Die Studie wurde unterstützt durch das Ministerium für Wissenschaft und Technologie (Projekt am meisten 105-2221-E-400-001) und den National Health Research Institutes (Projekt BN-105-PP-10), Taiwan.

der institutionellen Animal Care und Use Committee des National Health Research Institutes in Taiwan genehmigt alle tierischen Protokolle.
 1. Induktion von diabetischen Modell in männlichen Erwachsenen Sprague - Dawley (SD) Ratten <ol><li>Ratte essen Pellets aus dem Käfig entfernen, um schnell männlichen SD-Ratten (300-350 g) für 6 h vor der STZ Induktion.</li>
	<li>Vorbereiten Natriumcitrat Puffer (0,1 M, pH 4,5).
	<ol><li>Auflösen 1,05 g Zitronensäure Monohydrat (C 6 H 8 O 7 · H 2 O; Mol WT 210.14) in 50 mL destilliertem Wasser um eine 0.1 M Zitronensäure-Lösung machen.</li>
		<li>Auflösen 1,47 g Trinatrium Citrat Dihydrat (C 8 H 5 O 7 Na 3 · 2 H 2 O; Mol WT 294.12) in 50 mL destilliertem Wasser um eine 0,1 M Natriumcitrat Lösung machen.</li>
		<li>Fügen Sie 25 mL Zitronensäurelösung 25 mL Natriumcitrat Lösung. Überwachen den Natrium-Citrat Puffer pH-Wert (pH 4,5) mit dem pH-Meter. 
		Hinweis: Der Puffer erfolgt isotonische durch Zugabe einer entsprechenden Menge von Natriumcitrat Lösung 0,1 M.</li>
	</ol></li> <li>Auflösen STZ in 0,1 M Natriumcitrat Puffer um 50 mg/mL STZ Lösung erzielen. 
	Hinweis: Die STZ-Lösung ist lichtempfindlich, daher die STZ-Lösung mit Alu-Folie abdecken und innerhalb von 15-20 min.</li>
	<li>Ziehen die 50 mg/kg STZ-Lösung in eine 1 mL Insulin oder Tuberkulin-Spritze mit 26 - 28-Gauge Nadel reinigen der Injektionsstelle mit einem Ethanol-Pad und intraperitoneale injizieren die STZ-Lösung in der unteren rechten Quadranten des Abdomens zur Vermeidung von Schäden Bauchorgane. </li> <li>Liefern Ratten mit 10 % Saccharose-Wasser als die einzige Wasserquelle für 48 h nach der Injektion der STZ Hypoglykämie zu verhindern.</li></ol>
 2. Bestätigung der Diabetes bei STZ-induzierte Ratten <ol><li>Monitor Fasten Plasma Glukosekonzentration aller Ratten injiziert durch STZ post 72 h mit einem Blutzuckermessgerät.
	<ol><li>Schnell die STZ-induzierte diabetischen Ratten für 15 h vor der Messung das Fasten Blut Glukoseniveau.</li>
		<li>Die Ratten in einem Beutel Zurückhaltung zügeln und setzen die Schwänzen zur Blutentnahme während der Blut-Glukose-Messungen.</li>
		<li>Verwenden eine Blutlanzetten, stechen die Schwanzspitze, einen kleinen Tropfen Blut zu erhalten. Legen Sie den Blutstropfen auf einen Blutzucker-Teststreifen. Aufzeichnen der Fastende Plasma Glukoseniveaus. 
		Hinweis: Das Blutzuckermessgerät erkennt und zeigt den Blutzuckerspiegel in Einheiten von mg/dL. Die Ratten mit Fasten Blutzuckerspiegel unter 150 mg/dL nach 2 Wochen der STZ-Induktion auszuschließen.</li>
	</ol></li></ol> 3. Bewertung der diabetischen Neuropathie bei diabetischen Ratten <ol><li>Beurteilung der mechanischen Allodynie mit elektronischen von Frey.
	<ol><li>Gewöhnen die STZ-induzierte diabetische Ratten in einem Käfig auf einem 1 cm Durchmesser Metallgewebe Boden für 30 min vor der Bewertung der Hind Pfote Rückzug Antwort.</li>
		<li>Verwenden eine elektronische von Frey-Sonde mit starrer Spitze (0,8 mm Durchmesser) für manuell Druck auf die plantar Oberfläche der Hinterpfote der Ratten, und allmählich den Druck erhöhen, bis eine Pfote Rückzug Reaktion gesehen wird.</li>
		<li>Den Druck, der auf dem System und wiederholen Sie die Messung 5 Mal pro Ratte mit einer 30 s-Intervall zwischen den einzelnen Messungen aufzeichnen.</li>
	</ol></li> <li>Die Hitze-Hyperalgesie mit einer Heizplatte zu beurteilen.
	<ol><li>Gewöhnen die STZ-induzierte diabetischen Ratten auf der Heizplatte (24 ± 0,5 ° C) für 10 min vor der Bewertung der Schmerzen Antwort.</li>
		<li>Entfernen und setzen Sie die Ratten wieder in ihren Käfigen nach Gewöhnung, die Kochplatte erhitzen und pflegen die Heizplatte &#39; s Temperatur bei 55 ± 0,5 ° C.</li>
		<li>Legen Sie die Ratte auf der beheizten Herdplatte während gleichzeitig Timer starten.</li>
		<li>Wenn die Ratte unterschiedliche Verhaltensweisen zeigt, wie lecken der hinteren Pfote oder ungewöhnlich flimmernden Hirschkuh Pfote, stoppen Sie die Zeitmessung und Rückzug Latenz aufnehmen. 
		Hinweis: Wenn eine Ratte nicht unterschiedliche Verhaltensweisen nach 20 ausdrückt s (20 s-Cut-off-Zeit), den heißen Platte Test beenden und entfernen Sie die Ratte aus der heißen Platte.</li>
	</ol></li></ol> 4. In Vivo Nerve Conduction Blockade mit der HIFU-Wandler Hinweis: die in-Vivo-Experiment startet am 5. Woche nach 50 mg/kg STZ Injektion.
<ol><li>Perform Tier Verfahren vor der Blockade von CMAPs mit HIFU-Beschallung.
	<ol><li>Die chirurgischen Werkzeuge (Skalpell, Schere, Pinzette und Glas Haken) im Autoklav vor der Operation sterilisieren.</li>
		<li>Betäuben die Ratten mit intraperitonealer Injektion von Tiletamin/Zolazepam Gemisch (40 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) oder über Inhalation von 1,75 % Isofluran über Isofluran Vaporizer. Legen Sie die Ratten auf ein Heizkissen auf die Körpertemperatur aufrechtzuerhalten.</li>
		<li>Positionieren Sie die Ratten für Chirurgie im ventralen liegen. Anwendung der Augensalbe. Erweitern Sie das Bein der Ratte und Kneifen der plantaren Oberfläche des Fußes mit den Fingernägeln zu prüfen, die Tiefe der Narkose. Wenn die Ratten Rückzug Antworten zeigen, gelten zusätzliche Anästhesie.</li>
		<li>Entfernen Haare aus dem Oberschenkel und hinten die Ratten mit einer elektrischen Haarschneidemaschine zu senken. Wenden Sie flüssiges Jod mit sauberen Gaze an der Operationsstelle und kreisförmig bewegen Sie die Gaze, die außen an der Operationsstelle. Verwenden Sie eine Alkohol-Pad auf um der flüssigen Jod mit der gleichen Kreisbewegung zu wischen. Dieses Experiment ist auf der Website Links und rechts OP durchgeführt. Wiederholen Sie den Vorgang auf der anderen Operationsstelle beim Durchführen des nächste Schrittdes des Verfahrens.</li>
		<li>Verwenden eine sterile chirurgische Schere oder Skalpell einen Einschnitt der Haut am dorsalen Oberschenkel zu machen. Verwenden Sie stumpfe chirurgische Schere sorgfältig trennen das Gewebe unter der Haut und schützen die Haut mit Haut Haken. Femur innerhalb der Muskeln sichtbar werden.</li>
		<li>Verwenden Sie die Schere, um die Muskeln, die parallel zum Femur sorgfältig zu trennen, bis die Mitte des Oberschenkels Ischias-Nervenfasern, die in den Muskeln eingebettet sind sichtbar sind. Sorgfältig einen Glas Haken verwenden, um die Mitte des Oberschenkels Ischiasnerv aus dem umliegenden Bindegewebe und Muskulatur trennen.</li>
	</ol></li> <li>Positionieren Sie den Ischiasnerv in der fokalen HIFU-Zone mit einer maßgeschneiderten Nerv Fixateur ( Abbildung 1 und Abbildung 3). 
	Hinweis: Die maßgeschneiderte Nerv Fixateur besteht aus 3 Komponenten ( Abbildung 3). Alle Komponenten bestehen aus durchsichtigen Polymethylmethacrylat (PMMA). Das Außengewinde der oberen Struktur der Komponente I ist 2,5 mm groß und M10XP0.7 ( Abb. 4A). Der zentrale Brunnen ist ein Durchmesser von 4,0 mm Loch durch Komponente ich. Die untere Öffnung des Brunnens wird durch ein Blatt von Klebeband abgedichtet. Der Durchmesser des Schlitzes ist 1,2 mm und der Abstand zwischen der Zentralebene des Schlitzes und die obere Fläche der Komponente I ist 3,1 mm. Komponente II besteht aus einem Grundkörper, vier Beine und die Bodenstruktur ( Abbildung 4 b). Das Innengewinde der Bodenstruktur ist 2,5 mm groß und M10XP0.7 auf das Außengewinde der Komponente passen ich. Der Durchmesser der zentralen Bohrung ist identisch mit dem zentralen Brunnen Komponente ich. Die Abmessungen des Hauptteils sind 32 mm Durchmesser und 5.4 mm Dicke. Vier Beine sind symmetrisch bereitgestellt. Zwei identische kurze Beine sind für Ausrichtung und zwei gleich lange Beine arbeiten zum Einhängen auf Komponente III. Der Außendurchmesser und die Höhe der Komponente III sind 41 bis 9,2 mm. Das Innengewinde ist M36XP1.0 und die Durchgangsbohrung ist 27,5 mm Durchmesser (< starke Klasse = "Xfig"> Abbildung 4). Der Kegel ist eine hohle Kegel mit der oberen Öffnung von 84 mm Durchmesser und die untere Öffnung von 27,5 mm Durchmesser. Die Höhe beträgt 57,5 mm ( Abb. 5A).
	<ol><li>Vor dem Experiment, maßgefertigte Acryl Nerv Fixateur in Bleichmittel-Lösung für 30-60 min, gefolgt von einweichen in sterilem Wasser einweichen.</li>
		<li>Mit einem Glas Haken heben Sie vorsichtig den Nerv und steckte sie in den Schlitz der Komponente I.</li>
		<li>Schraubenkomponente II an Komponente I. füllen die zentrale Komponente gut ich mit Ringer &#39; s Lösung für Ultraschall Ausbreitung und Nerven Erhalt.</li>
		<li>Schraube Komponente III, der HIFU-Gehäuse-Kegel. Dock-Komponente III mit Bauteil II durch die vier Beine des Bauteil II. 
		Hinweis: Der geometrischen Mitte der drei Komponenten und der Wandler ausgerichtet sind. Der Abstand zwischen den Nerv und der Wandler ist die Brennweite, sorgt der Nerv im Inneren der HIFU Fokuszone.</li>
	</ol></li> <li>Fügen Sie ein paar von Akupunkturnadeln in die Entstehung der Ischiasnerv und das andere Paar in den Gastrocnemius Muskel. Schließen Sie jedes Paar von Nadeln an das Erfassungssystem Elektrophysiologie durch einen elektrischen Koaxialkabel ( Abbildung 1). 
	Hinweis: An einem Ende des Kabels sind zwei Krokodilklemmen, zwei Nadeln separat und am anderen Ende des Kabels clip ist ein BNC-Stecker, das System zu verknüpfen. Die Paare von Akupunkturnadeln Arbeit als anregende Elektroden an den Ischiasnerv und die Aufnahme Elektroden an den Gastrocnemius Muskel.
	<ol><li>Die Sampling-Rate und die Bandbreite der Elektrophysiologie-Erfassungssystem auf 50 kHz und 70 Hz - 3 kHz, "bzw." festgelegt. Anwenden einer supra-maximale Impulse mit einer Pulsbreite von 0,1 ms zu den stimulierenden Elektroden am Ursprung des Nervus ischiadicus.</li>
		<li>Die CMAPs von den Aufnahme-Elektroden aufnehmen und verstärken die CMAPs mit eingebautem Verstärker in der Elektrophysiologie Erfassungssystem. 
		Hinweis: Verwenden den eingebauten Verstärker in der Elektrophysiologie-Erfassungssystem CMAPs von den Aufnahme-Elektroden mit Elektrophysiologie-Erfassungssystem zu verstärken die Nervensignale.</li>
	</ol></li> <li>Einen kommerziellen 2,68 MHz-HIFU-Wandler verwenden, um die CMAPs bei diabetischen neuropathischen Ratten unterdrücken. 
	Hinweis: Die Spezifikationen des Wandlers werden wie folgt beschrieben: ein Single-Element kugelförmigen Schale mit Öffnungsdurchmesser von 6 cm und 5 cm Brennweite und ein Ellipsoid Fokuszone von 4 mm in der Tiefe und 0,8 mm in der Breite in das freie Feld.
	<ol><li>Untertauchen der sphärischen Kegel, der HIFU-Wandler und den Kegel in den Tank zu decken mit entgastem Wasser gefüllt. Die HIFU-Wandler in den kugelförmigen Konus und befestigen Sie die Kegel-Abdeckung, um die obere Öffnung des Kegels sphärische durch 6 Schrauben ( Abbildung 5 b). Nach Luftblasen in den kugelförmigen Kegel natürlich aufgrund der niedrigen Dichte Blasen im Vergleich mit Wasser vertrieben werden, verschließen Sie die Front-End-Öffnung des Kegels mit einem transparenten 0,03 mm dicken Band. Schraubenkomponente III auf den kugelförmigen Kegel.</li>
		<li>Herausnehmen der HIFU-Wandler mit den sphärischen Kegel und Komponente III aus dem entgastem Wassertank. 
		Hinweis: In der Studie verwendeten Umkehr-Osmose-Wasser ist das Wasser durch den Prozess der Umkehrosmose gereinigt. Die Umkehr-Osmose-Wasser wird gekocht, um das Gas zu vertreiben. Nach dem Abkühlen entgastem Wasser erhält man in einem einzelnen geschlossenen Tank.</li>
	</ol></li> <li>Komponente legte ich in den Raum zwischen den Nerv und Muskel sorgfältig, und positionieren Sie die Nerven in den Spalt der Komponente I. durchführen Schritte 4.2.3 und 4.2.4 um sicherzustellen, dass der Nerv im Inneren der Fokuszone die HIFU ist ( Abbildung 3A < / starke >).</li>
	<li>Link einen Funktionsgenerator und ein Radiofrequenz-Endstufe. Verbinden Sie die Endstufe mit der HIFU-Wandler für die Generation der HIFU-Strahl. Manuell einstellen der Ausgangsspannung der Funktionsgenerator, der HIFU-Wandler über die Endstufe. Manuell schalten Sie der Funktionsgenerator, sobald die HIFU-Belichtung Zeit abgelaufen ist. Zeit mit Hilfe eines Timers beobachten. 
	Hinweis: Die Intensität und die Energie der HIFU-Strahl in dieser Studie verwendeten sind 2.810 W/cm 2 84 J/mm 2, bzw..</li>
	<li>Liefern gleichzeitig den Reiz über die Elektrophysiologie-Erfassungssystem (Schritt 4.3) und HIFU Strahl über HIFU-System (Schritt 4.6) an den Ischiasnerv während der Aufnahme die CMAPs. Schrittweise Erhöhung die HIFU-Exposition auf den Ischiasnerv von 3 s, 5 s bis 8 s bis Abnahme oder Hemmung der Amplitude des CMAPs beobachtet wird.
	<ol><li>Rekord CMAPs einmal pro Sekunde während der Entbindung von der HIFU-Strahl. Nach der Feststellung der Änderung der Amplitude der CMAPs, die HIFU-Anlage abschalten und manuell klicken Sie auf das Aufnahmesymbol auf die Elektrophysiologie Datenerfassungs-Software zum Datensatz CMAPs alle 2 min in den frühen 10 min alle 5 min in den aufeinander folgenden 30 min und alle 10 min in der letzten phase bis die Aufnahmedauer 2 h. erreicht</li>
	</ol></li> <li>Separate Komponente II und III des Nervs Fixateur ( Abbildung 3), die HIFU-Wandler von der Einschnitt-Website zu entfernen. Separate Komponente II und ich den gesicherten Ischiasnerv freizugeben. Naht der Operationsstelle diabetischen Ratten durch 4-0 Chromsäure Catgut Nähte nach der Aufnahme die CMAPs. Gelten Sie flüssiges Jod an der Operationsstelle um Infektionen zu vermeiden.
	<ol><li>Die Käfige auf das Heizkissen und die Ratten in ihren Käfigen zu erholen, vor der Rückgabe an die Tierstation. Die Ratten mit Ibuprofen im Trinkwasser für 3 Tage oder intraperitoneale Injektion von Buprenorphin (0,05 - 0,1 mg/kg) zur Verfügung zu stellen.</li>
	</ol></li> <li>Fügen Sie anregende und Aufnahme Elektroden in das Herkunftsland der Ischiasnerv und die Gastrocnemius Muskeln der narkotisierten diabetischen neuropathischen Ratten, wie in den Schritten 4.1.2 und 4.3 auf 7, 14 und 28 Tagen nach der ersten HIFU-Ultraschall beschrieben. Wiederholen Sie die Schritte 4.3.1, 4.3.2.
	<ol><li>Die Käfige auf das Heizkissen und ermöglichen die Ratten in ihren Käfigen zu erholen, bevor die Käfige mit der Tierstation.</li>
	</ol></li> <li>Einschläfern die Ratten nach dem Experiment. Legen Sie die Ratte in eine Kohlendioxid-Kammer. Warten Sie ca. 5 min. für die Ratten zu atmen aufhören. Stellen Sie sicher, dass das Herz aufgehört hat zu schlagen.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Abuaisha, B. B., Costanzi, J. B., Boulton, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acupuncture+for+the+treatment+of+chronic+painful+peripheral+diabetic+neuropathy:+A+long-term+study.">Acupuncture for the treatment of chronic painful peripheral diabetic neuropathy: A long-term study.</a> Diabetes Res Clin Pract. 39 (2), 115-121 (1998).</li><li>Hamza, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+electrical+nerve+stimulation:+A+novel+analgesic+therapy+for+diabetic+neuropathic+pain.">Percutaneous electrical nerve stimulation: A novel analgesic therapy for diabetic neuropathic pain.</a> Diabetes Care. 23 (3), 365-370 (2000).</li><li>Ballantine, H. 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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Teil- und vorübergehenden Unterdrückung von Action potentials der neuropathischen Nerven von diabetischen Ratten in Vivo und sofortige auftreten die Sperrwirkung nach der HIFU-Behandlung, die beide beobachtet wurden. Die 28-Tage-Follow-up-Studie auf CMAPs gezeigt, dass eine sichere Blockade der Nervenleitung am eine angemessene HIFU-Belichtung durchgeführt werden kann. Infolgedessen bieten das obige Protokoll der HIFU-Behandlung eine alternative Lösung für die reversible Wärmeleitung Block des Ischias-Nerv...

Orale Medikamente, Akupunktur1und elektrische Nerven Stimulation2 für die Behandlung der schmerzhaften diabetischen Polyneuropathie verwendet worden. Allerdings behindern die Nebenwirkungen der oralen Medikamenten, invasive Betrieb von Akupunktur und elektrische Nervenstimulation die therapeutische Wirksamkeit und Einhaltung des Patienten. Ultraschall-Block der peripheren Nerven in Tiermodellen untersucht worden ist, für Jahrzehnte3,4,5. Die Durchführung von in-vitro- Ischias Nerven von der großen grünen Frosch war reversibel gehemmt, nach der Behandlung von 10-20 Impulse von Ultraschall Belichtung für 0,4 - 1,0 s6. Ein Faktor, Nervenleitung zu blockieren ist die Temperaturerhöhung induziert durch Ultraschall-7. Für Patienten mit Polyneuropathie erklang die Unterdrückung der zusammengesetzten Muskel Aktionspotentiale (CMAPs) in der peroneus geringer Intensität Ultraschall für 2 min8ausgesetzt. Die vollständige Genesung war innerhalb von 5 Minuten.
Vor kurzem der Food and Drug Administration der USA HIFU als eine nicht-invasive Behandlung für uterine faserartige Tumoren9, Palliations Schmerzen der Knochen Metastasen10und Prostatakrebs11genehmigt. Eine HIFU-Wandler stößt akustische Balken außerhalb des Körpers und der Balken in verschiedenen Gewebe Medien übertragen und konvergieren auf den Ziel-Tumor im Mittelpunkt. Der Fokuszone ist sofort gebildet, um lokalisierte Auswirkungen auf Ziel Tumoren zu erzeugen, ohne das umliegende Gewebe zu beschädigen. HIFU wurde auch angewendet, um Nervenleitgeschwindigkeit hemmen oder Nerv Denervation in in Vivo Experimente von normalen Sprague-Dawley (SD) Ratten12verursachen. Darüber hinaus wurden die kurz- und langfristigen Auswirkungen der HIFU auf neuropathischen Nerven untersuchten13. Bisherige Ergebnisse gezeigt, dass die reversible oder dauerhafte Block von sensorischen Nervenleitgeschwindigkeit durch HIFU mit geeigneten Parametern erreicht werden könnte. Neben schmerzstillende Anwendungen könnte HIFU als Werkzeug verwendet werden, um den relativen Beitrag des peripheren und zentralen Komponenten Nerv Wärmeleitung Blockade für Grundlagenforschung der Neurologie und Entwicklung von Schmerzmitteln zu untersuchen. Daher ist eine HIFU blockierende Technologie-Plattform speziell für periphere Nerven in Tiermodellen erforderlich. Der Zweck dieses Artikels ist, die Verfahren für die ganz oder teilweise Sperrung der Aktionspotentiale der peripheren Nerven bei diabetischen neuropathischen Ratten durch HIFU demonstrieren. Diabetischen Ratten Modelle und Beurteilung der peripheren neuropathischen Symptome wurden eingerichtet. Eine HIFU-Plattform und experimentelle Prozesse spezifisch für die Behandlung von Ratte Ischias Nerven werden vorgestellt.

<table><tbody><tr><td>streptozotocin</td><td>Sigma</td><td>85882</td><td></td></tr><tr><td>citric acid monohydrate&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C1909</td><td></td></tr><tr><td>trisodium citrate dihydrate</td><td>Sigma</td><td>W302600</td><td></td></tr><tr><td>glucose meters</td><td>Roche Accu-Check Active</td><td>GC</td><td></td></tr><tr><td>electronic von Frey device</td><td>IITC Life Science</td><td>2390</td><td></td></tr><tr><td>hot plate</td><td>IITC Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biopac MP36 acquisition system</td><td>Biopac Systems, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HIFU transducer</td><td>Sonic Concepts</td><td>H108</td><td></td></tr><tr><td>function generator</td><td>Agilent</td><td>33250A</td><td></td></tr><tr><td>power amplifier</td><td>Electronics &amp;amp; Innovation</td><td>1040L</td><td></td></tr><tr><td>Rats&amp;nbsp;</td><td>Biolasco taiwan</td><td>Sprague-Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Puralube vet ointment</td><td>Dechra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>isoflurane vaporizer</td><td>Parkland Scientific</td><td>V3000PS</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurance</td><td>Attane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Restraint bag (Decapicones)</td><td>Braintree Scientific</td><td>DC 200</td><td></td></tr></tbody></table>

an ultrasonic tool for nerve conduction block in diabetic rat models

Wärmeleitung Nervenblockade mit einer hohen Intensität fokussierten Ultraschall (HIFU) wurde vor kurzem im normalen und diabetischen Tiermodell durchgeführt. HIFU kann reversibel die Leitung der peripheren Nerven blockieren, ohne Beschädigung der Nerven während der Verwendung eines entsprechenden Ultraschall-Parameters. Temporäre und teilweise Block von Aktionspotentialen der Nerven zeigt, dass die HIFU hat das Potenzial, eine nützliche klinische Behandlung zur Schmerzlinderung. Diese Arbeit zeigt die Verfahren für die Unterdrückung der Aktionspotentiale der neuropathischen Nerven in diabetischen Ratten in Vivo eine HIFU-Wandler verwenden. Der erste Schritt ist es, Erwachsene männlichen diabetische neuropathische Ratten durch die Streptozocin (STZ) Injektion zu generieren. Der zweite Schritt ist, die diabetische Neuropathie bei diabetischen Ratten STZ-induzierte durch eine elektronische von Frey-Sonde und einer heißen Platte zu bewerten. Der letzte Schritt ist es, Rekord in Vivo extrazellulären Aktionspotentialen des Nervus HIFU Beschallung ausgesetzt. Die hier gezeigten Methode kann das Studium der analgetische Ultraschallanwendungen profitieren.

Die in-Vivo -Studie zeigte, dass mit einer HIFU-Dosis von 3 s-Beschallung mit einer Intensität von 2.810 W/cm2, die CMAPs wurden um 20 % der Grundlinie unterdrückt, aber sie waren nach 30 min (Abbildung 2A, Diamanten) vollständig erholt und waren fast Konstante in der Frist von 28 Tagen (Abb. 2 b, Diamanten). Für die 5 s-HIFU-Belichtung mit der gleichen Intensität die CMAPs sank auf 65,4 % (9,5 %) der Bas...

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An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Dieses Werk stellt die Methodik der Anwendung hoher Intensität fokussierten Ultraschall um die Aktionspotentiale der diabetischen neuropathischen Nerven zu blockieren.

Ein Ultraschall Werkzeug für die Nervenleitung blockieren in diabetischen Ratten Modelle

Nerve conduction block with a high intensity-focused ultrasound (HIFU) transducer has been performed in normal and diabetic animal models recently. HIFU ...

an-ultrasonic-tool-for-nerve-conduction-block-in-diabetic-rat-models

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.3K Aufrufe.  National Health Research Institutes. Dieses Werk stellt die Methodik der Anwendung hoher Intensität fokussierten Ultraschall um die Aktionspotentiale der diabetischen neuropathischen Nerven zu blockieren.

Serie: An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Rapid Determination of the Thermal Nociceptive Threshold in Diabetic Rats

Painful diabetic neuropathy (PDN) is characterized by hyperalgesia i.e., increased sensitivity to noxious stimulus, and allodynia i.e., hypersensitivity to normally innocuous stimuli1. Hyperalgesia and allodynia have been studied in many different rodent models of diabetes mellitus2. However, as stated by B&ouml;lcskei et al, determination of "pain" in animal models is challenging due to its subjective nature3. Moreover, the traditional methods used to determine behavioral responses to noxious thermal stimuli usually lack reproducibility and pharmacological sensitivity3. For instance, by using the hot-plate method of Ankier4, flinch, withdrawal and/or licking of either hind- and/or fore-paws is quantified as reflex latencies at constant high thermal stimuli (52-55 &deg;C). However, animals that are hyperalgesic to thermal stimulus do not reproducibly show differences in reflex latencies using those supra-threshold temperatures3,5. As the recently described method of B&ouml;lcskei et al.6, the procedures described here allows for the rapid, sensitive and reproducible determination of thermal nociceptive thresholds (TNTs) in mice and rats. The method uses slowly increasing thermal stimulus applied mostly to the skin of mouse/rat plantar surface. The method is particularly sensitive to study anti-nociception during hyperalgesic states such as PDN. The procedures described bellow are based on the ones published in detail by Alm&aacute;si et al 5 and B&ouml;lcskei et al 3. The procedures described here have been approved the Laboratory Animal Care and Use Committee (LACUC), Wright State University.

Here, we describe a rapid reliable and simple procedure to determine the lowest temperature at which rats or mice show nocifensive behavior, i.e. the thermal nociceptive threshold (TNT). This method applies a slowly increasing thermal stimulus allowing precise and reproducible estimation of TNTs with minimum, if any, stress to the animals.

Schnelle Bestimmung der Wärmeleistung und nozizeptiven Grenzwerts bei diabetischen Ratten

Painful diabetic neuropathy (PDN) is characterized by hyperalgesia i.e., increased sensitivity to noxious stimulus, and allodynia i.e., hypersensitivity ...

Forschung

Neurowissenschaften

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

Der Ischiasnerv cuffing Modell von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Medizin

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological techniques, in the understanding of the underlying pathophysiology1. Here we describe a method to perform electrophysiological studies on mouse sciatic nerves in vivo.
The animals are anesthetized with isoflurane in order to ensure analgesia for the tested mice and undisturbed working environment during the measurements that take about 30 min/animal. A constant body temperature of 37 &#176;C is maintained by a heating plate and continuously measured by a rectal thermo probe2. Additionally, an electrocardiogram (ECG) is routinely recorded during the measurements in order to continuously monitor the physiological state of the investigated animals.
Electrophysiological recordings are performed on the sciatic nerve, the largest nerve of the peripheral nervous system (PNS), supplying the mouse hind limb with both motoric and sensory fiber tracts. In our protocol, sciatic nerves remain in situ and therefore do not have to be extracted or exposed, allowing measurements without any adverse nerve irritations along with actual recordings. Using appropriate needle electrodes3 we perform both proximal and distal nerve stimulations, registering the transmitted potentials with sensing electrodes at gastrocnemius muscles. After data processing, reliable and highly consistent values for the nerve conduction velocity (NCV) and the compound motor action potential (CMAP), the key parameters for quantification of gross peripheral nerve functioning, can be achieved.

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Measurements of nerve conduction properties in vivo exemplify a powerful tool to characterize various animal models of neuromuscular diseases. Here, we present an easy and reliable protocol by which electrophysiological analysis on sciatic nerves of anesthetized mice can be performed.

In-vivo-Elektrophysiologische Messungen an Maus Ischiasnerven

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and latency detect chronic axon loss and demyelination, respectively. Axonal excitability techniques &#34;by threshold tracking&#34; expand upon these measures by providing information regarding the activity of ion channels, pumps and exchangers that relate to acute function and may precede degenerative events. As such, the use of axonal excitability in animal models of neurological disorders may provide a useful in vivo measure to assess novel therapeutic interventions. Here we describe an experimental setup for multiple measures of motor axonal excitability techniques in the rat ulnar nerve.
The animals are anesthetized with isoflurane and carefully monitored to ensure constant and adequate depth of anesthesia. Body temperature, respiration rate, heart rate and saturation of oxygen in the blood are continuously monitored. Axonal excitability studies are performed using percutaneous stimulation of the ulnar nerve and recording from the hypothenar muscles of the forelimb paw. With correct electrode placement, a clear compound muscle action potential that increases in amplitude with increasing stimulus intensity is recorded. An automated program is then utilized to deliver a series of electrical pulses which generate 5 specific excitability measures in the following sequence: stimulus response behavior, strength duration time constant, threshold electrotonus, current-threshold relationship and the recovery cycle.
Data presented here indicate that these measures are repeatable and show similarity between left and right ulnar nerves when assessed on the same day. A limitation of these techniques in this setting is the effect of dose and time under anesthesia. Careful monitoring and recording of these variables should be undertaken for consideration at the time of analysis.

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Axonal excitability techniques provide a powerful tool to examine pathophysiology and biophysical changes that precede irreversible degenerative events. This manuscript demonstrates the use of these techniques on the ulnar nerve of anesthetized rats.

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der Ratte ulnaris mit axonalen Erregbarkeit testen

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Einrichtung ein Mausmodell eine reine kleine Faser Neuropathie mit Ultrapotent Agonisten von transienten Rezeptor Potential Vanilloid Typ 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

Verwendung von In Vivo Single-Faser-Aufnahme und intakten DorsalWurzel Ganglion mit angeschlossenem Ischiasnerv, um den Mechanismus des Leitungsversagens zu untersuchen

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...

Modified Spared Nerve Injury Surgery Model of Neuropathic Pain in Mice

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular mechanism of neuropathic pain in mice and rats. Currently, there are two types of SNI model, one to cut and ligate the common peroneal and the tibial nerves with intact sural nerve, which is defined as SNIs in this study, and another to cut and ligate the common peroneal and the sural nerves with intact tibial nerve, which is defined as SNIt in this study. Because the sural nerve is purely sensory whereas the tibial nerve contains both motor and sensory fibers, the SNIt model has much less motor deficit than the SNIs model. In the traditional SNIt mouse model, the common peroneal and the sural nerves are cut and ligated separately. Here a modified SNIt surgery method is described to damage both common peroneal and sural nerves with only one ligation and one cut with a shorter procedure time, which is easier to perform and reduces the potential risk of stretching the sciatic or tibial nerves, and produces similar mechanical hypersensitivity as the traditional SNIt model.

<meta charset="utf8"></head><body>Modifiziertes Modell der Chirurgie der Nervenverletzung bei neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

The modified surgery is a simplified method for mouse or rat spared nerve injury model that requires only one ligation and one cut to injure both common peroneal and sural nerves.

Modifiziertes Modell der Chirurgie der Nervenverletzung bei neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular ...

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. This work describes the preparation of rat sciatic nerves for ex vivo neurophysiology, including buffer preparation, animal procedures, equipment setup and neurophysiological recording. This work provides an overview of the different types of experiments possible with this method. The outlined method aims to provide 6 h of stimulation and recording on extracted peripheral nerve tissue in tightly controlled conditions for optimal consistency in results. Results obtained using this method are A-fibre compound action potentials (CAP) with peak-to-peak amplitudes in the millivolt range over the entire duration of the experiment. CAP amplitudes and shapes are consistent and reliable, making them useful to test and compare new electrodes to existing models, or the effects of interventions on the tissue, such as the use of chemicals, surgical alterations, or neuromodulatory stimulation techniques. Both conventional commercially available cuff electrodes with platinum-iridium contacts and custom-made conductive elastomer electrodes were tested and gave similar results in terms of nerve stimulus strength-duration response.

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

This protocol describes the preparation of rat whole sciatic nerve tissue for ex vivo electrophysiological stimulation and recording in an environmentally-regulated, two-compartment, perfused saline bath.

Vorbereitung des Rattenischiasnervs für die Ex-vivo-Neurophysiologie

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. ...

Open-Source Real-Time Closed-Loop Electrical Threshold Tracking for Translational Pain Research

Nociceptors are a class of primary afferent neurons that signal potentially harmful noxious stimuli. An increase in nociceptor excitability occurs in acute and chronic pain conditions. This produces abnormal ongoing activity or reduced activation thresholds to noxious stimuli. Identifying the cause of this increased excitability is required for the development and validation of mechanism-based treatments. Single-neuron electrical threshold tracking can quantify nociceptor excitability. Therefore, we have developed an application to allow such measurements and demonstrate its use in humans and rodents. APTrack provides real-time data visualization and action potential identification using a temporal raster plot. Algorithms detect action potentials by threshold crossing and monitor their latency after electrical stimulation. The plugin then modulates the electrical stimulation amplitude using an up-down method to estimate the electrical threshold of the nociceptors. The software was built upon the Open Ephys system (V0.54) and coded in C++ using the JUCE framework. It runs on Windows, Linux, and Mac operating systems. The open-source code is available (<a data-saferedirecturl="https://www.google.com/url?q=https://github.com/Microneurography/APTrack&amp;source=gmail&amp;ust=1680789829274000&amp;usg=AOvVaw0nMk9J_EI2jUn8SlmC5JJm" href="https://github.com/Microneurography/APTrack" target="_blank">https://github.com/Microneurography/APTrack</a>). The electrophysiological recordings were taken from nociceptors in both a mouse skin-nerve preparation using the teased fiber method in the saphenous nerve and in healthy human volunteers using microneurography in the superficial peroneal nerve. Nociceptors were classified by their response to thermal and mechanical stimuli, as well as by monitoring the activity-dependent slowing of the conduction velocity. The software facilitated the experiment by simplifying the action potential identification through the temporal raster plot. We demonstrate real-time closed-loop electrical threshold tracking of single-neuron action potentials during&#160;in vivo&#160;human microneurography, for the first time, and during&#160;ex vivo&#160;mouse electrophysiological recordings of C-fibers and A&#948;-fibers. We establish proof of principle by showing that the electrical threshold of a human heat-sensitive C-fiber nociceptor is reduced by heating the receptive field. This plugin enables the electrical threshold tracking of single-neuron action potentials and allows the quantification of changes in nociceptor excitability.

APTrack is a software plugin developed for the Open Ephys platform that enables real-time data visualization and the closed-loop electrical threshold tracking of neuronal action potentials. We have successfully used this in microneurography for human C-fiber nociceptors and mouse C-fiber and A&#948;-fiber nociceptors.

Open-Source-Echtzeit-Closed-Loop-Tracking des elektrischen Schwellenwerts für die translationale Schmerzforschung

Nociceptors are a class of primary afferent neurons that signal potentially harmful noxious stimuli. An increase in nociceptor excitability occurs in ...

Ein Ultraschall Werkzeug für die Nervenleitung blockieren in diabetischen Ratten Modelle

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Schnelle Bestimmung der Wärmeleistung und nozizeptiven Grenzwerts bei diabetischen Ratten

Der Ischiasnerv cuffing Modell von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

In-vivo-Elektrophysiologische Messungen an Maus Ischiasnerven

In Vivo Elektrophysiologische Messungen der Ratte ulnaris mit axonalen Erregbarkeit testen

Einrichtung ein Mausmodell eine reine kleine Faser Neuropathie mit Ultrapotent Agonisten von transienten Rezeptor Potential Vanilloid Typ 1

Verwendung von In Vivo Single-Faser-Aufnahme und intakten DorsalWurzel Ganglion mit angeschlossenem Ischiasnerv, um den Mechanismus des Leitungsversagens zu untersuchen

Modifiziertes Modell der Chirurgie der Nervenverletzung bei neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Modifiziertes Modell der Chirurgie der Nervenverletzung bei neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Vorbereitung des Rattenischiasnervs für die Ex-vivo-Neurophysiologie

Open-Source-Echtzeit-Closed-Loop-Tracking des elektrischen Schwellenwerts für die translationale Schmerzforschung