Autoren wurden von der Avner Pancreatic Cancer Foundation unterstützt.

Alle Verfahren wurden von der Animal Care and Ethics Committee der University of New South Wales genehmigt (17/109A). Weibliche athymische Balb / c-Nacktmäuse im Alter von 8-10 Wochen mit einem Gewicht von 16-19 g wurden für dieses Protokoll verwendet. Mäuse wurden in Mikroisolatorkäfigen untergebracht und mit handelsüblichem pelletiertem Futter und Wasser ad libitumgefüttert.
1. Orthotope Bauchspeicheldrüsenkrebs-Implantation
<ol><li>Bereiten Sie die Zellen für die Implantation vor. Berechnen Sie zunächst die Anzahl der für das Verfahren erforderlichen Zellen (1 x 106 Luciferase-markierte AsPC-1-Zellen und 1 x 106 krebsindierte menschliche Pankreas-Sternzellen [CAhPSCs] sind für jedes Tier erforderlich).<ol>
<li>Halten Sie diese Zellen in einem befeuchteten, temperaturkontrollierten CO 2-Inkubator und führen Sie routinemäßige Mykoplasmentests durch. Kulturmedium für AsPC-1 und CAhPSCs sind RPMI 1640 (mit 300 mg/L L-Glutamin, 20% v/v fötalem Rinderserum, 1% v/v Penicillin/Streptomycin) und IMDM (mit 4 mM L-Glutamin, 10% v/v fötalem Rinderserum, 1% v/v Penicillin/Streptomycin).</li>
		<li>Verwenden Sie Standard-Zellkulturtechniken, um die Zellen zu einer Zellsuspension zu trypsinisieren. Neutralisieren Sie das Trypsin unter Verwendung des jeweiligen vollständigen Kulturmediums mit einem Volumen, das doppelt so groß ist wie das der verwendeten Trypsinlösung.</li>
		<li>Waschen Sie diese Zellen zweimal mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) und resuspendieren Sie sie in eine Mischung, die 1 x 106 AsPC-1-Zellen und 1 x 106 CAhPSCs in einer 50 μL-Zellsuspension enthält.</li>
		<li>Halten Sie diese Suspension bis zum Gebrauch auf Eis.</li>
	</ol></li>
	<li>Bereiten Sie eine Biosicherheitswerkbank der Klasse II für das Verfahren vor. Verwenden Sie eine Heizmatte, die von einem sterilen Kunststoffvorhang überlagert wird. Verwenden Sie zur Vergrößerung während des Eingriffs ein Paar 2,5- bis 3,5-fache Vergrößerungslupen.</li>
	<li>Bereiten Sie Geldbörsentupfer vor, indem Sie ein Loch mit einem Durchmesser von 1 cm in einen Mulltupfer schneiden. Sichern Sie dieses Loch mit einer Geldbörsennäht. Hierfür kann jede feine geflochtene Naht verwendet werden (z.B. 5/0 Polyglykolsäure naht). Geflochtenes Nahtmaterial wird empfohlen, da es den losen Knoten nach dem Anziehen an Ort und Stelle bleiben lässt. Dies ist in Abbildung 1adargestellt.</li>
	<li>Betäuben Sie die Maus mit 80 mg/kg Ketamin und 10 mg/kg Xylazin durch intraperitoneale Injektion.</li>
	<li>5 mg/kg Enrofloxacin Antibiotikaprophylaxe, 2,5 mg/kg Flunixin-Analgesie und 1 ml 0,9% Kochsalzlösung subkutan verabreichen.</li>
	<li>Nach der Betäubung legen Sie die Maus auf das sterile Feld in Rückenlage und tragen Sie Povidon-Jod gefolgt von 70% Ethanol für die Hautvorbereitung auf.</li>
	<li>Machen Sie einen Längsschnitt in die Haut des linken Schädelquadranten des Abdomens und betreten Sie dann den Bauch, indem Sie die Muskelschicht zwischen der Zwiege einschneiden.</li>
	<li>Laden Sie eine 29 G Insulinspritze mit 50 μL Zellsuspension auf – dies entspricht 1 x 106 CAhPSCs und 1 x 106 Luciferase-markierten AsPC-1-Zellen pro Injektion. Montieren Sie es auf dem Injektionsgerät. Das Design und die Funktion dieser Injektionsvorrichtung werden in Abbildung 1b und ihrer Legende ausführlich erläutert.</li>
	<li>Legen Sie den Geldbörsenabstrich über den Laparotomieschnitt und äußerlich dann die Milz und den Pankreasschwanz durch die Öffnung dieses Tupfers. Ziehen Sie die Geldbörse fest, um den Körper der Bauchspeicheldrüse sanft zu umschließen und den Pankreasschwanz für die Injektion freizulegen. Es ist wichtig, so eng zu sein, dass die Gaze die Bauchspeicheldrüse umlaufend kontaktiert und gleichzeitig nicht einschnürt.</li>
	<li>Greifen Sie mit einer Zangen den Schwanz der Bauchspeicheldrüse und legen Sie vorsichtig eine seitliche Spannung darauf. Punktieren Sie die ventrale Peritonealoberfläche mit der Nadel in einem flachen Winkel und injizieren Sie dann die Zellsuspension langsam und kontrolliert (über 10-15 s) mit dem Injektionsgerät in die Bauchspeicheldrüse.</li>
	<li>Achten Sie während des Injektionsprozesses sorgfältig auf Leckagen - sowohl um die Injektionsstelle (durch Reflux) als auch auf der anderen Seite des Pankreasläppchens (im Falle einer durchgehenden Penetration). Wenn eine sichtbare Leckage auftritt, stoppen Sie die Injektion und notieren Sie das Leckagevolumen, indem Sie das Volumen des verbleibenden Injektionsmittels in der Spritze überprüfen. Wenn die Leckage ein kleines Volumen (<10 μL) hat, absorbieren Sie dann jede Leckage mit Gaze und positionieren Sie die Nadel in ein anderes Pankreasläppchen, um die Injektion abzuschließen.</li>
	<li>Ersetzen Sie Milz und Bauchspeicheldrüse und schließen Sie die Bauchdecke mit 5/0 Polyglykolsäurenaht in kontinuierlicher Weise. Schließen Sie die Skin mit Clips.</li>
	<li>Überwachen Sie die Maus in einem erwärmten Käfig, bis sie sich von der Narkose erholt hat. Sobald Sie wach und aufmerksam sind, bewegen Sie die Maus zurück in ihren Käfig.</li>
</ol>2. Krebsresektionschirurgie: Distale Pankreatektomie und Splenektomie
<ol><li>Der Zeitpunkt der Resektion in Bezug auf die Implantation kann je nach experimentellem Protokoll variieren. Lassen Sie die Tumoren im Allgemeinen mindestens 3 Wochen vor der Resektion wachsen, optimieren Sie dies jedoch empirisch für die jeweilige implantierte Krebszellenlinie.</li>
	<li>Führen Sie am Tag vor der Resektionsoperation eine Biolumineszenzbildgebung an den Tieren durch, um das Vorhandensein eines lokalisierten Primärtumors zu bestätigen. Beachten Sie, dass diese bildgebungsstudie einfach verwendet wird, um Mäuse mit offensichtlicher extrapankreasartiger Erkrankung von der Resektion auszuschließen. Weder Größe noch Strahlungsfluss sollten als Schwellenwerte für die Bestimmung der Eignung für die Resektion verwendet werden.<ol>
<li>Mäuse wiegen und intraperitoneal (150 mg/kg) mit D-Luciferin injizieren.</li>
		<li>Bestimmen Sie den Zeitpunkt des Bildgebungsschritts in Bezug auf die Luciferin-Injektion für jedes Experiment durch die Durchführung einer luciferin-kinetischen Kurve. Der Zeitraum, in dem der Strahlungsfluss über 90% seines Maximums liegt, stellt den optimalen Zeitpunkt für die Biolumineszenzbildgebung dar (in diesem Experiment 18 bis 26 Minuten nach der Injektion).</li>
		<li>Induzieren Sie die Anästhesie und halten Sie die Verwendung von Isofluran (4% bzw. 3% mit Sauerstoff) aufrecht und führen Sie die Bildgebung mit einem biolumineszierenden Bildgebungsgerät (z. B. IVIS Lumina II) durch. Verwenden Sie automatische Belichtungs- und Binning-Einstellungen (diese können jedoch für den erwarteten Strahlungsfluss optimiert werden).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bereiten Sie die Biosicherheitswerkbank der Klasse II für das Verfahren vor. Verwenden Sie eine Heizmatte, die von einem sterilen Kunststoffvorhang überlagert wird. Verwenden Sie zur Vergrößerung während der Dissektion ein Paar 2,5- bis 3,5-fach vergrößerungs-chirurgische Lupen.</li>
	<li>Betäuben Sie die Maus mit 80 mg/kg Ketamin und 10 mg/kg Xylazin durch intraperitoneale Injektion.</li>
	<li>5 mg/kg Enrofloxacin Antibiotikaprophylaxe, 2,5 mg/kg Flunixin-Analgesie und 1 ml 0,9% Kochsalzlösung subkutan verabreichen.</li>
	<li>Legen Sie die Maus auf das sterile Feld in Rückenlage und tragen Sie Povidon-Jod gefolgt von 70% Ethanol für die Hautvorbereitung auf.</li>
	<li>Machen Sie einen Längsschnitt in die Haut des linken Schädelquadranten des Abdomens, vorzugsweise durch die vorherige Schnittstelle.</li>
	<li>Sezieren Sie die Haut unverblümt von der darunter liegenden muskulösen Bauchdecke und legen Sie dann einen alm selbsthaltenden Retraktor, um die Hautwunde offen zu halten.</li>
	<li>Schneiden Sie die Muskelschicht zwischen der Zette nur auf eine Seite der Nahtlinie der vorherigen Operation und verlängern Sie dann den Schnitt, um die gesamte vorherige Nahtlinie zu entfernen.</li>
	<li>Äußeren Sie die Milz und die distale Bauchspeicheldrüse und ziehen Sie sie kranial zurück. Am kaudalen Aspekt der Bauchspeicheldrüse kann der Dickdarm durch filmische Adhäsionen gebunden sein. Wenn dies gefunden wird, sezieren Sie den Dickdarm unverblümt ab.</li>
	<li>Geben Sie vorsichtig ein Paar Zangen dorsal an den Körper der Bauchspeicheldrüse und der Milzgefäße und öffnen Sie diesen Raum. Dies gibt ein Segment der Bauchspeicheldrüse für die nachfolgende Ligatur frei.</li>
	<li>Ligaieren Sie den Körper der Bauchspeicheldrüse proximal zum Tumor mit einem Titanligaturclip und transektieren Sie dann die Bauchspeicheldrüse distal dazu mit Kauter. Eine alternative Möglichkeit, den Pankreasstumpf zu kontrollieren, besteht darin, ihn vor der Transsektion in Kontinuität mit 5/0 Polyglykolsäurenäht zu ligieren.</li>
	<li>Ziehen Sie die Bauchspeicheldrüse kaudal zurück und kauterisieren Sie die gastrosplenischen Gefäße zwischen dem Schädelpol der Milz und dem Magen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Probe und bestätigen Sie die Hämostase.</li>
	<li>Schließen Sie die Bauchdecke mit 5/0 Polyglykolsäurenaht kontinuierlich. Schließen Sie die Skin mit Clips.</li>
</ol>3. Postoperatives Management
<ol><li>Überwachen Sie die Maus unmittelbar nach der Betäubung (für beide oben genannten Verfahren) in einem erwärmten Käfig, bis sie sich von der Betäubung erholt hat. Sobald Sie wach und aufmerksam sind, bewegen Sie die Maus zurück in ihren Käfig. Überwachen Sie die Tiere in der postoperativen Phase auf Schmerzen und Anzeichen von Stress. 0,05 mg/kg Buprenorphin durch subkutane Injektion verabreichen und die Tiere 12 Stunden lang genau beobachten.</li>
	<li>Überwachen Sie anschließend die Mäuse täglich auf Gewicht, Nahrungsaufnahme und Aktivität. Untersuchen Sie Die Schnittstellen und tasten Sie die Tumorgröße ab. Entfernen Sie hautliche Clips am siebten postoperativen Tag.</li>
	<li>Euthanasiern Sie die Maus, wenn humane Endpunkte erreicht sind. Zu diesen humanen Endpunkten gehören: Verlust des Körpergewichts >20%, Merkmale von nicht behandelbarem Stress (einschließlich gebeugter Haltung, Bewegungsmangel oder Pflege) und Tumorgröße größer als 1 cm3, wie durch externe Palpation geschätzt.</li>
</ol>

<ol>
	<li>. SEER Cancer Statistics Review, 1975-2015, National Cancer Institute Available from: <a target="_blank" href="https://seer.cancer.gov/csr/1975_2015/">https://seer.cancer.gov/csr/1975_2015/</a> (2018)</li><li>Sugiura, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Margin+status,+recurrence+pattern,+and+prognosis+after+resection+of+pancreatic+cancer.">Margin status, recurrence pattern, and prognosis after resection of pancreatic cancer.</a> Surgery. 154 (5), 1078-1086 (2013).</li><li>Hishinuma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterns+of+recurrence+after+curative+resection+of+pancreatic+cancer,+based+on+autopsy+findings.">Patterns of recurrence after curative resection of pancreatic cancer, based on autopsy findings.</a> Journal of Gastrointestinal Surgery. 10 (4), 511-518 (2006).</li><li>NCCN Clinical Practice Guidelines in Oncology - Pancreatic Adenocarcinoma (Version 3.2019). National Comprehensive Cancer Network Available from: <a target="_blank" href="https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf">https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf</a> (2019)</li><li>Breslin, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neoadjuvant+chemoradiotherapy+for+adenocarcinoma+of+the+pancreas:+treatment+variables+and+survival+duration.">Neoadjuvant chemoradiotherapy for adenocarcinoma of the pancreas: treatment variables and survival duration.</a> Annals of Surgical Oncology. 8 (2), 123-132 (2001).</li><li>Mokdad, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neoadjuvant+Therapy+Followed+by+Resection+Versus+Upfront+Resection+for+Resectable+Pancreatic+Cancer:+A+Propensity+Score+Matched+Analysis.">Neoadjuvant Therapy Followed by Resection Versus Upfront Resection for Resectable Pancreatic Cancer: A Propensity Score Matched Analysis.</a> Journal of Clinical Oncology. 35 (5), 515-522 (2017).</li><li>Tachezy, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+neoadjuvant+chemoradiotherapy+(CRT)+followed+by+curative+surgery+vs.+primary+surgery+alone+for+resectable,+non-metastasized+pancreatic+adenocarcinoma:+NEOPA-+a+randomized+multicenter+phase+III+study+(NCT01900327,+DRKS00003893,+ISRCTN82191749).">Sequential neoadjuvant chemoradiotherapy (CRT) followed by curative surgery vs. primary surgery alone for resectable, non-metastasized pancreatic adenocarcinoma: NEOPA- a randomized multicenter phase III study (NCT01900327, DRKS00003893, ISRCTN82191749).</a> BMC Cancer. 14, 411 (2014).</li><li>Barbour, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+AGITG+GAP+Study:+A+Phase+II+Study+of+Perioperative+Gemcitabine+and+Nab-Paclitaxel+for+Resectable+Pancreas+Cancer.">The AGITG GAP Study: A Phase II Study of Perioperative Gemcitabine and Nab-Paclitaxel for Resectable Pancreas Cancer.</a> Annals of Surgical Oncology. , (2020).</li><li>Fu, X., Guadagni, F., Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+metastatic+nude-mouse+model+of+human+pancreatic+cancer+constructed+orthotopically+with+histologically+intact+patient+specimens.">A metastatic nude-mouse model of human pancreatic cancer constructed orthotopically with histologically intact patient specimens.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (12), 5645-5649 (1992).</li><li>Marincola, F., Taylor-Edwards, C., Drucker, B., Holder, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+and+heterotopic+xenotransplantation+of+human+pancreatic+cancer+in+nude+mice.">Orthotopic and heterotopic xenotransplantation of human pancreatic cancer in nude mice.</a> Current Surgery. 44 (4), 294-297 (1987).</li><li>Vonlaufen, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pancreatic+stellate+cells:+partners+in+crime+with+pancreatic+cancer+cells.">Pancreatic stellate cells: partners in crime with pancreatic cancer cells.</a> Cancer Research. 68 (7), 2085-2093 (2008).</li><li>Xu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+pancreatic+stellate+cells+in+pancreatic+cancer+metastasis.">Role of pancreatic stellate cells in pancreatic cancer metastasis.</a> American Journal of Pathology. 177 (5), 2585-2596 (2010).</li><li>Tepel, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adjuvant+treatment+of+pancreatic+carcinoma+in+a+clinically+adapted+mouse+resection+model.">Adjuvant treatment of pancreatic carcinoma in a clinically adapted mouse resection model.</a> Pancreatology. 6 (3), 240-247 (2006).</li><li>Torgenson, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+history+of+pancreatic+cancer+recurrence+following+"curative"+resection+in+athymic+mice.">Natural history of pancreatic cancer recurrence following "curative" resection in athymic mice.</a> Journal Surgical Research. 149 (1), 57-61 (2008).</li><li>Metildi, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-guided+surgery+allows+for+more+complete+resection+of+pancreatic+cancer,+resulting+in+longer+disease-free+survival+compared+with+standard+surgery+in+orthotopic+mouse+models.">Fluorescence-guided surgery allows for more complete resection of pancreatic cancer, resulting in longer disease-free survival compared with standard surgery in orthotopic mouse models.</a> Journal of the American College of Surgeons. 215 (1), 126-135 (2012).</li><li>Ni, X., Yang, J., Li, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging-guided+curative+surgical+resection+of+pancreatic+cancer+in+a+xenograft+mouse+model.">Imaging-guided curative surgical resection of pancreatic cancer in a xenograft mouse model.</a> Cancer Letters. 324 (2), 179-185 (2012).</li><li>Hiroshima, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hand-held+high-resolution+fluorescence+imaging+system+for+fluorescence-guided+surgery+of+patient+and+cell-line+pancreatic+tumors+growing+orthotopically+in+nude+mice.">Hand-held high-resolution fluorescence imaging system for fluorescence-guided surgery of patient and cell-line pancreatic tumors growing orthotopically in nude mice.</a> Journal of Surgical Research. 187 (2), 510-517 (2014).</li><li>Hiroshima, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metastatic+recurrence+in+a+pancreatic+cancer+patient+derived+orthotopic+xenograft+(PDOX)+nude+mouse+model+is+inhibited+by+neoadjuvant+chemotherapy+in+combination+with+fluorescence-guided+surgery+with+an+anti-CA+19-9-conjugated+fluorophore.">Metastatic recurrence in a pancreatic cancer patient derived orthotopic xenograft (PDOX) nude mouse model is inhibited by neoadjuvant chemotherapy in combination with fluorescence-guided surgery with an anti-CA 19-9-conjugated fluorophore.</a> PLoS One. 9 (12), 114310 (2014).</li><li>Hiroshima, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-guided+surgery+in+combination+with+UVC+irradiation+cures+metastatic+human+pancreatic+cancer+in+orthotopic+mouse+models.">Fluorescence-guided surgery in combination with UVC irradiation cures metastatic human pancreatic cancer in orthotopic mouse models.</a> PLoS One. 9 (6), 99977 (2014).</li><li>Metildi, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ratiometric+activatable+cell-penetrating+peptides+label+pancreatic+cancer,+enabling+fluorescence-guided+surgery,+which+reduces+metastases+and+recurrence+in+orthotopic+mouse+models.">Ratiometric activatable cell-penetrating peptides label pancreatic cancer, enabling fluorescence-guided surgery, which reduces metastases and recurrence in orthotopic mouse models.</a> Annals of Surgical Oncology. 22 (6), 2082-2087 (2015).</li><li>Metildi, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-guided+surgery+with+a+fluorophore-conjugated+antibody+to+carcinoembryonic+antigen+(CEA),+that+highlights+the+tumor,+improves+surgical+resection+and+increases+survival+in+orthotopic+mouse+models+of+human+pancreatic+cancer.">Fluorescence-guided surgery with a fluorophore-conjugated antibody to carcinoembryonic antigen (CEA), that highlights the tumor, improves surgical resection and increases survival in orthotopic mouse models of human pancreatic cancer.</a> Annals of Surgical Oncology. 21 (4), 1405-1411 (2014).</li><li>NCCN Guidelines: Pancreatic Adenocarcinoma. National Comprehensive Cancer Network Available from: <a target="_blank" href="https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf">https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf</a> (2019)</li><li>Maithel, S. K., Allen, P. J., Jarnagin, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Blumgart's Surgery of the Liver, Biliary Tract and Pancreas, 2-Volume Set (Sixth Edition). , 1007-1023 (2017).</li><li>Egberts, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dexamethasone+reduces+tumor+recurrence+and+metastasis+after+pancreatic+tumor+resection+in+SCID+mice.">Dexamethasone reduces tumor recurrence and metastasis after pancreatic tumor resection in SCID mice.</a> Cancer Biology &amp; Therapy. 7 (7), 1044-1050 (2008).</li><li>Xu, Z. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+the+HGF/c-MET+pathway+in+advanced+pancreatic+cancer:+a+key+element+of+treatment+that+limits+primary+tumor+growth+and+eliminates+metastasis.">Targeting the HGF/c-MET pathway in advanced pancreatic cancer: a key element of treatment that limits primary tumor growth and eliminates metastasis.</a> British Journal of Cancer. , (2020).</li><li>Pothula, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+the+HGF/c-MET+pathway:+stromal+remodelling+in+pancreatic+cancer.">Targeting the HGF/c-MET pathway: stromal remodelling in pancreatic cancer.</a> Oncotarget. 8 (44), 76722-76739 (2017).</li><li>Pothula, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatocyte+growth+factor+inhibition:+a+novel+therapeutic+approach+in+pancreatic+cancer.">Hepatocyte growth factor inhibition: a novel therapeutic approach in pancreatic cancer.</a> British Journal of Cancer. 114 (3), 269-280 (2016).</li><li>Giri, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Immunocompetent+Model+of+Pancreatic+Cancer+Resection+and+Recurrence.">An Immunocompetent Model of Pancreatic Cancer Resection and Recurrence.</a> Journal of Gastrointestinal Surgery. , (2020).</li><li>Allen, V. B., Gurusamy, K. S., Takwoingi, Y., Kalia, A., Davidson, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diagnostic+accuracy+of+laparoscopy+following+computed+tomography+(CT)+scanning+for+assessing+the+resectability+with+curative+intent+in+pancreatic+and+periampullary+cancer.">Diagnostic accuracy of laparoscopy following computed tomography (CT) scanning for assessing the resectability with curative intent in pancreatic and periampullary cancer.</a> Cochrane Database of Systematic Reviews. (11), 009323 (2013).</li><li>Vaillant, F., Lindeman, G. J., Visvader, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Jekyll+or+Hyde:+does+Matrigel+provide+a+more+or+less+physiological+environment+in+mammary+repopulating+assays.">Jekyll or Hyde: does Matrigel provide a more or less physiological environment in mammary repopulating assays.</a> Breast Cancer Research. 13 (3), 108 (2011).</li><li>Jesnowski, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immortalization+of+pancreatic+stellate+cells+as+an+in+vitro+model+of+pancreatic+fibrosis:+deactivation+is+induced+by+matrigel+and+N-acetylcysteine.">Immortalization of pancreatic stellate cells as an in vitro model of pancreatic fibrosis: deactivation is induced by matrigel and N-acetylcysteine.</a> Laboratory Investigation. 85 (10), 1276-1291 (2005).</li><li>Phillips, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration:+a+novel+aspect+of+pancreatic+stellate+cell+biology.">Cell migration: a novel aspect of pancreatic stellate cell biology.</a> Gut. 52 (5), 677-682 (2003).</li><li>Boj, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organoid+models+of+human+and+mouse+ductal+pancreatic+cancer.">Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer.</a> Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).</li><li>Egberts, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Superiority+of+extended+neoadjuvant+chemotherapy+with+gemcitabine+in+pancreatic+cancer:+a+comparative+analysis+in+a+clinically+adapted+orthotopic+xenotransplantation+model+in+SCID+beige+mice.">Superiority of extended neoadjuvant chemotherapy with gemcitabine in pancreatic cancer: a comparative analysis in a clinically adapted orthotopic xenotransplantation model in SCID beige mice.</a> Cancer Biology &amp; Therapy. 6 (8), 1227-1232 (2007).</li></ol>

Die Autoren haben in Bezug auf dieses Projekt nichts preiszugeben.

Ein resektionales orthotopisches Mausmodell für Bauchspeicheldrüsenkrebs ist wichtig, da es die Prüfung adjuvanter und neoadjuvanter Behandlungen ermöglicht. Dies ist besonders wichtig bei Bauchspeicheldrüsenkrebs, wo eine Operation die effektivste Behandlung bleibt, aber mit einem hohen Rezidivrisiko verbunden ist. Dieser Artikel beschreibt eine Methode, die zuverlässig einen Bauchspeicheldrüsenkrebs erzeugt, der potenziell mit Resektion heilbar ist, und repliziert das klinische Szenario, in dem eine neoadjuvante...

Das duktale Adenokarzinom der Bauchspeicheldrüse (Bauchspeicheldrüsenkrebs [PC]) ist mit einer schlechten Prognose verbunden1. Die chirurgische Resektion bleibt die einzige potenziell heilende Behandlung für PC und sollte für Patienten mit Erkrankungen im Frühstadium in Betracht gezogen werden. Leider ist selbst bei R0-Resektion (d.h. tumorfreie Resektionsränder) die Rezidivrate (lokal oder von unentdeckter metastasierter Erkrankung) hoch2,3. Daher ist eine systemische adjuvante Therapie bei fast allen Patienten indiziert, die sich einer Resektion4 unterziehen. Während die neoadjuvante Therapie heute nur noch für grenzwertig resezierbare Krebsarten empfohlen wird, erweitern sich ihre Indikationen so, dass ihre routinemäßige Anwendung im Mittelpunkt vieler klinischerForschungen steht 5,6,7,8. Um neuartige Therapieansätze für PC mit Resektion zu entwickeln, müssen diese Ansätze zunächst in präklinischen Modellen bewertet werden, die klinische Settings genau rekapitulieren.
Orthotope Mausmodelle von PC wurden in der Vergangenheit häufig verwendet, um medikamentöse Behandlungen zu testen9,10. Viele davon wurden durch Injektion von Krebszellen allein in die Bauchspeicheldrüse der Maus produziert, was zu Tumoren führte, denen das für PC charakteristische prominente Stroma fehlte. In jüngerer Zeit sind orthotopische Co-Injektionsmodelle, wie das, das wir zuerst durch Injektion einer Mischung aus menschlichen PC- und menschlichen Pankreas-Sternzellen (PSCs, die Hauptproduzenten des kollagenen Stromas im PC) entwickelt haben, regelmäßig verwendet11,12. Die Tumoren, die durch eine solche Co-Injektion von Krebs und Stromazellen erzeugt werden, weisen (i) sowohl die Krebselemente als auch die charakteristische stromale (desmoplastische) Komponente von PC auf und (ii) eine verbesserte Proliferation und Metastasierung von Krebszellen11. Somit ähnelt dieses Modell stark dem menschlichen PC. Während eine Reihe von Resektionsmodellen des orthotopischen PCbeschrieben wurden 13,14,15,16, hat keines die klinischen Realitäten der Pankreasresektion beim Menschen so genau wie dieses Modell widergespiegelt und war daher suboptimal für die Prüfung adjuvanter oder neoadjuvanter Behandlungen.
Ziel des vorgestellten Mausmodells war es, zu demonstrieren, wie man: (i) orthotopischen Bauchspeicheldrüsenkrebs erfolgreich implantiert und gleichzeitig die unbeabsichtigte peritoneale Verbreitung minimiert und (ii) den Krebs anschließend vollständig reseziert. Das Papier hebt Tipps und mögliche Fallstricke dieser Technik hervor.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Animals, Materials and Equipment for Implantation Procedure</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AsPC-1 human pancreatic cancer cell line, luciferase tagged (luc+ gene from Promega PGL3 Basic plasmid)</td>
			<td>American Type Culture Collection, Manassas, VA, USA</td>
			<td></td>
			<td>supplied by Professor Takashi Murakami, Saitama Medical University, Saitama, Japan</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclip wound clips, 9 mm</td>
			<td>Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW, Australia</td>
			<td>500346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basic Dressing Pack</td>
			<td>Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cancer associated human pancreatic stellate cells</td>
			<td>Pancreatic Research Group cell bank</td>
			<td></td>
			<td>In house cell bank</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryogenic tubes, 1.0 mL</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific Australia Pty Ltd, Scoresby, VIC, Australia</td>
			<td>366656</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15</td>
			<td>Livingstone International, Mascot, NSW,</td>
			<td>SCP15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foetal bovine serum (FBS)</td>
			<td>Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia</td>
			<td>16000044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilles fine tooth forceps 12 cm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homozygous athymic nude mice: Strain BALB/c-Fox1nu/Ausb, female</td>
			<td>Australian Bioresources, Moss Vale, NSW, Australia</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iscove&#39;s modified Dulbecco&#39;s medium (IMDM) with 4mM L-glutamine and no phenol red</td>
			<td>Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia</td>
			<td>21056023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewellers forceps 11.5 cm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro needle holder (round handle) 15 cm straight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors (round handle) 15 cm straight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin 10,000 U/mL, streptomycin 10,000 &#956;g/mL</td>
			<td>Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia</td>
			<td>15140122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle</td>
			<td>Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia</td>
			<td>C1049407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Portable weighing scale</td>
			<td>Precision balances, Bradford, MA, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reflex clip applier and clip remover</td>
			<td>World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA</td>
			<td>500345</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 with phenol red and 300 mg/L Lglutamine</td>
			<td>Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia</td>
			<td>11875085</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin 0.05%, EDTA 0.02%</td>
			<td>Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia</td>
			<td>25300054</td>
			<td>For pancreatic stellate cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin 0.25%, EDTA 0.02%</td>
			<td>Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia</td>
			<td>25200056</td>
			<td>For ASPC-1 cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>U-100 insulin syringes, 0.5 mL with 29 G (0.33 mm) &#215; 13 mm needle</td>
			<td>Terumo Medical Corporation, Elkton, MD, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment for Resection Procedure</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alm self-retaining retractor</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclip wound clips 9 mm</td>
			<td>Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW</td>
			<td>500346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basic Dressing Pack</td>
			<td>Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia</td>
			<td>08-559NP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15</td>
			<td>Livingstone International, Mascot, NSW,</td>
			<td>SCP15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilles fine tooth forceps 12 cm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hand-held high temperature fine tip cautery</td>
			<td>Bovie Medical Corporation, Melville, NY, USA</td>
			<td>AA01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Lumina II Bioluminescent Imaging Device</td>
			<td>Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewellers forceps 11.5 cm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro needle holder (round handle) 15 cm straight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors (round handle) 15 cm straight</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle</td>
			<td>Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia</td>
			<td>C1049407</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Portable weighing scale</td>
			<td>Precision balances, Bradford, MA, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reflex wound clip applier and clip remover</td>
			<td>World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA</td>
			<td>500345</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Generic stainless steel microsurgical instrument set</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Titanium &#8220;Weck style&#8221; Ligaclip, small</td>
			<td>HZMIM, Hangzhou, China</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Titanium Ligaclip applier for open surgery, small</td>
			<td>HZMIM, Hangzhou, China</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Volatile anaesthetic machine, including vapouriser and induction chamber</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td>Generic vapouriser and induction chamber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drugs for Procedures</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% w/w ethanol solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich Pty Ltd, Castle Hill, NSW, Australia</td>
			<td></td>
			<td>Applied topically as surgical skin preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine 0.3 mg/mL</td>
			<td>Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 0.05 mg/kg s.c.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Luciferin (1 U/g)</td>
			<td>PerkinElmer, Inc., Waltham, MA, USA</td>
			<td>122799</td>
			<td>diluted in PBS to 15 mg/mL. Dose: 150 mg/kg i.p</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Enrofloxacin 50 mg/mL</td>
			<td>Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 5 mg/kg s.c.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flunixin 50 mg/mL</td>
			<td>Norbrook Laboratories Australia, Tullamarine, VIC, Australia</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 2.5 mg/kg s.c.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Zoetis Australia Pty Ltd., Rhodes, NSW, Australia</td>
			<td></td>
			<td>Dose (vapourised with oxygen): 4% induction, 3% maintenance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine 100 mg/mL</td>
			<td>Maylab, Slacks Creek, QLD, Australia</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 80 mg/kg i.p.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine 10% w/v solution</td>
			<td>Perrigo Australia, Balcatta, WA, Australia</td>
			<td>RIO00802F</td>
			<td>Applied topically to the anterior abdomen as surgical skin preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Refresh eye ointment (liquid paraffin 42.5% w/w, soft white paraffin 57.3% w/w)</td>
			<td>Allergan Australia Pty Ltd, Gordon, NSW, Australia</td>
			<td></td>
			<td>Applied to both eyes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium chloride 0.9% w/v</td>
			<td>Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia</td>
			<td>9481P</td>
			<td>Dose: 900 &#956;L s.c.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water for injections BP</td>
			<td>Pfizer Australia, Sydney, NSW, Australia</td>
			<td></td>
			<td>For dilution of drugs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine 20 mg/mL</td>
			<td>Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia</td>
			<td></td>
			<td>Dose: 10 mg/kg i.p.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an orthotopic resectional mouse model of pancreatic cancer

Es mangelt an zufriedenstellenden Tiermodellen, um eine adjuvante und/oder neoadjuvante Therapie bei Patienten zu untersuchen, die für eine Operation von Bauchspeicheldrüsenkrebs (PC) in Betracht gezogen werden. Um diesen Mangel zu beheben, beschreiben wir ein Mausmodell mit orthotopischer Implantation von PC, gefolgt von distaler Pankreatektomie und Splenektomie. Das Modell hat sich als sicher und geeignet flexibel für die Untersuchung verschiedener therapeutischer Ansätze in adjuvanten und neoadjuvanten Umgebungen erwiesen.
In diesem Modell wird ein Pankreastumor zunächst erzeugt, indem eine Mischung aus menschlichen Bauchspeicheldrüsenkrebszellen (Luciferase-markiertes AsPC-1) und humanen krebsassoziierten Pankreas-Sternzellen in die distale Bauchspeicheldrüse von Balb / c athymischen Nacktmäusen implantiert wird. Nach drei Wochen wird der Krebs durch Re-Laparotomie, distale Pankreatektomie und Splenektomie reseziert. In diesem Modell kann die Biolumineszenz-Bildgebung verwendet werden, um den Fortschritt der Krebsentwicklung und die Auswirkungen von Resektion / Behandlungen zu verfolgen. Nach der Resektion kann eine adjuvante Therapie gegeben werden. Alternativ kann eine neoadjuvante Behandlung vor der Resektion erfolgen.
Repräsentative Daten von 45 Mäusen werden vorgestellt. Alle Mäuse wurden einer erfolgreichen distalen Pankreatektomie / Splenektomie ohne Probleme mit der Hämostase unterzogen. Ein makroskopischer proximaler Pankreasrand größer als 5 mm wurde bei 43 (96%) Mäuse. Die technische Erfolgsrate der Pankreasresektion betrug 100%, mit 0% früher Mortalität und Morbidität. Keines der Tiere starb in der Woche nach der Resektion.
Zusammenfassend beschreiben wir eine robuste und reproduzierbare Technik für ein chirurgisches Resektionsmodell von Bauchspeicheldrüsenkrebs bei Mäusen, das das klinische Szenario nachahmt. Das Modell kann für die Prüfung von adjuvanten und neoadjuvanten Behandlungen nützlich sein.

Neunundfünfzig aufeinanderfolgende Mäuse wurden einer Implantationsoperation unterzogen. Bruttoleckagen traten bei acht (14%) Mäuse. Der Grad der Leckage zum Zeitpunkt der Injektion wird wie oben im Protokollabschnitt beschrieben geschätzt. Nach drei Wochen, um diese implantierten Tumoren wachsen zu lassen, wurde eine Biolumineszenz-Bildgebung vor der Resektion durchgeführt, um Mäuse mit grober metastasierender Erkrankung vor der Resektion auszuschließen. Fünfundvierzig (76%) Mäuse wurden einer chirurgischen Res...

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An Orthotopic Resectional Mouse Model of Pancreatic Cancer

Im klinischen Kontext werden Patienten mit lokalisierten Bauchspeicheldrüsenkrebs einer Pankreastektomie unterzogen, gefolgt von einer adjuvanten Behandlung. Dieses hier berichtete Protokoll zielt darauf ab, eine sichere und effektive Methode zur Modellierung dieses klinischen Szenarios bei nackten Mäusen durch orthotopische Implantation von Bauchspeicheldrüsenkrebs zu etablieren, gefolgt von distaler Pankreatektomie und Splenektomie.

Ein orthotopisches Resektions-Mausmodell für Bauchspeicheldrüsenkrebs

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer ...

an-orthotopic-resectional-mouse-model-of-pancreatic-cancer

Research

JoVE Journal

Cancer Research

10.0K Aufrufe.  University of New South Wales. Im klinischen Kontext werden Patienten mit lokalisierten Bauchspeicheldrüsenkrebs einer Pankreastektomie unterzogen, gefolgt von einer adjuvanten Behandlung. Dieses hier berichtete Protokoll zielt darauf ab, eine sichere und effektive Methode zur Modellierung dieses klinischen Szenarios bei nackten Mäusen durch orthotopische Implantation von Bauchspeicheldrüsenkrebs zu etablieren, gefolgt von distaler Pankreatektomie und Splenektomie.

Serie: An Orthotopic Resectional Mouse Model of Pancreatic Cancer

Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will survive longer than five years. In order to understand and mimic the microenvironment of pancreatic tumors, we utilized a murine orthotopic model of pancreatic cancer that allows non-invasive imaging of tumor progression in real time. Pancreatic cancer cells expressing green fluorescent protein (PANC-1 GFP) were suspended in basement membrane matrix, high concentration, (e.g., Matrigel HC) with serum-free media and then injected into the tail of the pancreas via laparotomy. The cell suspension in the high concentration basement membrane matrix becomes a gel-like substance once it reaches room temperature; therefore, it gels when it comes in contact with the pancreas, creating a seal at the injection site and preventing any cell leakage. Tumor growth and metastasis to other organs are monitored in live animals by using fluorescence. It is critical to use the appropriate filters for excitation and emission of GFP. The steps for the orthotopic implantation are detailed in this article so researchers can easily replicate the procedure in nude mice. The main steps of this protocol are preparation of the cell suspension, surgical implantation, and whole body fluorescent in vivo imaging. This orthotopic model is designed to investigate the efficacy of novel therapeutics on primary and metastatic tumors.

A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here.

Fluoreszierende orthotopen Mausmodell des Bauchspeicheldrüsenkrebs

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will ...

Forschung

Krebsforschung

Isolation of Circulating Tumor Cells in an Orthotopic Mouse Model of Colorectal Cancer

Despite the advantages of easy applicability and cost-effectiveness, subcutaneous mouse models have severe limitations and do not accurately simulate tumor biology and tumor cell dissemination. Orthotopic mouse models have been introduced to overcome these limitations; however, such models are technically demanding, especially in hollow organs such as the large bowel. In order to produce uniform tumors which reliably grow and metastasize, standardized techniques of tumor cell preparation and injection are critical. 
We have developed an orthotopic mouse model of colorectal cancer (CRC) which develops highly uniform tumors and can be used for tumor biology studies as well as therapeutic trials. Tumor cells from either primary tumors, 2-dimensional (2D) cell lines or 3-dimensional (3D) organoids are injected into the cecum and, depending on the metastatic potential of the injected tumor cells, form highly metastatic tumors. In addition, CTCs can be found regularly. We here describe the technique of tumor cell preparation from both 2D cell lines and 3D organoids as well as primary tumor tissue, the surgical and injection techniques as well as the isolation of CTCs from the tumor-bearing mice, and present tips for troubleshooting.

We describe the establishment of orthotopic colorectal tumors via injection of tumor cells or organoids into the cecum of mice and the subsequent isolation of circulating tumor cells (CTCs) from this model.

Isolierung von zirkulierenden Tumorzellen in einem orthotopischen Mausmodell des Darmkrebses

Despite the advantages of easy applicability and cost-effectiveness, subcutaneous mouse models have severe limitations and do not accurately simulate ...

A Syngeneic Pancreatic Cancer Mouse Model to Study the Effects of Irreversible Electroporation

Pancreatic cancer (PC), a disease which kills approximately 40,000 patients each year in the US, has successfully evaded several therapeutic approaches including the promising immunotherapeutic strategies. Irreversible electroporation (IRE) is a non-thermal ablation technique that induces tumor cell death without destruction of adjacent collagenous structures, thus enabling the procedure to be performed in tumors very close to blood vessels. Unlike thermal ablation techniques, IRE results in gradual apoptotic cell death, along with immediate ablation induced necrosis, and is currently in clinical use for selected patients with locally advanced PC. An ablative, non-target specific procedure like IRE can induce a myriad of responses in the tumor microenvironment. A few studies have addressed the effects of IRE on tumor growth in other tumor types, but none have focused on PC. We have developed a syngeneic mouse model of PC in which subcutaneous (SQ) and orthotopic tumors can be successfully treated with IRE in a highly controlled setting, facilitating various longitudinal studies post procedure. This animal model serves as a robust system to study the effects of IRE and ways to improve the clinical efficacy of IRE.

Irreversible electroporation (IRE) is a non-thermal ablation technique used for the treatment of locally advanced pancreatic cancer. Being a relatively new technique, the effects of IRE on the tumor growth are poorly understood. We have developed a syngeneic mouse model that facilitates studying the effects of IRE on pancreatic cancer.

Ein Phänomen Bauchspeicheldrüsenkrebs-Maus-Modell zur Untersuchung der Auswirkungen der Irreversible Electroporation

Pancreatic cancer (PC), a disease which kills approximately 40,000 patients each year in the US, has successfully evaded several therapeutic approaches ...

Immunophenotyping of Orthotopic Homograft (Syngeneic) of Murine Primary KPC Pancreatic Ductal Adenocarcinoma by Flow Cytometry

Homograft (syngeneic) tumors are the workhorse of today&#39;s immuno-oncology (I/O) preclinical research. The tumor microenvironment (TME), particularly its immune-components, is vital to the prognosis and prediction of treatment outcomes, especially those of immunotherapy. TME immune-components are composed of different subsets of tumor-infiltrating immune cells assessable by multi-color FACS. Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is among the deadliest malignances lacking good treatment options, thus an urgent and unmet medical need. One important reason for its non-responsiveness to various therapies (chemo-, targeted, I/O) has been its abundant TME, consisting of fibroblasts and leukocytes that protect tumor cells from these therapies. Orthotopically implanted PDAC is believed to more accurately recapture the TME of human pancreatic cancers than conventional subcutaneous (SC) models.
Homograft tumors (KPC) are transplants of mouse spontaneous PDAC originating from genetically engineered KPC-mice (KrasG12D/+/P53-/-/Pdx1-Cre) (KPC-GEMM). The primary tumor tissue is cut into small fragments (~2 mm3) and transplanted subcutaneously (SC) to the syngeneic recipients (C57BL/6, 7&#8211;9 weeks old). The homografts were then surgically orthotopically transplanted onto the pancreas of new C57BL/6 mice, along with SC-implantation, which reached tumor volumes of 300&#8211;1,000 mm3 by 17 days. Only tumors of 400&#8211;600 mm3 were harvested per approved autopsy procedure and cleaned to remove the adjacent non-tumor tissues. They were dissociated per protocol using a tissue dissociator into single-cell suspensions, followed by staining with designated panels of fluorescently-labeled antibodies for various markers of different immune cells (lymphoid, myeloid and NK, DCs). The stained samples were analyzed using multi-color FACS to determine numbers of immune cells of different lineages, as well as their relative percentage within tumors. The immune profiles of orthotopic tumors were then compared to those of SC tumors. The preliminary data demonstrated significantly elevated infiltrating TILs/TAMs in tumors over the pancreas, and higher B-cell infiltration into orthotopic rather than SC tumors.

Immunophenotyping of Orthotopic Homograft Syngeneic of Murine Primary KPC Pancreatic Ductal Adenocarcinoma by Flow Cytometry

The experimental procedure on the immunophenotyping of murine orthotopic PDAC homografts aims at profiling the tumor immuno-microenvironment. Tumors are orthotopically implanted via surgery. Tumors of 200&#8211;600 mm3 in size were harvested and dissociated to prepare single-cell suspensions, followed by multi-immune marker FACS analysis using different fluorescently-labeled antibodies.

Die Immunphänotypisierung der Orthotopen Homograft (Phänomen) der murinen primäre KPC duktales Pankreaskarzinom durch Durchflusszytometrie

Homograft (syngeneic) tumors are the workhorse of today&#39;s immuno-oncology (I/O) preclinical research. The tumor microenvironment (TME), particularly ...

An Orthotopic Endometrial Cancer Model with Retroperitoneal Lymphadenopathy Made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells

Endometrial cancer is the most common gynecologic malignancy in North America and the incidence is rising worldwide. Treatment consists of surgery with or without adjuvant therapy depending on lymph node involvement as determined by lymphadenectomy. Lymphadenectomy is a morbid procedure, which has not been shown to have a therapeutic benefit in many patients, and thus a new method to diagnose lymph node metastases is required. To test novel imaging agents, a reliable model of endometrial cancer with retroperitoneal lymph node metastases is needed. The VX2 endometrial cancer model has been described frequently in the literature; however, significant variation exists with respect to the method of model establishment. Furthermore, no studies have reported on the use of cultured VX2 cells to create this model as only cells propagated in vivo have been previously used. Herein, we present a standardized surgical method and post-operative monitoring method for the establishment of the VX2 endometrial cancer model and report on the first use of cultured VX2 cells to create this model.

This protocol presents a standardized method to grow VX2 cells in culture and to create an orthotopic VX2 model of endometrial cancer with retroperitoneal lymph node metastases in rabbits. Orthotopic endometrial cancer models are important for the pre-clinical study of novel imaging modalities for the diagnosis of lymph node metastases.

Ein orthotopisches Endometriumkrebs-Modell mit retroperitonealer Lymphadenopathie made From In Vivo Propagated and Cultured VX2 Cells

Endometrial cancer is the most common gynecologic malignancy in North America and the incidence is rising worldwide. Treatment consists of surgery with or ...

An Oncogenic Hepatocyte-Induced Orthotopic Mouse Model of Hepatocellular Cancer Arising in the Setting of Hepatic Inflammation and Fibrosis

The absence of a clinically relevant animal model addressing the typical immune characteristics of hepatocellular cancer (HCC) has significantly impeded elucidation of the underlying mechanisms and development of innovative immunotherapeutic strategies. To develop an ideal animal model recapitulating human HCC, immunocompetent male C57BL/6J mice first receive a carbon tetrachloride (CCl4) injection to induce liver fibrosis, then receive histologically-normal oncogenic hepatocytes from young male SV40 T antigen (TAg)-transgenic mice (MTD2) by intra-splenic (ISPL) inoculation. Androgen generated in recipient male mice at puberty initiates TAg expression under control of a liver-specific promoter. As a result, the transferred hepatocytes become cancer cells and form tumor masses in the setting of liver fibrosis/cirrhosis. This novel model mimics human HCC initiation and progression in the context of liver fibrosis/cirrhosis and reflects the most typical features of human HCC including immune dysfunction.

Here, we describe the development of a clinically relevant murine model of liver cancer recapitulating the typical immune features of hepatocellular cancer (HCC).

Ein onkogenes Hepatozyten-induziertes orthotopisches Mausmodell von hepatozellulärem Krebs, der bei der Einstellung von Leberentzündungen und Fibrose entsteht

The absence of a clinically relevant animal model addressing the typical immune characteristics of hepatocellular cancer (HCC) has significantly impeded ...

Studying Triple Negative Breast Cancer Using Orthotopic Breast Cancer Model

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less aggressive breast tumors, the 5-year survival rate of TNBC patients is 77% due to their characteristic drug-resistant phenotype and metastatic burden. Toward this end, murine models have been established aimed at identifying novel therapeutic strategies limiting TNBC tumor growth and metastatic spread. This work describes a practical guide for the TNBC orthotopic model where MDA-MB-231 breast cancer cells suspended in a basement membrane matrix are implanted in the fourth mammary fat pad, which closely mimics the cancer cell behavior in humans. Measurement of tumors by caliper, lung metastasis assessment via in vivo and ex vivo imaging, and molecular detection are discussed. This model provides an excellent platform to study therapeutic efficacy and is especially suitable for the study of the interaction between the primary tumor and distal metastatic sites.

This work presets an advanced protocol to accurately assess tumor loading by detection of green fluorescent protein and bioluminescence signals as well as the integration of quantitative molecular detection technique.

Studieren von dreifach negativem Brustkrebs mit orthotopischem Brustkrebsmodell

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less ...

Ultrasound-Guided Orthotopic Implantation of Murine Pancreatic Ductal Adenocarcinoma

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the limitations of current treatments, as the majority of patients do not respond to immunotherapy. Development of accurate preclinical models to quickly identify novel and effective therapeutic combinations are critical to address this unmet clinical need. Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDA) is a canonical example of an immune checkpoint blockade resistant tumor with only 2% of patients responding to immunotherapy. The genetically engineered KrasG12D+/-;Trp53R172H+/-;Pdx-1 Cre (KPC) mouse model of PDA recapitulates human disease and is a valuable tool for assessing therapies for immunotherapy resistant in the preclinical setting, but time to tumor onset is highly variable. Surgical orthotopic tumor implantation models of PDA maintain the immunobiological hallmarks of the KPC tissue-specific tumor microenvironment (TME) but require a time-intensive procedure and introduce aberrant inflammation. Here, we use an ultrasound-guided orthotopic tumor implantation model (UG-OTIM) to non-invasively inject KPC-derived PDA cell lines directly into the mouse pancreas. UG-OTIM tumors grow in the endogenous tissue site, faithfully recapitulate histological features of the PDA TME, and reach enrollment-sized tumors for preclinical studies by four weeks after injection with minimal seeding on the peritoneal wall. The UG-OTIM system described here is a rapid and reproducible tumor model that may allow for high throughput analysis of novel therapeutic combinations in the murine PDA TME.

We describe a protocol for the ultrasound guided implantation of murine-derived pancreatic ductal adenocarcinoma cell lines directly into the native tumor site. This approach resulted in pancreatic tumors detectable by ultrasound scanning within 2-4 weeks of injection, and significantly reduced the proportion tumor cell seeding on the peritoneal wall as compared to surgical orthotopic implantation.

Ultraschallgeführte orthotopische Implantation von murine Pankreas-Ductalsocarcinom

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the ...

Generation of Orthotopic Pancreatic Tumors and Ex vivo Characterization of Tumor-Infiltrating T Cell Cytotoxicity

In vivo models of pancreatic cancer provide invaluable tools for studying disease dynamics, immune infiltration and new therapeutic strategies. The orthotopic murine model can be performed on large cohorts of immunocompetent mice simultaneously, is relatively inexpensive and preserves the cognate tissue microenvironment. The quantification of T cell infiltration and cytotoxic activity within orthotopic tumors provides a useful indicator of an antitumoral response.
This protocol describes the methodology for surgical generation of orthotopic pancreatic tumors by injection of a low number of syngeneic tumor cells resuspended in 5 &#181;L basement membrane directly into the pancreas. Mice bearing orthotopic tumors take approximately 30 days to reach endpoint, at which point tumors can be harvested and processed for characterization of tumor-infiltrating T cell activity. Rapid enzymatic digestion using collagenase and DNase allows a single-cell suspension to be extracted from tumors. The viability and cell surface markers of immune cells extracted from the tumor are preserved; therefore, it is appropriate for multiple downstream applications, including flow-assisted cell sorting of immune cells for culture or RNA extraction, flow cytometry analysis of immune cell populations. Here, we describe the ex vivo stimulation of T cell populations for intracellular cytokine quantification (IFN&#947; and TNF&#945;) and degranulation activity (CD107a) as a measure of overall cytotoxicity. Whole-tumor digests were stimulated with phorbol myristate acetate and ionomycin for 5 h, in the presence of anti-CD107a antibody in order to upregulate cytokine production and degranulation. The addition of brefeldin A and monensin for the final 4 h was performed to block extracellular transport and maximize cytokine detection. Extra- and intra-cellular staining of cells was then performed for flow cytometry analysis, where the proportion of IFN&#947;+, TNF&#945;+ and CD107a+ CD4+ and CD8+ T cells was quantified.
This method provides a starting base to perform comprehensive analysis of the tumor microenvironment.

Generation of Orthotopic Pancreatic Tumors and Ex vivo Characterization of Tumor-Infiltrating T Cell Cytotoxicity

This protocol describes the surgical generation of orthotopic pancreatic tumors and the rapid digestion of freshly isolated murine pancreatic tumors. Following digestion, viable immune cell populations can be used for further downstream analysis, including ex vivo stimulation of T cells for intracellular cytokine detection by flow cytometry.

Generierung von orthotopischen Pankreastumoren und Ex-vivo-Charakterisierung der tumorinfiltrierenden T-Zell-Zytotoxizität

In vivo models of pancreatic cancer provide invaluable tools for studying disease dynamics, immune infiltration and new therapeutic strategies. The ...

Generation of an Orthotopic Xenograft of Pancreatic Cancer Cells by Ultrasound-Guided Injection

Pancreatic cancer (PCa) represents one of the deadliest cancer types worldwide. The reasons for PCa malignancy mainly rely on its intrinsic malignant behavior and high resistance to therapeutic treatments. Indeed, despite many efforts, both standard chemotherapy and innovative target therapies have substantially failed when moved from preclinical evaluation to the clinical setting. In this scenario, the development of preclinical mouse models better mimicking in vivo characteristics of PCa is urgently needed to test newly developed drugs. The present protocol describes a method to generate a mouse model of PCa, represented by an orthotopic xenograft obtained by ultrasound-guided injection of human pancreatic tumor cells. Using such a reliable and minimally invasive protocol, we also provide evidence of in vivo engraftment and development of tumor masses, which can be monitored by ultrasound (US) imaging. A noteworthy aspect of the PCa model described here is the slow development of the tumor masses over time, which allows precise identification of the starting point for pharmacological treatments and better monitoring of the effects of therapeutic interventions. Moreover, the technique described here is an example of implementation of the 3Rs principles since it minimizes pain and suffering and directly improves the welfare of animals in research.

We present a protocol to generate a minimally invasive orthotopic pancreatic cancer model by ultrasound-guided injection of human pancreatic cancer cells and the subsequent monitoring of tumor growth in vivo by ultrasound imaging.

Generierung eines orthotopen Xenografts von Bauchspeicheldrüsenkrebszellen durch ultraschallgeführte Injektion

Pancreatic cancer (PCa) represents one of the deadliest cancer types worldwide. The reasons for PCa malignancy mainly rely on its intrinsic malignant ...