lock-Hahn die 23G Nadel des PE-50-Schlauch für den Anbau an das rechte Bein murine Katheter. * Es ist wichtig, dass Flüssigkeit in den Wandler bleiben im Betrieb. * Folgen Kalibrier-und Null-Verfahren nach Micro-med-Protokoll. 3. Chirurgische und experimentelle Verfahren: 1. Chirurgische Verfahren. Beginnen Sie mit der Verwaltung eine intraperitoneale Injektion von Pentobarbitol Natrium (Nembutol) (70mg/kg @ 1:10 Verdünnung). Dieses Verfahren wird durch erreicht, zuerst, Kommissionierung die Maus nach oben aus dem Käfig mit Hilfe der Basis (die meisten proximalen Ende) mit dem Schwanz. Als nächstes legen Sie das Tier auf der Oberseite des Käfigs bei gedrückter mit dem Schwanz. Besorgen Sie sich die Hals scruff der Maus mit dem Daumen und Mittelfinger an beiden Seiten der Maus direkt hinter der Vorderpfoten. Der Zeigefinger wird verwendet, um die Haut auf dem Kopf / Hals-Bereich zurückziehen zu das Genick, den Kopf zu fixieren. Die Maus am Schwanz wird dann gewickelt und hielt zwischen den kleinen Finger und der Ringfinger, während der Ringfinger in die Lendengegend der Maus über den Rücken gedrückt wird. Die Maus sollte schlief innerhalb von 5 Minuten. Nachdem das Tier ist betäubt legen Sie sie auf das Metall chirurgischen Platte in der Rückenlage. Die lose Flauschband Technik wird verwendet, um die Tiere durch Abkleben ihre Extremitäten zu immobilisieren. Die lose Loop-Technik bringt einfach Schneiden von dünnen Klebestreifen und Wickeln Sie das Band locker um jede der vorderen Gliedmaßen schlechter als die Pfote und um jede der hinteren Gliedmaßen schlechter als die Pfote. Das Band wird dann auf sich selbst zurück stecken und der linken Seite über Band ist an den Vorstand angeschlossen. Dies ermöglicht den Extremitäten der Mäuse zu einer natürlichen anatomischen Position zu übernehmen. Das Tier ist Bauch-und Leistengegend Bereiche werden dann rasiert mit Oster A5 Schermaschinen Größe 40 Klinge. Ein 4x4 Gaze mit betadine übergossen und die OP-Bereich wird dann auf Sterilität ausgelöscht. Nach der Immobilisierung und Sterilisation ist eine Bugspitze mit 1cc von Isofluran über die Maus die Nase ein paar Sekunden, bevor der erste Schnitt gesetzt. Die Nase Kegel besteht aus einem konischen Rohr 50cc mit Gaze gefüllt. Die Hälfte der Boden des Röhrchens wird einen Raum zu schaffen für die Maus die Nase nach innen Rest ohne Kontakt abgeschnitten. Eine Kappe (Boden eines Gewebes Vorratsbehälter) wird auf das Ende der 50cc konische platziert, um sicherzustellen, dass die Isofluran-Dämpfe nicht entweichen. Sobald das Tier Atmung zu verlangsamen beginnt, ist ein kleines 4-5mm Einschnitt in die Haut parallel zur linken M. obliquus internus des Bauches und des linken Quer abdominis gemacht. Präparation des femoralen Vene und Arterie folgt. Vergewissern Sie sich nicht an die umgebenden Muskeln oder berühren Nerven beschädigt werden. Zu Beginn dieser Sektion, separate das Fettgewebe von der schrägen und quer Bauchmuskeln durch Ergreifen des Fettgewebes mit der Dumonts an der Bauch-Verbindung. Ziehen Sie dieses Gewebe vom Muskel Wand. Dann, stumpf sezieren entlang der Bauchmuskulatur Hänseleien weg Faszien und Fettgewebe mit dem anderen Paar Dumonts. Gerade unter diesem Fettgewebe liegen die femorale Vene und Arterie zusammen mit dem N. femoralis. * Achten Sie darauf, nicht auf die vastus intermedius, medialis und lateralis des Quadrizeps femoris oder des M. rectus femoris Schäden. Es gibt wirklich keinen Grund zu greifen oder gar berühren diese Muskeln. * Berühren Sie nicht den N. femoralis Dissect entfernt die Nerven durch Ergreifen des Fettgewebes, die neben ihm liegt. Ziehen Sie dieses Gewebe seitlich aus der Vene und Arterie und die Nerven werden folgen, wie es in diesem Gewebe eingebettet ist. Da der Nerv seitlich gezogen wird, stumpf sezieren der Faszie, indem Sie die anderen Dumonts, zeigen nach unten, gegen die Arterie und das Öffnen und Schließen. Die Schiffe sind sehr oberflächlich so sicher sein, nichtdig in die darunter liegenden Muskeln. Nach der Nerv getrennt, verwenden Sie die Dumonts der Faszie hält die Gefäße, um die Muskeln zu trennen. Halten Sie die Dumonts geschlossen lassen und die Dumonts dorsal der Gefäße. Als die Spitze des Dumonts erscheint auf der anderen Seite der Vene, öffnen Sie sie, um stumpfe sezieren die Faszie. Halten Sie die Dumonts dorsal auf das Schiff und packen die erste Naht. Legen Sie den Faden in die Dumonts und ziehen Sie den Faden wieder durch die Öffnung zwischen den Gefäßen und der darunter liegenden Muskeln. Auch hier gibt es keine Notwendigkeit, alle umliegenden Muskelschäden. Legen Sie insgesamt 3, 6-0 Fäden rund um die Vene und Arterie. Suture 1 ist die am meisten proximal der Bauchmuskulatur. Verknoten aber lassen Sie es locker und hemostat es ab. Die konkave Rand der hemostat sollte auf das Tier Bauchhöhle ruhen. Suture 2 ist die am weitesten distal in Lage. Diese Naht kann abgebunden sofort Ligieren der Schiffe und hemostated wieder konkaven Seite nach unten. Die distalen und proximalen Nähte werden verwendet, um die Gefäße straff (um den Blutverlust zu verhindern) ziehen und heben sie ein wenig, um in Katheter Einführhilfe. Suture 3 ist ein Katheter Unterstützung Naht. Platzieren Sie diese Naht zwischen den distalen und proximalen Nähten. Tie einen lockeren Knoten, die verwendet werden, um den Katheter in das Gefäß nach dem Einsetzen sicherer werden. Nach den Nähten sicher sind, identifizieren die Arterie durch die dicke Gefäßwand. Es ist sehr weiß. Machen Sie einen kleinen Schnitt auf der Oberseite der Arterie mit dem Mikroschere. Machen Sie dieses Loch in der Nähe des distalen Naht, so gibt es eine reichliche Menge der Arterie für die erste Katheter. Verwenden Sie die Dumonts, um das Loch, indem das eine Ende des Dumonts in die arterielle Gefäßlumen und Schließen sie über die Gefäßwand zu öffnen. Seien Sie sicher, dass die mittlere Naht proximal der arteriellen Loch kann also verwendet werden, um den Katheter in Position zu halten nach dem ersten Einsetzen werden. Halten Sie die Arterienwand schieben Sie den Katheter in das Lumen und ziehen das Schiff über den Katheter. Leicht Krawatte in der Mitte zu unterstützen Naht um den Katheter in Position zu halten. Lassen Sie die proximalen hemostat. Diese Version wird lockern die proximale Naht und öffnen Sie die Naht um die Gefäße. An diesem Punkt sollte der arterielle Druck Blut zurück schieben in den Katheter. Pulsierende Blut sichtbar sein soll in den Katheter. Halten Sie die Schiffe rund um den Katheter mit einem dumont und die anderen, um den Katheter in das Gefäß etwa 4-5mm zu schieben. Halten Sie das Gefäß um den Katheter hilft zu verhindern, Einreißen der Arterie. Die Spitze des Katheters sollte sich direkt unter der internen schräg und quer abdominis Muskeln. Für Vorbeugung von Blutgerinnseln in der arteriellen Linie, zurückzutreten Blut in den Katheter und schieben Sie sie zurück in die Maus mehrmals heparinisierten Flüssigkeit einzuflößen. Wiederholen Sie diesen Vorgang für das andere Bein für bilaterale Femoralarterie Kanülierung. Haken Sie das Tier bis zur physiologischen Parameter zu überwachen, dh die BPA-400-Analysator und bündig die arterielle Linien. Stellen Sie 1 oder 2 Tropfen steriler Kochsalzlösung in die chirurgische Eröffnung des umliegenden Gewebes feucht zu halten. Achten Sie darauf, diesen Bereich während des gesamten Verfahrens gesättigt zu halten. Legen Sie einen sterilen Bereich Dressing über das Tier während des gesamten Verfahrens zu helfen, der Aufrechterhaltung der Sterilität. Legen Sie chirurgische Instrumente in 70% Alkohol und wischen sie mit steriler Gaze. Setzen Sie sie in die heiße Perle Sterilisator für ~ 20 Sekunden für die Sterilisation von Tieren. Entfernen Sie die chirurgischen Instrumente und besprühen sie mit 70% igem Alkohol, um sie abzukühlen. Legen Sie sie auf den sterilen Tupfer. Stellen Sie sicher, es gibt keinen Alkohol auf die Instrumente, die zurück Tropf wird in den nächsten Tieren überlassen. 2. Hämorrhagischen Schock. Mehr als ein 15min. Zeitrahmen beträgt ca. 1 / 2 der Maus das Blutvolumen zurückgezogen Erreichen eines mittleren arteriellen Druck von 28-32mm Hg. * Für einen 25-27g Maus das ursprüngliche Volumen von Blut entnommen, um den gewünschten Druck zu erreichen, ist ungefähr 0.6cc Dieses Verfahren ist ein fester Druck-Verfahren wie bei einem festen Volumen gegenüber. Diese Verfahren können jedoch sowohl für feste Druck und festem Volumen Blutungen gefolgt werden. Während konsequent überwacht werden, wird das Tier in hämorrhagischen Schock für 1,5-3 Stunden zu bleiben. Da das Tier versucht zu kompensieren und den mittleren arteriellen Druck beginnt wieder leicht ansteigen (sichtbar über das BP / HR Analyzer) zurücktreten mehr Blut auf den gewünschten Druck zu erreichen. Obwohl Ergänzungen (0.05cc Nembutol IP) sind selten jemals während der HS-Verfahrens benötigt werden tierische Atmung, whisker Bewegung, Reflex-Tests, und die digitale BP / HR Lesehilfe bestimmen, wann ein Tier braucht eine Ergänzung der Anästhesie. Die Tiere werden unter Lampe und auf ein umlaufendes Heizkissen zur Aufrechterhaltung einer Temperatur von 36-37 ° C gehalten durch die hämorrhagische Schock Verfahren. Die Temperatur wird über eine rektale Sonde überprüft. 3. Resuscitation. Nach dem Schock der Zeit Elapses ist das Tier wiederbelebt (R) mit Ringer-Laktat-(LR)-Lösung bei einem festen Volumen von 3x jedes Tier das vergossene Blut Volumen. Der LR Volumen ist über eine Spritzenpumpe eingestellt verzichten verwaltet, mit einer konstanten Rate, die Lautstärke über einen 15min. Intervall. Entfernen des Katheters und ligieren die Gefäße mit den 3 Nähten. Ziehen Sie den Katheter direkt hinter der proximalen Naht und Krawatte diese Naht völlig aus. Das wird verhindern, dass der Blutverlust. Collateral Strömung verhindert die Hinterbeine davor ischämischer. 4. Beitrag Rescitation. Nach R beiden hinteren Gliedmaßen Öffnungen sind bis über sterile 4-0 PDSII Naht genäht. Die lose Flauschband wird entfernt und die Tiere werden in einem sauberen Käfig, auf einem umlaufenden Heizkissen für mehrere Stunden nach Wiederherstellung gehalten wird gestellt. Analgetikum zu verabreichen als die Tiere aus der Narkose erwachen, um richtig zu verwalten Schmerzen beginnen. Buprenorphin (0.1mg/kg) wird subkutan, wie die Tiere körperliche Aktivität beginnen injiziert, jedoch nicht vor, damit sie nicht Atemfunktion beeinträchtigen. Verwenden von aggressiven postoperativen Überwachung von IACUC genehmigten Protokoll, einzelne Tier Verhalten, und der aktuellen medizinischen Bedingungen gewährleistet wird empfohlen. 4. Secrets for Success: <ol><li> Wenn Zerlegung der Schiffe, sicher sein, nicht der N. femoralis TOUCH </li><li> Achten Sie darauf, nicht auf den rectus femoris, M. rectus lateralis und M. vastus medialis Muskeln beschädigt werden. Es gibt wirklich keinen Grund zu greifen oder gar berühren diese Muskeln. </li><li> Machen Sie nicht den Winkel der Abschrägung des Katheters zu scharf, da dies mit dem Katheter Verlassen des Lumen und unkontrollierte Blutungen führen </li><li> Achten Sie darauf, den zusätzlichen Aufwand zu bleiben so steril wie möglich erfolgen. </li><li> Stellen Sie sicher, es gibt keine Luftblasen in einem der Katheter oder Wandler-Systemen. </li><li> Achten Sie darauf, LR Flüssigkeit in Wandler haben, während es in Betrieb ist. Ein Testlauf könnte Ihre BP-System. </li><li> Machen Sie den arteriellen Loch klein. </li><li> Machen Sie den arteriellen Loch in der Nähe des distalen Naht. </li><li> Push-Katheter gleichzeitig ziehen Gefäß darüber, für Katheter, um zu vermeiden das Rippen der Arterie. </li><li> Achten Sie darauf, die operative Öffnungen in den Beinen mit einer sterilen Kochsalzlösung gesättigt, um unkontrollierte Gewebeschädigung oder Flüssigkeitsverlust zu verhindern halten. </li><li> Geduld und Finesse sind von entscheidender Bedeutung. </li><li> Achten Sie genau auf das Tier-Physiologie während des gesamten Experiments. </li></ol> 5. Postoperative Bedenken: <ol><li> Überprüfen Sie für die Ischämie in Bein. Obwohl Sicherheiten Flow sollte dies verhindern. </li><li> Tiere könnten Probleme bei der Verwendung Hinterbeine als Folge der chirurgischen Manipulation und der damit verbundenen Entzündung. Verwalten Schmerz angemessen. </li><li> Berühren und anschließend eine Beschädigung der Nerven könnte die Unfähigkeit des Tieres führen zu mobilisieren. </li></ol>

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H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trauam-+Hemorrhage+induces+depressed+splenic+dendritic+cell+function+in+mice.">Trauam- Hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell function in mice.</a> J of Immunology. 177, 4514-4520 (2006).</li><li>Lenz, A., Franklin, G. A., Cheadle, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+inflammation+after+trauma.">Systemic inflammation after trauma.</a> Injury, Int. J. Care Injured. 38, 1336-1345 (2007).</li><li>Frei, R., Steinle, J., Birchler, T., Loeliger, S., Roduit, C., Steinhoff, D., Seibl, R., Buchner, K., Seger, R., Reith, W., Lauener, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MHC+class+II+molecules+enhance+Toll-like+receptor+mediated+innate+immune+responses.">MHC class II molecules enhance Toll-like receptor mediated innate immune responses.</a> PloS One. 5, 8808-8808 (2010).</li><li>Matsutani, T., Anantha Samy, T. S., Kang, S. C., Bland, K. I., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage.">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2004).</li><li>Prince, J. M., Levy, R. M., Bartels, J., Baratt, A., Kane, J. M., Lagoa, C., Rubin, J., Day, J., Wei, J., Fink, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+silico+and+in+vivo+approach+to+elucidate+the+inflammatory+complexity+of+CD14-deficient+mice.">In silico and in vivo approach to elucidate the inflammatory complexity of CD14-deficient mice.</a> Mol Med. 12, 88-96 (2006).</li><li>Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D. W., Bauer, A. J., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IL-10+deficiency+augments+acute+lung+but+not+liver+injury+in+hemorrhagic+shock.">IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock.</a> Cytokine. 45, 26-31 (2009).</li><li>Prince, J. M., Ming, M. J., Levy, R. M., Liu, S., Pinsky, D. J., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+Growth+Response+1+mediates+the+systemic+and+hepatic+inflammatory+response+initiated+by+hemorrhagic+shock.">Early Growth Response 1 mediates the systemic and hepatic inflammatory response initiated by hemorrhagic shock.</a> Shock. 27, 157-164 (2007).</li><li>Matsutani, T., Samy, A. n. a. n. t. h. a., Kang, T. S., Bland, S. -. C., Chaudry, K. I., H, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage.">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2005).</li><li>Rushing, G. D., Britt, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reperfusion+injury+after+hemorrhage:+a+collective+review.">Reperfusion injury after hemorrhage: a collective review.</a> Ann Surg. 247, 929-937 (2008).</li><li>Makley, A. T., Goodman, M. D., Friend, L. W., Bailey, S. R., Lentsch, A. B., Pritts, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Damage+control+resuscitation+with+fresh+blood+products+attenuates+the+systemic+inflammatory+response+following+hemorrhagic+shock.">Damage control resuscitation with fresh blood products attenuates the systemic inflammatory response following hemorrhagic shock.</a> J Surg Res. 158, 423-423 (2010).</li><li>Stansbury, L. G., Dutton, R. P., Stein, D. M., Bochicchio, G. V., Scalea, T. M., Hess, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controversy+in+trauma+resuscitation:+do+ratios+of+plasma+to+red+blood+cells+matter?.">Controversy in trauma resuscitation: do ratios of plasma to red blood cells matter?.</a> Transfus Med Rev. 23, 255-265 (2009).</li><li>Gao, J., Zhao, W. X., Xue, F. S., Zhou, L. J., Yu, Y. H., Zhou, H. 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F., Smith, W. R., Moore, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+trends+in+resuscitation+strategy+for+the+multiply+injured+patient.">Current trends in resuscitation strategy for the multiply injured patient.</a> Injury. 40, 27-35 (2009).</li><li>Dar, D. E., Soustiel, J. F., Zaaroor, M., Em, B., L, A., Shapira, Y., Semenikhina, L., Solopov, A., Krausz, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Moderate+lactated+ringer's+resuscitation+yields+best+neurological+outcome+in+controlled+hemorrhagic+shock+combined+with+brain+injury+in+rats.">Moderate lactated ringer's resuscitation yields best neurological outcome in controlled hemorrhagic shock combined with brain injury in rats.</a> Shock. , (2009).</li><li>Moon, P. F., Hollyfield-Gilbert, M. A., Myers, T. L., Uchida, T., Kramer, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluid+compartment+in+hemorrhaged+rats+after+hyperosmotic+crystalloid+and+hyperoncotic+crystalloid+resuscitation.">Fluid compartment in hemorrhaged rats after hyperosmotic crystalloid and hyperoncotic crystalloid resuscitation.</a> Am J Physiol. 270, F1-F8 (1996).</li><li>Perel, P., Roberts, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colloids+vs+crystalloids+for+fluid+resuscitation+in+critically+ill+patients.">Colloids vs crystalloids for fluid resuscitation in critically ill patients.</a> Cochrane Database System Rev. 4, CD000567-CD000567 (2007).</li></ol>

Tierversuche wurden überwacht und durchgeführt in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften her durch die Institutional Animal Care und Verwenden Ausschusses und der Forschung zu betreiben und Compliance Office der University of Pittsburgh, eine staatlich anerkannte AALAS / AALAC Institution. Tierische Quellen gehören Jackson Laboratories und Charles Rivers Laboratories. Alle Tiere werden umfangreichen Gesundheits-sicherung durch die einzelnen Anbieter sowie die University of Pittsburgh internen Tier die Gesundheit Monitoring-Programme. Diese Forschung ist in Übereinstimmung mit der US-Regierung Prinzipien für die Verwendung von Wirbeltieren durchgeführt. Das Programm ist mit dem USDA registriert und hat einen Letter of Assurance mit der Public Health Service Office of Laboratory Animal Welfare.

<table border="1"><tbody><tr><th> Instrument </th><th> Hersteller </th><th> Katalog-Nummer </th></tr><tr><td> Dumonts (SS/45 ° Winkel 0.2x0.12mm-Spitze, 13,5 cm Länge) </td><td> Feine Science Tools </td><td> 11203-25 </td></tr><tr><td> Chirurgische Schere (straight-12cm) </td><td> Feine Science Tools </td><td> 14068-12 </td></tr><tr><td> Hemostats (Curved-12.5cm) </td><td> Feine Science Tools </td><td> 13009-12 </td></tr><tr><td> Mikroschere (Frühjahr Schere-straight-8cm) </td><td> Feine Science Tools </td><td> 15000-00 </td></tr><tr><td> Pinzetten (0.8mm-Spitze, gebogen-10cm) </td><td> Feine Science Tools </td><td> 11050-10 </td></tr><tr><td> Naht reel 6-0 </td><td> Feine Science Tools </td><td> 18020-60 </td></tr><tr><td> Naht 4-0 PDSII </td><td> Penn Vet </td><td> ETHZ304H </td></tr><tr><td> Gaze 4x4 </td><td> kann durch jede andere globale Hersteller erworben werden </td><td></td></tr><tr><td> Baumwoll-Spitze Applikator </td><td> kann durch jede andere globale Hersteller erworben werden </td><td></td></tr><tr><td> 30G Nadel </td><td> kann durch jede andere globale Hersteller erworben werden </td><td></td></tr><tr><td> 23G Nadel </td><td> kann durch jede andere globale Hersteller erworben werden </td><td></td></tr><tr><td> 3cc Spritze </td><td> kann durch jede andere globale Hersteller erworben werden </td><td></td></tr><tr><td> 5cc Spritze </td><td> kann durch jede andere globale Hersteller erworben werden </td><td></td></tr><tr><td> 10cc Spritze </td><td> kann durch jede andere globale Hersteller erworben werden </td><td></td></tr><tr><td> 50cc konischen Rohr </td><td> kann durch jede andere globale Hersteller erworben werden </td><td></td></tr><tr><td> 1cc Spritze w / 25G-Nadel </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-826-88 </td></tr><tr><td> Polyethylen-Schlauch 10 100 `(PE-10) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14 bis 170-12P </td></tr><tr><td> Polyethylen-Schlauch 50 100 `(PE-50) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14 bis 170-12B </td></tr><tr><td> 3-Wege-Hahn </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9779127 </td></tr><tr><td> OP-blau-Pad </td><td> Fisher Scientific </td><td> 50-7105 </td></tr><tr><td> Sterile Feld Dressings </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9517505 </td></tr><tr><td> Bandrollen 1 &quot; </td><td> Corporate Express </td><td> MMM26001 </td></tr><tr><td> geraden breiten Mund Gläser (als Obergrenze für Nasenkonus) </td><td> VWR </td><td> 159000-058 </td></tr><tr><td> Edelstahlwanne 8 &quot;x 11&quot; </td><td> VWR </td><td> 62687-049 </td></tr><tr><td> Stecker-Stecker leur lock 3-Wege- </td><td> VWR </td><td> 20068-909 </td></tr><tr><td> Sterilisation Beutel 3 &quot;x8&quot; </td><td> VWR </td><td> 24008 </td></tr><tr><td> Sterilisation Beutel 5 &quot;x10&quot; </td><td> VWR </td><td> 24010 </td></tr><tr><td> Wilde M650 Mikroskop w / Galgen </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Leica IC D Digitalkamera / Live-Bild </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Digi-Med BPA-400-Analysator und Systemintegrator </td><td> Micro-Med </td><td> SYS-400 </td></tr><tr><td> TXD-310 (Digi-Med Transducer) </td><td> Micro-Med </td><td> TXD-300 </td></tr><tr><td> Computer </td><td> Dell </td><td></td></tr><tr><td> Hot bead Instrument Sterilisator </td><td> VWR </td><td> 18000-45 </td></tr><tr><td> Oster A5 Schermaschinen w. Größe 40 Blatt </td><td> VWR </td><td> 10749-020 </td></tr><tr><td> zirkulierenden heating Pad 18x26 </td><td> Harvard </td><td> py872-5272 </td></tr><tr><td> Rektalthermometer </td><td> Kent Scientific </td><td> RET-3 </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><th> Reagens </th><th> Konzentration </th><th> Hersteller </th><th> Katalog-Nummer </th></tr><tr><td> Pentobarbital-Natrium (Nembutol Sodium Solution) </td><td> 70mg/kg </td><td> Ovation </td><td></td></tr><tr><td> Buprenorphin HCl </td><td> 0.1mg/kg </td><td> Bedford Laboratories </td><td></td></tr><tr><td> Ringer-Laktat-Injection 250er IV Tasche </td><td> Baxter </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Aerrane (Isofluran) </td><td> 99,9% </td><td> NLS Tiergesundheit </td><td> 105996 </td></tr><tr><td> Heparin-Natrium </td><td> 1000U </td><td> Abraxis </td><td></td></tr><tr><td> Bakteriostatische Natriumchlorid </td><td> 0,9% </td><td> Hospira </td><td></td></tr><tr><td> Ethylalkohol </td><td> 70% </td><td> Pharmako-AAPER </td><td></td></tr><tr><td> Triadine Povidon-Iod (Betadine) </td><td></td><td> Triad Einmalartikel </td><td></td></tr></tbody></table>

fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock

Es ist allgemein bekannt, dass schwere Blutverlust und traumatische Verletzungen können zu einer Kaskade von schädlichen Signalwege führt oft zu Mortalität. 1, 2, 3, 4, 5 führen (MOD Diese Signalwege können auch zu einer Sepsis und / oder Multiorganversagen führen ). 6, 7, 8, 9 Es ist wichtig, dann zu den Ursachen der unterdrückten Immunfunktion und schädliche Signalkaskaden zu untersuchen, um effektivere Wege, um Patienten, die von traumatischen Verletzungen leiden, zu helfen zu entwickeln. 10 Diese festen Druck hämorrhagische Schock (HS) Verfahren, obwohl technisch anspruchsvoll, ist eine hervorragende Ressource für die Untersuchung dieser pathophysiologischen Bedingungen. 11, 12, 13 Advances in der Beurteilung von biologischen Systemen, dh Systembiologie haben die wissenschaftliche Gemeinschaft aktivieren, damit Sie besser zu verstehen komplexe physiologische Netzwerke und zelluläre Kommunikation Muster. 14 hämorrhagischen Schock hat sich als wichtiges Instrument für die Enthüllung dieser zellulären Kommunikation Muster, wie sie die Immunfunktion beziehen. 15, 16, 17, 18 Dieses Verfahren bewältigt werden können! Dieses Verfahren kann auch entweder als ein festes Volumen oder konstantem Druck Ansatz verwendet werden. Wir angepasst diese Technik im Mausmodell die Forschung in angeborene und erworbene Immunsystem stärken. 19, 20, 21 sind aufgrund ihrer geringen Größe HS in Mäusen stellt einzigartige Herausforderungen. Allein aufgrund der vielen verfügbaren Mausstämme, stellt diese Art eine einzigartige Ressource für das Studium der biologischen Reaktionen. Das HS-Modell ist ein wichtiges Modell für die Untersuchung zellulärer Kommunikationsverhalten und die Reaktionen der Systeme, wie Hormon-und Entzündungsmediatoren Systeme und Warnsignale, dh DAMP und PAMP Hochregulation wie es unterschiedliche Reaktionen, die von anderen Formen des Schocks unterscheiden hervorruft. 22, 23 , 24, haben 25 Die Entwicklung von transgenen Maus-Stämme und die Induktion von biologischen Wirkstoffen zu bestimmten Signalisierung hemmen wertvolle Chancen zur weiteren Erläuterung unser Verständnis von der Auf-und Down-Regulation der Signaltransduktion nach schweren Blutverlusten, dh HS und Trauma 26, 27 vorgestellt , 28, 29, 30. Es gibt zahlreiche Methoden Reanimation (R) in Verbindung mit HS und Trauma. 31, 32, 33, 34 A mit festem Volumen Reanimation Methode ausschließlich Ringer-Laktat-Lösung (LR), gleich dreimal das vergossene Blut Volumen in diesem Modell wird verwendet, endogene Mechanismen wie Remote-Orgel Verletzungen und systemische Entzündung zu untersuchen. 35, 36, 38 Diese Methode der Wiederbelebung ist als wirksam erwiesen bei der Beurteilung der Auswirkungen der HS und Trauma 38, 39.

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Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

Der hämorrhagische Schock Modell verfügt über eine zuverlässige und reproduzierbare Ressource erleichtert die Identifikation und das Verständnis von Signalkaskaden mit Entzündung und Endorganschäden nach einem Trauma verbunden gewesen. Dieser Artikel enthält eine Schritt-für-Schritt-Beschreibung der chirurgischen und mechanischen Aspekte mit dem hämorrhagischen Schock experimentelle Vorgehensweise in Mäusen.

Fixed Volume oder Feste Druck: einem Mausmodell des hämorrhagischen Schocks

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

24.6K Aufrufe.  University of Pittsburgh. Der hämorrhagische Schock Modell verfügt über eine zuverlässige und reproduzierbare Ressource erleichtert die Identifikation und das Verständnis von Signalkaskaden mit Entzündung und Endorganschäden nach einem Trauma verbunden gewesen. Dieser Artikel enthält eine Schritt-für-Schritt-Beschreibung der chirurgischen und mechanischen Aspekte mit dem hämorrhagischen Schock experimentelle Vorgehensweise in Mäusen.

Serie: Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

Measurement of the Pressure-volume Curve in Mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential phenotypic changes are best assessed by measurement of the changes in lung elasticity. To best understand specific mechanisms underlying such pathologies in mice, it is essential to make functional measurements that can reflect the developing pathology. Although there are many ways to measure elasticity, the classical method is that of the total lung pressure-volume (PV) curve done over the whole range of lung volumes. This measurement has been made on adult lungs from nearly all mammalian species dating back almost 100 years, and such PV curves also played a major role in the discovery and understanding of the function of pulmonary surfactant in fetal lung development. Unfortunately, such total PV curves have not been widely reported in the mouse, despite the fact that they can provide useful information on the macroscopic effects of structural changes in the lung. Although partial PV curves measuring just the changes in lung volume are sometimes reported, without a measure of absolute volume, the nonlinear nature of the total PV curve makes these partial ones very difficult to interpret. In the present study, we describe a standardized way to measure the total PV curve. We have then tested the ability of these curves to detect changes in mouse lung structure in two common lung pathologies, emphysema and fibrosis. Results showed significant changes in several variables consistent with expected structural changes with these pathologies. This measurement of the lung PV curve in mice thus provides a straightforward means to monitor the progression of the pathophysiologic changes over time and the potential effect of therapeutic procedures.

Here we present a protocol to simply and reliably measure the lung pressure-volume curve in mice, showing that it is sufficiently sensitive to detect phenotypic parenchymal changes in two common lung pathologies, pulmonary fibrosis and emphysema. This metric provides a means to quantify the lung&#8217;s structural changes with developing pathology.

Die Messung der Druck-Volumen-Kurve in der Mäuselunge

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential ...

Forschung

Medizin

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

Unkontrollierter Hämorrhagischer Schock modelliert über Lebervernichtung bei Mäusen mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Surgical Training for the Implantation of Neocortical Microelectrode Arrays Using a Formaldehyde-fixed Human Cadaver Model

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. Recent technological progress has enabled the fabrication of microelectrode arrays that allow recording the activity of multiple individual neurons in the neocortex of the human brain. These arrays have the potential to bring unique insight onto the neuronal correlates of cerebral function in health and disease. Furthermore, the identification and decoding of volitional neuronal activity opens the possibility to establish brain-computer interfaces, and thus might help restore lost neurological functions. The implantation of neocortical microelectrode arrays is an invasive procedure requiring a supra-centimetric craniotomy and the exposure of the cortical surface; thus, the procedure must be performed by an adequately trained neurosurgeon. In order to provide an opportunity for surgical training, we designed a procedure based on a human cadaver model. The use of a formaldehyde-fixed human cadaver bypasses the practical, ethical and financial difficulties of surgical practice on animals (especially non-human primates) while preserving the macroscopic structure of the head, skull, meninges and cerebral surface and allowing realistic, operating room-like positioning and instrumentation. Furthermore, the use of a human cadaver is closer to clinical daily practice than any non-human model. The major drawbacks of the cadaveric simulation are the absence of cerebral pulsation and of blood and cerebrospinal fluid circulation. We suggest that a formaldehyde-fixed human cadaver model is an adequate, practical and cost-effective approach to ensure proper surgical training before implanting microelectrode arrays in the living human neocortex.

We designed a procedure in which a formaldehyde-fixed human cadaver is used to assist neurosurgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain.

Chirurgische Ausbildung für die Implantation der neokortikalen Mikroelektrode Arrays mit einem Formaldehyd-feste menschliche Kadaver-Modell

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. ...

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

Komplette und partielle Aorten Okklusion für die Behandlung von hämorrhagischen Schock bei Schweinen

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Standardisierte hämorrhagische Schockinduktion geführt durch Zerebrale Oximetrie und erweiterte hämodynamische Überwachung bei Schweinen

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings with Admittance Catheters in a Porcine Model

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular evaluation is often performed in preclinical research. However, the right and left ventricles exert functional interdependence due to their parallel and serial connections, encouraging simultaneous evaluation of both ventricles. Furthermore, various pharmacological interventions may affect the ventricles and their preloads and afterloads differently. 
We describe our closed chest approach to admittance-based bi-ventricular PV loop recordings in a porcine model of acute right ventricular (RV) overload. We utilize minimally invasive techniques with all vascular accesses guided by ultrasound. PV catheters are positioned, under fluoroscopic guidance, to avoid thoracotomy in animals, as the closed chest approach maintains the relevant cardiopulmonary physiology. The admittance technology provides real-time PV loop recordings without the need for post-hoc processing. Furthermore, we explain some essential troubleshooting steps during critical timepoints of the presented procedure. 
The presented protocol is a reproducible and physiologically relevant approach to obtain a bi-ventricular cardiac PV loop recording in a large animal model. This can be applied to a large variety of cardiovascular animal research.

Here we present a closed chest approach to admittance-based bi-ventricular pressure-volume loop recordings in pigs with acute right ventricular dysfunction.

Biventrikuläre Druck-Volumen-Loop-Aufnahmen mit Einlasskathetern im Schweinemodell

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular ...

Complete and Partial Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta for Hemorrhagic Shock

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for hemorrhage control. With the advent of purpose-built devices, REBOA has become increasingly common in civilian trauma and acute care settings. Currently available REBOA catheters were designed as complete aortic occlusion devices. However, the therapeutic window for complete aortic occlusion is time-limited due to ischemia-reperfusion injury. The partial procedure allows blood flow past the level of occlusion while maintaining targeted proximal pressure, which has been shown to reduce distal ischemia and adjunctive resuscitation requirements in preclinical studies with prolonged occlusion times as compared to traditional complete occlusion.
pREBOA-PRO is the first catheter designed to enable partial and complete aortic occlusion and is currently in limited market release at seven Level I trauma centers in North America. This paper will focus on procedural considerations for REBOA, including patient selection criteria and a comparison of complete and partial aortic occlusion in a simulator, along with highlighting critical steps to improve clinical outcomes. Additionally, this paper reviews a contrast-enhanced CT scan from a trauma patient that shows distal perfusion after 2 h of partial aortic occlusion using this newly designed catheter and discusses representative results from the limited market release to highlight the profound effect of technological innovation on outcomes in vascular emergencies.

A commercial catheter was designed to facilitate true partial resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) and address the complications associated with complete aortic occlusion. Initial clinical reports indicate that partial REBOA improves transition to reperfusion, reduction of distal ischemia, and extension of safe occlusion time compared to complete occlusion.

Vollständiger und partieller resuskitativer endovaskulärer Ballonverschluss der Aorta bei hämorrhagischem Schock

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for ...

Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to guide resuscitation and comparison between different therapies is difficult in children due to the inherent heterogeneity of this population. As a result, compared to adults, appropriate management of pediatric hemorrhagic shock is still not well established. In addition, the scarcity of pediatric patients with hemorrhagic shock precludes the development of clinically relevant studies. For this reason, an experimental pediatric animal model is necessary to study the effects of hemorrhage in children as well as their response to different therapies. We present an infant animal model of volume-controlled hemorrhagic shock in anesthetized young pigs. Hemorrhage is induced by withdrawing a previously calculated blood volume, and the pig is subsequently monitored and resuscitated with different therapies. Here, we describe a precise and highly reproducible model of hemorrhagic shock in immature swine. The model yields hemodynamic data that characterizes compensatory mechanisms that are activated in response to severe hemorrhage.

This article aims to provide researchers with a detailed and accessible guide to set up an infant porcine model of hemorrhagic shock.

Beschreibung eines Schweine-Säuglingsmodells des volumenkontrollierten hämorrhagischen Schocks

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to ...

Dosisabhängige Induktion von Endotoxämie bei Schweinen mittels LPS-Infusion

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

Autor im Rampenlicht: Induktion eines experimentellen endotoxämischen Schocks bei Schweinen zur Untersuchung von hämodynamischer und respiratorischer Insuffizienz

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

Lipopolysaccharid-Infusion als endotoxämisches Schockmodell für Schweine

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...