Wir danken Mitglieder des Melua Lab für Kommentare auf das Manuskript, Mitglieder des Zentrums für Regenerative Therapien Dresden (CRTD) Fisch und Mikroskopie-Fazilität für technische Hilfe. N.N. wird unterstützt durch Mittel aus dem DFG-CRTD, Cluster of Excellence an der TU-Dresden, Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) und dem Deutschen Zentrum für Diabetes-Forschung (DZD).

Alle Verfahren, die unter anderem tierische Themen sind durch das Tierschutzgesetz und mit Genehmigung der Landesdirektion Sachsen, Deutschland (AZ 24-9168.11-1/2013-14, T12/2016) genehmigt worden.
1. Vorbereitung
Hinweis: Dieses Protokoll ist für die ex-Vivo Bildgebung der Zebrafisch primäre Inselchen von doppelten transgenen Tg (Ins:nls-Renilla-mKO2; Cryaa:CFP); TG (Ins:GCaMP6s; Cryaa:mCherry) 19 Zebrafisch. In dieser transgenen Linie fährt der Insulin-Promoter (ins) Beta-Zelle Konkretisierung von zwei transgenen: Nls-Renilla-mKO2, die den Kern der Beta-Zellen mit Monomeren Kusabira Orange 2 (mKO2) kennzeichnet Fluoreszenz; und GCaMP6s15, die grüne Fluoreszenz als Reaktion auf die Zunahme der intrazellulären Kalziumspiegel aussendet. Der Beta-Zelle-spezifischen Ausdruck der GCaMP6s ermöglicht die Glukose-Reaktionsfähigkeit von Beta-Zellen ohne Einmischung von Kalzium Änderungen in Umgebung Zelltypen zu studieren.
<ol><li>Bereiten Sie frische Fibrinogen Lager (10 mg/mL) durch Auflösen von 10 mg der bovinen Fibrinogen in 1 mL Ca2 +/Mg2 +-Hanks' Balanced Salzlösung (HBSS) in einer 1,5 mL Zentrifugenröhrchen mit. Vortex: kräftig, bis die Fibrinogen-Pulver vollständig auflöst. Halten Sie die Lösung bei Raumtemperatur für mindestens 15 min mehr. Hinweis: Der Bestand kann bei Raumtemperatur für 2 – 3 h verwerfen die Lager gehalten werden, wenn die Lösung beginnt zu polymerisieren und zähflüssig wird.</li>
	<li>Bereiten Sie der Fibrinogen-Arbeitslösung (3,3 mg/mL) durch Verdünnung der Fibrinogen-Lager dreifache in HBSS. Mischen Sie zum Beispiel 300 µL der Fibrinogen-Lager in 600 µL HBSS 900 µL Arbeitslösung Fibrinogen vorzubereiten.</li>
	<li>Vorbereiten von Thrombin-Lösung (10 U/mL) durch Auflösen von 10 Einheiten von Thrombin in 1 mL HBSS oder Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS). Hinweis: Diese Lösung kann im Voraus regelmäñig in 50 µL Teilen vorbereitet, und bei-20 ° c eingefroren</li>
	<li>Bereiten Sie 200 mM D-Glukose-Lösung durch 1,8 g D-Glucose in 50 mL Wasser auflösen. Halten Sie bei 4 ° C für die langfristige Lagerung.</li>
	<li>Bereiten Sie 300 mM KCl-Lösung durch 1,1 g KCl in 50 mL Wasser auflösen. Halten Sie bei 4 ° C für die langfristige Lagerung.</li>
	<li>Beschaffen Sie 35 mm Durchmesser Glasboden Gerichte für die Montage der Inseln.</li>
	<li>Für Zerlegung und Montage von dem Inselchen, verwenden Sie ein Stereo-Mikroskop mit Fluoreszenz Lampe und Rotfilter Cube ausgestattet (TRITC: Anregung: 532 – 554 nm, Emission: 570 – 613 nm; oder Texas-rot: Anregung: 540-580 nm, Emission: 592 – 667 nm).</li>
	<li>Für imaging-Kalzium-Zustrom in Beta-Zellen, Verwendung einer invertierten confocal Mikroskop (Zeiss LSM 780 oder ähnliches) mit 20 X (NA 0,8) Luft Ziel und ausgestattet mit einem Kennzeichenhalter für die 35 mm Durchmesser Glasboden Gerichte.</li>
	<li>Bereiten Sie eine 200 mg/L-Lösung von Tricaine Methan Sulfonate (MS222) für euthanizing der Zebrabärbling.</li>
	<li>Beschaffen Sie Petrischalen 90 mm für die Zebrafisch-Dissektion.</li>
</ol>(2) Zebrafisch Primary Islet Dissektion und Montage
<ol><li>Einzuschläfern Sie ein Fisch mit längeren Inkubation in MS222. Dazu sanft entfernen Sie die Fische aus dem Aquarium mit einem Fischernetz und inkubieren Sie es in einer Petrischale mit der MS222-Lösung, bis das Tier keine Kiemendeckel (Kiemen) Bewegung zeigt; in der Regel dauert 5 min. Transfer die Fische in eine Petrischale mit HBSS Lösung mit Ca2 +/Mg2 +.</li>
	<li>
Sezieren Sie unter einem Stereomikroskop mit Fluoreszenz Lampe und Rotfilter Cube ausgestattet die Haut über der rechten Seite des Bauches des Tieres, die Bauchspeicheldrüse zu isolieren.
	<ol>
<li>Dazu schneiden Sie die Haut von der Zebrabärbling aus Mund, Afterflosse mit scharfen Pinzette. Ziehen Sie die geschnittenen Haut um den Bauch verfügbar zu machen; Diese schnippeln macht die inneren Organe. Die rote Fluoreszenz der mKO2 Ausdruck in Beta-Zellen verwenden, ermitteln Sie die Lage der Inseln durch visuelle Untersuchung unter dem Mikroskop. Bei Bedarf die Lappen der Leber zu entfernen, da sie die kleine Insel decken konnte, so dass es schwer zu finden. Hinweis: Die primäre Insel liegt in der Nähe der vorderen Region des Bauches, in der Regel auf der rechten Seite.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Reinigen Sie das primären Inselchen, indem Sie sorgfältig umliegendes Gewebe wie Leber und Fettzellen. Treffen Sie Vorkehrungen nicht zu verletzen oder zu stecken das Inselchen; nach dem Löschen des umgebenden Gewebes, werden die einzelnen Zellen auf der kleinen Insel Oberfläche erkennbar.</li>
	<li>Einen Tropfen 30 µL HBSS auf die Mitte eines Tellers Glasboden Pipette. Dieser Rückgang übermitteln Sie sezierte Inselchen.</li>
	<li>Waschen Sie sorgfältig die Insel einmal mit HBSS und einmal mit 30 µL Arbeitslösung der Fibrinogen (3,3 mg/mL). Achten Sie darauf, um zu vermeiden, Trocknen der Insel während der Waschschritte, da andernfalls Zelltod führt.</li>
	<li>Fügen Sie langsam und sanft 10 µL der Thrombin-Lösung (10 U/mL). Lassen Sie die Insel und die Schale für 15 – 20 min. Beachten Sie, dass die Fibrinogen-Thrombin-Drop Viskose und etwas undurchsichtig zu diesem Zeitpunkt werden unberührt.</li>
</ol>3. Ex Vivo Live-Imaging GCaMP Fluoreszenz-Intensität im Zebrafisch Primary Inselchen
<ol><li>Fügen Sie 200 µL HBSS oben auf dem Schimmel und legen Sie die Schale vorsichtig auf den Kennzeichenhalter confocal Mikroskop. Verwenden Sie ein 20 X 0,8 NA, Luft-Ziel für die konfokale Bildgebung. Suchen Sie die Insel mit der Option "Hellfeld".</li>
	<li>Mit Hilfe des Filters für rote Fluoreszenz zu betrachten die nukleare mKO2 Fluoreszenz in den Beta-Zellen, konzentrieren sich auf die Insel. Einzelne Kerne sollte klar erkennbar sein.</li>
	<li>Suchen Sie eine klare Abbildungsebene durch manuelles Ändern der Brennebene des confocal Mikroskop um durch die Dicke der Insel entlang der z-Achse zu bewegen. Stellen Sie sicher, dass die Abbildungsebene eine ausreichende Anzahl (50 – 100) von Beta-Zellen für die Bildgebung enthält und die Helligkeit der nuklearen mKO2 Fluoreszenz einheitlich, vor allem in der Mitte der Insel ist.</li>
	<li>Einrichten einer sequentiellen Erwerb für GCaMP6s und mKO2 Fluoreszenz mit folgenden Einstellungen im Menü"Smart Setup": GCaMP6s, Erregung: 488 nm, Emission: 500 – 555 nm, Falschfarben-: grün (Wählen Sie "GLP"); mKO2, Erregung: 561 nm (mCherry), Emission: 570 – 630 nm, False-Farbe: rot (Wählen Sie "mCherry"). Hinweis: Mit dieser Einstellung wird der rote Kanal Stellung aufnehmen von Beta-Zellkernen, während der grüne Kanal der Fluoreszenzintensität GCaMP aufgezeichnet wird.</li>
	<li>In der "Acquisition Mode" legte die Bildauflösung 1.024 x 1.024 Pixel, Geschwindigkeit um 10 und im Durchschnitt bei 1. Einleitung eines kontinuierlichen Aufnahme durch Auswahl der Option für "Zeit-Serie" und die "Dauer" für 500 Zyklen mit ca. 2 s Erfassungszeit pro Frame. Hinweis: Die ersten 50 Frames der Zeitreihen-entsprechen die Aktivität der Beta-Zellen bei 5 mM Glukosekonzentration. Damit reagiert die Grundlinie. Eine entsprechende Beta-Zelle zeigt zu- und Abnehmen der grünen Fluoreszenz-Intensität mit der Zeit. Wir haben beobachtet, dass ein paar (1 – 5 %) der Beta-Zellen bei 5 mM Glukose oszillieren.</li>
	<li>
Halten Sie ein Auge auf die Bildgebung Zyklus. Erhöhen Sie nach den ersten 50 Frames die Glukosekonzentration der umgebenden Lösung bis zu 10 mM ohne die Aufnahme zu unterbrechen.
	<ol>
<li>Ohne stören die Bildaufnahme, pipette vorsichtig 5 µL 200 mM D-Glukose-Lösung auf das Gel hält die Insel. 150 Frames bei 10 mM Glukose zu erwerben. Hinweis: Der Anstieg der Glukosekonzentration erhöht die Anzahl der Beta-Zellen durchlaufen GCaMP fluoreszierende Schwingungen in den grünen Kanal.</li>
		<li>Stellen Sie sicher, dass die Kerne der Zellen während der Prozess stabil bleiben. Wenn das Inselchen ausgiebig während der Akquisition zittert und Bewegung sind die Kerne aus der Brennebene, verwerfen Sie die Probe (falls erforderlich).</li>
		<li>Warten Sie einen ausreichenden Zeitraum Polymerisation der Fibrinogen-Thrombin Form zu aktivieren, um die Stabilität der nachfolgenden Proben zu gewährleisten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bei 200 Frames weiter erhöhen Sie die Konzentration der Lösung 20 mM durch sanft pipettieren 10 µL 200 mM D-Glukose-Lösung. Erwerben Sie 150 Frames für die Konzentration von 20 mM.</li>
	<li>Depolarisieren Sie nach 350 Frames die Insel mit 30 mM KCl. Hierzu fügen Sie 20 µL des 300 mM KCl-Stammlösung. Beobachten Sie zu diesem Zeitpunkt, dass die GCaMP6s Fluoreszenz Schwingungen stoppt und mit einer hohen Intensität zu beheben; Beta-Zellen, die nicht auf Glukose reagieren möglicherweise auch eine Erhöhung in grün-Fluoreszenz-Intensität auf KCL Zusatz angezeigt.</li>
</ol>(4) Quantifizierung der GCaMP Fluoreszenz Spur für einzelne Beta-Zellen
Hinweis: Um zu verfolgen und die Antworten der einzelnen Beta-Zellen auf unterschiedlichen Niveaus der Glukose zu quantifizieren, quantifizieren der Fluoreszenzintensität GCaMP für den gesamten Zeitraum der Bildgebung. Quantifizierung erfolgt auf zelluläre Auflösung. Verwenden Sie dazu Fidschi20 Bilder (Stufen 4.1 – 4,6) und Tabellenkalkulations-Software oder R21 zu analysieren (Schritte 4,8 – 4,9) die Intensitätswerte der GCaMP Fluoreszenz abzuringen.
<ol><li>Öffnen Sie die Bilddatei in Fidschi mit der "LSM-Toolbox". Wählen Sie dazu "Plugin | LSM-Toolbox | Zeigen Sie LSM-Toolbox." Klicken Sie in der "LSM-Toolbox" auf "Open LSM" und wählen Sie die Image-Datei. Hinweis: Für Formate, die von der "LSM-Toolbox" nicht unterstützt, konvertieren sie zuerst zu Analysezwecken tiff.</li>
	<li>Extrahieren Sie die Reaktionen der Zellen mit dem Region-of-Interest (ROI) Werkzeug in Fidschi. Öffnen Sie den "ROI-Manager" im Menü "Analyze" unter "Extras". Manuell zeichnen Sie den ROI befindet sich in der Symbolleiste "Polygon-Auswahlwerkzeug" verwenden.</li>
	<li>Ziehen Sie den ROI im roten Kanal in dem Beta-Zellkerne sichtbar sind. Wählen Sie den ROI, so dass es eine Fläche, die größer ist als ein Zellkern umfasst um Beispiele für die Zelle Zytoplasma. Sicherzustellen, dass die ROI-Position zwischen den Frames entspricht und ggf. die Position.</li>
	<li>Die ausgewählten ROIs hinzufügen durch Klicken auf die Schaltfläche "Hinzufügen [t]" der "ROI-Manager". Wählen Sie und den ROI für den Erhalt der Daten auf mehrere Zellen fügen Sie mehrere ROIs hinzu.</li>
	<li>Wählen Sie anschließend im Menü "Analyze" "Set Messungen". Wählen Sie "Integrierte Dichte" für Gewinnung von insgesamt Fluoreszenzintensität innerhalb des Bereichs angeben.</li>
	<li>Verschiebung zu den grün-Kanal mit der GCaMP-Fluoreszenz und wählen Sie "Multi Measure" im "ROI-Manager". Hinweis: Dies wird die Intensität-Messungen für die Zellen im Laufe der Zeit-Serie bieten.</li>
	<li>Für den Fall, dass die ROI-Position durch die Bewegung der Insel angepasst werden muss, manuell kompilieren Sie die Intensität Messungen in verschiedenen Frames. Kopieren Sie und fügen Sie die Werte in eine separate Tabelle.</li>
	<li>Erhalten Sie die Zeitstempel der Bildrahmen aus "LSM-Toolbox". Verwendung "gelten Briefmarken | T-Briefmarken gelten | Dateiname | Dump Textfile"um den Zeitstempel zu erhalten. Speichern Sie Zeitstempel mit der Option "Speichern unter" oder kopieren Sie sie in der Tabelle.</li>
	<li>Führen Sie beim Kompilieren die Intensitätswerte für alle Zellen, die Analyse einer Zelle zu einem Zeitpunkt oder automatisch (z.B.mit Excel-Formeln oder R).</li>
	<li>
Einzelne Zellen in zwei Schritten zu analysieren.
	<ol>
<li>Im ersten Schritt berechnen der Fluoreszenzintensität oberhalb der Grundlinie. Berechnen Sie zu diesem Zweck die Grundlinie Fluoreszenz Intensität (F0) als Durchschnitt der Fluoreszenz-Intensität für die ersten 50 Frames (5 mM Glukose). Subtrahieren Sie die Grundlinie (F0) aus der gesamten Zeitreihe (F-F0). Hinweis: einige Zellen zeigen klare GCaMP Schwingungen unter basalen Glukose, die in der Regel weiter nach Stimulation mit höheren Konzentrationen. Für solche Zellen ist es nur möglich, indem man die mittlere Intensität der erste Rahmen in dem die Zellen einen Tropfen Fluoreszenz zeigte F0 zu schätzen.</li>
		<li>Erhalten Sie im zweiten Schritt der Analyse die endgültige GCaMP Fluoreszenz-Intensität durch die Normalisierung der Fluoreszenzintensität. Hinweis: Dies wird durchgeführt, um die Unterschiede zwischen den Inselchen von verschiedenen Tieren zu entfernen. Einzelne Inseln zeigen unterschiedliche Ebenen der Fluoreszenzemission nach Glukose-Stimulation.</li>
		<li>Normalisieren Sie die Fluoreszenzintensität, indem man sie mit dem höchsten Intensitätswert. Dafür berechnen die Peak-Intensität (Fmax – F0), und Teilen der Ausgangswerte subtrahiert von Peak-Intensität um die endgültige GCaMP Fluoreszenz-Intensität zu erzielen (F-F0) / (Fmax – F0).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Entsorgen Sie die Zellen, die keine Änderung in der Intensität nach KCl Stimulation, ausstellen, da sie möglicherweise fehlerhaft oder beschädigt.</li>
	<li>Verwenden Sie für die Durchführung der Analyse (Schritte 4,9 – 4.10) in R, R-Skript (Plotcelltrace. (R) versehen mit dieser Handschrift.</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Hier zeigen wir eine Technik für die Quantifizierung von Beta-Zellen Glukose Reaktionsfähigkeit bei einzelligen Auflösung. Dies wird durch die Überwachung der intrazellulären Calcium-Konzentration mit genetisch codierte Kalzium Kennzeichen, GCaMP6s ermöglicht. Beta-Zell-Aktivität ist durch die Montage der Insel in einer Fibrinogen-Thrombin-Form aufgenommenen ex Vivo . Ein wichtiger Schritt des Protokolls ist die Stabilität des Werkzeugs. Ausreichend Zeit muss für die Fibrinogen aufzulösen in die HBSS Lösung gegeben werden. Ohne diese wird die Form nicht ausreichend polymerisieren, um Stabilität während der Bildgebung Sitzung zu geben. Eine kleine Insel in Form von Fibrinogen-Thrombin montiert und eingetaucht in Zellkulturmedien kann für mindestens eine Woche (Daten nicht gezeigt) lebensfähig bleiben. Alternativen zu der Fibrinogen-Thrombin-Form, wie Low-Melt Agarose, können genutzt werden, um die kleine Insel22montieren. Ein weiterer kritischer Parameter ist die Zerlegung der Insel. Während dieses Schrittes muss das die Insel umgebende Gewebe entfernt werden, ohne zu verletzen oder stossen der Insel. Eine geschickte Dissektion kommt mit der Praxis.
Eine Einschränkung des imaging-Protokolls ist die Beschränkung auf einer konfokalen Ebene der Insel. Dies geschieht, um die Dynamik der Kalzium-Zustrom in einzelnen Beta-Zellen zu erfassen. Ein Z-Stack durch die gesamte Dicke der Insel führt um zu bildgebenden Geschwindigkeiten und oszillierenden Signalverlust von Einzelzellen zu niedrig. Diese Einschränkung könnte verbessert werden, mit Hilfe schneller wie Spinning-Disk-Mikroskopie, konfokale-Bildgebung um zu ermöglichen, die Kalzium-Dynamik in 3 Dimensionen zu erfassen. Eine weitere Grenze wäre in Vivo Calcium imaging12. Die transparente Art der Zebrafish Embryos oder die Verwendung von Pigment-weniger Stämme von Zebrafish Erwachsenen23 konnte die Möglichkeit für in-Vivo imaging in der Zukunft öffnen.
Die Darstellung der Beta-Zell-Aktivität mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung ermöglicht es, um die funktionelle Heterogenität zwischen den einzelnen Beta-Zellen zu untersuchen. Dieser Ansatz kann helfen, Licht auf die Existenz von Beta-Zellen Sub-Populationen. Mehrere Studien haben vor kurzem die Existenz von Sub-Populationen in der Beta-Zellen der nominell homogene24,25,26gezeigt. Ex-Vivo Bildgebung kombinierbar mit genetischen Reporter von der Sub-Bevölkerung als Reaktion auf Glukose zu charakterisieren. Darüber hinaus kann die Kombination von bildgebenden Setup mit pharmakologischen Stimulation für das Screening von Verbindungen ermöglichen, die Beta-Zellen Funktionalität verbessern könnte.
Zusammenfassend lässt sich sagen kann die hier vorgestellten Technik Quantifizierung und Vergleich der Glukose Reaktionsfähigkeit für individuelle Betazellen. Es bietet einen direkten Einblick in Beta-Zellen Funktionalität, ein wichtiger Parameter in der Entwicklung von Diabetes.

Unser Blut-Glukose bleibt in einem engen Bereich, im großen Teil wegen der Funktion des endokrinen Pankreas. Die endokrine Rolle der Bauchspeicheldrüse erfolgt durch die Langerhans-Inseln, die Hormon-sezernierenden Zellen enthalten. Die Insulin-sezernierenden Beta-Zellen sind verantwortlich für die Verminderung der Blutzucker nach einer kohlenhydrathaltigen Mahlzeit. Unzureichende Insulin-Sekretion von Beta-Zellen führt zu Diabetes1, charakterisiert durch anhaltend hohe Blutzuckerwerte. Typ 1 und Typ 2 Diabetes, die derzeit weltweit mehr als 400 Millionen Menschen heimsucht, führt zur Morbidität und Mortalität2. Durch die Untersuchung der molekularen und ökologischen Faktoren, die Beta-Zell-Dysfunktion beitragen, werden wir besser verstehen, wie Typ-2-Diabetes beginnt und schreitet voran. Darüber hinaus bieten die Möglichkeit, menschlichen Stammzellen in funktionelle Beta-Zellen in Vitro zu unterscheiden eine Quelle neuer Beta-Zellen für Zelle-Ersatz-Therapien bei Typ 1 Diabetes. Zu diesem Zweck ist es wichtig, Beta-Zellfunktion und Reifung in genetische Modellorganismen zu studieren, um die notwendigen Kenntnisse für die Herstellung von funktionalen Beta-Zellen in einer Schale zu gewinnen.
Beta-Zell-Funktionalität kann durch Quantifizierung des Gesamtbetrags von Insulin abgesondert in Reaktion auf die Glukose-Stimulation auf der ganzen Insel-Ebene überwacht werden. Dieser kumulative Ansatz untersucht die Insel als eine einzelne Gruppe von Zellen ohne Differenzierung einer Zelle Einzelimmobilien. Allerdings ergab die Analyse der Glukose Antworten der einzelnen Beta-Zellen eine Vielfalt in die funktionellen Eigenschaften von Beta-Zellen und das Vorhandensein von Heterogenität3. Um die Funktion der einzelnen Beta-Zellen zu beurteilen, ist es möglich, die intrazellulären Veränderungen zu beobachten, die Insulin-Sekretion4führen. Insulin-Sekretion wird durch einen Eintrag von Glukose in die Beta-Zellen voraus. Die Glukose, die in den Beta-Zellen tritt ist schnell zu ATP verstoffwechselt. Höhere intrazelluläre ATP-Konzentration verringern die offene Wahrscheinlichkeit des ATP-sensitiven Kalium-Ionenkanäle, Beta-Zellen Depolarisation führt. Depolarisation öffnet die Spannung-empfindlichen Calcium-Ionenkanäle und intrazellulären Calcium erhöht. Kalzium löst wiederum Exozytose von Insulin, das in den Blutkreislauf freigesetzt und senkt den Blutzuckerspiegel durch die Förderung der glucoseverwertung5,6,7.
Verschiedene Strategien wurden angewendet, um die Funktion von Beta-Zellen, einschließlich der Überwachung der Membran potenzielle8, direkte Visualisierung der Insulin-Vesikel Exozytose9und Quantifizierung der intrazellulären Ca2 + zu untersuchen Zustrom stellvertretend für Glukose-Reaktionsfähigkeit10. Unter ihnen bietet Bildgebung des intrazellulären Ca2 + den Vorteil von Up-scaling der Analysis auf mehrere einzelne Zellen innerhalb der gleichen Insel11,12, zulassend die Glukose-Reaktionsfähigkeit zwischen im direkten Vergleich einzelnen Beta-Zellen. Intrazelluläre Ca2 + Konzentration kann mit Calcium-Sensitive Fluoreszenzfarbstoffen13 oder genetisch codierte Kalzium Indikatoren (GECIs)14überwacht werden. Während Kalzium-Indikators Farbstoffen fehlen Zelltyp Spezifität, GECIs in einem bestimmten Zelltyp spezifische Promotoren ausgedrückt werden kann. Darüber hinaus bietet die neue Generation von GECIs, z. B. GCaMP6, besseres Signal-Rausch-Verhältnis zusammen mit schneller zeitliche Dynamik15. Hier beschreiben wir das Dienstprogramm der neuen Generation von GECIs in bestimmten GCaMP6s, um Kalzium in Beta-Zellen bei einzelligen Auflösung zu visualisieren. Wir wenden diese Methode auf dem Zebrafisch primäre Inselchen als unser Modell der Wahl. Während der Embryonalentwicklung Beta-Zellen in der primären Insel stammen aus der dorsalen und ventralen Pankreas Knospen16. Die primäre Insel befindet sich an einer Stereotypen anatomische Position innerhalb der Zebrafisch-Bauchspeicheldrüse, ermöglichen die einfache Identifizierung und Isolierung. Beta-Zellen in primären Inselchen sind notwendig für Glukose-Verordnung, da ihre genetische Ablation zu Hyperglykämie17,18führt. Darüber hinaus werden diese Beta-Zellen während des frühen Zebrafisch Entwicklung19Glukose reagieren. Dieses Protokoll kann auch angewendet werden, Imaging der sekundären Inselchen, die während der Post-embryonalen Phase bilden. Das Protokoll ermöglicht Bild Beta-Zellen ex Vivo, in späteren Phasen der Entwicklung und unter definierten Glukosekonzentration.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1034">
	<tbody>
		<tr height="79">
			<td height="79" style="height:79px;width:276px;">Transgenic Zebrafish line: Tg(ins:nls-Renilla-mKO2; cryaa:CFP); Tg(ins:GCaMP6s; cryaa:mCherry)</td>
			<td style="width:123px;"></td>
			<td style="width:344px;"></td>
			<td style="width:291px;">By request from authors</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:276px;">Stereo microscope</td>
			<td style="width:123px;">ZEISS</td>
			<td style="width:344px;">495015-0001-000</td>
			<td style="width:291px;">SteREO Discovery.V8</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:276px;">Fluorescence lamp</td>
			<td style="width:123px;">ZEISS</td>
			<td style="width:344px;">423013-9010-000</td>
			<td style="width:291px;">Illuminator HXP 120 V</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:276px;">Red Filter Cube</td>
			<td style="width:123px;">ZEISS</td>
			<td style="width:344px;">000000-1114-462&#160;</td>
			<td style="width:291px;">Filter set 45 HQ TexasRed</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:276px;">Confocal Microscope</td>
			<td style="width:123px;">ZEISS</td>
			<td style="width:344px;">LSM 780</td>
			<td style="width:291px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Bovine fibrinogen</td>
			<td style="width:123px;">Sigma</td>
			<td>F8630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">HBSS (Hanks&#39; Balanced Salt solution)</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>14025092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Thrombin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T4648</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">D-Glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G8270</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">35 mm diameter glass-bottom dishes</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>150680</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">tricaine methane sulfonate</td>
			<td style="width:123px;">Sigma</td>
			<td style="width:344px;">E10521&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:276px;">Fine Forceps</td>
			<td style="width:123px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:344px;">11445-12</td>
			<td style="width:291px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:276px;">FIJI, using ImageJ Version: 2.0.0-rc-43/1.50e</td>
			<td style="width:123px;"></td>
			<td style="width:344px;"></td>
			<td style="width:291px;">https://fiji.sc/</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:276px;">R, version 3.2.4</td>
			<td style="width:123px;"></td>
			<td style="width:344px;"></td>
			<td style="width:291px;">https://www.r-project.org/</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:276px;">RStudio</td>
			<td style="width:123px;"></td>
			<td style="width:344px;"></td>
			<td style="width:291px;">https://www.rstudio.com/</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:276px;">plotcelltrace.R</td>
			<td style="width:123px;"></td>
			<td style="width:344px;"></td>
			<td style="width:291px;">A custom script provided with the manuscript</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

analysis of beta-cell function using single-cell resolution calcium imaging in zebrafish islets

Beta-Zellen der Bauchspeicheldrüse reagieren auf steigende Konzentrationen im Blut Glukose durch Sekretion des Hormons Insulins. Die Dysfunktion der Beta-Zellen führt zu Hyperglykämie und schwere, lebensbedrohliche folgen. Verstehen, wie die Beta-Zellen unter physiologischen Bedingungen funktionieren und welche genetischen und umweltbedingten Faktoren ihrer Dysfunktion verursachen könnten bessere Behandlungsmöglichkeiten für Diabetes-Patienten. Die Fähigkeit zur Messung der Kalziumspiegel im Beta-Zellen dient als ein wichtiger Indikator für Beta-Zellfunktion, als der Zustrom von Kalzium-Ionen löst Insulin-Freisetzung. Hier beschreiben wir ein Protokoll für die Überwachung der Glukose stimuliert Kalzium Zustroms im Zebrafisch Beta-Zellen mithilfe von GCaMP6s, ein genetisch codierte Sensor von Kalzium. Die Methode ermöglicht die Überwachung der intrazellulären Calcium-Dynamik mit einzelligen Auflösung in Ex Vivo montiert Inselchen. Die Glukose-Reaktionsfähigkeit von Beta-Zellen in der gleichen Insel kann gleichzeitig unter verschiedenen Glukosekonzentration erfasst werden, was darauf das Vorhandensein von funktionalen Heterogenität zwischen den Zebrafisch Beta-Zellen hindeutet. Darüber hinaus bietet die Technik hohen zeitlichen und räumlichen Auflösung, der die oszillierende Natur der Kalzium-Zustrom nach Glukose-Stimulation zeigt. Unser Ansatz öffnet die Türen der Zebrafisch als Modell verwenden, um den Beitrag der genetischen und umweltbedingten Faktoren mit Beta-Zell-Funktion und Dysfunktion zu untersuchen.

Mit der oben beschriebenen Protokoll, wurden die Glukose Antworten von Beta-Zellen in einer kleinen Insel eine 45 Tage nach Befruchtung (Dpf) Zebrafisch analysiert. Dafür war das primäre Inselchen von euthanasierten Tiere seziert und montiert in der Fibrinogen-Thrombin-Form in einem Glasboden Teller. Die Insel war in HBSS mit 5 mM Glukose vertieft. Die Glukosekonzentration wurde in gewissem Sinne schrittweise bis 10 mM und 20 mM erhöht. Die Antworten der Beta-Zellen auf der steigenden Glukose-Konzentrationen wurden aufgezeichnet. Zu guter Letzt wurden Beta-Zellen depolarisiert mit 30 mM KCl (Abbildung 1). Die Depolarisation mit KCl induziert Kalzium Eintrag in gesunden Betazellen.
Mit Fidschi und ein Daten-Analyse-Software, die GCaMP6s Fluoreszenzintensität der einzelnen Beta-Zellen wird extrahiert und normalisiert (Abbildung 2). Wie aus der Spur der Fluoreszenzintensität gesehen, anzeigen Beta-Zellen der einzelnen Schwingungen in GCaMP6s Fluoreszenz auf Glukose Stimulation, die nach KCl Stimulation stoppt. Die Technik bietet eine zelluläre Auflösung von den Beta-Zellen Glukose-Reaktionsfähigkeit und ein Fenster in ihrer Funktionalität.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57851/57851fig1.jpg"> Abbildung 1: Ex Vivo live-Imaging von Kalzium Zustrom mit GCaMP6s im Zebrafisch Betazellen. Eine primäre Inselchen von Tg(ins:nls-Renilla-mKO2); TG(ins:GCaMP6s) Zebrafisch (45 Dpf) wurde in Form von Fibrinogen-Thrombin montiert und mit 5 mM (basal) Glukose inkubiert. Beta-Zellen wurden mit einem roten nuklearen Marker bezeichnet, während die GCaMP6s Fluoreszenz in den grün-Kanal vorhanden ist. Die Insel wurde angeregt mit einer Glukose-Rampe bestehend aus sequenziellen Inkubation mit 10 mM und 20 mM D-Glukose und erschüttert über die Zugabe von 30 mM KCl. Pfeilspitzen einzelne Beta-Zellen markieren deren Aktivität analysiert wurde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57851/57851fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57851/57851fig2.jpg"> Abbildung 2: normalisiert GCaMP6s Fluoreszenz-Intensität-Ablaufverfolgung für einzelne Betazellen. Normalisierte GCaMP6s Fluoreszenz Intensität-Ablaufverfolgung für die Beta-Zellen markiert mit Pfeilspitzen in Abbildung 1. Die X-Achse gibt die Zeit in Sekunden. An der Spitze zeigen Balken die Konzentration von Glukose und KCl Mittel-und HBSS. Die Y-Achse bezeichnet die normierte Fluoreszenzintensität während der Zeitreihe. Hierzu wird Grundlinie Intensität (F0) als die mittlere Intensität während der Inkubation in 5 mM Glucose berechnet. Dies ist die gesamte Zeitreihendaten abgezogen (F - F0). Die Intensität über Baseline ist durch die maximale Intensität von der Zelle angezeigt normiert (F - F0) / (Fmax- F0). Die normalisierte Ablaufverfolgung zeigt eine Oszillierende Reaktion von Beta-Zellen auf Glucose, die stabilisiert, wenn die Zellen mit 30 mM KCl. depolarisiert werden <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57851/57851fig2large.jpg" target="_blank">Klicken Sie bitte hier, um eine größere Version dieser Figur.</a>

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Analysis of Beta-cell Function Using Single-cell Resolution Calcium Imaging in Zebrafish Islets

Beta-Zell-Funktion ist wichtig für die Blutzucker-Homöostase, die bei einzelligen Auflösung mit einem genetisch codierte Reporter für Kalzium Zustrom ausgewertet wird.

Analyse der Beta-Zellfunktion mit einzelligen Auflösung Kalzium Imaging im Zebrafisch Inselchen

Pancreatic beta-cells respond to increasing blood glucose concentrations by secreting the hormone insulin. The dysfunction of beta-cells leads to ...

analysis-beta-cell-function-using-single-cell-resolution-calcium

Research

JoVE Journal

Biology

14.6K Aufrufe.  TU Dresden. Beta-Zell-Funktion ist wichtig für die Blutzucker-Homöostase, die bei einzelligen Auflösung mit einem genetisch codierte Reporter für Kalzium Zustrom ausgewertet wird.

Serie: Analysis of Beta-cell Function Using Single-cell Resolution Calcium Imaging in Zebrafish Islets

Using the optokinetic response to study visual function of zebrafish

Optokinetic response (OKR) is a behavior that an animal vibrates its eyes to follow a rotating grating around it. It has been widely used to assess the visual functions of larval zebrafish1-5. Nevertheless, the standard protocol for larval fish is not yet readily applicable in adult zabrafish. Here, we introduce how to measure the OKR of adult zebrafish with our simple custom-built apparatus using a new protocol which is established in our lab. Both our apparatus and step-by-step procedure of OKR in adult zebrafish are illustrated in this video. In addition, the measurements of the larval OKR, as well as the optomotor response (OMR) test of adult zebrafish, are also demonstrated in this video. This OKR assay of adult zebrafish in our experiment may last for up to 4 hours. Such OKR test applied in adult fish will benefit to visual function investigation more efficiently when the adult fish vision system is manipulated.
Su-Qi Zou and Wu Yin contributed equally to this paper.

Optokinetic response has been widely used to assess the visual functions of larval zebrafish. Nevertheless, the standard protocol for larval fish is not yet readily applicable in adults1-5. Here, we introduce how to measure the OKR of adult zebrafish using a new protocol which is established in our lab.

Mit der optokinetischen Reaktion auf visuelle Funktion des Zebrafisch-Studie

Optokinetic response (OKR) is a behavior that an animal vibrates its eyes to follow a rotating grating around it. It has been widely used to assess the ...

Forschung

Biologie

Single Cell Fate Mapping in Zebrafish

The ability to differentially label single cells has important implications in developmental biology. For instance, determining how hematopoietic, lymphatic, and blood vessel lineages arise in developing embryos requires fate mapping and lineage tracing of undifferentiated precursor cells. Recently, photoactivatable proteins which include: Eos1, 2, PAmCherry3, Kaede4-7, pKindling8, and KikGR9, 10 have received wide interest as cell tracing probes. The fluorescence spectrum of these photosensitive proteins can be easily converted with UV excitation, allowing a population of cells to be distinguished from adjacent ones. However, the photoefficiency of the activated protein may limit long-term cell tracking11. As an alternative to photoactivatable proteins, caged fluorescein-dextran has been widely used in embryo model systems7, 12-14. Traditionally, to uncage fluorescein-dextran, UV excitation from a fluorescence lamp house or a single photon UV laser has been used; however, such sources limit the spatial resolution of photoactivation. Here we report a protocol to fate map, lineage trace, and detect single labeled cells. Single cells in embryos injected with caged fluorescein-dextran are photoactivated with near-infrared laser pulses produced from a titanium sapphire femtosecond laser. This laser is customary in all two-photon confocal microscopes such as the LSM 510 META NLO microscope used in this paper. Since biological tissue is transparent to near-infrared irradiation15, the laser pulses can be focused deep within the embryo without uncaging cells above or below the selected focal plane. Therefore, non-linear two-photon absorption is induced only at the geometric focus to uncage fluorescein-dextran in a single cell. To detect the cell containing uncaged fluorescein-dextran, we describe a simple immunohistochemistry protocol16 to rapidly visualize the activated cell. The activation and detection protocol presented in this paper is versatile and can be applied to any model system. 
Note: The reagents used in this protocol can be found in the table appended at the end of the article.

A method is described to photoactivate single cells containing a caged fluorescent protein using two-photon absorption from a Ti:Sapphire femtosecond laser oscillator. To fate map the photoactivated cell, immunohistochemistry is used. This technique can be applied to any cell type.

Single Cell Fate Mapping im Zebrafisch

The ability to differentially label single cells has important implications in developmental biology. For instance, determining how hematopoietic, ...

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression both in terms of tissue distribution and developmental stage. Protocols are described for the use of WISH of zebrafish embryos using antisense RNA probes labeled with digoxigenin. Probes are generated by incorporating digoxigenin-linked nucleotides through in vitro transcription of gene templates that have been cloned and linearized. The chorions of embryos harvested at defined developmental stages are removed before incubation with specific probes. Following a washing procedure to remove excess probe, embryos are incubated with anti-digoxigenin antibody conjugated with alkaline phosphatase. By employing a chromogenic substrate for alkaline phosphatase, specific gene expression can be assessed. Depending on the level of gene expression the entire procedure can be completed within 2-3 days.

High Resolution Whole Mount In Situ Hybridization within Zebrafish Embryos to Study Gene Expression and Function

The zebrafish, a small tropical fish, has become a popular model for studying gene function during vertebrate development and disease. The temporal and spatial expression of target genes can be determined by in situ hybridization. Our improved protocol allows for the detection of low abundant transcripts with low non-specific background signal.

Hohe Auflösung Ganze Berge<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridisierung innerhalb Zebrafischembryonen Gene Expression und Funktion zu untersuchen

This article focuses on whole-mount in situ hybridization (WISH) of zebrafish embryos. The WISH technology facilitates the assessment of gene expression ...

Rapid and Efficient Zebrafish Genotyping Using PCR with High-resolution Melt Analysis

Zebrafish is a powerful vertebrate model system for studying development, modeling disease, and performing drug screening. Recently a variety of genetic tools have been introduced, including multiple strategies for inducing mutations and generating transgenic lines. However, large-scale screening is limited by traditional genotyping methods, which are time-consuming and labor-intensive. Here we describe a technique to analyze zebrafish genotypes by PCR combined with high-resolution melting analysis (HRMA).&#160;This approach is rapid, sensitive, and inexpensive, with lower risk of contamination artifacts.&#160;Genotyping by PCR with HRMA can be used for embryos or adult fish, including in high-throughput screening protocols.

PCR combined with high-resolution melt analysis (HRMA) is demonstrated as a rapid and efficient method to genotype zebrafish.

Schnelle und effiziente Verwendung von Zebrafisch-Genotypisierung PCR mit Hochauflösende Schmelzanalyse

Zebrafish is a powerful vertebrate model system for studying development, modeling disease, and performing drug screening. Recently a variety of genetic ...

Analysis of Nephron Composition and Function in the Adult Zebrafish Kidney

The zebrafish model has emerged as a relevant system to study kidney development, regeneration and disease. Both the embryonic and adult zebrafish kidneys are composed of functional units known as nephrons, which are highly conserved with other vertebrates, including mammals. Research in zebrafish has recently demonstrated that two distinctive phenomena transpire after adult nephrons incur damage: first, there is robust regeneration within existing nephrons that replaces the destroyed tubule epithelial cells; second, entirely new nephrons are produced from renal progenitors in a process known as neonephrogenesis. In contrast, humans and other mammals seem to have only a limited ability for nephron epithelial regeneration. To date, the mechanisms responsible for these kidney regeneration phenomena remain poorly understood. Since adult zebrafish kidneys undergo both nephron epithelial regeneration and neonephrogenesis, they provide an outstanding experimental paradigm to study these events. Further, there is a wide range of genetic and pharmacological tools available in the zebrafish model that can be used to delineate the cellular and molecular mechanisms that regulate renal regeneration. One essential aspect of such research is the evaluation of nephron structure and function. This protocol describes a set of labeling techniques that can be used to gauge renal composition and test nephron functionality in the adult zebrafish kidney. Thus, these methods are widely applicable to the future phenotypic characterization of adult zebrafish kidney injury paradigms, which include but are not limited to, nephrotoxicant exposure regimes or genetic methods of targeted cell death such as the nitroreductase mediated cell ablation technique. Further, these methods could be used to study genetic perturbations in adult kidney formation and could also be applied to assess renal status during chronic disease modeling.

The zebrafish adult kidney is an excellent system for renal regeneration and disease studies. An essential aspect of such research is the assessment of nephron structure and function. This protocol describes several methodologies that can be implemented to assess nephron tubule composition and to evaluate renal reabsorption.

Analyse der Nephron Zusammensetzung und Funktion im erwachsenen Zebrafisch Nieren

The zebrafish model has emerged as a relevant system to study kidney development, regeneration and disease. Both the embryonic and adult zebrafish kidneys ...

Evaluation of Zebrafish Kidney Function Using a Fluorescent Clearance Assay

The zebrafish embryo offers a tractable model to study organogenesis and model human genetic disease. Despite its relative simplicity, the zebrafish kidney develops and functions in almost the same way as humans. A major difference in the construction of the human kidney is the presence of millions of nephrons compared to the zebrafish that has only two. However, simplifying such a complex system into basic functional units has aided our understanding of how the kidney develops and operates. In zebrafish, the midline located glomerulus is responsible for the initial blood filtration into two pronephric tubules that diverge to run bilaterally down the embryonic axis before fusing to each other at the cloaca. The pronephric tubules are heavily populated by motile cilia that facilitate the movement of filtrate along the segmented tubule, allowing the exchange of various solutes before finally exiting via the cloaca2-4. Many genes responsible for CKD, including those related to ciliogenesis, have been studied in zebrafish5. However, a major draw back has been the difficulty in evaluating zebrafish kidney function after genetic manipulation. Traditional assays to measure kidney dysfunction in humans have proved non translational to zebrafish, mainly due to their aquatic environment and small size. For example, it is not physically possible to extract blood from embryonic staged fish for analysis of urea and creatinine content, as they are too small. In addition, zebrafish do not produce enough urine for testing on a simple proteinuria &#8216;dipstick&#8217;, which is often performed during initial patient examinations. We describe a fluorescent assay that utilizes the optical transparency of the zebrafish to quantitatively monitor the clearance of a fluorescent dye, over time, from the vasculature and out through the kidney, to give a read out of renal function1,6-9.

The zebrafish is a popular tool to model chronic kidney disease (CKD). However, their small size makes it impossible to evaluate renal function using traditional methods. We describe a fluorescent dye kidney clearance assay1 that allows quantitative analysis of zebrafish kidney function in CKD.

Bewertung der Zebrafisch Nierenfunktion unter Verwendung einer fluoreszierenden Räumungs Assay

The zebrafish embryo offers a tractable model to study organogenesis and model human genetic disease. Despite its relative simplicity, the zebrafish ...

High-resolution Time-lapse Imaging and Automated Analysis of Microtubule Dynamics in Living Human Umbilical Vein Endothelial Cells

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes within individual endothelial cells (ECs). These processes are critical for homeostatic maintenance such as wound healing, and are also crucial in promoting tumor growth and metastasis. EC morphology is defined by the organization of the cytoskeleton, a tightly regulated system of actin and microtubule (MT) dynamics that is known to control EC branching, polarity and directional migration, essential components of angiogenesis. To study MT dynamics, we used high-resolution fluorescence microscopy coupled with computational image analysis of fluorescently-labeled MT plus-ends to investigate MT growth dynamics and the regulation of EC branching morphology and directional migration. Time-lapse imaging of living Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs) was performed following transfection with fluorescently-labeled MT End Binding protein 3 (EB3) and Mitotic Centromere Associated Kinesin (MCAK)-specific cDNA constructs to evaluate effects on MT dynamics. PlusTipTracker software was used to track EB3-labeled MT plus ends in order to measure MT growth speeds and MT growth lifetimes in time-lapse images. This methodology allows for the study of MT dynamics and the identification of how localized regulation of MT dynamics within sub-cellular regions contributes to the angiogenic processes of EC branching and migration.

Protocols for Human Umbilical Vein Endothelial Cell (HUVEC) culture, transient transfection of fluorescently-labeled markers of microtubule growth, live-cell imaging and automated analysis of interphase microtubule growth dynamics are detailed.

Hochauflösende Zeitraffer-Imaging und automatische Analyse von Dynamik der Mikrotubuli in lebenden menschlichen Endothelzellen aus der Nabelvene

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes ...

CUBIC Protocol Visualizes Protein Expression at Single Cell Resolution in Whole Mount Skin Preparations

The skin is essential for our survival. The outer epidermal layer consists of the interfollicular epidermis, which is a stratified squamous epithelium covering most of our body, and epidermal appendages such as the hair follicles and sweat glands. The epidermis undergoes regeneration throughout life and in response to injury. This is enabled by K14-expressing basal epidermal stem/progenitor cell populations that are tightly regulated by multiple regulatory mechanisms active within the epidermis and between epidermis and dermis. This article describes a simple method to clarify full thickness mouse skin biopsies, and visualize K14 protein expression patterns, Ki67 labeled proliferating cells, Nile Red labeled sebocytes, and DAPI nuclear labeling at single cell resolution in 3D. This method enables accurate assessment and quantification of skin anatomy and pathology, and of abnormal epidermal phenotypes in genetically modified mouse lines. The CUBIC protocol is the best method available to date to investigate molecular and cellular interactions in full thickness skin biopsies at single cell resolution.

This report describes a CUBIC protocol to clarify full thickness mouse skin biopsies, and visualize protein expression patterns, proliferating cells, and sebocytes at the single cell resolution in 3D. This method enables accurate assessment of skin anatomy and pathology, and of abnormal epidermal phenotypes in genetically modified mouse lines.

CUBIC Protokoll Visualisiert Expression Protein bei Single Cell Resolution in Ganze Berge Vorbereitung der Haut

The skin is essential for our survival. The outer epidermal layer consists of the interfollicular epidermis, which is a stratified squamous epithelium ...

A Rapid Automated Protocol for Muscle Fiber Population Analysis in Rat Muscle Cross Sections Using Myosin Heavy Chain Immunohistochemistry

Quantification of muscle fiber populations provides a deeper insight into the effects of disease, trauma, and various other influences on skeletal muscle composition. Various time-consuming methods have traditionally been used to study fiber populations in many fields of research. However, recently developed immunohistochemical methods based on myosin heavy chain protein expression provide a quick alternative to identify multiple fiber types in a single section. Here, we present a rapid, reliable and reproducible protocol for improved staining quality, allowing automatic acquisition of whole cross sections and automatic quantification of fiber populations with ImageJ. For this purpose, embedded skeletal muscles are cut in cross sections, stained using myosin heavy chains antibodies with secondary fluorescent antibodies and DAPI for cell nuclei staining. Whole cross sections are then scanned automatically using a slide scanner to obtain high-resolution composite pictures of the entire specimen. Fiber population analyses are subsequently performed to quantify slow, intermediate and fast fibers using an automated macro for ImageJ. We have previously shown that this method can identify fiber populations reliably to a degree of &#177;4%. In addition, this method reduces inter-user variability and time per analyses significantly using the open source platform ImageJ.

Here, we present a protocol for rapid muscle fiber analyses, which allows improved staining quality, and thereby automatic acquisition and quantification of fiber populations using the freely available software ImageJ.

Ein schnelles automatisiertes Protokoll zur Muskelfaser Populationsanalyse in Rattenmuskelquerschnitte Mit Myosin Heavy Chain Immunhistochemie

Quantification of muscle fiber populations provides a deeper insight into the effects of disease, trauma, and various other influences on skeletal muscle ...

Single-Cell Resolution Three-Dimensional Imaging of Intact Organoids

Organoid technology, in vitro 3D culturing of miniature tissue, has opened a new experimental window for cellular processes that govern organ development and function as well as disease. Fluorescence microscopy has played a major role in characterizing their cellular composition in detail and demonstrating their similarity to the tissue they originate from. In this article, we present a comprehensive protocol for high-resolution 3D imaging of whole organoids upon immunofluorescent labeling. This method is widely applicable for imaging of organoids differing in origin, size and shape. Thus far we have applied the method to airway, colon, kidney, and liver organoids derived from healthy human tissue, as well as human breast tumor organoids and mouse mammary gland organoids. We use an optical clearing agent, FUnGI, which enables the acquisition of whole 3D organoids with the opportunity for single-cell quantification of markers. This three-day protocol from organoid harvesting to image analysis is optimized for 3D imaging using confocal microscopy.

The entire 3D structure and cellular content of organoids, as well as their phenotypic resemblance to the original tissue can be captured using the single-cell resolution 3D imaging protocol described here. This protocol can be applied to a wide range of organoids varying in origin, size and shape.

Single-Cell Resolution Dreidimensionale Bildgebung intakter Organoide

Organoid technology, in vitro 3D culturing of miniature tissue, has opened a new experimental window for cellular processes that govern organ development ...