Lo studio è stato sostenuto dal Ministero della scienza e tecnologia (progetto più 105-2221-E-400-001) e istituti di ricerca salute nazionale (progetto BN-105-PP-10), Taiwan.

the Animal Care istituzionali e Comitato di uso degli istituti nazionali di ricerca salute in Taiwan ha approvato tutti i protocolli animali.
 1. induzione di modello diabetico nel maschio adulto Sprague - Dawley (deviazione standard) ratti <ol><li>rimuovere palline dell'alimento del ratto dalla gabbia per ratti SD maschi veloce (300-350 g) per 6 h prima di induzione di STZ.</li>
	Buffer di <li>preparare il citrato di sodio (0,1 M, pH 4,5).
	<ol><li>Sciogliere 1,05 g acido citrico monoidrato (C 6 H 8 O 7 · H 2 O; mol WT 210.14) in 50 mL di acqua distillata acqua per fare una soluzione di acido citrico 0.1 M.</li>
		<li>Sciogliere 1,47 g citrato trisodico biidrato (C 8 H 5 O 7 Na 3 · 2 H 2 O; mol WT 294,12) in 50 mL di acqua distillata acqua per fare una soluzione di citrato di sodio 0,1 M.</li>
		<li>Soluzione di acido citrico aggiungere 25 mL a 25 mL di soluzione di citrato di sodio. Monitorare il pH del tampone di citrato di sodio (pH 4,5) utilizzando un misuratore di pH. 
		Nota: Il buffer è reso isotonico con aggiunta di un appropriato volume della soluzione di citrato di sodio 0,1 M.</li>
	</ol></li> <li>STZ sciogliere in tampone citrato di sodio 0.1 M per produrre un 50 mg/mL soluzione STZ. 
	Nota: La soluzione STZ è sensibile alla luce, pertanto, coprire la soluzione STZ con carta stagnola e utilizzare entro 15-20 min.</li>
	<li>Disegnare la soluzione STZ di 50 mg/kg in una siringa di insulina o tubercolina 1 mL con ago 26 - 28 gauge. pulite il sito di iniezione con un tampone di etanolo e intraperitonealmente iniettare la soluzione STZ il quadrante inferiore destro dell'addome per evitare di danneggiare organi addominali. </li> <li>Ratti con acqua del 10% di saccarosio di alimentazione come la fonte di acqua solo per 48 h dopo l'iniezione di STZ per prevenire l'ipoglicemia.</li></ol>
 2. conferma di diabete in ratti indotti STZ <ol><li>Monitor la concentrazione di glucosio digiuno del plasma di tutti i ratti iniettati di STZ post 72h con un misuratore di glucosio.
	<ol><li>Veloce di ratti diabetici indotti STZ per 15 h prima di misurare il digiuno sangue livello di glucosio.</li>
		<li>Reprimere i ratti in un sacchetto di contenimento ed esporre le code per la raccolta di sangue durante le misure della glicemia.</li>
		<li>Usare una lancetta di sangue a pungere la punta della coda per ottenere una piccola goccia di sangue. Posizionare la goccia di sangue su una striscia di test del glucosio. Registrare i livelli del glucosio plasmatico a digiuno. 
		Nota: Il misuratore di glucosio rileva e visualizza il livello di glucosio nel sangue in mg/dL. Escludere i ratti con i livelli della glicemia a digiuno inferiore a 150 mg/dL dopo 2 settimane di STZ-induzione.</li>
	</ol></li></ol> 3. Valutazione della neuropatia periferica diabetica in ratti diabetici <ol><li>valutare l'allodinia meccanica con elettronica von Frey.
	<ol><li>Abituare l'indotto STZ ratti diabetici in una gabbia su un pavimento di maglia metallica di diametro 1 cm per 30 min prima di valutare la cerva zampa risposta ritiro.</li>
		<li>Utilizzare una sonda elettronica di von Frey con punta rigida (0,8 mm di diametro) per applicare manualmente la pressione alla superficie plantare della zampa posteriore dei ratti e aumentare gradualmente la pressione fino a una risposta di ritiro della zampa è riscontrabile.</li>
		<li>Registrare la pressione che mostra il sistema e ripetizione la misurazione 5 volte per ratto, con un intervallo di 30 s tra ogni misurazione.</li>
	</ol></li> <li>Valutare l'iperalgesia calore con un piatto caldo.
	<ol><li>Habituate ratti diabetici indotti STZ sulla piastra calda (24 ± 0,5 ° C) per 10 min prima di valutare la risposta al dolore.</li>
		<li>Rimuovere e riposizionare i ratti nella loro gabbie dopo l'assuefazione, riscaldare la piastra riscaldante e mantenere la piastra calda &#39; s temperatura a 55 ± 0,5 ° C.</li>
		<li>Posto il ratto sulla piastra calda riscaldata mentre simultaneamente a partire il timer.</li>
		<li>Quando il ratto esibisce comportamenti distinti, come leccare il posteriore della zampa o anormalmente flicking hind zampa, arresta il timer e registra la latenza di ritiro. 
		Nota: Se un ratto non esprime comportamenti distinti dopo 20 s (20 s Cut-off time), terminare il test della piastra calda e rimuovere il ratto dalla piastra scaldante.</li>
	</ol></li></ol> 4. In Vivo Blocco di conduzione con il trasduttore HIFU del nervo Nota: l'esperimento in vivo inizia settimana 5 dopo l'iniezione di 50 mg/kg STZ.
<ol><li>Eseguire procedure animale prima di bloccare di CMAPs con sonicazione HIFU.
	<ol><li>Sterilizzare gli strumenti chirurgici (bisturi, forbici, pinze e gancio di vetro) in autoclave prima della chirurgia.</li>
		<li>Anestetizzare i ratti con l'iniezione intraperitoneale di tiletamina/zolazepam miscela (40 mg/kg) e xilazina (10 mg/kg) o tramite inalazione dell'1,75% di isoflurane tramite vaporizzatore isoflurano. Posizionare i ratti su un rilievo di riscaldamento per mantenere la temperatura del corpo.</li>
		<li>Posizionare i ratti per la chirurgia in decubito ventrale. Applicare l'unguento dell'occhio. Estendere la gamba del ratto e un pizzico della superficie plantare del piede con le unghie per accertare la profondità dell'anestesia. Se i ratti mostrano le risposte ritiro, applicare ulteriore anestesia.</li>
		<li>Rimuovere i capelli dalla coscia e bassa della schiena dei ratti con una tosatrice elettrica. Applicare iodio liquido con una garza pulita al luogo chirurgico e spostarsi circolarmente la garza l'andata del sito chirurgico. Utilizzare un tampone imbevuto di alcool per pulire lo iodio liquido con lo stesso movimento circolare. Questo esperimento viene eseguito sul sito sinistro e destra chirurgico. Ripetere la procedura presso l'altro sito chirurgico quando eseguire il passaggio successivo della procedura di.</li>
		<li>Utilizzare un forbici chirurgiche sterili o bisturi per fare un'incisione della pelle alla coscia dorsale. Usare le forbici chirurgiche smussate per attentamente separare il tessuto sotto la pelle e proteggere la pelle con pelle ganci. femore può essere visto all'interno dei muscoli.</li>
		<li>Utilizzare le forbici per separare con cura i muscoli paralleli al femore, fino a quando le fibre di nervo sciatico metà coscia che sono incorporate nei muscoli sono visibili. Utilizzare con attenzione un gancio di vetro per separare il nervo sciatico metà coscia dal circostante tessuto connettivo e muscoli.</li>
	</ol></li> <li>Posizionare il nervo sciatico nella zona focale HIFU usando un fixator su ordine del nervo ( Figura 1 e Figura 3). 
	Nota: Il fixator su ordine del nervo è costituito da 3 componenti ( Figura 3). Tutti i componenti sono fatti di trasparente polimetilmetacrilato (PMMA). La filettatura esterna della struttura superiore della componente I è di 2,5 mm di altezza e M10XP0.7 ( Figura 4A). Il pozzo centrale è un 4.0 mm-diametro del foro tramite componente ho. L'apertura inferiore del pozzo è sigillata da un foglio di nastro. Il diametro dello slot è di 1,2 mm e la distanza tra il piano centrale dello slot e la superficie superiore della componente I è 3,1 mm. componente II è costituito da un corpo principale, quattro gambe e la struttura di fondo ( Figura 4B). La filettatura interna della struttura inferiore è 2,5 mm di altezza e M10XP0.7 per adattare la filettatura esterna del componente io. Il diametro del foro centrale è lo stesso come il pozzo centrale del componente io. Le dimensioni del corpo principale sono 32 mm di diametro e spessore 5,4 mm. Quattro gambe sono distribuite simmetricamente. Due gambe corte identiche sono progettate per l'allineamento e due gambe lunghe identiche lavoro per aggancio sul componente III. Il diametro esterno e l'altezza del componente III sono 41 e 9,2 mm. La filettatura interna è M36XP1.0 e il foro passante è 27,5 mm di diametro (< forte classe = "xfig"> Figura 4). Il cono è un cono vuoto con l'apertura superiore di 84 mm di diametro e l'apertura inferiore di 27,5 mm di diametro. L'altezza è di 57,5 mm ( Figura 5A).
	<ol><li>Prima dell'esperimento, immergere il fixator nervo acrilico su misura in soluzione di candeggina per 30-60 min seguita da immersione in acqua sterile.</li>
		<li>Usando un gancio di vetro, sollevare con cura il nervo e metterlo nello slot del componente I.</li>
		<li>Componente vite II al componente I. riempimento centrale Beh del componente, con suoneria &#39; soluzione di s per la conservazione del nervo e propagazione ultrasuoni.</li>
		<li>Vite componente III per il cono di alloggiamento HIFU. Componente di dock per iPod III con componente II attraverso le quattro gambe della componente II. 
		Nota: Il centro geometrico di tre componenti e il trasduttore sono allineati. La distanza tra il nervo e il trasduttore è uguale alla lunghezza focale, che assicura il nervo è all'interno della zona focale di HIFU.</li>
	</ol></li> <li>Inserire una coppia di aghi per agopuntura l'origine del nervo sciatico e l'altra coppia nel muscolo gastrocnemio. Collegare ogni coppia di aghi per il sistema di acquisizione di elettrofisiologia attraverso un cavo elettrico coassiale ( Figura 1). 
	Nota: Su un'estremità del cavo sono due morsetti a coccodrillo per ritagliare due aghi separatamente e sull'altra estremità del cavo è un connettore BNC per il collegamento del sistema. Le coppie di aghi per agopuntura funzionano come stimolanti elettrodi al nervo sciatico e gli elettrodi di registrazione presso il muscolo gastrocnemio.
	<ol><li>Impostare la frequenza di campionamento e la larghezza di banda del sistema di acquisizione di elettrofisiologia a 50 kHz e 70 Hz - 3kHz, rispettivamente. Applicare uno stimolo sovra-maximal con una larghezza di impulso di 0.1 ms per gli elettrodi di stimolazione all'origine del nervo sciatico.</li>
		<li>Registrare CMAPs dagli elettrodi di registrazione e amplificare la CMAPs con l'amplificatore incorporato nel sistema di acquisizione di elettrofisiologia. 
		Nota: Utilizzare l'amplificatore incorporato nel sistema di acquisizione di elettrofisiologia per amplificare i segnali nervosi e registrare CMAPs dagli elettrodi di registrazione con il sistema di acquisizione di elettrofisiologia.</li>
	</ol></li> <li>Utilizzare un trasduttore HIFU 2,68 MHz commerciale per sopprimere il CMAPs in ratti diabetici neuropatici. 
	Nota: Le specifiche del trasduttore sono descritti come segue: una ciotola di singolo elemento sferica con apertura diametro di 6 cm e lunghezza focale di 5 cm e una zona focale dell'elissoide di 4 mm in profondità e 0,8 mm di larghezza in campo libero.
	<ol><li>Immergere il cono sferico, il trasduttore HIFU e il cono copertura nel serbatoio riempito d'acqua degassato. Mettere il trasduttore HIFU nel cono sferico e fissare il coperchio del cono all'apertura superiore del cono sferico da 6 viti a testa ( figura 5B). Dopo che bolle nel cono sferica sono espulso naturalmente grazie alla bassa densità di rispetto con l'acqua bolle, sigillare l'apertura front-end del cono di un nastro trasparente 0,03 mm di spessore. Componente di vite III sul cono sferico.</li>
		<li>Estrarre il trasduttore HIFU con il cono di forma sferica e componente III dal serbatoio dell'acqua degassato. 
		Nota: L'acqua di osmosi inversa utilizzata nello studio è l'acqua purificata dal processo di osmosi inversa. L'acqua di osmosi inversa è bollito per espellere il gas. Dopo il raffreddamento, l'acqua degassato viene ottenuta in un singolo serbatoio sigillato.</li>
	</ol></li> <li>Messo componente ho nello spazio tra il nervo e il muscolo con attenzione e posizionare il nervo del divario di passaggi dei. eseguire componente 4.2.3 e 4.2.4 per garantire che il nervo è all'interno della zona focale l'HIFU ( Figura 3A < / forte >).</li>
	<li>Collegare un generatore di funzione e un amplificatore di potenza di radiofrequenza. Collegare l'amplificatore al trasduttore HIFU per la generazione del fascio HIFU. Impostare manualmente la tensione di uscita del generatore di funzione per il trasduttore HIFU tramite l'amplificatore di potenza. Disattivare manualmente il generatore di funzione una volta che il tempo di esposizione di HIFU è scaduto. Osservare ora utilizzando un timer. 
	Nota: L'intensità e l'energia del fascio HIFU utilizzato in questo studio sono 2.810 W/cm 2 e 84 J/mm 2, rispettivamente.</li>
	<li>Inviare simultaneamente, lo stimolo attraverso il sistema di acquisizione di elettrofisiologia (punto 4.3) e trave HIFU tramite sistema HIFU (punto 4.6) al nervo sciatico durante la registrazione il CMAPs. Aumentare gradualmente l'esposizione HIFU sul nervo sciatico da 3 s, 5 s per 8 s fino a quando si osserva la diminuzione o l'inibizione dell'ampiezza di CMAPs.
	Fascio <ol><li>record CMAPs una volta al secondo durante il parto la HIFU. Dopo aver osservato il cambiamento nell'ampiezza di CMAPs, spegnere il sistema HIFU e manualmente, fare clic sull'icona di registrazione del software di acquisizione di elettrofisiologia a record CMAPs ogni 2 min con i primi 10 min, ogni 5 min in consecutivi 30 min e ogni 10 min nella ultima fase il tempo di registrazione fino a 2 h.</li>
	</ol></li> <li>Componente separato II e III del fissatore del nervo ( Figura 3) per rimuovere il trasduttore HIFU dal sito di incisione. Io per rilasciare il nervo sciatico protetto e componente separato II. Sutura del sito chirurgico del ratto diabetico di suture catgut cromico 4-0 dopo aver registrato il CMAPs. Applicare liquido iodio al sito chirurgico per prevenire l'infezione.
	<ol><li>Collocare le gabbie sul tappetino di riscaldamento e consentire i ratti recuperare nelle loro gabbie prima di restituirli all'alloggio degli animali. Fornire i ratti con ibuprofene in acqua potabile per 3 giorni o l'iniezione intraperitoneale di buprenorfina (0,05 - 0,1 mg/kg).</li>
	</ol></li> <li>Inserire elettrodi stimolanti e registrazioni nell'origine del nervo sciatico e i muscoli gastrocnemio di ratti anestetizzati in neuropatici diabetici come descritto ai punti 4.1.2 e 4.3 nei giorni 7, 14 e 28 dopo la sonicazione HIFU iniziale. Ripetere i passaggi da 4.3.1 a 4.3.2.
	<ol><li>Collocare le gabbie sul tappetino di riscaldamento e consentire i ratti recuperare nelle loro gabbie prima di spostare le gabbie all'alloggio degli animali.</li>
	</ol></li> <li>Euthanize i ratti dopo l'esperimento. Posto il ratto in una camera di anidride carbonica. Attendere circa 5 minuti per i ratti a smettere di respirare. Assicurarsi che il cuore ha smesso di battere.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Abuaisha, B. B., Costanzi, J. B., Boulton, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acupuncture+for+the+treatment+of+chronic+painful+peripheral+diabetic+neuropathy:+A+long-term+study.">Acupuncture for the treatment of chronic painful peripheral diabetic neuropathy: A long-term study.</a> Diabetes Res Clin Pract. 39 (2), 115-121 (1998).</li><li>Hamza, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+electrical+nerve+stimulation:+A+novel+analgesic+therapy+for+diabetic+neuropathic+pain.">Percutaneous electrical nerve stimulation: A novel analgesic therapy for diabetic neuropathic pain.</a> Diabetes Care. 23 (3), 365-370 (2000).</li><li>Ballantine, H. T., Bell, E., Manlapaz, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress+and+problems+in+the+neurologic+applications+of+focused+ultrasound.">Progress and problems in the neurologic applications of focused ultrasound.</a> J Neurosurg. 17, 858-876 (1960).</li><li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Image-guided+high-intensity+focused+ultrasound+for+conduction+block+of+peripheral+nerves.">Image-guided high-intensity focused ultrasound for conduction block of peripheral nerves.</a> Ann Biomed Eng. 35 (1), 109-119 (2007).</li><li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-intensity+focused+ultrasound+attenuates+neural+responses+of+sciatic+nerves+isolated+from+normal+or+neuropathic+rats.">High-intensity focused ultrasound attenuates neural responses of sciatic nerves isolated from normal or neuropathic rats.</a> Ultrasound Med Biol. 41 (1), 132-142 (2015).</li><li>Young, R. R., Henneman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversible+block+of+nerve+conduction+by+ultrasound.">Reversible block of nerve conduction by ultrasound.</a> Arch Neurol. 4, 83-89 (1961).</li><li>Lele, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+focused+ultrasonic+radiation+on+peripheral+nerve,+with+observations+on+local+heating.">Effects of focused ultrasonic radiation on peripheral nerve, with observations on local heating.</a> Exp Neurol. 8 (1), 47-83 (1963).</li><li>Hong, C. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversible+nerve+conduction+block+in+patients+with+poly-+neuropathy+after+ultrasound+thermotherapy+at+therapeutic+dosage.">Reversible nerve conduction block in patients with poly- neuropathy after ultrasound thermotherapy at therapeutic dosage.</a> Arch Phys Med Rehabil. 72 (2), 132-137 (1991).</li><li>Okada, A., Morita, Y., Fukunishi, H., Takeichi, K., Murakami, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-invasive+magnetic+resonance-guided+focused+ultrasound+treatment+of+uterine+fibroids+in+a+large+Japanese+population:+impact+of+the+learning+curve+on+patient+outcome.">Non-invasive magnetic resonance-guided focused ultrasound treatment of uterine fibroids in a large Japanese population: impact of the learning curve on patient outcome.</a> Ultrasound Obstet Gynecol. 34 (5), 579-583 (2009).</li><li>Huisman, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=International+consensus+on+use+of+focused+ultrasound+for+painful+bone+metastases:+current+status+and+future+directions.">International consensus on use of focused ultrasound for painful bone metastases: current status and future directions.</a> Int J Hyperthermia. 31 (3), 251-259 (2015).</li><li>Dickinson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medium-term+Outcomes+after+Whole-gland+High-intensity+Focused+Ultrasound+for+the+Treatment+of+Nonmetastatic+Prostate+Cancer+from+a+Multicentre+Registry+Cohort.">Medium-term Outcomes after Whole-gland High-intensity Focused Ultrasound for the Treatment of Nonmetastatic Prostate Cancer from a Multicentre Registry Cohort.</a> Eur Urol. 70 (4), 668-674 (2016).</li><li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+high-intensity+focused+ultrasound+on+nerve+conduction.">Effects of high-intensity focused ultrasound on nerve conduction.</a> Muscle Nerve. 37 (2), 241-250 (2008).</li><li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+conduction+block+in+diabetic+rats+using+high-intensity+focused+ultrasound+for+analgesic+applications.">Nerve conduction block in diabetic rats using high-intensity focused ultrasound for analgesic applications.</a> Br J Anaesth. 114 (5), 840-846 (2015).</li><li>Donoff, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+regeneration:+basic+and+applied+aspects.">Nerve regeneration: basic and applied aspects.</a> Crit Rev Oral Biol Med. 6 (1), 18-24 (1995).</li><li>Fawcett, J. W., Keynes, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+nerve+regeneration.">Peripheral nerve regeneration.</a> Annu Rev Neurosci. 13, 43-60 (1990).</li><li>Nightingale, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neuropathic+pain+market.">The neuropathic pain market.</a> Nat Rev Drug Discov. 11 (2), 101-102 (2012).</li><li>Lipton, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-pulse+transcranial+magnetic+stimulation+for+acute+treatment+of+migraine+with+aura:+a+randomised,+double-blind,+parallel-group,+sham-controlled+trial.">Single-pulse transcranial magnetic stimulation for acute treatment of migraine with aura: a randomised, double-blind, parallel-group, sham-controlled trial.</a> Lancet Neurol. 9 (4), 373-380 (2010).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Parziale e temporanea soppressione di action potentials dei nervi neuropatici da ratti diabetici in vivo e la presenza immediata dell'effetto di blocco dopo il trattamento HIFU, che entrambi sono stati osservati. Lo studio di follow-up 28 giorni su CMAPs ha dimostrato che un blocco sicuro della conduzione del nervo potrebbe essere effettuato a un'appropriata esposizione HIFU. Di conseguenza, il protocollo di cui sopra del trattamento HIFU può fornire una soluzione alternativa per il blocchetto di conduzione rev...

Farmaci per via orale,1di agopuntura e di stimolazione nervosa elettrica2 sono stati utilizzati per il trattamento della polineuropatia diabetica dolorosa. Tuttavia, gli effetti collaterali dei farmaci orali, operazione invasiva di agopuntura e stimolazione elettrica del nervo ostacolare l'efficacia terapeutica e l'aderenza del paziente. Blocco di ecografia dei nervi periferici in modelli animali è stato studiato per decenni3,4,5. La conduzione di in vitro dei nervi sciatico della grande rana verde è stata inibita reversibilmente dopo il trattamento di 10-20 impulsi di esposizione di ultrasuono per 0,4 - 1,0 s6. Un fattore di bloccare la conduzione del nervo è l'aumento di temperatura indotta da ultrasuoni7. Per i pazienti con polineuropatia, la soppressione dei potenziali d'azione muscolare composto (CMAPs) è stata eseguita nel nervo peroneo esposto a ultrasuoni a bassa intensità per 2 min8. Il tempo di recupero completo è stato entro 5 min.
Recentemente, la Food and Drug Administration degli Stati Uniti ha approvato HIFU come un trattamento non invasivo per fibromi uterini9, palliations di dolore di osso metastasi10e11di carcinoma della prostata. Un trasduttore HIFU emette fasci acustici all'esterno del corpo, e le travi trasmettono in vari mezzi di tessuto e convergono sul tumore bersaglio al fuoco. La zona focale è formata immediatamente per generare effetti localizzati sui tumori di destinazione senza danneggiare i tessuti circostanti. HIFU è stato applicato anche per inibire la conduzione del nervo o causare denervazione del nervo in esperimenti in vivo di normale di ratti Sprague-Dawley (deviazione standard)12. Inoltre, gli effetti a breve e a lungo termine di HIFU sui nervi neuropatici sono state indagate13. I risultati precedenti hanno dimostrato che il blocco reversibile o permanente della conduzione del nervo sensoriale potrebbe essere realizzato da HIFU con i parametri appropriati. Oltre alle applicazioni analgesiche, HIFU potrebbe essere utilizzato come strumento per indagare il contributo relativo delle componenti periferici e centrali al blocco di conduzione del nervo per ricerca di base di neurologia e sviluppo del farmaco di dolore. Di conseguenza, è necessaria una piattaforma tecnologica di blocco HIFU specifica per i nervi periferici in modelli animali. Lo scopo di questo articolo è quello di illustrare le procedure per parzialmente o completamente bloccando i potenziali di azione dei nervi periferici in ratti diabetici neuropatici di HIFU. Modelli di ratto diabetico e valutazione dei sintomi neuropatici periferici sono stati stabiliti. Una piattaforma HIFU e processi sperimentali specifici per il trattamento dei nervi sciatico di ratto sono presentati.

<table><tbody><tr><td>streptozotocin</td><td>Sigma</td><td>85882</td><td></td></tr><tr><td>citric acid monohydrate&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C1909</td><td></td></tr><tr><td>trisodium citrate dihydrate</td><td>Sigma</td><td>W302600</td><td></td></tr><tr><td>glucose meters</td><td>Roche Accu-Check Active</td><td>GC</td><td></td></tr><tr><td>electronic von Frey device</td><td>IITC Life Science</td><td>2390</td><td></td></tr><tr><td>hot plate</td><td>IITC Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biopac MP36 acquisition system</td><td>Biopac Systems, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HIFU transducer</td><td>Sonic Concepts</td><td>H108</td><td></td></tr><tr><td>function generator</td><td>Agilent</td><td>33250A</td><td></td></tr><tr><td>power amplifier</td><td>Electronics &amp;amp; Innovation</td><td>1040L</td><td></td></tr><tr><td>Rats&amp;nbsp;</td><td>Biolasco taiwan</td><td>Sprague-Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Puralube vet ointment</td><td>Dechra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>isoflurane vaporizer</td><td>Parkland Scientific</td><td>V3000PS</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurance</td><td>Attane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Restraint bag (Decapicones)</td><td>Braintree Scientific</td><td>DC 200</td><td></td></tr></tbody></table>

an ultrasonic tool for nerve conduction block in diabetic rat models

Blocchetto di conduzione del nervo con un trasduttore di ultrasuoni ad alta intensità-focalizzati (HIFU) è stata eseguita recentemente in modelli animali normali e diabetici. HIFU è in grado di bloccare reversibilmente la conduzione dei nervi periferici senza danneggiare i nervi durante l'utilizzo di un parametro appropriato ad ultrasuoni. Blocco temporaneo e parziale dei potenziali d'azione dei nervi dimostra che HIFU ha il potenziale per essere un trattamento clinico utile per alleviare il dolore. Questo lavoro dimostra le procedure per sopprimere i potenziali di azione dei nervi neuropatici in ratti diabetici in vivo usando un trasduttore HIFU. Il primo passo è quello di generare ratti neuropatici diabetici maschio adulto di iniezione di streptozotocin (STZ). Il secondo passo è quello di valutare la neuropatia periferica diabetica in ratti diabetici indotti STZ da una sonda elettronica di von Frey e un piatto caldo. Il passo finale è quello di registrare in vivo extracellulare potenziali di azione del nervo esposto a sonicazione HIFU. Il metodo mostrato qui può trarre giovamento lo studio di applicazioni analgesico ad ultrasuoni.

Lo Studio in vivo ha dimostrato che, con una dose HIFU di 3 sonicazione di s ad un'intensità di 2.810 W/cm2, la CMAPs sono stati soppressi dal 20% del valore basale, ma essi sono stati completamente recuperati dopo 30 min (Figura 2A, diamanti) e sono stati quasi costante nel periodo di 28 giorni (Figura 2B, diamanti). Per l'esposizione HIFU s 5 presso la stessa intensità, il CMAPs è diminuito a 65,4% (9,5%)...

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An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Questo lavoro presenta la metodologia di applicazione di ultrasuoni ad alto intensità-focalizzati per bloccare i potenziali di azione dei nervi neuropatici diabetici.

Blocco di uno strumento ad ultrasuoni per la conduzione del nervo in modelli di ratto diabetico

Nerve conduction block with a high intensity-focused ultrasound (HIFU) transducer has been performed in normal and diabetic animal models recently. HIFU ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.3K Views.  National Health Research Institutes. Questo lavoro presenta la metodologia di applicazione di ultrasuoni ad alto intensità-focalizzati per bloccare i potenziali di azione dei nervi neuropatici diabetici.

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Rapid Determination of the Thermal Nociceptive Threshold in Diabetic Rats

Painful diabetic neuropathy (PDN) is characterized by hyperalgesia i.e., increased sensitivity to noxious stimulus, and allodynia i.e., hypersensitivity to normally innocuous stimuli1. Hyperalgesia and allodynia have been studied in many different rodent models of diabetes mellitus2. However, as stated by B&ouml;lcskei et al, determination of "pain" in animal models is challenging due to its subjective nature3. Moreover, the traditional methods used to determine behavioral responses to noxious thermal stimuli usually lack reproducibility and pharmacological sensitivity3. For instance, by using the hot-plate method of Ankier4, flinch, withdrawal and/or licking of either hind- and/or fore-paws is quantified as reflex latencies at constant high thermal stimuli (52-55 &deg;C). However, animals that are hyperalgesic to thermal stimulus do not reproducibly show differences in reflex latencies using those supra-threshold temperatures3,5. As the recently described method of B&ouml;lcskei et al.6, the procedures described here allows for the rapid, sensitive and reproducible determination of thermal nociceptive thresholds (TNTs) in mice and rats. The method uses slowly increasing thermal stimulus applied mostly to the skin of mouse/rat plantar surface. The method is particularly sensitive to study anti-nociception during hyperalgesic states such as PDN. The procedures described bellow are based on the ones published in detail by Alm&aacute;si et al 5 and B&ouml;lcskei et al 3. The procedures described here have been approved the Laboratory Animal Care and Use Committee (LACUC), Wright State University.

Here, we describe a rapid reliable and simple procedure to determine the lowest temperature at which rats or mice show nocifensive behavior, i.e. the thermal nociceptive threshold (TNT). This method applies a slowly increasing thermal stimulus allowing precise and reproducible estimation of TNTs with minimum, if any, stress to the animals.

Rapida determinazione della soglia termica nocicettivo in ratti diabetici

Painful diabetic neuropathy (PDN) is characterized by hyperalgesia i.e., increased sensitivity to noxious stimulus, and allodynia i.e., hypersensitivity ...

Ricerca

Neuroscienze

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

Il nervo sciatico ammanettare modello di dolore neuropatico nei topi

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Medicina

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological techniques, in the understanding of the underlying pathophysiology1. Here we describe a method to perform electrophysiological studies on mouse sciatic nerves in vivo.
The animals are anesthetized with isoflurane in order to ensure analgesia for the tested mice and undisturbed working environment during the measurements that take about 30 min/animal. A constant body temperature of 37 &#176;C is maintained by a heating plate and continuously measured by a rectal thermo probe2. Additionally, an electrocardiogram (ECG) is routinely recorded during the measurements in order to continuously monitor the physiological state of the investigated animals.
Electrophysiological recordings are performed on the sciatic nerve, the largest nerve of the peripheral nervous system (PNS), supplying the mouse hind limb with both motoric and sensory fiber tracts. In our protocol, sciatic nerves remain in situ and therefore do not have to be extracted or exposed, allowing measurements without any adverse nerve irritations along with actual recordings. Using appropriate needle electrodes3 we perform both proximal and distal nerve stimulations, registering the transmitted potentials with sensing electrodes at gastrocnemius muscles. After data processing, reliable and highly consistent values for the nerve conduction velocity (NCV) and the compound motor action potential (CMAP), the key parameters for quantification of gross peripheral nerve functioning, can be achieved.

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Measurements of nerve conduction properties in vivo exemplify a powerful tool to characterize various animal models of neuromuscular diseases. Here, we present an easy and reliable protocol by which electrophysiological analysis on sciatic nerves of anesthetized mice can be performed.

In Misure Vivo elettrofisiologici sui nervi mouse sciatico

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and latency detect chronic axon loss and demyelination, respectively. Axonal excitability techniques &#34;by threshold tracking&#34; expand upon these measures by providing information regarding the activity of ion channels, pumps and exchangers that relate to acute function and may precede degenerative events. As such, the use of axonal excitability in animal models of neurological disorders may provide a useful in vivo measure to assess novel therapeutic interventions. Here we describe an experimental setup for multiple measures of motor axonal excitability techniques in the rat ulnar nerve.
The animals are anesthetized with isoflurane and carefully monitored to ensure constant and adequate depth of anesthesia. Body temperature, respiration rate, heart rate and saturation of oxygen in the blood are continuously monitored. Axonal excitability studies are performed using percutaneous stimulation of the ulnar nerve and recording from the hypothenar muscles of the forelimb paw. With correct electrode placement, a clear compound muscle action potential that increases in amplitude with increasing stimulus intensity is recorded. An automated program is then utilized to deliver a series of electrical pulses which generate 5 specific excitability measures in the following sequence: stimulus response behavior, strength duration time constant, threshold electrotonus, current-threshold relationship and the recovery cycle.
Data presented here indicate that these measures are repeatable and show similarity between left and right ulnar nerves when assessed on the same day. A limitation of these techniques in this setting is the effect of dose and time under anesthesia. Careful monitoring and recording of these variables should be undertaken for consideration at the time of analysis.

In Vivo Electrophysiological Measurement of the Rat Ulnar Nerve with Axonal Excitability Testing

Axonal excitability techniques provide a powerful tool to examine pathophysiology and biophysical changes that precede irreversible degenerative events. This manuscript demonstrates the use of these techniques on the ulnar nerve of anesthetized rats.

In Vivo Misurazione elettrofisiologica del nervo ulnare del ratto con test di eccitabilità assonale

Electrophysiology enables the objective assessment of peripheral nerve function in vivo. Traditional nerve conduction measures such as amplitude and ...

Establishing a Mouse Model of a Pure Small Fiber Neuropathy with the Ultrapotent Agonist of Transient Receptor Potential Vanilloid Type 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to degeneration and injury of small-diameter sensory neurons, referred to as small fiber neuropathy. Present animal models of small fiber neuropathy affect both large- and small-diameter sensory fibers and thus create a neuropathology too complex to properly assess the effects of injured small-diameter sensory fibers. Therefore, it is necessary to develop an experimental model of pure small fiber neuropathy to adequately examine these issues. This protocol describes an experimental model of small fiber neuropathy specifically affecting small-diameter sensory nerves with resiniferatoxin (RTX), an ultrapotent agonist of transient receptor potential vanilloid type 1 (TRPV1), through a single dose of intraperitoneal injection, referred to as RTX neuropathy. This RTX neuropathy showed pathological manifestations and behavioral abnormalities that mimic the clinical characteristics of patients with small fiber neuropathy, including intraepidermal nerve fiber (IENF) degeneration, specifically injury in small-diameter neurons, and induction of thermal hypoalgesia and mechanical allodynia. This protocol tested three doses of RTX (200, 50, and 10 &#181;g/kg, respectively) and concluded that a critical dose of RTX (50 &#181;g/kg) is required for the development of typical small fiber neuropathy manifestations, and prepared a modified immunostaining procedure to investigate IENF degeneration and neuronal soma injury. The modified procedure is fast, systematic, and economic. Behavioral evaluation of neuropathic pain is critical to reveal the function of small-diameter sensory nerves. The evaluation of mechanical thresholds in experimental rodents is particularly challenging and this protocol describes a customized metal mesh that is suitable for this type of assessment in rodents. In summary, RTX neuropathy is a new and easily established experimental model to evaluate the molecular significance and intervention underlying neuropathic pain for the development of therapeutic agents.

This study establishes an experimental model of pure small fiber neuropathy with resiniferatoxin (RTX). A unique dose of RTX (50 &#181;g/kg) is optimal for developing a small fiber neuropathy model that mimics patient characteristics and could help investigate the nociceptive molecular significance underlying neuropathic pain.

Che istituisce un modello murino di una neuropatia pura piccola fibra con l'agonista Ultrapotent di Transient Receptor potenziali vanilloidi tipo 1

Patients with diabetes mellitus (DM) or those experiencing the neurotoxic effects of chemotherapeutic agents may develop sensation disorders due to ...

Use of In Vivo Single-fiber Recording and Intact Dorsal Root Ganglion with Attached Sciatic Nerve to Examine the Mechanism of Conduction Failure

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for nerve fibers in the central and peripheral nervous systems. This method is particularly applicable to dorsal root ganglia (DRG), which are primary sensory neurons that exhibit a pseudo-unipolar structure of nervous processes. The patterns and features of the action potentials passed along axons are recordable in these neurons. The present study uses in vivo single-fiber recordings to observe the conduction failure of sciatic nerves in complete Freund&#8217;s adjuvant (CFA)-treated rats. As the underlying mechanism cannot be studied using in vivo single-fiber recordings, patch-clamp-recordings of DRG neurons are performed on preparations of intact DRG with the attached sciatic nerve. These recordings reveal a positive correlation between conduction failure and the rising slope of the after-hyperpolarization potential (AHP) of DRG neurons in CFA-treated animals. The protocol for in vivo single fiber-recordings allows the classification of nerve fibers via the measurement of conduction velocity and monitoring of abnormal conditions in nerve fibers in certain diseases. Intact DRG with attached peripheral nerve allows observation of the activity of DRG neurons in most physiological conditions. Conclusively, single-fiber recording combined with electrophysiological recording of intact DRGs is an effective method to examine the role of conduction failure during the analgesic process.

Single-fiber recording is an effective electrophysiological technique that is applicable to the central and peripheral nervous systems. Along with the preparation of intact DRG with the attached sciatic nerve, the mechanism of conduction failure is examined. Both protocols improve the understanding of the peripheral nervous system&#39;s relationship with pain.

Uso della registrazione in fibra singola in vivo e della radice dorsale intatta Ganglion con il nervo Sciatico attaccato per esaminare il meccanismo del fallimento della conduzione

Single-fiber recording has been a classical and effective electrophysiological technique over the last few decades because of its specific application for ...

Modified Spared Nerve Injury Surgery Model of Neuropathic Pain in Mice

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular mechanism of neuropathic pain in mice and rats. Currently, there are two types of SNI model, one to cut and ligate the common peroneal and the tibial nerves with intact sural nerve, which is defined as SNIs in this study, and another to cut and ligate the common peroneal and the sural nerves with intact tibial nerve, which is defined as SNIt in this study. Because the sural nerve is purely sensory whereas the tibial nerve contains both motor and sensory fibers, the SNIt model has much less motor deficit than the SNIs model. In the traditional SNIt mouse model, the common peroneal and the sural nerves are cut and ligated separately. Here a modified SNIt surgery method is described to damage both common peroneal and sural nerves with only one ligation and one cut with a shorter procedure time, which is easier to perform and reduces the potential risk of stretching the sciatic or tibial nerves, and produces similar mechanical hypersensitivity as the traditional SNIt model.

<meta charset="utf8"></head><body>Modello modificato di chirurgia delle lesioni nervose risparmiate del dolore neuropatico nei topi

The modified surgery is a simplified method for mouse or rat spared nerve injury model that requires only one ligation and one cut to injure both common peroneal and sural nerves.

Modello modificato di chirurgia delle lesioni nervose risparmiate del dolore neuropatico nei topi

Spared nerve injury (SNI) is an animal model that mimics the cardinal symptoms of peripheral nerve injury for studying the molecular and cellular ...

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. This work describes the preparation of rat sciatic nerves for ex vivo neurophysiology, including buffer preparation, animal procedures, equipment setup and neurophysiological recording. This work provides an overview of the different types of experiments possible with this method. The outlined method aims to provide 6 h of stimulation and recording on extracted peripheral nerve tissue in tightly controlled conditions for optimal consistency in results. Results obtained using this method are A-fibre compound action potentials (CAP) with peak-to-peak amplitudes in the millivolt range over the entire duration of the experiment. CAP amplitudes and shapes are consistent and reliable, making them useful to test and compare new electrodes to existing models, or the effects of interventions on the tissue, such as the use of chemicals, surgical alterations, or neuromodulatory stimulation techniques. Both conventional commercially available cuff electrodes with platinum-iridium contacts and custom-made conductive elastomer electrodes were tested and gave similar results in terms of nerve stimulus strength-duration response.

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

This protocol describes the preparation of rat whole sciatic nerve tissue for ex vivo electrophysiological stimulation and recording in an environmentally-regulated, two-compartment, perfused saline bath.

Preparazione del nervo sciatico di ratto per la neurofisiologia Ex Vivo

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. ...

Open-Source Real-Time Closed-Loop Electrical Threshold Tracking for Translational Pain Research

Nociceptors are a class of primary afferent neurons that signal potentially harmful noxious stimuli. An increase in nociceptor excitability occurs in acute and chronic pain conditions. This produces abnormal ongoing activity or reduced activation thresholds to noxious stimuli. Identifying the cause of this increased excitability is required for the development and validation of mechanism-based treatments. Single-neuron electrical threshold tracking can quantify nociceptor excitability. Therefore, we have developed an application to allow such measurements and demonstrate its use in humans and rodents. APTrack provides real-time data visualization and action potential identification using a temporal raster plot. Algorithms detect action potentials by threshold crossing and monitor their latency after electrical stimulation. The plugin then modulates the electrical stimulation amplitude using an up-down method to estimate the electrical threshold of the nociceptors. The software was built upon the Open Ephys system (V0.54) and coded in C++ using the JUCE framework. It runs on Windows, Linux, and Mac operating systems. The open-source code is available (<a data-saferedirecturl="https://www.google.com/url?q=https://github.com/Microneurography/APTrack&amp;source=gmail&amp;ust=1680789829274000&amp;usg=AOvVaw0nMk9J_EI2jUn8SlmC5JJm" href="https://github.com/Microneurography/APTrack" target="_blank">https://github.com/Microneurography/APTrack</a>). The electrophysiological recordings were taken from nociceptors in both a mouse skin-nerve preparation using the teased fiber method in the saphenous nerve and in healthy human volunteers using microneurography in the superficial peroneal nerve. Nociceptors were classified by their response to thermal and mechanical stimuli, as well as by monitoring the activity-dependent slowing of the conduction velocity. The software facilitated the experiment by simplifying the action potential identification through the temporal raster plot. We demonstrate real-time closed-loop electrical threshold tracking of single-neuron action potentials during&#160;in vivo&#160;human microneurography, for the first time, and during&#160;ex vivo&#160;mouse electrophysiological recordings of C-fibers and A&#948;-fibers. We establish proof of principle by showing that the electrical threshold of a human heat-sensitive C-fiber nociceptor is reduced by heating the receptive field. This plugin enables the electrical threshold tracking of single-neuron action potentials and allows the quantification of changes in nociceptor excitability.

APTrack is a software plugin developed for the Open Ephys platform that enables real-time data visualization and the closed-loop electrical threshold tracking of neuronal action potentials. We have successfully used this in microneurography for human C-fiber nociceptors and mouse C-fiber and A&#948;-fiber nociceptors.

Monitoraggio della soglia elettrica a circuito chiuso in tempo reale open source per la ricerca traslazionale del dolore

Nociceptors are a class of primary afferent neurons that signal potentially harmful noxious stimuli. An increase in nociceptor excitability occurs in ...

Blocco di uno strumento ad ultrasuoni per la conduzione del nervo in modelli di ratto diabetico

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Rapida determinazione della soglia termica nocicettivo in ratti diabetici

Il nervo sciatico ammanettare modello di dolore neuropatico nei topi

In Misure Vivo elettrofisiologici sui nervi mouse sciatico

In Vivo Misurazione elettrofisiologica del nervo ulnare del ratto con test di eccitabilità assonale

Che istituisce un modello murino di una neuropatia pura piccola fibra con l'agonista Ultrapotent di Transient Receptor potenziali vanilloidi tipo 1

Uso della registrazione in fibra singola in vivo e della radice dorsale intatta Ganglion con il nervo Sciatico attaccato per esaminare il meccanismo del fallimento della conduzione

Modello modificato di chirurgia delle lesioni nervose risparmiate del dolore neuropatico nei topi

Modello modificato di chirurgia delle lesioni nervose risparmiate del dolore neuropatico nei topi

Preparazione del nervo sciatico di ratto per la neurofisiologia Ex Vivo

Monitoraggio della soglia elettrica a circuito chiuso in tempo reale open source per la ricerca traslazionale del dolore