Name: maintaining aedes aegypti mosquitoes infected with wolbachia
Uploaded: 2017-08-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
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Wir erkennen Heng Lin Yeap, Chris Paton, Petrina Johnson und Clare Doig für ihre Beiträge zur Entwicklung unserer Kolonie Wartung Methoden und drei anonymen Gutachtern für ihre Vorschläge, die dazu beigetragen, um das Manuskript zu verbessern. Unsere Forschung stützt sich auf ein Programm Grant und Kameradschaft, AAH von den National Health und Medical Research Council und eine Übersetzung vom Wellcome Trust zu gewähren. PAR ist ein Empfänger von einem australischen Regierung Training Programm Forschungsstipendium.

Blut Fütterung der Moskitos am Menschen wurde von der University of Melbourne menschliche Ethik-Kommission genehmigt (Genehmigung Nr.: 0723847). Alle Freiwilligen zur Verfügung gestellt Einwilligung schriftliche.
1. Larvenstadium Aufzucht
Hinweis: Die Mücken sind in 26 ± 0,5 ° C und 50-70 % Relative Luftfeuchtigkeit, mit einem 12:12 h (Licht: dunkel) Photoperiode für diese Kolonie Wartungsprotokoll statt. Diese Bedingungen sind ähnlich wie die durchschnittlichen klimatischen Bedingungen in Cairns, Australien und im optimalen thermischen Bereich für Ae. Aegypti überleben und Entwicklung44,45,46. Hohe Temperaturen sollte können zum Verlust von Wolbachia Infektionen von Moskito Kolonien führen und vermieden werden47. Wir halten mindestens 500 Personen pro Einwohner um Inzucht zu minimieren; Aufrechterhaltung der Kolonien von einer kleineren Größe kann Fitness folgen [Ross Et Al. unveröffentlicht] haben. Unter diesen Bedingungen und unter der Annahme angemessener Ernährung beträgt die durchschnittliche Generationszeit 28 Tage (siehe Tabelle 1).
<ol><li>Tauchen Sie die Eiern auf Substrat in Schalen (Abbildung 1A) mit 3 L Wasser (Umkehr-Osmose-Wasser oder im Alter von Leitungswasser, erzeugt indem man Leitungswasser in Trays für 24 Stunden vor Gebrauch), ~ 300 mg von Fischfutter (man zerdrückt tablet, siehe Tabelle der Materialien) und eine einige Körner von Trockenhefe, Schlupf48zu induzieren.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Tag nach dem Schlupf, eine Glaspipette um ca. 500 Larven auf Tabletts mit 4 L Wasser (Abbildung 1 b) übertragen, rechnen mit einem Clicker-Zähler. Jedes Fach zwei zerkleinerten Fisch essen Tabletten hinzufügen. Bei Bedarf verwenden Sie Container in verschiedenen Größen für die Aufzucht der Larven (Abbildung 1A), aber halten Sie Larven dichten unterhalb von 0,5 Larven/mL, Überbelegung zu vermeiden.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Schalen täglich um sicherzustellen, dass die Larven genügend Nahrung haben; Fügen Sie hinzu, etwa zwei Essen Tabletten die Fächer alle zwei Tage. Essen Ad Libitum bieten aber sicherstellen, dass 0,5 mg/Larve/Tag gibt es in diesem Zeitraum, damit Entwicklung ist synchron und Körpergröße entspricht, sonst können die Ergebnisse von Experimenten verwechselt werden (siehe Vertreter Ergebnisse).</li>
	<li>Achten Sie darauf, die Überfütterung der Larven, vor allem in kleineren Aufzucht Container mit weniger Wasser, Fläche und Volumen. Ersetzen Sie wenn das Wasser trüb aussieht oder gibt es erhebliche larval Sterblichkeit, es mit frischem Wasser; Mortalität sollte vernachlässigbar, wenn Larven optimal gefüttert werden.</li>
</ol>(2) Erwachsene Entstehung
Hinweis: Larven fangen an, aus fünf Tage nach dem Schlupf verpuppen sich, wenn gut gefüttert und die Mehrheit sollte durch sieben Tage nach dem Schlupf verpuppen. Erwachsene beginnt etwa zwei Tage nach der Verpuppung entstehen, wenn optimal auf 26 ° C gehalten (siehe Vertreter Ergebnisse). Larvalentwicklung ist von Wolbachia Infektionen in der Regel nicht betroffen, wenn ausreichend Nahrung23,39,49vorgesehen ist.
<ol><li>Sieben Tage nach dem Schlupf Gießen Sie den gesamten Inhalt des Behälters durch ein feines Netz (Pore Größe 0,4 mm). Halten Sie die Larven gefilterte Wasser für die spätere Verwendung im Ovicups (siehe Abschnitt "Blut füttern und Eiablage"). Drehen Sie das Netz und Tauchen sie in einen Kunststoffbehälter mit 200 mL Wasser, die Puppen zu übertragen. Geben Sie zusätzliche Nahrung, wenn Larven bleiben.</li>
	<li>Bereiten Sie die Erwachsenen Entstehung Käfige (Abbildung 1) indem Sie zwei Tassen 10 % Saccharoselösung (Abb. 1F) und zwei Tassen feuchter Watte, Austrocknung (Abbildung 1E) zu verhindern.</li>
	<li>Wenn die Puppen nicht nach Geschlecht sortiert werden müssen, legen Sie die geschlossenen Behälter der Puppen in den Käfig und lassen Sie den Deckel leicht geöffnet, die Erwachsenen in den Käfig entstehen zu lassen. Alternativ legen Sie eine umgekehrte Trichter über den Container zu ertrinken zu minimieren. Stellen Sie sicher, dass alle Erwachsenen entstanden sind, vor dem Entfernen des Containers aus dem Käfig um zu verhindern, gegen langsame Entwickler auswählen.</li>
</ol>(3) pupal Geschlechtsbestimmung für Auskreuzung
<ol><li>Wenn die Puppen nach Geschlecht (z.B.für Auskreuzung) sortiert werden müssen, pipette die Puppen von Larven Tabletts und trennen die Geschlechter (Abbildung 2) in Kunststoffbehälter (Abbildung 1A) mit 200 mL Wasser alle 24 h bis die gewünschte Anzahl von Geschlechterquote wurde erreicht. Deckel auf den Behälter und lassen Sie sie geschlossen.</li>
	<li>Erwachsene werden in die Behälter entstehen; bestätigen Sie ihr Geschlecht vor der Freigabe in Käfige (Abbildung 2). Entfernen Sie alle Erwachsenen sexed fälschlicherweise mit einer Absauganlage innerhalb von 24 Stunden nach der Entstehung, bevor sie sexuelle Reife erreichen. Sobald die Geschlechter bestätigt worden sind, lassen Sie die Erwachsenen in Käfige alle 24 h.</li>
	<li>
Wolbachiazu erhalten-infizierten Kolonien einen ähnlichen genetischen Hintergrund einer natürlichen Bevölkerung, durch Zugabe von Wolbachiaoutcross-infizierten Weibchen aus Labor Kolonien in Käfige von nicht infizierten Männer abgeleitet aus Eiern von Ovitraps in gesammelt das Feld39, Erhaltung der vorgeschriebenen Dichte an 500 Personen pro Einwohner.
	<ol>
<li>Wiederholen Sie die Auskreuzung für mindestens drei aufeinander folgenden Generationen, Kolonien zu produzieren, die mindestens 87,5 % der Bereich Bevölkerung39genetisch ähnlich sind. Kritisch: Sicherzustellen, dass die Geschlechter zu diesem Zeitpunkt korrekt sind (siehe Punkt 3.1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Weiblichen Aegypti Ae. sind in der Regel refraktär gegenüber weiteren Befruchtung innerhalb von Stunden nach der Paarung50. Wenn Kolonien Auskreuzung, lassen Sie die Weibchen und Männchen in getrennten Käfigen für zwei Tage Reifen und aspirieren Sie die Weibchen in den männlichen Käfig, alle Männer die gleichen Chancen anzubieten.</li>
</ol>(4) Blut zu füttern und Eiablage
<ol><li>
Warten Sie mindestens drei Tage nachdem das letzte Weibchen vor Blut füttern entstanden, damit um genügend Zeit, um Reifen zu können. Blut ernähren sich die Weibchen innerhalb von zwei Wochen der Entstehung, übermäßige Sterblichkeit, besonders für Moskitos mit Wolbachia Infektionen zu verhindern, die Langlebigkeit22,24,49beeinträchtigen. Entfernen Sie die Zucker Tassen am Tag vor der Fütterung um Fütterung-Raten zu verbessern.
	<ol>
<li>Bitten Sie einen Teilnehmer zu ihren Unterarm legen in den Käfig, die weiblichen Mücken ernähren zu können. Die meisten Weibchen sollten feed zu Übersättigung innerhalb von 5 Minuten, sondern um Auswahl gegen langsame Feeder reduzieren lassen den Unterarm in den Käfig für 15 Minuten, oder bis alle Weibchen sichtbar gestaut sind; ein Latex-Handschuh zum Schutz der Hand vor Bissen ist optional, aber empfohlen.</li>
		<li>Zwei Tage nach der Fütterung Blut, legen zwei Plastikbecher Larven Aufzucht wasserhaltige und ausgekleidet mit einem Streifen Sandpapier (Abbildung 1) (oder Filterpapier (Abbildung 1 H)) für Weibchen zur Eiablage in den Käfig. Tauchen Sie teilweise Schleifpapier Streifen im Wasser um es feucht zu halten. Entfernen Sie andere Quellen von Wasser zu verhindern, dass die Weibchen ihre Eiablage außerhalb der Eiablage-Cup. Hinweis: Leitungswasser verwendet werden, in den Tassen, sondern Larven Aufzucht Wasser fördert die Eiablage51,52 und Weibchen wird Eiablage mehr synchron.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. die Eizellentnahme und Konditionierung
<ol><li>Die Weibchen werden auf das Schleifpapier knapp oberhalb der Wasserlinie Eiablage; sammeln Sie und ersetzen Sie die Streifen Sandpapier täglich, bis keine weitere Eiablage. Beachten Sie, dass die Eiablage bis zu einer Woche dauern kann.</li>
	<li>Teilweise trocken das Schleifpapier Streifen durch beflecken sie sanft auf einem Papiertuch für 30 s, kümmert sich nicht um die Eizellen zu verdrängen. Dann wickeln Sie die Streifen in einem Blatt Küchenpapier trocken und legen Sie sie in einen verschließbaren Plastikbeutel (Abbildung 1I).</li>
	<li>Überprüfen Sie den Zustand der Eier unter dem sezierenden Mikroskop (Abbildung 3). Wenn das Schleifpapier Streifen sind zu nass, schlüpfen kann vor wird unter Wasser (Abb. 3 b), aber wenn zu hart getrocknet, Eiern können einstürzen (Abbildung 3).</li>
	<li>Die Eizellen können jederzeit über drei Tage Post-Sammlung schraffiert werden sollen; schlüpfen Sie alle Eizellen von jeder Kolonie, gesammelt über alle Tage in einem Behälter des Wassers zu gewährleisten, dass die nächste Generation aus einem großen, zufällige Pool von Einzelpersonen gesampelt wird.</li>
	<li>Halten Sie für die langfristige Lagerung die Eizellen in einem verschlossenen Behälter bei einer Luftfeuchtigkeit hoch (> 80 %) bei etwa 20 ° C. Unter diesen Bedingungen können mehrere Monate unter Beibehaltung hoher Luke Preise53,54Eiern ohne Wolbachia aufbewahrt werden.</li>
	<li>Da einige Wolbachia Infektionen erheblich die Lebensfähigkeit von Eiern mit Alter49,55 reduzieren, schlüpfen die Eizellen von Wolbachia-infizierten Linien innerhalb einer Woche Sammlung gegen übermäßige Sterblichkeit für die relevanten Stämme. Blut ernähren die Weibchen nach einer Woche wieder, wenn mehr Eiern benötigt werden.</li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Tag</td>
			<td colspan="3">Schritt</td>
		</tr>
<tr>
<td>0</td>
			<td colspan="3">Luke Eiern</td>
		</tr>
<tr>
<td>1</td>
			<td colspan="3">Anzahl Larven in trays</td>
		</tr>
<tr>
<td>7</td>
			<td colspan="3">Larven und Puppen in Kolonie Käfige zu übertragen</td>
		</tr>
<tr>
<td>17</td>
			<td colspan="3">Blut ernähren weibliche Erwachsene</td>
		</tr>
<tr>
<td>21</td>
			<td colspan="3">Beginnen, sammeln von Eiern</td>
		</tr>
<tr>
<td>25</td>
			<td colspan="3">Sammeln von Eiern zu beenden</td>
		</tr>
<tr>
<td>28</td>
			<td colspan="3">Luke Eiern</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Übersicht über die Ae. Aegypti Kolonie Wartungsplan bei 26 ° c Das Timing der weiblichen Blut-Fütterung und das Ausbrüten von Eiern ist flexibel, aber lange Laufzeiten auf diesen Stufen sollte vermieden werden, insbesondere für Mücken infiziert mit Wolbachia, um Sterblichkeit zu minimieren. Nach diesem Zeitplan minimiert Selektion gegen Mücken, die schnell oder langsam zu entwickeln und zu Reifen in allen Lebensphasen, vorausgesetzt, dass Larven optimal gefüttert werden.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56124/56124fig1.jpg"> Abbildung 1: Ausrüstung für die Aufzucht von Ae. Aegypti im Labor. (A) Kunststoffbehälter verwendet für Bruteier oder zur Aufzucht von Larven mit einem Volumen von 500, 750 und 5.000 mL (von links nach rechts). (B) Tabletts für die Aufzucht der Larven bei einer kontrollierten Dichte, in der Regel 500 Larven in 4 L Wasser verwendet. (C) (D) 3 L Käfige verwendet für Gehäuse Erwachsene und 19,7 L. Einer Dichte von 25 Erwachsenen oder weniger pro Liter sollten beibehalten werden, um ausreichend Platz zu bieten. (E) 35 mL Tasse mit feuchter Watte als eine Quelle des Wassers für Erwachsene zur Verfügung gestellt. (F) 35 mL Tasse mit Saccharoselösung durch eine Schnur oder zahnärztliche Docht als eine Quelle des Zuckers zur Verfügung gestellt. (G–H) Tassen mit Larven Aufzucht Wasser gefüllt und mit einer Eiablage Substrat aus Sandpapier oder Filterpapier ausgekleidet (G und H, beziehungsweise). (ich) Zip-Lock Beutel zur Aufbewahrung von Schleifpapier Streifen oder Filterpapier verwendet. Schwarze Flecken auf Sandpapier sind Moskito Eiern. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56124/56124fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56124/56124fig2.jpg"> Abbildung 2: Lateral (A) und dorsalen (B) Blick auf Puppen und Erwachsenen Ae. Aegypti (C) zeigen ihre sexuellen Dimorphismus. Männchen sind Weibchen in jedes Panel rechts und links positioniert. Wenn optimal gefüttert, unterscheiden sich männliche und weibliche Puppen Größe; die Weibchen sind größer als die Männchen (A) und haben eine relativ bauchigen Cephalothorax im Vergleich zu Männern die flachere Seiten (B) haben. Männlichen Erwachsenen unterscheiden sich leicht von Frauen unter allen Aufzucht Bedingungen, vor allem durch ihre federen Antennen und langen Palpen. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56124/56124fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56124/56124fig3.jpg"> Abbildung 3. Vier Tage alten Ae. Aegypti Eiern unter verschiedenen Bedingungen. (A) Intact Eiern auf Schleifpapier Streifen bei Luftfeuchtigkeit hoch (> 80 %), aber ohne jede sichtbare Feuchtigkeit gepflegt. Schlüpfraten sollte über 90 % für Wildtyp Ae. Aegypti , wenn richtig gepflegt. (B) Eiern, die schlüpfen vor wird unter Wasser (frühreif Schraffur) zeichnen sich durch eine freistehende Ei-Kappe und sichtbar Larve. Dies bedeutet, dass der Streifen Sandpapier zu feucht gehalten wurde. (C) Eiern, die zu hart getrocknet werden können zusammenbrechen, und sind gut sichtbar durch ihre konkave auftreten. Wenn das Schleifpapier steif wird bedeutet dies auch, dass die Eizellen zu trocken sein können. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56124/56124fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessenkonflikte.

Nach dem Protokoll hier vorgestellten für die Wartung von Wolbachia-infizierten Ae. Aegypti sollten sicherstellen, dass gesunde Mücken eine gleich bleibende Qualität für Experimente entstehen und Freisetzungen zu öffnen. Im Gegensatz zu anderen Protokollen, die die Produktion von großen Mengen von Mücken priorisieren (siehe Referenz-57), sind die Methoden konzentriert sich auf die Maximierung ihrer Fitness, sowohl innerhalb der Generationen durch entspannte Aufzucht Durchf...

Aedes Aegypti Moskitos sind verantwortlich für die Übertragung von einigen der wichtigsten Arboviren in der Welt, einschließlich Zika, Dengue-Fieber und Chikungunya1. Diese Viren sind eine zunehmende Bedrohung für die globale Gesundheit immer, da die weite Verbreitung von Ae. Aegypti in den Tropen weiterhin2,3,4zu erweitern. Weibliche Ae. Aegypti bevorzugt ernähren sich von menschlichem Blut5 und somit Leben in unmittelbarer Nähe zu den Menschen, insbesondere in städtischen Gebieten, wo die Populationen dichteste sind, tendenziell. Durch diese enge Verbindung mit den Menschen haben sie auch angepasst, um in künstlichen Lebensräumen, einschließlich Reifen, Töpfe, Dachrinnen und Wasser Behälter6,7zu züchten. AE. Aegypti anpassen auch leicht, Laborumgebungen, wo sie ohne spezielle Anforderungen beibehalten werden kann, nachdem er direkt aus der Praxis, im Gegensatz zu einigen anderen Arten in der Aedes Gattung8gesammelt, 9,10. Ihre Mühelosigkeit der Wartung hat gesehen, wie sie weit in das Labor in den unterschiedlichsten Bereichen studiert, letztlich mit dem Ziel, die Moskitos Krankheiten zu steuern übertragen kann.
Traditionell, stützt arbovirale Kontrolle sich auf den Einsatz von Insektiziden, Moskito-Populationen zu reduzieren. Allerdings gibt es zunehmende Interesse an Ansätze wo modifizierte Mücken im Labor gezüchtet und dann in natürlichen Populationen freigegeben sind. Freigegebene Mücken können gentechnisch11,12,13, biologisch14,15, durch Bestrahlung16, chemische Behandlung17,18, oder in Kombination mit Techniken19 um Populationen von Moskitos zu unterdrücken oder ersetzen Sie sie durch Mücken, die refraktär gegenüber arbovirale Getriebe20sind.
Wolbachia sind Bakterien, die derzeit als eine biologische Schädlingsbekämpfungsmittel für Arboviren. verwendet werden Mehrere Stämme von Wolbachia worden in Ae. Aegypti experimentell mit embryonalen Mikroinjektion21,22,23,24vor kurzem eingeführt. Diese Belastungen reduzieren die Fähigkeit von Arboviren zu verbreiten und zu replizieren im Moskito, verringern ihre Übertragung potenzielle23,25,26,27,28 . Wolbachia Infektionen sind von Mutter auf Kind, übertragen, jedoch bestimmte Stämme Sterilität verursachen, wenn infizierte Männchen paaren sich mit nicht infizierten Frauen22. Wolbachia-infizierte Männer daher in großen Mengen nach natürlichen Moskito Populationen, wie kürzlich in anderen Aedes -Arten15,29demonstriert unterdrücken freigegeben werden können. Jedoch da Wolbachia auch hemmen arbovirale Übertragung in Ae. Aegypti, können Mücken auch freigegeben, um heimische Populationen mit ärmeren Vektoren zu ersetzen. Ae. Aegypti mit Wolbachia experimentell infiziert werden jetzt in das Feld in mehrere Länder, in denen dieser letzteren Ansatz14,30,31veröffentlicht.
Wolbachia-basierte Ansätze zur arbovirale Steuerung verlassen Sie sich auf ein fundiertes Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Wolbachia, die Mücke und der Umwelt. Wolbachia kommen natürlicherweise in ein breites Spektrum von Insekten, und die Stämme in Mücken eingeführt sind vielfältig in ihren Auswirkungen32. Da neue Wolbachia Infektionstypen in Ae. Aegypti24eingeführt sind, ist es notwendig, jede Belastung auf ihre Auswirkungen auf Moskito Fitness, Reproduktion und arbovirale Eingriffe unter einer Reihe von Bedingungen zu charakterisieren. Rigorose Experimente im Labor muss deshalb das Potenzial für Wolbachia Belastungen im Bereich erfolgreich zu bewerten.
Freiland-Versionen von Ae. Aegypti mit Wolbachia Infektionen können erfordern oft, dass Tausende bis Zehntausende von Mücken pro Freigabe Zone werden jede Woche14,30,31aufgezogen. Der Erfolg der ersten Releases kann verbessert werden, durch die Freigabe von Mücken von einer großen Größe ihre Fruchtbarkeit33 und Paarung Erfolg34,35maximieren. Mücken sollten auch die Gegebenheiten angepasst werden, die sie erleben werden, im Feld, aber langfristige Labor Aufzucht verursachen Veränderungen im Verhalten und Physiologie die Bereich Leistung36,37auswirken könnte, 38.
Wir beschreiben ein einfaches Protokoll für die Aufzucht von Ae. Aegypti im Labor mit Grundausstattung. Dieses Protokoll eignet sich für beide Wildtyp und Wolbachia-infizierten Mücken, von denen die letztere erfordern besondere Aufmerksamkeit, können da einige Wolbachia Stämme erhebliche Auswirkungen auf Moskito Lebensgeschichte Eigenschaften39, haben 40. die Aufzucht Bedingungen zu vermeiden, Überbelegung und Nahrungskonkurrenz Mücken eine einheitliche Größe zu produzieren, die ist entscheidend für Vektorkompetenz und Fitness Experimente und sorgt dafür, dass die Mücken gesund für Feld Release41 sind . Wir auch Vorkehrungen treffen, um Labor Anpassung und Inzucht durch Verringerung der selektiven Druck zu minimieren und sicherzustellen, dass die nächste Generation wird aus einem großen, zufällige Pool gesampelt. Jedoch Laborumgebungen unterscheiden sich deutlich von Feldbedingungen und langfristige Wartung unter ausgeruhten Bedingungen reduzieren könnte die Fitness der Mücken nach Freigabe in das Feld37,42,43 . Daher überqueren wir Frauen von Labor-Linien bis Feld gesammelt Männchen in regelmäßigen Abständen, was in Kolonien, die genetisch ähnlich für experimentelle Vergleiche sind und das Ziel Bereich Bevölkerung39angepasst sind. Die Methoden erfordern spezielle Ausrüstung und können nach hinten zig Tausenden von Individuen pro Woche für Freisetzungen hochskaliert werden. Das Protokoll priorisiert auch die Fitness der Moskitos innerhalb und zwischen den Generationen, ein wichtiger Aspekt für Insekten, die für die Einrichtung in natürlichen Populationen bestimmt. Das Protokoll ist geeignet für die meisten Labors, die erfordern Wartung von Ae. Aegypti, besonders für experimentelle Vergleiche, wo eine gleichbleibende Qualität der Mücken und Beziehbarkeit zum Feld sind wichtig.

<table><tbody><tr><td>Wild type &lt;em&gt;Aedes aegypti&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td>Collected from field locations in Queensland, Australia, see Yeap and others&lt;sup class=&quot;xref&quot;&gt;39&lt;/sup&gt; for details</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;w&lt;/em&gt; Mel-infected &lt;em&gt;Aedes aegypti&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td>Provided by Monash University. Refer to Walker and others&lt;sup class=&quot;xref&quot;&gt;23&lt;/sup&gt; for information on the strain</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;w&lt;/em&gt; AlbB-infected &lt;em&gt;Aedes aegypti&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td>Provided by Monash University. Refer to Xi and others&lt;sup class=&quot;xref&quot;&gt;21&lt;/sup&gt; for information on the strain</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;w&lt;/em&gt; MelPop-infected &lt;em&gt;Aedes aegypti&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td>Provided by Monash University. Refer to McMeniman and others&lt;sup class=&quot;xref&quot;&gt;22&lt;/sup&gt; for information on the strain</td></tr><tr><td>Instant dried yeast</td><td>Lowan</td><td></td><td>Stimulates egg hatching. Found in general grocery stores. Other brands may be used</td></tr><tr><td>5 L plastic tub</td><td>Quadrant</td><td>Q110950</td><td>Used for hatching and rearing larvae. Other products may be used</td></tr><tr><td>Fish Food (Tetramin Tropical Tablets)</td><td>Tetra</td><td>16152</td><td>Provided to larvae as a source of food. Web address: https://www.amazon.com/Tetra-16152-TetraMin-Tropical-10-93-Ounce/dp/B00025Z6SE</td></tr><tr><td>Plastic containers</td><td></td><td></td><td>Used for rearing larvae. Any plastic container above 500 mL should be suitable</td></tr><tr><td>Glass pipette</td><td></td><td></td><td>Used for transferring larvae and pupae between containers. Web address: https://www.aliexpress.com/item/10Pcs-Durable-Long-Glass-Experiment-Medical-Pipette-Dropper-Transfer-Pipette-Lab-Supplies-With-Red-Rubber-Cap/32704471109.html?spm=2114.40010308.4.2.py4Kez</td></tr><tr><td>Clicker counter</td><td>RS Pro</td><td>710-5212</td><td>Used to assist in the counting of larvae, pupae and eggs. Web address: http://au.rs-online.com/web/p/products/7105212/?grossPrice=Y</td></tr><tr><td>Rearing trays</td><td>Gratnells</td><td></td><td>Used for rearing larvae. Web address: http://www.gratnells.com</td></tr><tr><td>Nylon mesh</td><td></td><td></td><td>Used to transfer larvae and pupae to containers of fresh water. Other brands may be used. Web address: https://www.spotlightstores.com/fabrics-yarn/specialty-apparel-fabrics/nettings-tulles/nylon-netting/p/BP80046941001-white</td></tr><tr><td>Cages</td><td>BugDorm</td><td>DP1000</td><td>Houses adult mosquitoes. Alternative products may be used. Web address: http://bugdorm.megaview.com.tw/bugdorm-1-insect-rearing-cage-30x30x30-cm-pack-of-one-p-29.html</td></tr><tr><td>35 mL plastic cup</td><td>Huhtamaki</td><td>AA272225</td><td>Used to provide water or sucrose to adult mosquitoes. Other brands may be used</td></tr><tr><td>35 mL plastic cup lid</td><td>Huhtamaki</td><td>GB030005</td><td>Used to provide sucrose to adult mosquitoes. Other brands may be used</td></tr><tr><td>Cotton wool</td><td>Cutisoft</td><td>71841-13</td><td>Moist cotton wool is provided as a source of water to adults. Other brands may be used</td></tr><tr><td>White Sugar</td><td></td><td></td><td>Provided as a source of sugar to adult mosquitoes. Found in general grocery stores</td></tr><tr><td>Rope</td><td>M Recht Accessories</td><td>C323C/W</td><td>Used to provide sucrose solution to adults. Other brands may be used. Web address: https://mrecht.com.au/haberdashery/braids-cords-and-tapes/cords/plaited-cord/cotton/</td></tr><tr><td>Plastic cup (large)</td><td></td><td></td><td>Used as an oviposition container. Any plastic cup that holds 100 mL of water should be suitable</td></tr><tr><td>Sandpaper</td><td>Norton Master Painters</td><td>CE015962</td><td>Provided as an oviposition substrate. Alternative products may be used, but we use this brand because it is relatively odorless. Lighter colors are used for contrast with eggs. Web address: https://www.bolt.com.au/115mm-36m-master-painters-bulk-roll-p80-medium-p-9396.html</td></tr><tr><td>Filter paper</td><td>Whatman</td><td>1001-150</td><td>Used as an alternative oviposition substrate. Other brands may be used</td></tr><tr><td>Latex gloves</td><td>SemperGuard</td><td>Z560979</td><td>Prevents mosquito bites on hands when blood feeding. Other brands may be used. Web address: http://www.sempermed.com/en/products/detail/semperguardR_latex_puderfrei_innercoated/</td></tr></tbody></table>

maintaining aedes aegypti mosquitoes infected with wolbachia

Aedes Aegypti Moskitos experimentell infiziert mit Wolbachia sind in Programme, um die Ausbreitung von Arboviren wie Dengue-Fieber, Chikungunya und Zika genutzt. Wolbachia-infizierte Mücken ins Feld, entweder Populationsgrössen durch inkompatible Paarungen zu reduzieren oder Populationen mit Mücken zu verwandeln, die refraktär gegenüber Übertragung des Virus sind freigegeben werden können. Für diese Strategien, um erfolgreich zu sein müssen die Mücken, die in das Feld aus dem Labor entlassen mit einheimischen Mücken wettbewerbsfähig sein. Jedoch kann Pflege Mücken im Labor führen Inzucht, genetische Drift und Labor-Anpassung, die kann ihre Fitness im Bereich reduzieren und kann die Ergebnisse von Experimenten verwirren. Um die Eignung der verschiedenen Wolbachia Infektionen für den Einsatz im Feld zu testen, ist es notwendig, die Mücken in einer kontrollierten Laborumgebung über mehrere Generationen hinweg zu erhalten. Wir beschreiben ein einfaches Protokoll für die Aufrechterhaltung der Ae. Aegypti Moskitos in das Labor, das für beide Wolbachiaeignet-infizierten und Wildtyp Mücken. Die Methoden minimieren Labor Anpassung und Umsetzung Auskreuzung um die Bedeutung der Experimente für Feld Mücken zu erhöhen. Darüber hinaus werden Kolonien unter optimalen Bedingungen zu maximieren Sie ihre Fitness für Freiland Versionen beibehalten.

Abbildung 4 zeigt die Auswirkungen der suboptimale Ernährung auf die Entwicklung von Ae. Aegypti Larven. Wenn Container verfügen über 0,25 mg Futter pro Larve pro Tag oder weniger, die Entwicklungszeit erhöht für Männer und Frauen, und ist weniger synchron als im Container mit 0,5 mg von Lebensmitteln versehen. Wenn angemessener Nahrung nicht während der gesamten Dauer der Larvalentwicklung erfolgt, hätte dies negative Auswirkungen auf den Ze...

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Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Pflege, Aedes Aegypti Moskitos mit Wolbachia infizierte

Aedes Aegypti Moskitos mit Wolbachia infiziert werden in natürlichen Populationen zu unterdrücken, die Übertragung von Arboviren freigesetzt. Wir beschreiben Methoden nach hinten Ae. Aegypti mit Wolbachia Infektionen im Labor für Experimente und Feld Freigabe, Vorsichtsmaßnahmen zum Labor Anpassung und Auswahl zu minimieren.

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

14.1K Aufrufe.  Bio21 Institute and University of Melbourne. Aedes Aegypti Moskitos mit Wolbachia infiziert werden in natürlichen Populationen zu unterdrücken, die Übertragung von Arboviren freigesetzt. Wir beschreiben Methoden nach hinten Ae. Aegypti mit Wolbachia Infektionen im Labor für Experimente und Feld Freigabe, Vorsichtsmaßnahmen zum Labor Anpassung und Auswahl zu minimieren.

Serie: Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Mass Production of Genetically Modified Aedes aegypti for Field Releases in Brazil

New techniques and methods are being sought to try to win the battle against mosquitoes. Recent advances in molecular techniques have led to the development of new and innovative methods of mosquito control based around the Sterile Insect Technique (SIT)1-3. A control method known as RIDL&#160;(Release of Insects carrying a Dominant Lethal)4, is based around SIT, but uses genetic methods to remove the need for radiation-sterilization5-8. A RIDL&#160;strain of Ae. aegypti was successfully tested in the field in Grand Cayman9,10; further field use is planned or in progress in other countries around the world.
Mass rearing of insects has been established in several insect species and to levels of billions a week. However, in mosquitoes, rearing has generally been performed on a much smaller scale, with most large scale rearing being performed in the 1970s and 80s. For a RIDL&#160;program it is desirable to release as few females as possible as they bite and transmit disease. In a mass rearing program&#160;there are several stages to produce the males to be released: egg production, rearing eggs until pupation, and then sorting males from females before release. These males are then used for a RIDL&#160;control program,&#160;released as either pupae or adults11,12.
To suppress a mosquito population using RIDL&#160;a large number of high quality male adults need to be reared13,14. The following describes the methods for the mass rearing of OX513A, a RIDL&#160;strain of Ae. aegypti 8, for release and covers the techniques required for the production of eggs and mass rearing RIDL&#160;males for a control program.

Mass Production of Genetically Modified Aedes aegypti for Field Releases in Brazil

To achieve population suppression of Aedes aegypti using the RIDL&#174; (Release of Insects carrying a Dominant Lethal) system, large numbers of male mosquitoes need to be released. This requires the use of mass rearing techniques and technology to provide reliable systems to obtain the maximum number of high quality male mosquitoes.

Massenproduktion von gentechnisch veränderten Aedes aegypti für Feldfreisetzungen in Brasilien

New techniques and methods are being sought to try to win the battle against mosquitoes. Recent advances in molecular techniques have led to the ...

Forschung

Umwelt

Wolbachia Bacterial Infection in Drosophila

My name is Voia Friedman. I am associate researcher at Princeton University. And today I'm going to tell you about a few protocols that I developed to trans infect, to I initially to isolate, to go back from the heli of infected flies, and later on help to inject the heli feed to unaffected flights.So basically, this is a very simple protocol to isolate him oly for basics. And you will use this device from, from mepo that contains a filter that goes on top of an E.So you basically needs to put you, we start from around a hundred flies. You anize the flies, you put them into the filter device, you can just use a funnel and that will add our other fit very easily on this device and wash it with 70%ethanol.You just take the, take the future away, you can throw away the ethanol, and then after three times your last wash you do with molecule water because you don't want have the bacteria from the, with traces of ethanol. Well, and then you just go to a new weapon door and, and then you spin down on a micro, real micro for two minutes And later on how you can inject that. He only feed do unaffected flies.So basically take a double stick tape and usually these double stick tapes have two side, one side is a sticker than the other. So leave the sticker side up because that's the side that you're gonna glue that flies on top of it. And basically you'll, the gas apparatus, if you have this light on top of it, you'll be no gas flow and the flies you wake up if they're on top of the slide.So you can just direct the flow, making a little hood, a little chamber using tape. Then you direct the gas over the flies. So then you put your, this light here with the tape and you, you have your flies.Stick the flies on the top of the tape, all of them the same orientation, and put their head towards the direction that you'll be bringing the needle from. Because then you can just over the, the wing, you make sure since they fly, you don't want to fly. If they woke up during the procedure, don't want them to go away.So make sure that you take a little tip and pressure against the, the, the wings of the fly on the tail. And it's okay if they wings get damaged. And when you get rid, when you take the flies up the injection, most likely they'll lose their wings anyway, so they'll survive.That can, that can be useful because you're not gonna lose the flies that, so he puts a mineral oil on the micrometer for the back of the needle, then the needle injection polar, and then the, you can just adjust the pressure to bring the material up to the tip of the needle. I, I did to inject Somewhere between 10 to 15 nanoliters, but as, as long, as long as I'm consistents. Okay, so one important detail there is a cushion of this experiment is that the, the fly, once the apply is being injected when you saw the needle needs to come as far as you can through the upper part of the abdomen.Because here, basically when the needle penetrates, you have a, a, a, a, a bigger space to go up and down. And basically if it's close, closer to the cuticle, it's less likely they're gonna penetrate vital organs in the flight. You, it is very likely unlikely that you're gonna punch a hole in your gut, for instance, if that is gonna kill the flight that you are performing the surgery.My name is Voia Friedman. I am associate researcher at Princeton University in the lab of Eric Hels. And today I would like to tell you about this protocol that you just saw, the demonstration.So this protocol was done because we wanted to prove that UBA is capable of crossing tissues. So UBA is one of the most successful intracellular paras on the face of the earth. Infects from 20 to 70%of insects and many particles.And also is, is very important in terms of human diseases because also infect nematodes that transmit diseases like river blindness or s and ssis. And so, and CCA is our obligatory endo in, in these worms. And there's a great, a very big interest in using CCA also as means to control parasitic diseases transmitter by mosquito and Danny and this and by mosquito such as malaria and dengue.So this, this, this protocol basically was developed to show that once CCA inside the abdominal cavity of a fly, they can cross tissues and reach the germ. So basically what you can see here is the oph of the drosophila ovary and go back once present in the he leaf it, it can cross a pink peronial. She that is around the ovary.And then they cross a muscle layer. And actually one of the first places that they, they go inside the ovary is the somatic stem cell image. And then they can reach the germline.And this bacteria is transmitted the same way that mitochondria is transmitted is through, is through the mother transmitted, through the mother cyop plants present in the egg. So of course they needs to be present into the germline. So that's why this protocol is developed.And this protocol is, can be very useful to basically traditionally the way that people would try to trans infect wbaa basically take wbaa and introduce a new insect species. It would be through doing micro injections into the, into the embryo. But those are much more complicated.And basically here we are just taking advantage of the o biology since they are capable to cross tissues and moving into the stem cell tissues from, they can pass to the, through to the germline. So that's make easier taking UBA from certain, from, from certain species of insects that are infected and they can be transmitted to uninfected species. Prob I think it's the injection itself.Basically you need to be careful to mobilize the fly as well as you can. We are using double sided stick tape and you need to penetrate the needle basically as close to the, as parallel to the fly as possible so you don't go to deep. And it's less likely that we're gonna kill the fly after they're performing the surgery.

Wolbachia Bakterielle Infektion in Drosophila

Biologie

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes (A. aegypti) and Infection Phenotype Determination

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of the virus in the mosquito tissues. This protocol is routinely used for studying mosquito-virus interactions, especially for identification of novel host factors that are able to determine vector competence. The entire experiment must be conducted in a BSL2 laboratory. Similar to Plasmodium falciparum infections, proper attire including gloves and lab coat must be worn at all times. After the experiment, all the materials that came in contact with the virus need to be treated with 75% ethanol and bleached before proceeding with normal washing. All other materials need to be autoclaved before discarding them.

Protocol for Dengue Infections in Mosquitoes A. aegypti and Infection Phenotype Determination

Once a gene is identified as potentially refractory for the dengue virus, it must be evaluated for it's role in preventing viral infections within the mosquito. This protocol illustrates how the extent of dengue infections of mosquitoes can be assayed. The techniques for growing up the virus in culture, membrane feeding mosquitoes human blood, and assaying viral titers in the mosquito midgut are demonstrated.

Protokoll für Dengue-Infektionen in Mücken (Aedes aegypti) und Infektionsbiologie Phänotyp Bestimmung

The purpose of this procedure is to infect the Aedes mosquito with dengue virus in a laboratory condition and examine the infection level and dynamic of ...

Maintaining Wolbachia in Cell-free Medium

In this video protocol, procedures are demonstrated to (1) purify Wolbachia symbionts out of cultured mosquito cells, (2) use a fluorescent assay to ascertain the viability of the purified Wolbachia and (3) maintain the now extracellular Wolbachia in cell-free medium.  Purified Wolbachia remain alive in the extracellular phase but do not replicate until re-inoculated into eukaryotic cells.  Extracellular Wolbachia purified in this manner will remain viable for at least a week at room temperature, and possibly longer.  Purified Wolbachia are suitable for micro-injection, DNA extraction and other applications. 


This video describes a method for purifying Wolbachia pipientis from an Anopheles gambiae cell line and then culturing the endosymbiont in cell-free medium. An assay for viability of the bacterium is demonstrated.

Die Aufrechterhaltung Wolbachia in zellfreien Medium

In this video protocol, procedures are demonstrated to (1) purify Wolbachia symbionts out of cultured mosquito cells, (2) use a fluorescent assay to ...

Small-Cage Laboratory Trials of Genetically-Engineered Anopheline Mosquitoes

Control of mosquito-borne pathogens using genetically-modified vectors has been proposed as a promising tool to complement conventional control strategies. CRISPR-based homing gene drive systems have made transgenic technologies more accessible within the scientific community. Evaluation of transgenic mosquito performance and comparisons with wild-type counterparts in small laboratory cage trials provide valuable data for the design of subsequent field cage experiments and experimental assessments to refine the strategies for disease prevention. Here, we present three different protocols used in laboratory settings to evaluate transgene spread in anopheline mosquito vectors of malaria. These include inundative releases (no gene-drive system), and gene-drive overlapping and non-overlapping generation trials. The three trials vary in a number of parameters and can be adapted to desired experimental settings. Moreover, insectary studies in small cages are part of the progressive transition of engineered insects from the laboratory to open field releases. Therefore, the protocols described here represent invaluable tools to provide empirical values that will ultimately aid field implementation of new technologies for malaria elimination.

The protocols reported here illustrate three alternative ways to assess the performance of genetically-engineered mosquitoes destined for vector control in laboratory-contained small cage trials. Each protocol is tailored to the specific modification the mosquito strain bears (gene drive or non-gene drive) and the types of parameters measured.

Kleinkäfig-Laborversuche mit gentechnisch veränderten Anopheline-Mücken

Control of mosquito-borne pathogens using genetically-modified vectors has been proposed as a promising tool to complement conventional control ...

Genetik

Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus

The procedures presented describe a generalized methodology to infect Aedes aegypti mosquitoes with Zika virus under laboratory conditions to determine the rate of infection, disseminated infection, and potential transmission of the virus in the mosquito population in question. These procedures are widely utilized with various modifications in vector competence evaluations globally. They are important in determining the potential role that a given mosquito (i.e., species, population, individual) may play in the transmission of a given agent.

Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus

The presented protocol can determine the vector competence of Aedes aegypti mosquito populations for a given virus, such as Zika, in a containment setting.

Vektorkompetenzanalysen an Aedes aegypti Mücken mit Zika-Virus

The procedures presented describe a generalized methodology to infect Aedes aegypti mosquitoes with Zika virus under laboratory conditions to determine ...

Immunologie und Infektion

Detecting Wolbachia Strain wAlbB in Aedes albopictus Cell Lines

As a maternally harbored endosymbiont, Wolbachia infects large proportions of insect populations. Studies have recently reported the successful regulation of RNA virus transmission using Wolbachia-transfected mosquitoes. Key strategies to control viruses include the manipulation of host reproduction via cytoplasmic incompatibility and the inhibition of viral transcripts via immune priming and competition for host-derived resources. However, the underlying mechanisms of the responses of Wolbachia-transfected mosquitoes to viral infection are poorly understood. This paper presents a protocol for the in vitro identification of Wolbachia infection at the nucleic acid and protein levels in Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) Aa23 cells to enhance the understanding of the interactions between Wolbachia and its insect vectors. Through the combined use of polymerase chain reaction (PCR), quantitative PCR, western blot, and immunological analytical methods, a standard morphologic protocol has been described for the detection of Wolbachia-infected cells that is more accurate than the use of a single method. This approach may also be applied to the detection of Wolbachia infection in other insect taxa.

Detecting Wolbachia Strain wAlbB in Aedes albopictus Cell Lines

Four methods were used to detect intracellular Wolbachia, which complemented each other and improved the detection accuracy of Wolbachia infection of Aedes albopictus-derived Aa23 and Aa23-T&#160;cured of native Wolbachia infection using antibiotics.

Nachweis des Wolbachia-Stammes wAlbB in Aedes albopictus-Zelllinien

As a maternally harbored endosymbiont, Wolbachia infects large proportions of insect populations. Studies have recently reported the successful regulation ...

An Experimental and Bioinformatics Protocol for RNA-seq Analyses of Photoperiodic Diapause in the Asian Tiger Mosquito, Aedes albopictus

Photoperiodic diapause is an important adaptation that allows individuals to escape harsh seasonal environments via a series of physiological changes, most notably developmental arrest and reduced metabolism. Global gene expression profiling via RNA-Seq can provide important insights into the transcriptional mechanisms of photoperiodic diapause. The Asian tiger mosquito, Aedes albopictus, is an outstanding organism for studying the transcriptional bases of diapause due to its ease of rearing, easily induced diapause, and the genomic resources available. This manuscript presents a general experimental workflow for identifying diapause-induced transcriptional differences in A. albopictus. Rearing techniques, conditions necessary to induce diapause and non-diapause development, methods to estimate percent diapause in a population, and RNA extraction and integrity assessment for mosquitoes are documented. A workflow to process RNA-Seq data from Illumina sequencers culminates in a list of differentially expressed genes. The representative results demonstrate that this protocol can be used to effectively identify genes differentially regulated at the transcriptional level in A. albopictus due to photoperiodic differences. With modest adjustments, this workflow can be readily adapted to study the transcriptional bases of diapause or other important life history traits in other mosquitoes.

An Experimental and Bioinformatics Protocol for RNA-seq Analyses of Photoperiodic Diapause in the Asian Tiger Mosquito, Aedes albopictus

RNA-Seq analyses are becoming increasingly important for identifying the molecular underpinnings of adaptive traits in non-model organisms. Here, a protocol to identify differentially expressed genes between diapause and non-diapause Aedes albopictus mosquitoes is described, from mosquito rearing, to RNA sequencing and bioinformatics analyses of RNA-Seq data.

Eine experimentelle und Bioinformatik-Protokoll für die RNA-seq Analysen der Photoperiodische Diapause in den asiatischen Tigermücke,<em&gt; Aedes albopictus</em

Photoperiodic diapause is an important adaptation that allows individuals to escape harsh seasonal environments via a series of physiological changes, ...

Improved Fecundity and Fertility Assay for Aedes aegypti using 24 Well Tissue Culture Plates (EAgaL Plates)

Mosquitoes represent a significant public health problem as vectors of various pathogens. For those studies that require an assessment of mosquito fitness parameters, in particular egg production and hatch rates at the individual level, conventional methods have put a substantial burden on investigators due to high labor intensity and laboratory space requirements. Described is a simple method using 24 well tissue culture plate with agarose in each well and digital imaging of each well to determine egg numbers and hatch rates at an individual level with substantially reduced time and space requirements.

Improved Fecundity and Fertility Assay for Aedes aegypti using 24 Well Tissue Culture Plates EAgaL Plates

Described is a time and space-saving method to count eggs and determine hatch rates of individual mosquitoes using 24 well tissue culture plates, which can substantially increase the scale and speed of fecundity and fertility assays.

Verbesserte Fecundity und Fruchtbarkeit Assay für Aedes aegypti mit 24 Well Tissue Culture Platten (EAgaL Platten)

Mosquitoes represent a significant public health problem as vectors of various pathogens. For those studies that require an assessment of mosquito fitness ...

Preparing Irradiated and Marked Male Aedes aegypti Mosquitoes for Release in an Operational Sterile Insect Technique Program

The control of such human diseases as dengue, Zika, and chikungunya relies on the control of their vector, the Aedes aegypti mosquito, because there is no prevention. Control of mosquito vectors can rely on chemicals applied to the immature and adult stages, which can contribute to the mortality of non-targets and more importantly, lead to insecticide resistance in the vector. The sterile insect technique (SIT) is a method of controlling populations of pests through the release of sterilized adult males that mate with wild females to produce non-viable offspring. This paper describes the process of producing sterile males for use in an operational SIT program for the control of Aedes aegypti mosquitoes. Outlined here are the steps used in the program including rearing and maintaining a colony, separating male and female pupae, irradiating and marking adult males, and shipping Aedes aegypti males to the release site. Also discussed are procedural caveats, program limitations, and future objectives.

Preparing Irradiated and Marked Male Aedes aegypti Mosquitoes for Release in an Operational Sterile Insect Technique Program

The sterile insect technique (SIT) is used to control specific, medically important mosquito populations that may be resistant to chemical controls. Here, we describe a method of mass rearing and preparation of sterile male mosquitoes for release in an operational SIT program targeting the Aedes aegypti mosquito.

Vorbereitung bestrahlter und markierter männlicher Aedes aegypti-Moskitos für die Freisetzung in einem operationellen sterilen Insektentechnikprogramm

The control of such human diseases as dengue, Zika, and chikungunya relies on the control of their vector, the Aedes aegypti mosquito, because there is no ...