Ce travail a été financé par les Bourses de perfectionnement professionnel du service de réadaptation du ministère des Anciens Combattants (CDA-1, RX002111; CDA-2; RX002928) à RSA, Prix du mérite (RX002615) et Prix de carrière scientifique en recherche (RX003134) au PMT, Prix de développement de carrière (CDA-2, RX002342) à l’AJF, EY028859 au PMT, Subvention de base NEI P30EY006360, Recherche pour prévenir la cécité et Fondation pour combattre la cécité.

Toutes les procédures décrites ont été approuvées par l’Atlanta Veterans Affairs Institutional Animal Care and Use Committee et conformes au guide des National Institutes of Health pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (NIH Publications, 8e édition, mise à jour en 2011).
REMARQUE : Le système SD-OCT utilisé pour développer le protocole ci-dessous est décrit dans le tableau des matériaux. Bien que certaines procédures soient spécifiques à ce système particulier, l’approche globale peut être adaptée à d’autres dispositifs et modèles animaux de PTO. De plus, dans notre laboratoire, ces protocoles sont couramment utilisés chez les souris et les rats; cependant, l’approche globale peut être adoptée pour différents modèles animaux et dispositifs SD-OCT à condition qu’une personne dispose de l’objectif et des capacités appropriés sur son appareil.
1. Mettre en place l’équipement de tomographie par cohérence optique
<ol><li>Ouvrez le logiciel SD-OCT (Table of Materials).</li>
	<li>Définir qui prend l’EAO, l’étude et le bras de traitement (le cas échéant). Nommez ces catégories de manière à aider les chercheurs à rechercher les analyses souhaitées plus tard au cours de l’analyse des données.<ol><li>Dans l’onglet Patient/Examen , cliquez sur Examinateur de test. Sélectionnez le nom de l’examinateur. Utilisez le bouton Configurer les examinateurs et les médecins pour ajouter de nouveaux examinateurs .</li>
		<li>Cliquez sur Nom de l’étude pour définir l’étude. Cliquez sur l’onglet Étude pour ajouter une nouvelle étude ou modifier des traitements dans une étude existante. Cliquez à droite de Select Treatment Arm pour sélectionner un bras de traitement.</li>
	</ol></li>
	<li>Cliquez sur le bouton Ajouter un patient , qui permet d’ajouter un nouveau point de temps pour un groupe entier. Lorsque la fenêtre s’affiche, entrez le numéro d’identification, le prénom et le nom. Sélectionnez Homme ou Femme. Entrez la date de naissance.</li>
	<li>Cliquez sur le bouton Ajouter un examen pour ajouter les rats individuels. Pour identifier les rats, cliquez sur un examen. Cliquez sur Modifier l’examen. Entrez le numéro d’identification dans la zone Entrer les notes . Cliquez sur le bouton Enregistrer les modifications .</li>
	<li>Fixez l’objectif approprié à l’appareil (Figure 1B), sélectionnez la configuration correspondante dans le logiciel et réglez la position du bras de référence associée. REMARQUE: Le système SD-OCT décrit a des lentilles personnalisées, des modèles de balayage prédéfinis et des réglages de bras de référence spécifiques à l’espèce animale et à la région de l’œil à imager (rétine ou cornée, souris ou rat). Certains de ces détails sont spécifiques au système SD-OCT décrit (voir tableau des matériaux). Par exemple, tous les appareils n’offrent pas un réglage manuel de la longueur du bras de référence .</li>
	<li>Dans l’onglet Patient/Examen , double-cliquez sur l’examen en surbrillance pour passer à l’onglet Imagerie et commencer l’imagerie ou cliquez simplement sur l’onglet Imagerie . S’il existe une analyse par défaut, cliquez avec le bouton droit de la souris pour la supprimer.</li>
	<li>Chargez un protocole d’analyse prédéfini en cliquant sur le bouton Sélectionner un protocole dans la liste . Vous pouvez également ajouter des analyses individuelles.</li>
	<li>Pour les modèles de rats de glaucome et de rétinopathie diabétique et les modèles murins de dégénérescence rétinienne, choisissez un préréglage composé de quatre images: 2 OD et 2 OS. Pour la myopie de souris, choisissez un préréglage composé de 8 images : 4 OD et 4 OS scans. REMARQUE: L’imagerie prédéfinie sera expliquée plus en détail dans la section 3. C’est quelque chose que chaque laboratoire fabrique pour lui-même ou avec le fabricant lors de l’installation sur site.</li>
</ol>2. Anesthésier l’animal
<ol><li>Administrer un anesthésique.<ol><li>Anesthésier les rats avec de la kétamine (60 mg/kg) et de la xylazine (7,5 mg/kg) par injection intrapéritonéale.</li>
		<li>Anesthésier les souris avec de la kétamine (80 mg/kg) et de la xylazine (16 mg/kg) par injection intrapéritonéale.</li>
		<li>Attendez que les animaux soient complètement anesthésiés et ne répondent pas au pincement des orteils.</li>
	</ol></li>
	<li>Administrer des gouttes de dilatation pupillaire (1% de tropicamide). Attendez que les pupilles se dilatent avant l’imagerie. NOTE: La dilatation des pupilles augmente le champ de vision mais n’est pas une exigence. Des gouttes anesthésiques locales (cornéennes) (0,5% de tétracaïne) pour engourdir l’œil doivent également être utilisées si quelque chose touche l’œil (par exemple, si vous appliquez des lentilles cornéennes ou utilisez un guide). Un guide est un dispositif qui est placé sur la tête de numérisation et aide les débutants à aligner l’œil et la tête de numérisation.</li>
	<li>Après avoir anesthésié le rongeur, placez-le dans un système d’alignement du rongeur qui peut faire pivoter l’animal dans un espace à 3 dimensions (Figure 1A, 1C et 1D). Fournir un support thermique. REMARQUE: Actuellement, nous utilisons des systèmes d’alignement de rongeurs pour souris et rats conçus et vendus avec le dispositif SD-OCT.</li>
	<li>Appliquez du liquide (par exemple, une solution saline ou des larmes artificielles) pour garder les yeux lubrifiés. S’assurer que l’œil ne se dessèche pas pendant l’imagerie afin que les propriétés optiques de l’œil soient maintenues entre les examens (lorsque la cornée est mouillée, la rétine peut être vue clairement).<ol><li>Assurez-vous de maintenir l’humidité dans l’œil opposé lorsque vous scannez le premier œil afin qu’il ne se dessèche pas.</li>
	</ol></li>
	<li>Utilisez une lingette délicate pour évacuer l’excès de solution saline juste avant l’imagerie, car trop ou trop peu de lubrifiant sur l’œil affectera la qualité de l’image. REMARQUE: L’utilisation de gel lubrifiant stérile n’est pas recommandée pendant la TCO car elle peut interférer avec l’imagerie. Si nécessaire, un gel lubrifiant stérile peut être utilisé après la procédure. Une lentille de contact peut également être appliquée pour assurer une humidité adéquate sur l’œil tout au long du test. D’après notre expérience, une lentille de contact n’a pas apporté une amélioration marquée de la qualité de l’image, mais les lentilles cornéennes aident à réduire le risque de séchage de la cornée pendant la séance d’imagerie.</li>
</ol>3. Imagerie de la TCO chez les rongeurs
<ol><li>Commencez par un œil (OS ou OD) et imagez ensuite l’œil controlatéral.<ol><li>Positionnez l’animal en utilisant les deux mouvements de rotation du système d’alignement des rongeurs, de sorte que le regard soit horizontal et regarde vers le bas l’axe de la lentille OCT (figure 1D).</li>
		<li>Utilisez l’OPO en mode Exécution libre pour orienter la rétine pour la collecte de données. Utilisez d’abord le mode Visée (en cliquant sur le bouton Viser ) pour un affichage continu des balayages B horizontaux et verticaux en temps réel.</li>
		<li>Rapprochez la tête de balayage de l’œil jusqu’à ce que la rétine soit visible (car les lentilles de la rétine de souris et de rat sont à focale fixe, déplaçant la lentille vers l’œil se concentre plus profondément dans la rétine). Ensuite, utilisez le système d’alignement des rongeurs pour ajuster la position de l’animal vers le haut / bas et pivoter / tordre pour positionner la tête du nerf optique au centre, rendre le balayage horizontal horizontal horizontal et le balayage vertical vertical (Figure 1A).</li>
		<li>Ajustez la distance de travail de sorte que l’image rétinienne soit plate et non incurvée.</li>
		<li>Ajustez la position du bras de référence pour conserver l’image près du haut de la fenêtre d’affichage. Veillez à ne pas pousser trop loin ou l’image de l’œil retournera sur elle-même.</li>
	</ol></li>
	<li>Imagerie rétinienne<ol><li>Pour les modèles de glaucome, de dégénérescence rétinienne et de rétinopathie diabétique : Définissez un balayage volumique composé de 1000 x 100 x 1 (balayage A x balayage B scans x scans B répétés) pour la moyenne. Chez les rats, effectuez un balayage de volume de 3 x 3 mm. Chez la souris, effectuez un balayage de volume de 1,5 x 1,5 mm.</li>
		<li>Centrez le nerf optique dans l’accès horizontal et vertical afin que le balayage de volume soit au centre. Prenez le temps de vous assurer que la tête du nerf optique est au centre de la scintigraphie et droite le long des axes nasal-temporal et supérieur-inférieur (Figure 2). Scannez et recentrez pour vous assurer qu’il est exactement au centre, si nécessaire. Répétez cette analyse si nécessaire jusqu’à ce que la tête du nerf optique soit centrée et alignée le long des deux axes. Cliquez sur le bouton Instantané pour prendre une photo. REMARQUE: Certains appareils SD-OCT ont la possibilité de manipuler optiquement la courbure de l’œil (par exemple, l’image est aplatie) en ajustant la distance de l’œil à la source lumineuse avec le bras de référence. Nous recommandons d’aplatir et de centrer les images lors de la prise de mesures directes de l’épaisseur à travers les couches rétiniennes pour améliorer la précision le long de la direction antéro-postérieure.</li>
		<li>Cliquez sur le bouton Enregistrer pour enregistrer l’image.</li>
		<li>Prenez un balayage radial centré sur la tête du nerf optique qui est de 1000 x 4 x 20 (A-scan x B-scan x B-scans répétés). Utilisez des balayages B répétés pour améliorer la clarté de l’image de l’œil ou de la rétine, ce qui aidera à interpréter les régions de l’œil ou les couches de la rétine pendant l’analyse des données. NOTE: Encore une fois, chez les rats, ce balayage radial est de 3 mm, tandis que chez la souris, le balayage radial est de 1,5 mm.</li>
		<li>Enregistrez l’image.</li>
		<li>Répétez les étapes 3.1 à 3.2.5 dans l’œil controlatéral.</li>
	</ol></li>
	<li>Mesures de longueur axiale<ol><li>Pour les projets qui impliquent l’imagerie de l’œil entier, comme la myopie de souris, prenez trois scans de l’œil entier et un scanner de la rétine pour chaque œil. Choisissez un préréglage qui consiste en un balayage radial de 500 x 20 x 1 et qui englobe tout le diamètre de l’œil. REMARQUE: Ce paramètre fournit une image de toute la longueur de l’œil de souris de la cornée à la choroïde.</li>
		<li>Centrez le milieu de l’œil et de la rétine dans le champ de vision. Prenez trois balayages radiaux (balayages de l’œil entier): un balayage linéaire B de 1000 x 5 x 2 et deux scans B linéaires supplémentaires de 1000 x 5 x 2 au même endroit. Enregistrez les images.</li>
		<li>Ensuite, si vous le souhaitez, zoomez et effectuez un balayage de volume ou rectangulaire (balayage de la rétine) similaire à la description en 3.2 qui consiste en des scans 1000 x 20 A x B scans. Enregistrez l’analyse du volume.</li>
		<li>Répétez les étapes 3.3 à 3.3.3 dans l’œil controlatéral. REMARQUE: Les mesures de longueur axiale ne sont possibles que sur de petits yeux (souris ou plus petits) car la fenêtre d’imagerie des systèmes actuels n’est pas assez grande pour capturer un œil plus grand.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Étapes post-imagerie
<ol><li>Stockez les données sauvegardées sur un cloud, ce qui est une bonne pratique pour la gestion des données et permet un accès facile pour une analyse ultérieure. Effectuer l’analyse de données avec un logiciel personnalisé développé dans un programme de modélisation mathématique (Table of Materials).</li>
	<li>Retirer le rongeur du système d’alignement des rongeurs et administrer une injection intrapéritonéale d’atipamézole (1 mg/kg pour les rats et les souris) pour inverser les effets de la xylazine, afin que le rongeur se réveille plus rapidement.</li>
	<li>Laissez les rongeurs récupérer sur un coussin chauffant à feu doux. Donnez des gouttes salines supplémentaires au besoin. Retournez les rongeurs dans leur cage d’origine lorsqu’ils ont retrouvé leur pleine marche.</li>
	<li>Fermez le programme et désactivez l’OPO.</li>
</ol>5. Post-traitement des images de l’OCT
<ol><li>Traiter les images à l’aide d’un logiciel personnalisé développé dans un programme de modélisation mathématique pour répondre à des besoins spécifiques de l’OCT (par exemple, mesurer l’épaisseur des zones d’intérêt en marquant manuellement les images).</li>
	<li>Selon le but de l’image (rétine de souris, rétine de rat ou myopie/longueur axiale), utilisez l’un des trois programmes suivants :<ol><li>Pour traiter la rétine, sélectionnez les scans de l’OCO à charger. Tout d’abord, définissez le centre de la tête du nerf optique d’un simple clic.</li>
		<li>Regardez comment le programme génère des lignes verticales définissant les distances de chaque côté de la tête du nerf optique. Notons que dans la rétine du rat, ces lignes sont à 0,5 mm et 1,2 mm du centre de la tête du nerf optique, pour un total de 4 lignes verticales représentant les axes nasal-temporal et inférieur-supérieur de l’œil en fonction du scanner radial B actuellement analysé. REMARQUE: Dans la rétine de la souris, ces lignes verticales sont à 0,25 mm et 0,5 mm du centre de la tête du nerf optique.</li>
		<li>Délimitez les couches suivantes le long de chaque ligne : La couche de fibres nerveuses rétiniennes (RNFL), la couche plexiforme interne (IPL), la couche nucléaire interne (INL), la couche plexiforme externe (OPL), la couche nucléaire externe (ONL), la membrane limitante externe (ELM), les segments internes / segments externes (IS / OS), l’épithélium pigmentaire rétinien (RPE) et l’épaisseur totale de la rétine. REMARQUE: Le balayage radial n’a généralement pas d’étiquettes nasales / temporales et supérieures / inférieures lorsqu’il est ouvert. Les scans peuvent être créés de telle sorte qu’ils ont une orientation n/t et s/i, et ces scans en particulier sont analysés ultérieurement.</li>
		<li>Une fois qu’une image a été délimitée et que le programme a été fermé, exportez ces mesures dans un tableur pour l’analyse des données.</li>
	</ol></li>
	<li>Utilisez ces valeurs de longueur et d’épaisseur de l’étape 5 pour faire des comparaisons entre les groupes, par exemple, déterminer s’il existe des différences régionales (n/t/s/i) ou des changements longitudinaux.</li>
	<li>Pour les mesures rétiniennes, déterminez d’abord s’il existe des différences dans l’axe nasal-temporal et inférieur-supérieur aux distances de 0,5 mm et 1,2 mm. NOTE: Si les différences entre les quadrants ne sont pas observées, les mesures de 0,5 mm et de 1,2 mm peuvent être moyennées ensemble. Il s’agit d’une approche similaire pour les scintigraphies rétiniennes de souris seulement à 0,25 mm et 0,5 mm.</li>
	<li>Pour les études de myopie, utilisez ce programme pour évaluer les paramètres oculaires le long de l’axe optique de l’œil. Ouvrez le programme de modélisation mathématique. Tout d’abord, sélectionnez une image à charger.<ol><li>Après avoir chargé l’image, marquez manuellement chaque numérisation (radiales et B). Marquez les bords antérieur et postérieur de la cornée, du cristallin, de la chambre vitrée et de la rétine, de sorte que le programme calcule l’épaisseur de la cornée, l’épaisseur du cristallin, la profondeur de la chambre antérieure et vitrée, l’épaisseur totale de la rétine, la longueur axiale totale.</li>
		<li>Après le marquage, quittez le programme qui invite un menu d’enregistrement. Enregistrez les valeurs délimitées dans un tableur et faites la moyenne des trois numérisations distinctes ensemble.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blast-Mediated+Traumatic+Brain+Injury+Exacerbates+Retinal+Damage+and+Amyloidosis+in+the+APPswePSENd19e+Mouse+Model+of+Alzheimer's+Disease.">Blast-Mediated Traumatic Brain Injury Exacerbates Retinal Damage and Amyloidosis in the APPswePSENd19e Mouse Model of Alzheimer's Disease.</a> Investigative Ophthalmology Visual Science. 60 (7), 2716-2725 (2019).</li><li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+image+processing+for+optical+coherence+tomographic+angiography+of+macular+diseases.">Advanced image processing for optical coherence tomographic angiography of macular diseases.</a> Biomedical Optics Express. 6 (12), 4661-4675 (2015).</li><li>Muhlfriedel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+Subretinal+Injection+Technique+for+Gene+Therapy+Approaches.">Optimized Subretinal Injection Technique for Gene Therapy Approaches.</a> Methods in Molecular Biology. 1834, 405-412 (2019).</li><li>Adekunle, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integration+of+Perforated+Subretinal+Prostheses+With+Retinal+Tissue.">Integration of Perforated Subretinal Prostheses With Retinal Tissue.</a> Translational Vision Science &amp; Technology. 4 (4), 5 (2015).</li><li>Sajdak, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+imaging+of+the+tree+shrew+eye:+Wavefront+analysis+and+retinal+imaging+with+correlative+histology.">Noninvasive imaging of the tree shrew eye: Wavefront analysis and retinal imaging with correlative histology.</a> Experimental Eye Research. 185, 107683 (2019).</li><li>Dominik Fischer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detailed+functional+and+structural+characterization+of+a+macular+lesion+in+a+rhesus+macaque.">Detailed functional and structural characterization of a macular lesion in a rhesus macaque.</a> Documenta Ophthalmologica. 125 (3), 179-194 (2012).</li><li>Hagag, A. M., Gao, S. S., Jia, Y., Huang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+coherence+tomography+angiography:+Technical+principles+and+clinical+applications+in+ophthalmology.">Optical coherence tomography angiography: Technical principles and clinical applications in ophthalmology.</a> Taiwan Journal of Ophthalmology. 7 (3), 115-129 (2017).</li><li>Treister, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+Subclinical+CNV+and+Choriocapillaris+Nonperfusion+in+Fellow+Eyes+of+Unilateral+Exudative+AMD+on+OCT+Angiography.">Prevalence of Subclinical CNV and Choriocapillaris Nonperfusion in Fellow Eyes of Unilateral Exudative AMD on OCT Angiography.</a> Translational Vision Science &amp; Technology. 7 (5), 19 (2018).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’imagerie à haute résolution des structures oculaires in vivo permet d’évaluer les changements rétiniens et oculaires au fil du temps. Dans ce protocole, il a été démontré que le SD-OCT capturait les différences dans les structures oculaires in vivo dans des modèles de dégénérescence rétinienne, de glaucome, de rétinopathie diabétique et de myopie.
L’aspect le plus critique lors de l’exécution de SD-OCT est d’obtenir une image claire de la rétine ou d’une autre s...

La tomographie par cohérence optique dans le domaine spectral (SD-OCT) est une modalité d’imagerie précise à haute résolution qui permet aux cliniciens et aux chercheurs d’examiner les structures oculaires de manière non invasive. Cette technique d’imagerie est basée sur l’interférométrie pour capturer des images rétiniennes tridimensionnelles in vivo à l’échellemicrométrique 1,2. Il est devenu l’une des modalités d’imagerie les plus fréquemment utilisées dans la recherche sur la vision et en clinique en raison de la détection facile et de la précision des caractéristiques pathologiques telles que les défauts structurels et / ou l’amincissement des couches rétiniennes et du liquide sous-rétinien3. Dans le cadre de recherches utilisant des modèles animaux de troubles liés à la vision, le SD-OCT a fourni des analyses non invasives essentielles des relations entre la structure et la fonction et de leurs origines histopathologiques4. En raison de sa résolution (jusqu’à 2-3 microns, selon la profondeur dans l’œil5), SD-OCT a la capacité de détecter même de petits changements dans l’épaisseur de la couche rétinienne. Ce type d’analyse peut fournir des informations essentielles pour la progression de la maladie et évaluer l’efficacité des méthodes neuroprotectrices et des traitements pour les troubles liés à la vision.
Le SD-OCT est une alternative non invasive à l’examen histologique de la structure, et il a été démontré que les deux sont corrélés6. Bien que le SD-OCT n’atteigne pas la résolution cellulaire, il permet des études longitudinales chez l’animal. Ceci est avantageux parce que la progression de la maladie peut être suivie chez des animaux individuels au fil du temps plutôt que d’avoir à euthanasier les animaux à des moments précis. Au fur et à mesure que les techniques d’imagerie continueront de s’améliorer, la technologie SD-OCT progressera également, offrant une qualité d’image améliorée ainsi que la capacité d’évaluer en détail les processus biologiques tels que la fonction des vaisseaux sanguins rétiniens. Même depuis son avènement en 1991, la technologie SD-OCT a connu d’énormes progrès en termes de résolution, de vitesse et de sensibilité7.
La présente étude utilise un système SD-OCT pour quantifier les changements dans les couches rétiniennes dans les modèles de rongeurs de dégénérescence rétinienne, de glaucome et de rétinopathie diabétique. Le système SD-OCT utilisé ici est un système OCT à domaine de Fourier qui utilise une lumière proche infrarouge de faible puissance pour acquérir, traiter et stocker des images résolues en profondeur en temps réel. Le système SD-OCT a une capacité d’imagerie de profondeur étendue dans la bande de longueur d’onde de 800 nm, offrant une profondeur de 8 mm et une résolution de 4 μm. Dans la détection du domaine de Fourier, le signal d’interférence entre la lumière diffusée du tissu et un chemin de référence est transformé de Fourier pour construire des balayages axiaux et/ou des profils de profondeur axiale d’intensité dispersée8. Pour les études ici, le faisceau OCT est balayé sur la structure rétinienne souhaitée tout en acquérant des balayages axiaux en série. En règle générale, un motif de balayage acquiert la grille bidimensionnelle (B-Scans) sous la forme d’une collection de lignes de balayage linéaires unidimensionnelles (A-Scans), qui correspondent à des images en coupe 2D à l’aide d’un motif de balayage raster. Pour les études axées sur la myopie chez la souris, ce système est également utilisé pour mesurer les dimensions des structures oculaires (par exemple, l’épaisseur de la cornée, l’épaisseur du cristallin, la profondeur de la chambre vitrée et la longueur axiale).
Le système actuel permet aux utilisateurs de concevoir leurs propres protocoles, en créant des scans qui peuvent être adaptés et sélectionnés en fonction des structures oculaires d’intérêt. Les principaux scans présentés dans ces protocoles définis par l’utilisateur rendent cette technique d’imagerie conviviale. Pour les analyses d’images, nous avons développé une programmation personnalisée dans un programme de modélisation mathématique. Le SD-OCT est un outil puissant pour identifier et quantifier de manière non invasive les changements pathomorphologiques dans les structures oculaires et surveiller la progression des maladies liées à la vision.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1% tropicamide</td>
			<td>Sandoz</td>
			<td>Sandoz #6131403550; NDC- 24208-585-59</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5% tetracaine</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>NDC 0065-0741-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AIM-RAS G3 120 V</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-AIMRAS-G3-120</td>
			<td>Specialized platform to hold the OCT Scanner Head for mice</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Celluvisc gel</td>
			<td>REFRESH CELLUVISC</td>
			<td>#4554; NDC-0023-4554-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>G3 18 mm Telecentric Lens</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-BORE-G3-18</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>G3 Mouse Lens</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-BORE-G3-M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>G3 Rat Lens</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-BORE-G3-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heating pad</td>
			<td>Fabrication</td>
			<td>11-1130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>InVivoVue software</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td></td>
			<td>Specialized software that pairs with the Leica Bioptigen SD-OCT system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td></td>
			<td>mathematical modeling program</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse/Rat Kit</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-KIT-M/R</td>
			<td>Mouse/rat rodent alignment system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>saline</td>
			<td>ADDIPAK</td>
			<td>200-39</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>System Envisu R4300 VHR 120 V</td>
			<td>Leica Bioptigen</td>
			<td>90-R4300-V1-120</td>
			<td>SD-OCT system</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo structural assessments of ocular disease in rodent models using optical coherence tomography

La tomographie par cohérence optique dans le domaine spectral (SD-OCT) est utile pour visualiser les structures rétiniennes et oculaires in vivo. En recherche, le SD-OCT est un outil précieux pour évaluer et caractériser les changements dans une variété de modèles de maladies et de blessures rétiniennes et oculaires. Dans les modèles de dégénérescence rétinienne induite par la lumière, le SD-OCT peut être utilisé pour suivre l’amincissement de la couche photoréceptrice au fil du temps. Dans les modèles de glaucome, le SD-OCT peut être utilisé pour surveiller la diminution de la couche de fibres nerveuses rétiniennes et de l’épaisseur totale de la rétine et pour observer les ventouses du nerf optique après avoir induit une hypertension oculaire. Chez les rongeurs diabétiques, le SD-OCT a aidé les chercheurs à observer une diminution de l’épaisseur totale de la rétine ainsi qu’une diminution de l’épaisseur de couches rétiniennes spécifiques, en particulier la couche de fibres nerveuses rétiniennes avec la progression de la maladie. Dans les modèles murins de myopie, le SD-OCT peut être utilisé pour évaluer les paramètres axiaux, tels que les changements de longueur axiale. Les avantages du SD-OCT comprennent l’imagerie in vivo des structures oculaires, la capacité de suivre quantitativement les changements dans les dimensions oculaires au fil du temps, ainsi que sa vitesse de balayage rapide et sa haute résolution. Ici, nous détaillons les méthodes de SD-OCT et montrons des exemples de son utilisation dans notre laboratoire dans des modèles de dégénérescence rétinienne, de glaucome, de rétinopathie diabétique et de myopie. Les méthodes comprennent l’anesthésie, l’imagerie SD-OCT et le traitement des images pour les mesures d’épaisseur.

Le SD-OCT est considéré comme un succès si des images de haute qualité sont obtenues de manière à ce que les dimensions oculaires puissent être mesurées de manière fiable. Ici, une variété d’utilisations de SD-OCT sont illustrées à l’aide de modèles de dégénérescence rétinienne, de glaucome, de rétinopathie diabétique et de myopie.
Dans un modèle de dégénérescence rétinienne induite par la lumière (LIRD), l’exposition à une lumière vive (10 000 lux) induit une...

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In vivo Structural Assessments of Ocular Disease in Rodent Models using Optical Coherence Tomography

Ici, nous décrivons l’utilisation de la tomographie par cohérence optique dans le domaine spectral (SD-OCT) pour visualiser les structures rétiniennes et oculaires in vivo dans des modèles de dégénérescence rétinienne, de glaucome, de rétinopathie diabétique et de myopie.

Évaluations structurales in vivo des maladies oculaires dans des modèles de rongeurs utilisant la tomographie par cohérence optique

Spectral-domain optical coherence tomography (SD-OCT) is useful for visualizing retinal and ocular structures in vivo. In research, SD-OCT is a valuable ...

in-vivo-structural-assessments-ocular-disease-rodent-models-using

Research

JoVE Journal

Bioengineering

2.8K vues.  Atlanta Veterans Affairs Medical Center. Ici, nous décrivons l’utilisation de la tomographie par cohérence optique dans le domaine spectral (SD-OCT) pour visualiser les structures rétiniennes et oculaires in vivo dans des modèles de dégénérescence rétinienne, de glaucome, de rétinopathie diabétique et de myopie.

Vidéo: In vivo Structural Assessments of Ocular Disease in Rodent Models using Optical Coherence Tomography

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As the mainstays of in vivo three-dimensional (3-D) optical microscopy, single-/multi-photon fluorescence microscopy and optical coherence tomography (OCT) have demonstrated their extraordinary sensitivities to fluorescence and optical scattering contrasts, respectively. However, the optical absorption contrast of biological tissues, which encodes essential physiological/pathological information, has not yet been assessable. 
The emergence of biomedical photoacoustics has led to a new branch of optical microscopy optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM)1, where the optical irradiation is focused to the diffraction limit to achieve cellular1 or even subcellular2 level lateral resolution. As a valuable complement to existing optical microscopy technologies, OR-PAM brings in at least two novelties. First and most importantly, OR-PAM detects optical absorption contrasts with extraordinary sensitivity (i.e., 100%). Combining OR-PAM with fluorescence microscopy3 or with optical-scattering-based OCT4 (or with both) provides comprehensive optical properties of biological tissues. Second, OR-PAM encodes optical absorption into acoustic waves, in contrast to the pure optical processes in fluorescence microscopy and OCT, and provides background-free detection. The acoustic detection in OR-PAM mitigates the impacts of optical scattering on signal degradation and naturally eliminates possible interferences (i.e., crosstalks) between excitation and detection, which is a common problem in fluorescence microscopy due to the overlap between the excitation and fluorescence spectra. 
Unique for optical absorption imaging, OR-PAM has demonstrated broad biomedical applications since its invention, including, but not limited to, neurology5, 6, ophthalmology7, 8, vascular biology9, and dermatology10. In this video, we teach the system configuration and alignment of OR-PAM as well as the experimental procedures for in vivo functional microvascular imaging.

Optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM) is an emerging technology capable of imaging optical absorption contrasts in vivo with cellular resolution and sensitivity. Here, we provide a visualized instruction on the experimental protocols of OR-PAM, including system configuration, system alignment, typical in vivo experimental procedures, and functional imaging schemes.

Tridimensionnelle optique résolution microscopie photoacoustique

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Recherche

Bio-ingénierie

Multiparametric Optical Mapping of the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not have been accomplished by other approaches1. With the use of the calcium- and voltage-sensitive dyes, optical mapping allows measurement of transmembrane action potentials and calcium transients with high spatial resolution without the physical contact with the tissue. This makes measurements of the cardiac electrical activity possible under many conditions where the use of electrodes is inconvenient or impossible1. For example, optical recordings provide accurate morphological changes of membrane potential during and immediately after stimulation and defibrillation, while conventional electrode techniques suffer from stimulus-induced artifacts during and after stimuli due to electrode polarization1. 
The Langendorff-perfused rabbit heart is one of the most studied models of human heart physiology and pathophysiology. Many types of arrhythmias observed clinically could be recapitulated in the rabbit heart model. It was shown that wave patterns in the rabbit heart during ventricular arrhythmias, determined by effective size of the heart and the wavelength of reentry, are very similar to that in the human heart2. It was also shown that critical aspects of excitation-contraction (EC) coupling in rabbit myocardium, such as the relative contribution of sarcoplasmic reticulum (SR), is very similar to human EC coupling3. Here we present the basic procedures of optical mapping experiments in Langendorff-perfused rabbit hearts, including the Langendorff perfusion system setup, the optical mapping systems setup, the isolation and cannulation of the heart, perfusion and dye-staining of the heart, excitation-contraction uncoupling, and collection of optical signals. These methods could be also applied to the heart from species other than rabbit with adjustments to flow rates, optics, solutions, etc.
Two optical mapping systems are described. The panoramic mapping system is used to map the entire epicardium of the rabbit heart4-7. This system provides a global view of the evolution of reentrant circuits during arrhythmogenesis and defibrillation, and has been used to study the mechanisms of arrhythmias and antiarrhythmia therapy8,9. The dual mapping system is used to map the action potential (AP) and calcium transient (CaT) simultaneously from the same field of view10-13. This approach has enhanced our understanding of the important role of calcium in the electrical alternans and the induction of arrhythmia14-16.

This article describes the basic procedures for conducting optical mapping experiments in the Langendorff-perfused rabbit heart using the panoramic imaging system, and the dual (voltage and calcium) imaging modality.

Multiparamétrique cartographie optique du Cœur lapin perfusé de Langendorff

Optical imaging and fluorescent probes have significantly advanced research methodology in the field of cardiac electrophysiology in ways that could not ...

Optical Mapping of Action Potentials and Calcium Transients in the Mouse Heart

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. Cardiovascular physiological phenotyping of the mouse heart can be easily done using fluorescence imaging employing various probes for transmembrane potential (Vm), calcium transients (CaT), and other parameters. Excitation-contraction coupling is characterized by action potential and intracellular calcium dynamics; therefore, it is critically important to map both Vm and CaT simultaneously from the same location on the heart1-4. Simultaneous optical mapping from Langendorff perfused mouse hearts has the potential to elucidate mechanisms underlying heart failure, arrhythmias, metabolic disease, and other heart diseases. Visualization of activation, conduction velocity, action potential duration, and other parameters at a myriad of sites cannot be achieved from cellular level investigation but is well solved by optical mapping1,5,6. In this paper we present the instrumentation setup and experimental conditions for simultaneous optical mapping of Vm and CaT in mouse hearts with high spatio-temporal resolution using state-of-the-art CMOS imaging technology. Consistent optical recordings obtained with this method illustrate that simultaneous optical mapping of Langendorff perfused mouse hearts is both feasible and reliable.

This paper details the dissection procedure, instrumental setup, and experimental conditions during optical mapping of transmembrane potential (Vm) and intracellular calcium transient (CaT) in intact isolated Langendorff perfused mouse hearts.

Cartographie optique de potentiels d&#39;action et les transitoires de calcium dans le cœur de la souris

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. ...

A Cre-Lox P Recombination Approach for the Detection of Cell Fusion In Vivo

The ability of two or more cells of the same type to fuse has been utilized in metazoans throughout evolution to form many complex organs, including skeletal muscle, bone and placenta. Contemporary studies demonstrate fusion of cells of the same type confers enhanced function. For example, when the trophoblast cells of the placenta fuse to form the syncytiotrophoblast, the syncytiotrophoblast is better able to transport nutrients and hormones across the maternal-fetal barrier than unfused trophoblasts1-4. More recent studies demonstrate fusion of cells of different types can direct cell fate. The "reversion" or modification of cell fate by fusion was once thought to be limited to cell culture systems. But the advent of stem cell transplantation led to the discovery by us and others that stem cells can fuse with somatic cells in vivo and that fusion facilitates stem cell differentiation5-7. Thus, cell fusion is a regulated process capable of promoting cell survival and differentiation and thus could be of central importance for development, repair of tissues and even the pathogenesis of disease.
Limiting the study of cell fusion, is lack of appropriate technology to 1) accurately identify fusion products and to 2) track fusion products over time. Here we present a novel approach to address both limitations via induction of bioluminescence upon fusion (Figure 1); bioluminescence can be detected with high sensitivity in vivo8-15. We utilize a construct encoding the firefly luciferase (Photinus pyralis) gene placed adjacent to a stop codon flanked by LoxP sequences. When cells expressing this gene fuse with cells expressing the Cre recombinase protein, the LoxP sites are cleaved and the stop signal is excised allowing transcription of luciferase. Because the signal is inducible, the incidence of false-positive signals is very low. Unlike existing methods which utilize the Cre/LoxP system16, 17, we have incorporated a "living" detection signal and thereby afford for the first time the opportunity to track the kinetics of cell fusion in vivo.
To demonstrate the approach, mice ubiquitously expressing Cre recombinase served as recipients of stem cells transfected with a construct to express luciferase downstream of a floxed stop codon. Stem cells were transplanted via intramyocardial injection and after transplantation intravital image analysis was conducted to track the presence of fusion products in the heart and surrounding tissues over time. This approach could be adapted to analyze cell fusion in any tissue type at any stage of development, disease or adult tissue repair.

A Cre-Lox P Recombination Approach for the Detection of Cell Fusion In Vivo

A method to track cell fusion in living organisms over time is described. The approach utilizes Cre-LoxP recombination to induce luciferase expression upon cell fusion. The luminescent signal generated can be detected in living organisms using biophotonic imaging systems with a sensitivity of detection of &tilde;1,000 cells in peripheral tissues.

Une approche recombinaison Cre-Lox P pour la détection de la fusion cellulaire In Vivo</em

The ability of two or more cells of the same type to fuse has been utilized in metazoans throughout evolution to form many complex organs, including ...

Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and expels it with a precisely orchestrated contraction. A number of congenital and acquired urological anomalies including posterior urethral valves, benign prostatic hyperplasia, and neurogenic bladder secondary to spina bifida/spinal cord injury can result in pathologic tissue remodeling leading to impaired compliance and reduced capacity1. Functional or anatomical obstruction of the urinary tract is frequently associated with these conditions, and can lead to urinary incontinence and kidney damage from increased storage and voiding pressures2. Surgical implantation of gastrointestinal segments to expand organ capacity and reduce intravesical pressures represents the primary surgical treatment option for these disorders when medical management fails3. However, this approach is hampered by the limitation of available donor tissue, and is associated with significant complications including chronic urinary tract infection, metabolic perturbation, urinary stone formation, and secondary malignancy4,5.
Current research in bladder tissue engineering is heavily focused on identifying biomaterial configurations which can support regeneration of tissues at defect sites. Conventional 3-D scaffolds derived from natural and synthetic polymers such as small intestinal submucosa and poly-glycolic acid have shown some short-term success in supporting urothelial and smooth muscle regeneration as well as facilitating increased organ storage capacity in both animal models and in the clinic6,7. However, deficiencies in scaffold mechanical integrity and biocompatibility often result in deleterious fibrosis8, graft contracture9, and calcification10, thus increasing the risk of implant failure and need for secondary surgical procedures. In addition, restoration of normal voiding characteristics utilizing standard biomaterial constructs for augmentation cystoplasty has yet to be achieved, and therefore research and development of novel matrices which can fulfill this role is needed.
In order to successfully develop and evaluate optimal biomaterials for clinical bladder augmentation, efficacy research must first be performed in standardized animal models using detailed surgical methods and functional outcome assessments. We have previously reported the use of a bladder augmentation model in mice to determine the potential of silk fibroin-based scaffolds to mediate tissue regeneration and functional voiding characteristics.11,12 Cystometric analyses of this model have shown that variations in structural and mechanical implant properties can influence the resulting urodynamic features of the tissue engineered bladders11,12. Positive correlations between the degree of matrix-mediated tissue regeneration determined histologically and functional compliance and capacity evaluated by cystometry were demonstrated in this model11,12. These results therefore suggest that functional evaluations of biomaterial configurations in rodent bladder augmentation systems may be a useful format for assessing scaffold properties and establishing in vivo feasibility prior to large animal studies and clinical deployment. In the current study, we will present various surgical stages of bladder augmentation in both mice and rats using silk scaffolds and demonstrate techniques for awake and anesthetized cystometry.

Surgical stages of bladder augmentation are described using 3-D scaffolds in murine and rat models. To test the efficacy of biomaterial configurations for use in bladder augmentation, techniques for both awake and anesthetized cystometry are presented.

Évaluation des biomatériaux pour l&#39;augmentation de la vessie à l&#39;aide des analyses cystométriques dans des modèles rongeurs Divers

Renal function and continence of urine are critically dependent on the proper function of the urinary bladder, which stores urine at low pressure and ...

Integrated Photoacoustic Ophthalmoscopy and Spectral-domain Optical Coherence Tomography

Both the clinical diagnosis and fundamental investigation of major ocular diseases greatly benefit from various non-invasive ophthalmic imaging technologies. Existing retinal imaging modalities, such as fundus photography1, confocal scanning laser ophthalmoscopy (cSLO)2, and optical coherence tomography (OCT)3, have significant contributions in monitoring disease onsets and progressions, and developing new therapeutic strategies. However, they predominantly rely on the back-reflected photons from the retina. As a consequence, the optical absorption properties of the retina, which are usually strongly associated with retinal pathophysiology status, are inaccessible by the traditional imaging technologies.
Photoacoustic ophthalmoscopy (PAOM) is an emerging retinal imaging modality that permits the detection of the optical absorption contrasts in the eye with a high sensitivity4-7 . In PAOM nanosecond laser pulses are delivered through the pupil and scanned across the posterior eye to induce photoacoustic (PA) signals, which are detected by an unfocused ultrasonic transducer attached to the eyelid. Because of the strong optical absorption of hemoglobin and melanin, PAOM is capable of non-invasively imaging the retinal and choroidal vasculatures, and the retinal pigment epithelium (RPE) melanin at high contrasts 6,7. More importantly, based on the well-developed spectroscopic photoacoustic imaging5,8 , PAOM has the potential to map the hemoglobin oxygen saturation in retinal vessels, which can be critical in studying the physiology and pathology of several blinding diseases 9 such as diabetic retinopathy and neovascular age-related macular degeneration.
Moreover, being the only existing optical-absorption-based ophthalmic imaging modality, PAOM can be integrated with well-established clinical ophthalmic imaging techniques to achieve more comprehensive anatomic and functional evaluations of the eye based on multiple optical contrasts6,10 . In this work, we integrate PAOM and spectral-domain OCT (SD-OCT) for simultaneously in vivo retinal imaging of rat, where both optical absorption and scattering properties of the retina are revealed. The system configuration, system alignment and imaging acquisition are presented.

Photoacoustic ophthalmology (PAOM), an optical-absorption-based imaging modality, provides the complementary evaluation of the retina to the currently available ophthalmic imaging technologies. We report the using of PAOM integrated with spectral-domain optical coherence tomography (SD-OCT) for simultaneous multimodal retinal imaging in rats.

Intégré ophtalmoscopie photoacoustique et Spectral-domaine tomographie par cohérence optique

Both the clinical diagnosis and fundamental investigation of major ocular diseases greatly benefit from various non-invasive ophthalmic imaging ...

Anatomical Reconstructions of the Human Cardiac Venous System using Contrast-computed Tomography of Perfusion-fixed Specimens

A detailed understanding of the complexity and relative variability within the human cardiac venous system is crucial for the development of cardiac devices that require access to these vessels. For example, cardiac venous anatomy is known to be one of the key limitations for the proper delivery of cardiac resynchronization therapy (CRT)1 Therefore, the development of a database of anatomical parameters for human cardiac venous systems can aid in the design of CRT delivery devices to overcome such a limitation. In this research project, the anatomical parameters were obtained from 3D reconstructions of the venous system using contrast-computed tomography (CT) imaging and modeling software (Materialise, Leuven, Belgium). The following parameters were assessed for each vein: arc length, tortuousity, branching angle, distance to the coronary sinus ostium, and vessel diameter.
	CRT is a potential treatment for patients with electromechanical dyssynchrony. Approximately 10-20% of heart failure patients may benefit from CRT2. Electromechanical dyssynchrony implies that parts of the myocardium activate and contract earlier or later than the normal conduction pathway of the heart. In CRT, dyssynchronous areas of the myocardium are treated with electrical stimulation. CRT pacing typically involves pacing leads that stimulate the right atrium (RA), right ventricle (RV), and left ventricle (LV) to produce more resynchronized rhythms. The LV lead is typically implanted within a cardiac vein, with the aim to overlay it within the site of latest myocardial activation. 
	We believe that the models obtained and the analyses thereof will promote the anatomical education for patients, students, clinicians, and medical device designers. The methodologies employed here can also be utilized to study other anatomical features of our human heart specimens, such as the coronary arteries. To further encourage the educational value of this research, we have shared the venous models on our free access website: <a href="http://www.vhlab.umn.edu/atlas" target="_blank">www.vhlab.umn.edu/atlas</a>.

The objective of this research is to recreate and then access the anatomy of the human cardiac venous system using 3D reconstructions generated from contrast-computed tomography scans.

Reconstructions anatomiques du système veineux cardiaque humaine à l&#39;aide de contraste tomodensitométrie des échantillons Perfusion-fixes

A detailed  understanding of the complexity and relative variability within the human  cardiac venous system is crucial for the development of cardiac ...

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that MicroCT provides quantitative high-resolution three-dimensional (3D) anatomical data non-destructively and longitudinally. Most importantly, with the development of a novel preclinical iodinated contrast agent called eXIA160, functional and metabolic assessment of the heart became possible. However, prior to the advent of commercial MicroCT scanners equipped with X-ray flat-panel detector technology and easy-to-use cardio-respiratory gating, preclinical studies of cardiovascular disease (CVD) in small animals required a MicroCT technologist with advanced skills, and thus were impractical for widespread implementation. The goal of this work is to provide a practical guide to the use of the high-speed Quantum FX MicroCT system for comprehensive determination of myocardial global and regional function along with assessment of myocardial perfusion, metabolism and viability in healthy mice and in a cardiac ischemia mouse model induced by permanent occlusion of the left anterior descending coronary artery (LAD).

In Vivo Quantitative Assessment of Myocardial Structure, Function, Perfusion and Viability Using Cardiac Micro-computed Tomography

This method outlines the use of Quantum Micro-Computed Tomography (MicroCT) to assess cardiac morphology, function, perfusion, metabolism and viability with iodinated contrast agent in mice with experimentally-induced myocardial ischemia. The technique can be applied for non-destructive high-throughput longitudinal in vivo imaging of various animal models of human heart disease.

In Vivo évaluation quantitative de la structure du myocarde, Fonction, perfusion et la viabilité utilisant la tomographie cardiaque Micro-calculées

The use of Micro-Computed Tomography (MicroCT) for in vivo studies of small animals as models of human disease has risen tremendously due to the fact that ...

Multimodal Volumetric Retinal Imaging by Oblique Scanning Laser Ophthalmoscopy (oSLO) and Optical Coherence Tomography (OCT)

While fluorescence imaging is widely used in ophthalmology, a large field of view (FOV) three-dimensional (3D) fluorescence retinal image is still a big challenge with the state-of-the-art retinal imaging modalities because they would require z-stacking to compile a volumetric dataset. Newer optical coherence tomography (OCT) and OCT angiography (OCTA) systems overcome these restrictions to provide three-dimensional (3D) anatomical and vascular images, but the dye-free nature of OCT cannot visualize leakage indicative of vascular dysfunction. This protocol describes a novel oblique scanning laser ophthalmoscopy (oSLO) technique that provides 3D volumetric fluorescence retinal imaging. The setup of the imaging system generates the oblique scanning by a dove tail slider and aligns the final imaging system at an angle to detect fluorescent cross-sectional images. The system uses the laser scanning method, and therefore, allows an easy incorporation of OCT as a complementary volumetric structural imaging modality. In vivo imaging on rat retina is demonstrated here. Fluorescein solution is intravenously injected to produce volumetric fluorescein angiography (vFA).

Multimodal Volumetric Retinal Imaging by Oblique Scanning Laser Ophthalmoscopy oSLO and Optical Coherence Tomography OCT

Here, we present a protocol to get a large field of view (FOV) three-dimensional (3D) fluorescence and OCT retinal image by using a novel imaging multimodal platform. We will introduce the system setup, the method of alignment, and the operational protocols. In vivo imaging will be demonstrated, and representative results will be provided.

Multimodal d’imagerie rétinienne volumétrique Oblique à balayage Laser ophtalmologique (oSLO) et la tomographie en cohérence optique (OCT)

While fluorescence imaging is widely used in ophthalmology, a large field of view (FOV) three-dimensional (3D) fluorescence retinal image is still a big ...

Nondestructive Monitoring of Degradable Scaffold-Based Tissue-Engineered Blood Vessel Development Using Optical Coherence Tomography

Engineered vascular grafts with structural and mechanical properties similar to natural blood vessels are expected to meet the growing demand for arterial bypass. Characterization of the growth dynamics and remodeling process of degradable polymer scaffold-based tissue-engineered blood vessels (TEBVs) with pulsatile stimulation is crucial for vascular tissue engineering. Optical imaging techniques stand out as powerful tools for monitoring vascularization of engineered tissue enabling high-resolution imaging in real-time culture. This paper demonstrates a nondestructive and fast real-time imaging strategy to monitor the growth and remodeling of TEBVs in long-term culture by using optical coherence tomography (OCT). Geometric morphology is evaluated, including vascular remodeling process, wall thickness, and comparison of TEBV thickness in different culture time points and presence of pulsatile stimulation. Finally, OCT provides practical possibilities for real-time observation of the degradation of polymer in the reconstructing tissues under pulsatile stimulation or not and in each vessel segment, by compared with the assessment of polymer degradation using scanning electron microscopic(SEM) and polarized microscope.

A step by step protocol for nondestructive and long-period monitoring the process of vascular remodeling and scaffold degradation in real-time culture of biodegradable polymeric scaffold-based tissue-engineered blood vessels with pulsatile stimulation using optical coherence tomography is described here.

Contrôles non destructifs suivi du développement de dégradable axée sur l’échafaud tissulaire des vaisseaux sanguins à l’aide de la tomographie à cohérence optique

Engineered vascular grafts with structural and mechanical properties similar to natural blood vessels are expected to meet the growing demand for arterial ...