Diese Arbeit wurde durch die Department of Veterans Affairs Rehab R&D Service Career Development Awards (CDA-1, RX002111; CDA-2; RX002928) an RSA, Merit Award (RX002615) und Research Career Scientist Award (RX003134) an MTP, Career Development Award (CDA-2, RX002342) an AJF, EY028859 an MTP, NEI Core Grant P30EY006360, Forschung zur Verhinderung von Blindheit und Foundation Fighting Blindness.

Alle beschriebenen Verfahren wurden vom Atlanta Veterans Affairs Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt und entsprachen dem Leitfaden der National Institutes of Health für die Pflege und Verwendung von Labortieren (NIH Publications, 8. Auflage, aktualisiert 2011).
HINWEIS: Das SD-OCT-System, das zur Entwicklung des Protokolls verwendet wurde, ist in der nachstehenden Materialtabelle beschrieben. Während einige der Verfahren für dieses spezielle System spezifisch sind, kann der Gesamtansatz für andere ÜLG-Produkte und Tiermodelle angepasst werden. Darüber hinaus werden diese Protokolle in unserem Labor häufig bei Mäusen und Ratten verwendet. Der Gesamtansatz kann jedoch auf verschiedene Tiermodelle und SD-OCT-Geräte angewendet werden, vorausgesetzt, eine Person verfügt über das richtige Objektiv und die richtigen Fähigkeiten auf ihrem Gerät.
1. Richten Sie den optischen Kohärenztomographen ein
<ol><li>Öffnen Sie die SD-OCT-Software (Materialverzeichnis).</li>
	<li>Legen Sie fest, wer die OCT, die Studie und den Behandlungsarm (falls relevant) einnimmt. Benennen Sie diese Kategorien so, dass Forscher später während der Datenanalyse nach den gewünschten Scans suchen können.<ol><li>Klicken Sie auf der Registerkarte " Patient/Untersuchung " auf "Testprüfer". Wählen Sie den Namen des Prüfers aus. Verwenden Sie die Schaltfläche "Prüfer und Ärzte einrichten ", um neue Untersucher hinzuzufügen.</li>
		<li>Klicken Sie auf Studienname , um die Studie zu definieren. Klicken Sie auf die Registerkarte Studie, um eine neue Studie hinzuzufügen oder Behandlungen in einer vorhandenen Studie zu ändern. Klicken Sie rechts neben Behandlungsarm auswählen, um einen Behandlungsarm auszuwählen.</li>
	</ol></li>
	<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Patient hinzufügen, mit der Sie einen neuen Zeitpunkt für eine ganze Gruppe hinzufügen können. Wenn das Fenster angezeigt wird, geben Sie ID-Nummer, Vorname und Nachname ein. Wählen Sie Männlich oder Weiblich aus. Geben Sie das Geburtsdatum ein.</li>
	<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Prüfung hinzufügen , um die einzelnen Ratten hinzuzufügen. Um die Ratten zu identifizieren, klicken Sie auf eine Untersuchung. Klicken Sie auf Prüfung bearbeiten. Geben Sie die ID-Nummer in das Feld " Notizen eingeben" ein. Klicken Sie auf die Schaltfläche Änderungen speichern .</li>
	<li>Schließen Sie das richtige Objektiv an das Gerät an (Abbildung 1B), wählen Sie die entsprechende Konfiguration in der Software aus, und wählen Sie die zugehörige Position des Referenzarms. HINWEIS: Das beschriebene SD-OCT-System verfügt über angepasste Linsen, voreingestellte Scanmuster und Referenzarmeinstellungen , die für die abgebildete Tierart und Augenregion (Netzhaut oder Hornhaut, Maus oder Ratte) spezifisch sind. Einige dieser Details sind spezifisch für das beschriebene SD-OCT-System (siehe Materialtabelle). Zum Beispiel bieten nicht alle Geräte eine manuelle Einstellung der Referenzarmweglänge .</li>
	<li>Doppelklicken Sie auf der Registerkarte "Patient/Untersuchung" auf die markierte Untersuchung, um zur Registerkarte "Bildgebung" zu gelangen und mit der Bildgebung zu beginnen, oder klicken Sie einfach auf die Registerkarte "Bildgebung". Wenn ein Standard-Scan vorhanden ist, klicken Sie mit der rechten Maustaste, um ihn zu löschen.</li>
	<li>Laden Sie ein voreingestelltes Scan-Protokoll, indem Sie auf die Schaltfläche Protokoll aus der Liste auswählen klicken. Alternativ können Sie einzelne Scans hinzufügen.</li>
	<li>Für Rattenmodelle für Glaukom und diabetische Retinopathie und Mausmodelle für Netzhautdegeneration wählen Sie eine Voreinstellung, die aus vier Bildern besteht: 2 OD- und 2 OS-Scans. Wählen Sie für die Kurzsichtigkeit der Maus eine Voreinstellung, die aus 8 Bildern besteht: 4 OD- und 4 OS-Scans. HINWEIS: Die voreingestellte Bildgebung wird in Abschnitt 3 ausführlicher erläutert. Dies ist etwas, das jedes Labor für sich selbst oder mit dem Hersteller während der Installation vor Ort macht.</li>
</ol>2. Betäuben Sie das Tier
<ol><li>Verabreichen Sie Anästhetika.<ol><li>Ratten werden mit Ketamin (60 mg/kg) und Xylazin (7,5 mg/kg) mittels intraperitonealer Injektion betäubt.</li>
		<li>Anästhesieren Sie Mäuse mit Ketamin (80 mg/kg) und Xylazin (16 mg/kg) mittels intraperitonealer Injektion.</li>
		<li>Warten Sie, bis die Tiere vollständig betäubt sind und reagieren Sie nicht auf das Einklemmen der Zehen.</li>
	</ol></li>
	<li>Verabreichung von Pupillenerweiterungstropfen (1% Tropicamid). Warten Sie, bis sich die Pupillen erweitert haben, bevor Sie mit der Bildgebung beginnen. HINWEIS: Die Erweiterung der Pupillen vergrößert das Sichtfeld, ist aber keine Voraussetzung. Lokalanästhesietropfen (0,5% Tetracain) zur Betäubung des Auges sollten auch verwendet werden, wenn etwas das Auge berührt (z. B. beim Anlegen von Kontaktlinsen oder bei Verwendung einer Führung). Eine Führung ist ein Gerät, das über dem Scankopf platziert wird und Anfängern hilft, das Auge und den Scankopf auszurichten.</li>
	<li>Platzieren Sie das Nagetier nach der Betäubung in ein Nagetierausrichtungssystem, das das Tier im 3-dimensionalen Raum drehen kann (Abbildung 1A, 1C und 1D). Bieten Sie thermische Unterstützung. HINWEIS: Derzeit verwenden wir Nagetierausrichtungssysteme für Mäuse und Ratten, die mit dem SD-OCT-Gerät entwickelt und verkauft werden.</li>
	<li>Tragen Sie Flüssigkeit (z. B. Kochsalzlösung oder künstliche Tränen) auf, um die Augen geschmiert zu halten. Stellen Sie sicher, dass das Auge während der Bildgebung nicht austrocknet, damit die optischen Eigenschaften des Auges zwischen den Scans erhalten bleiben (wenn die Hornhaut nass ist, ist die Netzhaut deutlich zu sehen).<ol><li>Achten Sie darauf, die Feuchtigkeit im gegenüberliegenden Auge zu halten, wenn Sie das erste Auge scannen, damit es nicht austrocknet.</li>
	</ol></li>
	<li>Verwenden Sie ein empfindliches Task-Tuch, um überschüssige Kochsalzlösung kurz vor der Bildgebung abzuleiten, da zu viel oder zu wenig Gleitmittel auf dem Auge die Bildqualität beeinträchtigt. HINWEIS: Die Verwendung von sterilem Gleitgel wird während der OCT nicht empfohlen, da dies die Bildgebung beeinträchtigen kann. Bei Bedarf kann nach dem Eingriff steriles Gleitgel verwendet werden. Eine Kontaktlinse kann auch angewendet werden, um während des gesamten Tests eine ausreichende Feuchtigkeit für das Auge zu gewährleisten. Unserer Erfahrung nach hat eine Kontaktlinse die Bildqualität nicht deutlich verbessert, aber Kontaktlinsen tragen dazu bei, das Risiko des Austrocknens der Hornhaut während der Bildgebung zu reduzieren.</li>
</ol>3. OCT-Bildgebung für Nagetiere
<ol><li>Beginnen Sie mit einem Auge (OS oder OD) und bilden Sie danach das kontralaterale Auge ab.<ol><li>Positionieren Sie das Tier mit den beiden Drehbewegungen des Nagetierausrichtungssystems so, dass der Blick horizontal ist und auf die Achse der OCT-Linse blickt (Abbildung 1D).</li>
		<li>Verwenden Sie das OAT im Freistartmodus, um die Netzhaut für die Datenerfassung auszurichten. Verwenden Sie zunächst den Zielmodus (durch Klicken auf die Schaltfläche Ziel ), um eine kontinuierliche Anzeige von horizontalen und vertikalen B-Scans in Echtzeit zu erhalten.</li>
		<li>Bewegen Sie den Scankopf näher an das Auge, bis die Netzhaut sichtbar ist (da die Netzhautlinsen von Maus und Ratte einen Fixfokus haben, konzentriert sich die Linse in Richtung des Auges tiefer in die Netzhaut). Verwenden Sie dann das Nagetierausrichtungssystem, um die Tierposition nach oben / unten einzustellen und schwenken / drehen Sie, um den Sehnervenkopf in der Mitte zu positionieren, machen Sie den horizontalen Scan horizontal und den vertikalen Scan vertikal (Abbildung 1A).</li>
		<li>Stellen Sie den Arbeitsabstand so ein, dass das Netzhautbild flach und nicht gekrümmt ist.</li>
		<li>Passen Sie die Position des Referenzarms so an, dass sich das Bild am oberen Rand des Anzeigefensters befindet. Achten Sie darauf, nicht zu weit hinein zu drücken, da sich das Augenbild sonst von selbst zurückdreht.</li>
	</ol></li>
	<li>Bildgebung der Netzhaut<ol><li>Für Glaukom-, Netzhautdegenerations- und diabetische Retinopathie-Modelle: Definieren Sie einen Volumenscan, der aus 1000 x 100 x 1 (A-Scans x B-Scans x wiederholte B-Scans) für die Mittelwertbildung besteht. Bei Ratten wird ein Volumenscan von 3 x 3 mm durchgeführt. Bei Mäusen ist ein Scan mit einem Volumen von 1,5 x 1,5 mm durchzuführen.</li>
		<li>Zentrieren Sie den Sehnerv im horizontalen und vertikalen Zugang, so dass sich der Volumenscan in der Mitte befindet. Nehmen Sie sich Zeit, um sicherzustellen, dass sich der Sehnervenkopf in der Mitte des Scans befindet und gerade entlang der Nasen-Temporal- und Ober-Unter-Achse verläuft (Abbildung 2). Scannen Sie und zentrieren Sie es erneut, um sicherzustellen, dass es sich bei Bedarf genau in der Mitte befindet. Wiederholen Sie diesen Scan nach Bedarf, bis der Sehnervenkopf zentriert und entlang beider Achsen ausgerichtet ist. Klicken Sie auf die Schaltfläche Schnappschuss , um ein Foto aufzunehmen. HINWEIS: Einige SD-OCT-Geräte haben die Möglichkeit, die Krümmung des Auges optisch zu manipulieren (z. B. das Bild wird abgeflacht), indem der Abstand des Auges von der Lichtquelle mit dem Referenzarm angepasst wird. Wir empfehlen, die Bilder abzuflachen und zu zentrieren, wenn direkte Dickenmessungen durch die Netzhautschichten durchgeführt werden, um die Genauigkeit entlang der anterior-posterioren Richtung zu verbessern.</li>
		<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Speichern , um das Bild zu speichern.</li>
		<li>Machen Sie einen radialen Scan, der auf den Sehnervenkopf zentriert ist, der 1000 x 4 x 20 ist (A-Bild x B-Bild x wiederholte B-Scans). Verwenden Sie wiederholte B-Scans, um die Bildschärfe des Auges oder der Netzhaut zu verbessern, was bei der Interpretation von Regionen des Auges oder Schichten der Netzhaut während der Datenanalyse hilft. HINWEIS: Auch hier beträgt dieser radiale Scan bei Ratten 3 mm, während er bei Mäusen 1,5 mm beträgt.</li>
		<li>Speichern Sie das Bild.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 3.1 bis 3.2.5 im kontralateralen Auge.</li>
	</ol></li>
	<li>Axiale Längenmessungen<ol><li>Bei Projekten, bei denen das gesamte Auge abgebildet wird, z. B. bei der Kurzsichtigkeit der Maus, machen Sie drei Scans des gesamten Auges und einen Netzhautscan für jedes Auge. Wählen Sie eine Voreinstellung, die aus einem radialen Scan besteht, der 500 x 20 x 1 groß ist und den gesamten Durchmesser des Auges umfasst. HINWEIS: Diese Einstellung liefert ein Bild der gesamten Länge des Mausauges von der Hornhaut bis zur Aderhaut.</li>
		<li>Zentrieren Sie die Mitte des Auges und die Netzhaut im Sichtfeld. Machen Sie drei radiale Scans (Ganzaugenscans): einen linearen B-Scan mit 1000 x 5 x 2 und zwei zusätzliche lineare B-Scans von 1000 x 5 x 2 an derselben Stelle. Speichern Sie die Bilder.</li>
		<li>Vergrößern Sie anschließend bei Bedarf und machen Sie einen Volumen- oder rechteckigen Scan (Retina-Scan) ähnlich der Beschreibung in 3.2, der aus 1000 x 20 A-Scans x B-Scans besteht. Speichern Sie den Volume-Scan.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 3.3 bis 3.3.3 im kontralateralen Auge. HINWEIS: Axiallängenmessungen sind nur bei kleinen Augen (Maus oder kleiner) möglich, da das Bildgebungsfenster aktueller Systeme nicht groß genug ist, um ein größeres Auge zu erfassen.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Schritte nach der Bildgebung
<ol><li>Speichern Sie gespeicherte Daten in einer Cloud, was eine gute Praxis für das Datenmanagement ist und einen einfachen Zugriff für spätere Analysen ermöglicht. Führen Sie Datenanalysen mit einer benutzerdefinierten Software durch, die in einem mathematischen Modellierungsprogramm (Table of Materials) entwickelt wurde.</li>
	<li>Entfernen Sie das Nagetier aus dem Nagetierausrichtungssystem und verabreichen Sie eine intraperitoneale Injektion von Atipamezol (1 mg/kg für Ratten und Mäuse), um die Wirkung des Xylazins umzukehren, damit das Nagetier schneller aufwacht.</li>
	<li>Lassen Sie Nagetiere sich bei schwacher Hitze auf einem Heizkissen erholen. Geben Sie bei Bedarf zusätzliche Salztropfen. Bringen Sie Nagetiere in ihren Heimatkäfig zurück, wenn sie wieder voll beweglich sind.</li>
	<li>Schließen Sie das Programm, und deaktivieren Sie das OAT.</li>
</ol>5. Nachbearbeitung von OCT-Bildern
<ol><li>Verarbeiten Sie die Bilder mit einer benutzerdefinierten Software, die in einem mathematischen Modellierungsprogramm entwickelt wurde, um den spezifischen Anforderungen des OCT gerecht zu werden (z. B. Messen Sie die Dicke von Interessenbereichen durch manuelles Markieren der Bilder).</li>
	<li>Verwenden Sie je nach Zweck des Bildes (Netzhaut der Maus, Rattennetzhaut oder Myopie/axiale Länge) eines von drei verschiedenen Programmen:<ol><li>Wählen Sie für die Verarbeitung der Netzhaut die zu ladenden OAT-Scans aus. Definieren Sie zunächst das Zentrum des Sehnervenkopfes mit einem einfachen Klick.</li>
		<li>Beobachten Sie, wie das Programm vertikale Linien erzeugt, die Entfernungen auf beiden Seiten des Sehnervenkopfes definieren. Beachten Sie, dass diese Linien in der Netzhaut der Ratte 0,5 mm und 1,2 mm von der Mitte des Sehnervenkopfes entfernt sind, für insgesamt 4 vertikale Linien, die die nasal-temporale und untere-superior-Achse des Auges darstellen, abhängig von dem radialen B-Scan, der derzeit analysiert wird. HINWEIS: In der Netzhaut der Maus sind diese vertikalen Linien 0,25 mm und 0,5 mm vom Zentrum des Sehnervenkopfes entfernt.</li>
		<li>Zeichnen Sie die folgenden Ebenen entlang jeder Linie ab: Die retinale Nervenfaserschicht (RNFL), die innere plexiforme Schicht (IPL), die innere Kernschicht (INL), die äußere plexiforme Schicht (OPL), die äußere Kernschicht (ONL), die externe begrenzende Membran (ELM), die inneren Segmente / äußeren Segmente (IS / OS), das retinale Pigmentepithel (RPE) und die gesamte Netzhautdicke. HINWEIS: Der Radialscan weist beim Öffnen in der Regel keine nasalen/temporalen und oberen/minderwertigen Beschriftungen auf. Scans können so erstellt werden, dass sie eine N/T- und S/I-Orientierung haben, und insbesondere diese Scans werden später analysiert.</li>
		<li>Nachdem ein Bild abgegrenzt und das Programm geschlossen wurde, exportieren Sie diese Messungen zur Datenanalyse in eine Tabellenkalkulationssoftware.</li>
	</ol></li>
	<li>Verwenden Sie diese Längen- und Dickenwerte aus Schritt 5, um Vergleiche zwischen Gruppen anzustellen, z. B. um festzustellen, ob regionale Unterschiede (n/t/s/i) oder Längsänderungen vorliegen.</li>
	<li>Bei Netzhautmessungen wird zunächst festgestellt, ob es im Abstand von 0,5 mm und 1,2 mm Unterschiede in der Nasen-Temporal- und Unter-Ober-Achse gibt. HINWEIS: Wenn keine Unterschiede in den Quadranten beobachtet werden, können die 0,5-mm- und 1,2-mm-Messungen zusammen gemittelt werden. Dies ist ein ähnlicher Ansatz für die Netzhautscans der Maus, nur bei 0,25 mm und 0,5 mm.</li>
	<li>Verwenden Sie dieses Programm für Myopie-Studien, um die Augenparameter entlang der optischen Achse des Auges zu beurteilen. Öffnen Sie das mathematische Modellierungsprogramm. Wählen Sie zunächst ein Bild aus, das geladen werden soll.<ol><li>Nachdem Sie das Bild geladen haben, markieren Sie jeden Scan manuell (radiale und B-Scans). Markieren Sie die vorderen und hinteren Ränder der Hornhaut, der Linse, der Glaskammer und der Netzhaut, so dass das Programm die Hornhautdicke, die Linsendicke, die Tiefe der vorderen und Glaskörperkammer, die gesamte Netzhautdicke und die gesamte axiale Länge berechnet.</li>
		<li>Beenden Sie nach dem Markieren das Programm, das Sie zu einem Speichermenü auffordert. Speichern Sie die abgegrenzten Werte in einer Tabellenkalkulationssoftware und berechnen Sie den Mittelwert der drei separaten Scans.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blast-Mediated+Traumatic+Brain+Injury+Exacerbates+Retinal+Damage+and+Amyloidosis+in+the+APPswePSENd19e+Mouse+Model+of+Alzheimer's+Disease.">Blast-Mediated Traumatic Brain Injury Exacerbates Retinal Damage and Amyloidosis in the APPswePSENd19e Mouse Model of Alzheimer's Disease.</a> Investigative Ophthalmology Visual Science. 60 (7), 2716-2725 (2019).</li><li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+image+processing+for+optical+coherence+tomographic+angiography+of+macular+diseases.">Advanced image processing for optical coherence tomographic angiography of macular diseases.</a> Biomedical Optics Express. 6 (12), 4661-4675 (2015).</li><li>Muhlfriedel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+Subretinal+Injection+Technique+for+Gene+Therapy+Approaches.">Optimized Subretinal Injection Technique for Gene Therapy Approaches.</a> Methods in Molecular Biology. 1834, 405-412 (2019).</li><li>Adekunle, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integration+of+Perforated+Subretinal+Prostheses+With+Retinal+Tissue.">Integration of Perforated Subretinal Prostheses With Retinal Tissue.</a> Translational Vision Science &amp; Technology. 4 (4), 5 (2015).</li><li>Sajdak, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+imaging+of+the+tree+shrew+eye:+Wavefront+analysis+and+retinal+imaging+with+correlative+histology.">Noninvasive imaging of the tree shrew eye: Wavefront analysis and retinal imaging with correlative histology.</a> Experimental Eye Research. 185, 107683 (2019).</li><li>Dominik Fischer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detailed+functional+and+structural+characterization+of+a+macular+lesion+in+a+rhesus+macaque.">Detailed functional and structural characterization of a macular lesion in a rhesus macaque.</a> Documenta Ophthalmologica. 125 (3), 179-194 (2012).</li><li>Hagag, A. M., Gao, S. S., Jia, Y., Huang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+coherence+tomography+angiography:+Technical+principles+and+clinical+applications+in+ophthalmology.">Optical coherence tomography angiography: Technical principles and clinical applications in ophthalmology.</a> Taiwan Journal of Ophthalmology. 7 (3), 115-129 (2017).</li><li>Treister, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+Subclinical+CNV+and+Choriocapillaris+Nonperfusion+in+Fellow+Eyes+of+Unilateral+Exudative+AMD+on+OCT+Angiography.">Prevalence of Subclinical CNV and Choriocapillaris Nonperfusion in Fellow Eyes of Unilateral Exudative AMD on OCT Angiography.</a> Translational Vision Science &amp; Technology. 7 (5), 19 (2018).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die hochauflösende Bildgebung von Augenstrukturen in vivo ermöglicht die Beurteilung von Netzhaut- und Augenveränderungen im Laufe der Zeit. In diesem Protokoll wurde gezeigt, dass SD-OCT Unterschiede in den Augenstrukturen in vivo in Modellen der Netzhautdegeneration, des Glaukoms, der diabetischen Retinopathie und der Myopie erfasst.
Der kritischste Aspekt bei der Durchführung von SD-OCT ist es, ein klares Bild der Netzhaut oder einer anderen Augenstruktur von Interesse zu erhalten. Es i...

Die spektrale optische Kohärenztomographie (SD-OCT) ist eine präzise, hochauflösende Bildgebungsmodalität, die es Klinikern und Forschern ermöglicht, Augenstrukturen nichtinvasiv zu untersuchen. Dieses bildgebende Verfahren basiert auf der Interferometrie, um dreidimensionale Netzhautbilder in vivo auf einer Mikrometerskala 1,2 zu erfassen. Es hat sich zu einer der am häufigsten verwendeten bildgebenden Verfahren in der Sehforschung und in der Klinik entwickelt, da pathologische Merkmale wie strukturelle Defekte und/oder Ausdünnung der Netzhautschichten und der subretinalen Flüssigkeit leicht erkannt und genau erkannt werdenkönnen 3. In der Forschung unter Verwendung von Tiermodellen für Sehstörungen hat SD-OCT wesentliche nichtinvasive Analysen der Beziehungen zwischen Struktur und Funktion und ihrer histopathologischen Ursprünge geliefert4. Aufgrund seiner Auflösung (bis zu 2-3 Mikrometer, abhängig von der Tiefe in das Auge5) ist SD-OCT in der Lage, auch kleine Veränderungen in der Dicke der Netzhautschicht zu erkennen. Diese Art der Analyse kann wichtige Informationen für das Fortschreiten der Erkrankung liefern und die Wirksamkeit neuroprotektiver Methoden und Behandlungen für Sehstörungen beurteilen.
SD-OCT ist eine nicht-invasive Alternative zur histologischen Strukturuntersuchung, und es wurde gezeigt, dass die beiden korrelieren6. Während SD-OCT keine zelluläre Auflösung erreicht, ermöglicht es Längsschnittstudien an Tieren. Dies ist von Vorteil, da das Fortschreiten der Krankheit bei einzelnen Tieren im Laufe der Zeit verfolgt werden kann, anstatt Tiere zu bestimmten Zeitpunkten einschläfern zu müssen. Mit der kontinuierlichen Verbesserung der bildgebenden Verfahren wird auch die SD-OCT-Technologie weiterentwickelt und bietet eine verbesserte Bildqualität sowie die Möglichkeit, biologische Prozesse wie die Funktion der retinalen Blutgefäße detailliert zu beurteilen. Seit ihrer Einführung im Jahr 1991 hat die SD-OCT-Technologie enorme Fortschritte in Bezug auf Auflösung, Geschwindigkeit und Empfindlichkeit gemacht7.
Die vorliegende Studie verwendet ein SD-OCT-System zur Quantifizierung von Veränderungen der Netzhautschichten in Nagetiermodellen für Netzhautdegeneration, Glaukom und diabetische Retinopathie. Das hier verwendete SD-OCT-System ist ein Fourier-Domain-OCT-System, das energiesparendes Nahinfrarotlicht nutzt, um tiefenaufgelöste Bilder in Echtzeit zu erfassen, zu verarbeiten und zu speichern. Das SD-OCT-System verfügt über erweiterte Tiefenbildgebungsfunktionen im Wellenlängenbereich von 800 nm und bietet eine Tiefe von 8 mm und eine Auflösung von 4 μm. Bei der Fourier-Domänendetektion wird das Interferenzsignal zwischen Streulicht aus dem Gewebe und einem Referenzpfad Fourier-transformiert, um axiale Abtastungen und/oder axiale Tiefenprofile der Streuintensität8 zu konstruieren. Für die Untersuchungen hier wird der OCT-Strahl über die gewünschte Netzhautstruktur gescannt, während serielle axiale Scans aufgenommen werden. In der Regel erfasst ein Scanmuster das zweidimensionale Raster (B-Scans) als eine Sammlung linearer eindimensionaler Scanlinien (A-Scans), die 2D-Querschnittsbildern entsprechen, die ein Rasterscanmuster verwenden. Für Studien, die sich auf Myopie bei Mäusen konzentrieren, wird dieses System auch verwendet, um die Dimensionen von Augenstrukturen zu messen (z. B. Hornhautdicke, Linsendicke, Glaskammertiefe und axiale Länge).
Das aktuelle System ermöglicht es Benutzern, ihre eigenen Protokolle zu entwerfen und Scans zu erstellen, die basierend auf den interessierenden Augenstrukturen angepasst und ausgewählt werden können. Die wichtigsten Scans, die in diesen benutzerdefinierten Protokollen enthalten sind, machen diese Bildgebungstechnik benutzerfreundlich. Für Bildanalysen haben wir eine maßgeschneiderte Programmierung in einem mathematischen Modellierungsprogramm entwickelt. SD-OCT ist ein leistungsfähiges Werkzeug zur nicht-invasiven Identifizierung und Quantifizierung pathomorphologischer Veränderungen in Augenstrukturen und zur Überwachung des sehbedingten Krankheitsverlaufs.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1% tropicamide</td>
			<td>Sandoz</td>
			<td>Sandoz #6131403550; NDC- 24208-585-59</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5% tetracaine</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>NDC 0065-0741-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AIM-RAS G3 120 V</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-AIMRAS-G3-120</td>
			<td>Specialized platform to hold the OCT Scanner Head for mice</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Celluvisc gel</td>
			<td>REFRESH CELLUVISC</td>
			<td>#4554; NDC-0023-4554-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>G3 18 mm Telecentric Lens</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-BORE-G3-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>G3 Mouse Lens</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-BORE-G3-M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>G3 Rat Lens</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-BORE-G3-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heating pad</td>
			<td>Fabrication</td>
			<td>11-1130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>InVivoVue software</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td></td>
			<td>Specialized software that pairs with the Leica Bioptigen SD-OCT system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td></td>
			<td>mathematical modeling program</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse/Rat Kit</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-KIT-M/R</td>
			<td>Mouse/rat rodent alignment system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>saline</td>
			<td>ADDIPAK</td>
			<td>200-39</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>System Envisu R4300 VHR 120 V</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-R4300-V1-120</td>
			<td>SD-OCT system</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo structural assessments of ocular disease in rodent models using optical coherence tomography

Die optische Kohärenztomographie im Spektralbereich (SD-OCT) ist nützlich, um Netzhaut- und Augenstrukturen in vivo sichtbar zu machen. In der Forschung ist SD-OCT ein wertvolles Werkzeug, um Veränderungen in einer Vielzahl von Netzhaut- und Augenerkrankungs- und Verletzungsmodellen zu bewerten und zu charakterisieren. In lichtinduzierten Netzhautdegenerationsmodellen kann SD-OCT verwendet werden, um die Ausdünnung der Photorezeptorschicht im Laufe der Zeit zu verfolgen. In Glaukommodellen kann SD-OCT verwendet werden, um die verminderte retinale Nervenfaserschicht und die gesamte Netzhautdicke zu überwachen und das Schröpfen des Sehnervs nach Induktion einer okulären Hypertonie zu beobachten. Bei diabetischen Nagetieren hat SD-OCT den Forschern geholfen, eine verringerte Gesamtdicke der Netzhaut sowie eine verringerte Dicke bestimmter Netzhautschichten, insbesondere der Nervenfaserschicht der Netzhaut, mit fortschreitender Krankheit zu beobachten. In Mausmodellen der Myopie kann SD-OCT verwendet werden, um axiale Parameter, wie z.B. axiale Längenänderungen, zu bewerten. Zu den Vorteilen von SD-OCT gehören die In-vivo-Bildgebung von Augenstrukturen, die Fähigkeit, Änderungen der Augenabmessungen im Laufe der Zeit quantitativ zu verfolgen, sowie die schnelle Scangeschwindigkeit und die hohe Auflösung. Hier beschreiben wir die Methoden der SD-OCT und zeigen Beispiele für ihre Anwendung in unserem Labor in Modellen der Netzhautdegeneration, des Glaukoms, der diabetischen Retinopathie und der Myopie. Zu den Methoden gehören Anästhesie, SD-OCT-Bildgebung und Verarbeitung der Bilder für Dickenmessungen.

SD-OCT gilt als erfolgreich, wenn qualitativ hochwertige Bilder erhalten werden, so dass die Augenabmessungen zuverlässig gemessen werden können. Hier wird eine Vielzahl von Anwendungen von SD-OCT anhand von Modellen der Netzhautdegeneration, des Glaukoms, der diabetischen Retinopathie und der Myopie veranschaulicht.
In einem lichtinduzierten Netzhautdegeneration-Modell (LIRD) induziert die Exposition gegenüber hellem Licht (10.000 Lux) eine Degeneration von Photorezeptorzellen in der Netzh...

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In vivo Structural Assessments of Ocular Disease in Rodent Models using Optical Coherence Tomography

Hier beschreiben wir die Verwendung der spektralen optischen Kohärenztomographie (SD-OCT) zur Visualisierung von Netzhaut- und Augenstrukturen in vivo in Modellen der Netzhautdegeneration, des Glaukoms, der diabetischen Retinopathie und der Myopie.

In-vivo-Strukturbewertungen von Augenerkrankungen in Nagetiermodellen mittels optischer Kohärenztomographie

Spectral-domain optical coherence tomography (SD-OCT) is useful for visualizing retinal and ocular structures in vivo. In research, SD-OCT is a valuable ...

in-vivo-structural-assessments-ocular-disease-rodent-models-using

Research

JoVE Journal

Bioengineering

2.8K Aufrufe.  Atlanta Veterans Affairs Medical Center. Hier beschreiben wir die Verwendung der spektralen optischen Kohärenztomographie (SD-OCT) zur Visualisierung von Netzhaut- und Augenstrukturen in vivo in Modellen der Netzhautdegeneration, des Glaukoms, der diabetischen Retinopathie und der Myopie.

Serie: In vivo Structural Assessments of Ocular Disease in Rodent Models using Optical Coherence Tomography

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As the mainstays of in vivo three-dimensional (3-D) optical microscopy, single-/multi-photon fluorescence microscopy and optical coherence tomography (OCT) have demonstrated their extraordinary sensitivities to fluorescence and optical scattering contrasts, respectively. However, the optical absorption contrast of biological tissues, which encodes essential physiological/pathological information, has not yet been assessable. 
The emergence of biomedical photoacoustics has led to a new branch of optical microscopy optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM)1, where the optical irradiation is focused to the diffraction limit to achieve cellular1 or even subcellular2 level lateral resolution. As a valuable complement to existing optical microscopy technologies, OR-PAM brings in at least two novelties. First and most importantly, OR-PAM detects optical absorption contrasts with extraordinary sensitivity (i.e., 100%). Combining OR-PAM with fluorescence microscopy3 or with optical-scattering-based OCT4 (or with both) provides comprehensive optical properties of biological tissues. Second, OR-PAM encodes optical absorption into acoustic waves, in contrast to the pure optical processes in fluorescence microscopy and OCT, and provides background-free detection. The acoustic detection in OR-PAM mitigates the impacts of optical scattering on signal degradation and naturally eliminates possible interferences (i.e., crosstalks) between excitation and detection, which is a common problem in fluorescence microscopy due to the overlap between the excitation and fluorescence spectra. 
Unique for optical absorption imaging, OR-PAM has demonstrated broad biomedical applications since its invention, including, but not limited to, neurology5, 6, ophthalmology7, 8, vascular biology9, and dermatology10. In this video, we teach the system configuration and alignment of OR-PAM as well as the experimental procedures for in vivo functional microvascular imaging.

Optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM) is an emerging technology capable of imaging optical absorption contrasts in vivo with cellular resolution and sensitivity. Here, we provide a visualized instruction on the experimental protocols of OR-PAM, including system configuration, system alignment, typical in vivo experimental procedures, and functional imaging schemes.

Dreidimensionale Optische Auflösung photoakustische Mikroskopie

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Forschung

Biotechnik

Multiparametric Optical Mapping of the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not have been accomplished by other approaches1. With the use of the calcium- and voltage-sensitive dyes, optical mapping allows measurement of transmembrane action potentials and calcium transients with high spatial resolution without the physical contact with the tissue. This makes measurements of the cardiac electrical activity possible under many conditions where the use of electrodes is inconvenient or impossible1. For example, optical recordings provide accurate morphological changes of membrane potential during and immediately after stimulation and defibrillation, while conventional electrode techniques suffer from stimulus-induced artifacts during and after stimuli due to electrode polarization1. 
The Langendorff-perfused rabbit heart is one of the most studied models of human heart physiology and pathophysiology. Many types of arrhythmias observed clinically could be recapitulated in the rabbit heart model. It was shown that wave patterns in the rabbit heart during ventricular arrhythmias, determined by effective size of the heart and the wavelength of reentry, are very similar to that in the human heart2. It was also shown that critical aspects of excitation-contraction (EC) coupling in rabbit myocardium, such as the relative contribution of sarcoplasmic reticulum (SR), is very similar to human EC coupling3. Here we present the basic procedures of optical mapping experiments in Langendorff-perfused rabbit hearts, including the Langendorff perfusion system setup, the optical mapping systems setup, the isolation and cannulation of the heart, perfusion and dye-staining of the heart, excitation-contraction uncoupling, and collection of optical signals. These methods could be also applied to the heart from species other than rabbit with adjustments to flow rates, optics, solutions, etc.
Two optical mapping systems are described. The panoramic mapping system is used to map the entire epicardium of the rabbit heart4-7. This system provides a global view of the evolution of reentrant circuits during arrhythmogenesis and defibrillation, and has been used to study the mechanisms of arrhythmias and antiarrhythmia therapy8,9. The dual mapping system is used to map the action potential (AP) and calcium transient (CaT) simultaneously from the same field of view10-13. This approach has enhanced our understanding of the important role of calcium in the electrical alternans and the induction of arrhythmia14-16.

This article describes the basic procedures for conducting optical mapping experiments in the Langendorff-perfused rabbit heart using the panoramic imaging system, and the dual (voltage and calcium) imaging modality.

Multiparametrische Optical Mapping der Langendorff-perfundierten Rabbit Heart

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not ...

Optical Mapping of Action Potentials and Calcium Transients in the Mouse Heart

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. Cardiovascular physiological phenotyping of the mouse heart can be easily done using fluorescence imaging employing various probes for transmembrane potential (Vm), calcium transients (CaT), and other parameters. Excitation-contraction coupling is characterized by action potential and intracellular calcium dynamics; therefore, it is critically important to map both Vm and CaT simultaneously from the same location on the heart1-4. Simultaneous optical mapping from Langendorff perfused mouse hearts has the potential to elucidate mechanisms underlying heart failure, arrhythmias, metabolic disease, and other heart diseases. Visualization of activation, conduction velocity, action potential duration, and other parameters at a myriad of sites cannot be achieved from cellular level investigation but is well solved by optical mapping1,5,6. In this paper we present the instrumentation setup and experimental conditions for simultaneous optical mapping of Vm and CaT in mouse hearts with high spatio-temporal resolution using state-of-the-art CMOS imaging technology. Consistent optical recordings obtained with this method illustrate that simultaneous optical mapping of Langendorff perfused mouse hearts is both feasible and reliable.

This paper details the dissection procedure, instrumental setup, and experimental conditions during optical mapping of transmembrane potential (Vm) and intracellular calcium transient (CaT) in intact isolated Langendorff perfused mouse hearts.

Optische Mapping von Aktionspotentialen und Calcium Transienten in der Maus Herz

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. ...

A Cre-Lox P Recombination Approach for the Detection of Cell Fusion In Vivo

The ability of two or more cells of the same type to fuse has been utilized in metazoans throughout evolution to form many complex organs, including skeletal muscle, bone and placenta. Contemporary studies demonstrate fusion of cells of the same type confers enhanced function. For example, when the trophoblast cells of the placenta fuse to form the syncytiotrophoblast, the syncytiotrophoblast is better able to transport nutrients and hormones across the maternal-fetal barrier than unfused trophoblasts1-4. More recent studies demonstrate fusion of cells of different types can direct cell fate. The "reversion" or modification of cell fate by fusion was once thought to be limited to cell culture systems. But the advent of stem cell transplantation led to the discovery by us and others that stem cells can fuse with somatic cells in vivo and that fusion facilitates stem cell differentiation5-7. Thus, cell fusion is a regulated process capable of promoting cell survival and differentiation and thus could be of central importance for development, repair of tissues and even the pathogenesis of disease.
Limiting the study of cell fusion, is lack of appropriate technology to 1) accurately identify fusion products and to 2) track fusion products over time. Here we present a novel approach to address both limitations via induction of bioluminescence upon fusion (Figure 1); bioluminescence can be detected with high sensitivity in vivo8-15. We utilize a construct encoding the firefly luciferase (Photinus pyralis) gene placed adjacent to a stop codon flanked by LoxP sequences. When cells expressing this gene fuse with cells expressing the Cre recombinase protein, the LoxP sites are cleaved and the stop signal is excised allowing transcription of luciferase. Because the signal is inducible, the incidence of false-positive signals is very low. Unlike existing methods which utilize the Cre/LoxP system16, 17, we have incorporated a "living" detection signal and thereby afford for the first time the opportunity to track the kinetics of cell fusion in vivo.
To demonstrate the approach, mice ubiquitously expressing Cre recombinase served as recipients of stem cells transfected with a construct to express luciferase downstream of a floxed stop codon. Stem cells were transplanted via intramyocardial injection and after transplantation intravital image analysis was conducted to track the presence of fusion products in the heart and surrounding tissues over time. This approach could be adapted to analyze cell fusion in any tissue type at any stage of development, disease or adult tissue repair.

A Cre-Lox P Recombination Approach for the Detection of Cell Fusion In Vivo

A method to track cell fusion in living organisms over time is described. The approach utilizes Cre-LoxP recombination to induce luciferase expression upon cell fusion. The luminescent signal generated can be detected in living organisms using biophotonic imaging systems with a sensitivity of detection of &tilde;1,000 cells in peripheral tissues.

Ein Cre-Lox P Rekombination Ansatz für den Nachweis von Cell Fusion In Vivo</em

The ability of two or more cells of the same type to fuse has been utilized in metazoans throughout evolution to form many complex organs, including ...

Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and expels it with a precisely orchestrated contraction. A number of congenital and acquired urological anomalies including posterior urethral valves, benign prostatic hyperplasia, and neurogenic bladder secondary to spina bifida/spinal cord injury can result in pathologic tissue remodeling leading to impaired compliance and reduced capacity1. Functional or anatomical obstruction of the urinary tract is frequently associated with these conditions, and can lead to urinary incontinence and kidney damage from increased storage and voiding pressures2. Surgical implantation of gastrointestinal segments to expand organ capacity and reduce intravesical pressures represents the primary surgical treatment option for these disorders when medical management fails3. However, this approach is hampered by the limitation of available donor tissue, and is associated with significant complications including chronic urinary tract infection, metabolic perturbation, urinary stone formation, and secondary malignancy4,5.
Current research in bladder tissue engineering is heavily focused on identifying biomaterial configurations which can support regeneration of tissues at defect sites. Conventional 3-D scaffolds derived from natural and synthetic polymers such as small intestinal submucosa and poly-glycolic acid have shown some short-term success in supporting urothelial and smooth muscle regeneration as well as facilitating increased organ storage capacity in both animal models and in the clinic6,7. However, deficiencies in scaffold mechanical integrity and biocompatibility often result in deleterious fibrosis8, graft contracture9, and calcification10, thus increasing the risk of implant failure and need for secondary surgical procedures. In addition, restoration of normal voiding characteristics utilizing standard biomaterial constructs for augmentation cystoplasty has yet to be achieved, and therefore research and development of novel matrices which can fulfill this role is needed.
In order to successfully develop and evaluate optimal biomaterials for clinical bladder augmentation, efficacy research must first be performed in standardized animal models using detailed surgical methods and functional outcome assessments. We have previously reported the use of a bladder augmentation model in mice to determine the potential of silk fibroin-based scaffolds to mediate tissue regeneration and functional voiding characteristics.11,12 Cystometric analyses of this model have shown that variations in structural and mechanical implant properties can influence the resulting urodynamic features of the tissue engineered bladders11,12. Positive correlations between the degree of matrix-mediated tissue regeneration determined histologically and functional compliance and capacity evaluated by cystometry were demonstrated in this model11,12. These results therefore suggest that functional evaluations of biomaterial configurations in rodent bladder augmentation systems may be a useful format for assessing scaffold properties and establishing in vivo feasibility prior to large animal studies and clinical deployment. In the current study, we will present various surgical stages of bladder augmentation in both mice and rats using silk scaffolds and demonstrate techniques for awake and anesthetized cystometry.

Surgical stages of bladder augmentation are described using 3-D scaffolds in murine and rat models. To test the efficacy of biomaterial configurations for use in bladder augmentation, techniques for both awake and anesthetized cystometry are presented.

Bewertung von Biomaterialien für Blasenvergrößerung mit Zystometrische Analysen in verschiedenen Tiermodellen

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and ...

Integrated Photoacoustic Ophthalmoscopy and Spectral-domain Optical Coherence Tomography

Both the clinical diagnosis and fundamental investigation of major ocular diseases greatly benefit from various non-invasive ophthalmic imaging technologies. Existing retinal imaging modalities, such as fundus photography1, confocal scanning laser ophthalmoscopy (cSLO)2, and optical coherence tomography (OCT)3, have significant contributions in monitoring disease onsets and progressions, and developing new therapeutic strategies. However, they predominantly rely on the back-reflected photons from the retina. As a consequence, the optical absorption properties of the retina, which are usually strongly associated with retinal pathophysiology status, are inaccessible by the traditional imaging technologies.
Photoacoustic ophthalmoscopy (PAOM) is an emerging retinal imaging modality that permits the detection of the optical absorption contrasts in the eye with a high sensitivity4-7 . In PAOM nanosecond laser pulses are delivered through the pupil and scanned across the posterior eye to induce photoacoustic (PA) signals, which are detected by an unfocused ultrasonic transducer attached to the eyelid. Because of the strong optical absorption of hemoglobin and melanin, PAOM is capable of non-invasively imaging the retinal and choroidal vasculatures, and the retinal pigment epithelium (RPE) melanin at high contrasts 6,7. More importantly, based on the well-developed spectroscopic photoacoustic imaging5,8 , PAOM has the potential to map the hemoglobin oxygen saturation in retinal vessels, which can be critical in studying the physiology and pathology of several blinding diseases 9 such as diabetic retinopathy and neovascular age-related macular degeneration.
Moreover, being the only existing optical-absorption-based ophthalmic imaging modality, PAOM can be integrated with well-established clinical ophthalmic imaging techniques to achieve more comprehensive anatomic and functional evaluations of the eye based on multiple optical contrasts6,10 . In this work, we integrate PAOM and spectral-domain OCT (SD-OCT) for simultaneously in vivo retinal imaging of rat, where both optical absorption and scattering properties of the retina are revealed. The system configuration, system alignment and imaging acquisition are presented.

Photoacoustic ophthalmology (PAOM), an optical-absorption-based imaging modality, provides the complementary evaluation of the retina to the currently available ophthalmic imaging technologies. We report the using of PAOM integrated with spectral-domain optical coherence tomography (SD-OCT) for simultaneous multimodal retinal imaging in rats.

Integrierte Photoakustische Ophthalmoskopie und Spectral-Domain Optical Coherence Tomography

Both the clinical diagnosis and fundamental investigation of major ocular diseases greatly benefit from various non-invasive ophthalmic imaging ...

Anatomical Reconstructions of the Human Cardiac Venous System using Contrast-computed Tomography of Perfusion-fixed Specimens

A detailed understanding of the complexity and relative variability within the human cardiac venous system is crucial for the development of cardiac devices that require access to these vessels. For example, cardiac venous anatomy is known to be one of the key limitations for the proper delivery of cardiac resynchronization therapy (CRT)1 Therefore, the development of a database of anatomical parameters for human cardiac venous systems can aid in the design of CRT delivery devices to overcome such a limitation. In this research project, the anatomical parameters were obtained from 3D reconstructions of the venous system using contrast-computed tomography (CT) imaging and modeling software (Materialise, Leuven, Belgium). The following parameters were assessed for each vein: arc length, tortuousity, branching angle, distance to the coronary sinus ostium, and vessel diameter.
	CRT is a potential treatment for patients with electromechanical dyssynchrony. Approximately 10-20% of heart failure patients may benefit from CRT2. Electromechanical dyssynchrony implies that parts of the myocardium activate and contract earlier or later than the normal conduction pathway of the heart. In CRT, dyssynchronous areas of the myocardium are treated with electrical stimulation. CRT pacing typically involves pacing leads that stimulate the right atrium (RA), right ventricle (RV), and left ventricle (LV) to produce more resynchronized rhythms. The LV lead is typically implanted within a cardiac vein, with the aim to overlay it within the site of latest myocardial activation. 
	We believe that the models obtained and the analyses thereof will promote the anatomical education for patients, students, clinicians, and medical device designers. The methodologies employed here can also be utilized to study other anatomical features of our human heart specimens, such as the coronary arteries. To further encourage the educational value of this research, we have shared the venous models on our free access website: <a href="http://www.vhlab.umn.edu/atlas" target="_blank">www.vhlab.umn.edu/atlas</a>.

The objective of this research is to recreate and then access the anatomy of the human cardiac venous system using 3D reconstructions generated from contrast-computed tomography scans.

Anatomische Rekonstruktionen des menschlichen Cardiac Venensystem mit Kontrast-Computertomographie Perfusion-fixierten Proben

A detailed  understanding of the complexity and relative variability within the human  cardiac venous system is crucial for the development of cardiac ...

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that MicroCT provides quantitative high-resolution three-dimensional (3D) anatomical data non-destructively and longitudinally. Most importantly, with the development of a novel preclinical iodinated contrast agent called eXIA160, functional and metabolic assessment of the heart became possible. However, prior to the advent of commercial MicroCT scanners equipped with X-ray flat-panel detector technology and easy-to-use cardio-respiratory gating, preclinical studies of cardiovascular disease (CVD) in small animals required a MicroCT technologist with advanced skills, and thus were impractical for widespread implementation. The goal of this work is to provide a practical guide to the use of the high-speed Quantum FX MicroCT system for comprehensive determination of myocardial global and regional function along with assessment of myocardial perfusion, metabolism and viability in healthy mice and in a cardiac ischemia mouse model induced by permanent occlusion of the left anterior descending coronary artery (LAD).

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

This method outlines the use of Quantum Micro-Computed Tomography (MicroCT) to assess cardiac morphology, function, perfusion, metabolism and viability with iodinated contrast agent in mice with experimentally-induced myocardial ischemia. The technique can be applied for non-destructive high-throughput longitudinal in vivo imaging of various animal models of human heart disease.

In Vivo quantitative Bewertung der myokardialen Struktur, Funktion, Perfusion und Lebensfähigkeit Mit Herz Micro-Computertomographie

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that ...

Multimodal Volumetric Retinal Imaging by Oblique Scanning Laser Ophthalmoscopy (oSLO) and Optical Coherence Tomography (OCT)

While fluorescence imaging is widely used in ophthalmology, a large field of view (FOV) three-dimensional (3D) fluorescence retinal image is still a big challenge with the state-of-the-art retinal imaging modalities because they would require z-stacking to compile a volumetric dataset. Newer optical coherence tomography (OCT) and OCT angiography (OCTA) systems overcome these restrictions to provide three-dimensional (3D) anatomical and vascular images, but the dye-free nature of OCT cannot visualize leakage indicative of vascular dysfunction. This protocol describes a novel oblique scanning laser ophthalmoscopy (oSLO) technique that provides 3D volumetric fluorescence retinal imaging. The setup of the imaging system generates the oblique scanning by a dove tail slider and aligns the final imaging system at an angle to detect fluorescent cross-sectional images. The system uses the laser scanning method, and therefore, allows an easy incorporation of OCT as a complementary volumetric structural imaging modality. In vivo imaging on rat retina is demonstrated here. Fluorescein solution is intravenously injected to produce volumetric fluorescein angiography (vFA).

Multimodal Volumetric Retinal Imaging by Oblique Scanning Laser Ophthalmoscopy oSLO and Optical Coherence Tomography OCT

Here, we present a protocol to get a large field of view (FOV) three-dimensional (3D) fluorescence and OCT retinal image by using a novel imaging multimodal platform. We will introduce the system setup, the method of alignment, and the operational protocols. In vivo imaging will be demonstrated, and representative results will be provided.

Multimodale Volumetrische Retinal Imaging von schrägen Scanning Laser Ophthalmoskopie (oSLO) und optische Kohärenztomografie (OCT)

While fluorescence imaging is widely used in ophthalmology, a large field of view (FOV) three-dimensional (3D) fluorescence retinal image is still a big ...

Nondestructive Monitoring of Degradable Scaffold-Based Tissue-Engineered Blood Vessel Development Using Optical Coherence Tomography

Engineered vascular grafts with structural and mechanical properties similar to natural blood vessels are expected to meet the growing demand for arterial bypass. Characterization of the growth dynamics and remodeling process of degradable polymer scaffold-based tissue-engineered blood vessels (TEBVs) with pulsatile stimulation is crucial for vascular tissue engineering. Optical imaging techniques stand out as powerful tools for monitoring vascularization of engineered tissue enabling high-resolution imaging in real-time culture. This paper demonstrates a nondestructive and fast real-time imaging strategy to monitor the growth and remodeling of TEBVs in long-term culture by using optical coherence tomography (OCT). Geometric morphology is evaluated, including vascular remodeling process, wall thickness, and comparison of TEBV thickness in different culture time points and presence of pulsatile stimulation. Finally, OCT provides practical possibilities for real-time observation of the degradation of polymer in the reconstructing tissues under pulsatile stimulation or not and in each vessel segment, by compared with the assessment of polymer degradation using scanning electron microscopic(SEM) and polarized microscope.

A step by step protocol for nondestructive and long-period monitoring the process of vascular remodeling and scaffold degradation in real-time culture of biodegradable polymeric scaffold-based tissue-engineered blood vessels with pulsatile stimulation using optical coherence tomography is described here.

Zerstörungsfreie Überwachung der abbaubaren Gerüst-basierten Tissue-Engineering Blutgefäß Entwicklung mit optischen Kohärenztomographie

Engineered vascular grafts with structural and mechanical properties similar to natural blood vessels are expected to meet the growing demand for arterial ...