Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse des National Health and Medical Research Council APP1194139/APP1126276 (JC), der National Stem Cell Foundation of Australia und des New South Wales Government Office of Health and Medical Research (JC) finanziert. DS wurde vom Royal Australasian College of Physicians, dem Institute of Clinical Pathology and Medical Research und dem Australian Government Research Training Program unterstützt. TD wurde vom Institute of Clinical Pathology and Medical Research, dem Penfolds Family Scholarship, dem National Health and Medical Research Council (APP2002783) und der National Heart Foundation of Australia (104615) unterstützt.

<ol>
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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Transepikardiale intramyokardiale Injektion Dieses Verfahren hat den Vorteil der direkten kardialen Visualisierung und bietet nachweislich eine größere lokale Retention von Therapeutika als systemische Verabreichungsmethoden 9,10,14. Thorakotomien sind jedoch invasiv, erfordern erhebliche technische Fähigkeiten und stellen ein höheres Morbiditäts- und Mortalitätsrisiko dar als andere diskutierte Methoden10,15. Die Kenntnis der kritischen und prekären Phasen des Verfahrens kann bei der Vermittlung dieses erhöhten Risikos helfen.
Bei der Manipulation des Herzens zur Freilegung der Herzspitze ist aufgrund des hohen Risikos von Herzrhythmusstörungen und der damit verbundenen hämodynamischen Beeinträchtigung große Vorsicht geboten. Kontinuierliche invasive Blutdrucküberwachung und Elektrokardiographie ermöglichen eine schnelle Identifizierung von Hypotonie oder instabilen Arrhythmien und erleichtern ein sofortiges Eingreifen und Korrigieren. Die vorübergehende Hypotonie kann im Allgemeinen mit Metaraminol-Boli behandelt werden. Eine anhaltende Hypotonie kann durch eine Reduzierung der Inhalationsanästhesie (sorgfältige Überwachung der Narkosetiefe) und den Beginn einer Vasopressor-Infusion vorübergehend reduziert werden, während gleichzeitig die Ursache der veränderten Hämodynamik bestimmt wird. Instabile Herzrhythmusstörungen wie ventrikuläre Tachykardie oder Kammerflimmern können durch elektrische Kardioversion mit oder ohne intravenöse Antiarrhythmika behandelt werden.
Ebenso wichtig für das Überleben der Tiere ist die erfolgreiche Entfernung von freiem Gas aus der Pleurahöhle vor dem Verschluss des Brustkorbs. Geschieht dies nicht, kann dies zur Entwicklung eines Pneumothorax führen, wodurch das Tier einem großen Risiko ausgesetzt ist, die Atmung zu beeinträchtigen und zu sterben, sobald es nach der Genesung vom mechanischen Beatmungsgerät getrennt wird. Der positive Atemwegsdruck muss mindestens 30 s lang aufrechterhalten werden, bis keine Blasbildung mehr beobachtet wird. Der Silikonschlauch wird nach Beendigung der Blasbildung sofort entfernt und der Thorax wird dann schnell geschlossen. Es ist auch möglich, einen Thorakostomieschlauch chirurgisch am Verschluss zu legen, der eine manuelle Entfernung von Luft und Entzündungsflüssigkeit in den nächsten 24-72 Stunden ermöglicht. Dies ist jedoch schwer sauber und intakt zu halten, insbesondere wenn die Tiere zusammen untergebracht sind. Eine Beschädigung oder Kontamination des Eileiters kann zu Pyothorax, Pneumothorax oder Sepsis führen. Unserer Erfahrung nach ist das Einsetzen einer temporären Thoraxdrainage nicht erforderlich, wenn freies Gas vor dem Thoraxverschluss ausreichend entfernt wird.
Perkutane transendokardiale intramyokardiale Injektion Diese Methode der therapeutischen Verabreichung hat den Vorteil, dass sie eine lokale Gewebeabgabe mit geringerem Risiko ermöglicht, da sie im Vergleich zu einem chirurgischen Ansatz weniger invasiv ist10,14. Diese Technik wird bereits in Großtierstudien eingesetzt, wobei sowohl die Durchleuchtung als auch die elektromechanische Kartierung als Leitfaden dienen, wenn keine direkte Visualisierung möglich ist10,16,17.
Da das Herz nicht direkt sichtbar ist, ist es für den Verfahrenstechniker ratsam, bei der Auswahl einer Injektionsstelle orthogonale Durchleuchtungsansichten zu verwenden. Darüber hinaus ist die Injektion von verdünntem Jodkontrastmittel vor und Verabreichung des Therapeutikums äußerst wertvoll für die Bestätigung des Myokardkontakts. Ein geeigneter Kontakt kann durch die Beobachtung eines charakteristischen "myokardialen Rouge" bestätigt werden, das einer der wenigen Marker für den Injektionserfolg vor der Gewebeentnahme sein kann. Aufgrund des Risikos einer Kammerperforation wird auch empfohlen, die myokardiale Wanddicke an der gewählten Injektionsstelle größer als 9 mm zu sein14,16.
Jugularvenöse osmotische Minipumpe Die osmotische Minipumpe ist ein beliebtes Gerät, das häufig in Kleintierstudien eingesetzt wird. Es besteht ein zunehmendes Interesse an der Verwendung dieses Geräts in Großtiermodellen 7,18,19, da es den einzigartigen Vorteil hat, ein Therapeutikum über einen bestimmten Zeitraum mit einer konstanten Rate zu verabreichen. Eine mögliche Einschränkung dieser Methode ist die Unfähigkeit, die Infusionsraten des Arzneimittels zu ändern oder zu stoppen, ohne die Pumpe auszutauschen oder zu entfernen. Dies sollte berücksichtigt werden, bevor eine Therapie auf diese Weise ausprobiert wird.
Diese Studie zeigte, dass diese Methode mit einer hohen Erfolgsrate bei Schweinen mit geringer Morbidität und Mortalität durchgeführt werden kann. Es muss beachtet werden, dass viele lebenswichtige Strukturen an die Operationsstelle angrenzen, darunter Lymphknoten, der Thymus und die Halsschlagader. Es wird dringend empfohlen, sich an die Methode zu halten und anatomische Texte20 zu konsultieren, um eine unbeabsichtigte Beschädigung dieser Strukturen zu vermeiden. Die besorgniserregendste Komplikation dieser Methode ist der hämorrhagische Schock aufgrund einer unbeabsichtigten Verletzung der Halsvene oder einer umgebenden Struktur. Daher ist es wichtig, dass das Weichgewebe, das die Halsvene umgibt, vorsichtig entfernt wird. Wenn dieser Schritt nicht ordnungsgemäß ausgeführt wird, kann dies zu Schwierigkeiten beim Platzieren des Minipumpenschlauchs oder bei der Kontrolle unbeabsichtigter Blutungen führen.
In diesem Artikel wurden drei Methoden für die Verabreichung von kardioaktiven Therapeutika beschrieben. Trotz des berichteten Erfolgs jeder Technik gibt es inhärente Einschränkungen, die berücksichtigt werden müssen. Invasive Verfahren (transepikardiale Injektion) ermöglichen eine erhöhte Genauigkeit der therapeutischen Verabreichung; Sie bergen jedoch ein höheres Risiko für potenziell tödliche Komplikationen. Darüber hinaus erfordert die invasive Verabreichung mehr technische Fähigkeiten, um das Risiko von Komplikationen zu minimieren. In ähnlicher Weise erfordert die fluoroskopisch gesteuerte, transendokardiale Injektion ein gewisses Maß an technischem Geschick für die Katheterisierung und Manipulation der Hardware. Wenn diese Methode unsachgemäß durchgeführt wird, sind Injektionsfehler und tödliche Komplikationen möglich.
Die beschriebenen Direktinjektionsverfahren ermöglichen die einmalige Verabreichung eines Therapeutikums in das Zielgewebe. Die jugularvenöse osmotische Minipumpe ermöglicht die systemische Verabreichung eines Therapeutikums über einen Zeitraum von 7 Tagen. Diese Methode ist vergleichsweise einfacher und mit weniger Risiko verbunden, setzt jedoch voraus, dass ein systemisches Therapeutikum den Weg zum Herzmuskel findet. Darüber hinaus ist es nach dem Einsetzen der Pumpe unmöglich, die Verabreichung abzubrechen oder die Dosisleistung zu ändern, ohne das Tier erneut zu betäuben und die Pumpe zu entfernen.
Alle in diesem Artikel beschriebenen Methoden wurden an Tieren am Tag oder 2 Wochen nach dem Myokardinfarkt durchgeführt. Daher kann in dieser Arbeit nicht über den Erfolg der genannten Methoden bei gesunden Tieren oder Tieren, die einer alternativen Herzpathologie unterzogen wurden, berichtet werden. Schließlich müssen die Pharmakologie und Biotechnologie jedes beabsichtigten Wirkstoffs sorgfältig geprüft werden, da dies von Natur aus mit der Wirksamkeit des gewählten Verabreichungsweges verbunden ist. Eine detaillierte Erörterung dieses Manuskripts würde den Rahmen sprengen.
Umfassende Darstellungen präklinischer Methoden kommen dem Tierschutz und der breiteren wissenschaftlichen Gemeinschaft zugute. Die daraus resultierende verbesserte Reproduzierbarkeit von Verfahren und Ergebnissen führt zu weniger Komplikationen für die Tiergesundheit, einer geringeren Anzahl von Tieren, die erforderlich sind, um signifikante Ergebnisse zu erzielen, und einem größeren Vertrauen in die Versuchsergebnisse21,22. In diesem Artikel werden drei Methoden zur Verabreichung neuartiger Therapeutika zur Behandlung des Myokardinfarkts in einem Schweinemodell beschrieben. Durch die detaillierte Beschreibung der verwendeten Techniken und die Artikulation der Vorteile und Risiken jeder einzelnen wird erwartet, dass die Forscher in der Lage sein werden, konsistente und zuverlässige präklinische Modelle zu erstellen, die ihren Forschungszielen entsprechen.

Die koronare Herzkrankheit (KHK) und der damit verbundene ST-Hebungs-Myokardinfarkt (STEMI) sind weltweit die häufigsten Todesursachen. In den letzten zwei Jahrzehnten wurden große Fortschritte bei der Senkung der Krankenhaussterblichkeit von Patienten mit STEMI erzielt, und zwar durch das Aufkommen perkutaner Koronarinterventionen, fibrinolytischer Therapien und der Standardisierung von Behandlungsalgorithmen, um sicherzustellen, dass die Reperfusion rechtzeitig erreicht wird 1,2,3. Trotzdem stellt die mit STEMI verbundene Morbidität nach wie vor eine erhebliche Belastung dar, so dass ein großer Bedarf an der Entwicklung neuartiger kardioprotektiver und regenerativer Therapien besteht 2,3. Ein wesentlicher Bestandteil der Therapieentwicklung ist die Festlegung der Art und Weise, wie eine neuartige Therapie verabreicht werden soll4. Die Sicherheit, Wirksamkeit und Durchführbarkeit jeder Methode muss mit den Eigenschaften der Therapie selbst in Einklang gebracht werden.
Physiologisch relevante Großtiermodelle sind entscheidend für die Beurteilung dieser Eigenschaften verschiedener therapeutischer Verabreichungsstrategien5. Aufgrund ihrer Ähnlichkeiten mit dem Menschen in Bezug auf die kardiovaskuläre Physiologie, die koronare Gefäßanatomie und das Verhältnis von Herzgewicht zu Körpergewicht ist das Schwein eine der bevorzugten Spezies bei der präklinischen Bewertung neuer Therapien für Myokardinfarkt6. Wir haben zuvor ein porcines STEMI-Modell verwendet, um die reparative Kapazität einer rekombinanten Proteintherapie zu demonstrieren7, und untersuchen weiterhin neuartige pharmakologische, zelluläre und genetische Therapien mit diesem Modell. Hier werden drei Techniken der therapeutischen Verabreichung beschrieben, die in Schweinemodellen nach Infarktentstehung verwendet werden: Thorakotomie und transepikardiale Injektion, perkutane transendokardiale Injektion und jugularvenöse osmotische Minipumpenimplantation. Die ersten beiden Methoden ermöglichen eine lokale Gewebeabgabe, wodurch die erforderlichen Dosierungen, Off-Target-Effekte und der hepatische First-Pass-Metabolismus reduziertwerden 8,9,10. Die osmotische Minipumpe ermöglicht die kontinuierliche Verabreichung eines Medikaments mit einer kurzen Halbwertszeit, wodurch die Abhängigkeit von einer Infusionspumpe und einer patentierten intravenösen Kanüle entfällt, die beide in großen Tiermodellen schwierig zu implementieren sind.
Durch die Beschreibung dieser Techniken hofft man, dass dieser Artikel translationalen Wissenschaftlern helfen kann, neuartige kardioprotektive oder regenerative Wirkstoffe nach Myokardinfarkt in Großtiermodellen zu untersuchen.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Central line placement</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ9220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arrow&#39; Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035&#34; J-tip wire)</td>
			<td>Teleflex</td>
			<td>CS-14502</td>
			<td>Central Line</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Green Fluorsence Protein (GFP)</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab13970</td>
			<td>1:100 dilution ratio</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Histology antibodies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ku80</td>
			<td>Cell Signalling Technology</td>
			<td>C48E7</td>
			<td>1:500 dilution ratio</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 11 scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparq&#39; Ultrasound System</td>
			<td>Philips</td>
			<td>MP11742 Medpick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile ultrasound probe cover</td>
			<td>Atris</td>
			<td>28041947</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Swine Jacket with Pocket, size &#39;Medium&#39;</td>
			<td>Lomir Biomedical</td>
			<td>SS J2YJJET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jugular vein osmotic minipump implantation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Brown Tissue Forceps</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>KLINI316012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bellucci Self-Retaining Retractor</td>
			<td>surgicalinstruments.net.au</td>
			<td>group-24.26.02</td>
			<td>Self retaining tissue retractor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Pencils with &#39;Edge&#39; Coated Electrodes</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td>Cautery Pencil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>ARMO3250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 22 scalpel blade</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon Suture&#160; (2-0, 3-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>D9635, 663G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmotic Infusion Minipump</td>
			<td>Alzet</td>
			<td>2ML1, 2ML2, 2ML4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular Silicone Ties</td>
			<td>Vecmedical</td>
			<td>95001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vicryl suture (5-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9982</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Percutaneous transedocardial injection</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Artis Zee&#39; C-Arm Fluoroscopy&#160;</td>
			<td>Siemens&#160;</td>
			<td>IR-19-1994</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CARTO&#39; 3 System&#160;&#160;</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td></td>
			<td>Electrophysiological Mapping Software &#38; System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cook Access Needle</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G07174</td>
			<td>Cannulation needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast-Cath&#39; Introducer (6 French, 8 French)</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>406204, 406142</td>
			<td>Vascular sheath with introducer and guidewire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Myostar&#39; Injection Catheter</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td>121117S, 121119S, 1211120S</td>
			<td>Intramyocardial injection catheter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No.11 scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Omnipaque&#39; Iohexol Contrast</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>AUST R 39861&#160;</td>
			<td>Iodinated contrast agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparq&#39; Ultrasound System</td>
			<td>Philips</td>
			<td>MP11742 Medpick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sedation &#38; general anaesthesia</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Compound Sodium Lactate Hartmann&#39;s Solution</td>
			<td>Free flex</td>
			<td>894451</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl 50 mcg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>AUST R 107027.</td>
			<td>Intravenous anaesthesia and analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forthane&#39; Isoflurane</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>AUST R 29656&#160;</td>
			<td>Inhalant anaesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine&#160;</td>
			<td>Datex Ohmeda</td>
			<td>17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions</td>
			<td>Anaesthetic Machine&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypnovel&#39; Midazolam 5 mg/mL</td>
			<td>Roche</td>
			<td>AUST R 13726</td>
			<td>Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intravenous cannula</td>
			<td>BD Angiocath</td>
			<td>381137</td>
			<td>20 gauge cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamil&#39; Ketamine 10 mg/mL</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>APVMA number: 51188c&#160;</td>
			<td>Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope</td>
			<td>Miller</td>
			<td>VDI-6205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medetomidine 1 mg/mL</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>APVMA number 64251; ACVM number A10488&#160;</td>
			<td>Sedative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metaraminol 10 mg/mL</td>
			<td>Phebra</td>
			<td>AUST R 284784</td>
			<td>Short-acting vasopressor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methadone 10 mg/mL</td>
			<td>Ilium</td>
			<td>APVMA number: 63712&#160;</td>
			<td>Sedative, Restricted drug</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Onsetron&#39; Ondansetron 2 mg/mL</td>
			<td>Accord Healthcare</td>
			<td>AUST R 205593&#160;</td>
			<td>Anti-emetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol-Lipuro&#39; Propofol 10 mg/mL</td>
			<td>Braun</td>
			<td>AUST R 142906&#160;</td>
			<td>Intravenous anaesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse Oximeter&#160;</td>
			<td>Meditech</td>
			<td>GVPMT-M3S</td>
			<td>Portable pulse oximeter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shiley&#39; Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 &#38; 6.0)</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>86108-, 86109-</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shiley&#39; Intubating Stylet, 10 Fr</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>85864</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride 0.9%</td>
			<td>Free flex</td>
			<td>FAH1322</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thoracotomy and epicardial Cell Injection</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27 G Insulin needle</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>51907</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson Brown Tissue Forceps</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>KLINI316012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CARTO&#39; 3 System&#160;&#160;</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td></td>
			<td>Electrophysiological Mapping Software &#38; System</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cefazolin 1 g Vial</td>
			<td>AFT Pharmaceuticals</td>
			<td>9421900137367 CH2</td>
			<td>Antibiotic Prophylaxis&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chest drainage tube</td>
			<td>SurgiVet</td>
			<td>SKU-336</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cook Access Needle</td>
			<td>Cook Medical</td>
			<td>G07174</td>
			<td>Cannulation needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cooley Sternotomy Retractor Paediatric</td>
			<td>Millennium Surgical</td>
			<td>9-61287</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Durogesic&#39; 100 mcg/h Fentanyl Patch</td>
			<td>Janssen</td>
			<td>AUST R 112371&#160;</td>
			<td>Postoperative analgesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Pencils with &#39;Edge&#39; Coated Electrodes</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td>Cautery Pencil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrosurgical Pencils with &#39;Edge&#39; Coated Electrodes</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>E2450H</td>
			<td>Cautery Pencil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast-Cath&#39; Introducer (6 French, 8 French)</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>406204, 406142</td>
			<td>Vascular sheath with introducer and guidewire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lignocaine 20 mg/mL</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295.</td>
			<td>Local anaesthesia, anti-arrhythmic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Marcaine&#39; Bupivacaine 0.5%</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>AUST R 48328&#160;</td>
			<td>Local anaesthesia.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors</td>
			<td>Icon Medical Supplies</td>
			<td>ARMO3250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 22 scalpel</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon Suture&#160; (2-0, 3-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>D9635, JJ76264</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Size 1 PDS suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>JJ75414</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparq&#39; Ultrasound System</td>
			<td>Philips</td>
			<td>MP11742 Medpick</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gauze</td>
			<td>Kerlix</td>
			<td>KE5072</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile laparotomy sponges</td>
			<td>Propax</td>
			<td>2907950</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermocool Smartouch&#39; Catheter</td>
			<td>Biosense Webster</td>
			<td>D133601, D133602, D133603</td>
			<td>Epicardial Mapping Catheter</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

delivery of cardioactive therapeutics in a porcine myocardial infarction model

Myokardinfarkt ist weltweit eine der häufigsten Todes- und Invaliditätsursachen, und es besteht ein dringender Bedarf an neuartigen kardioprotektiven oder regenerativen Strategien. Ein wesentlicher Bestandteil der Arzneimittelentwicklung ist die Bestimmung, wie ein neuartiges Therapeutikum verabreicht werden soll. Physiologisch relevante Großtiermodelle sind von entscheidender Bedeutung für die Beurteilung der Durchführbarkeit und Wirksamkeit verschiedener therapeutischer Verabreichungsstrategien. Aufgrund ihrer Ähnlichkeiten mit dem Menschen in Bezug auf die kardiovaskuläre Physiologie, die koronare Gefäßanatomie und das Verhältnis von Herzgewicht zu Körpergewicht ist das Schwein eine der bevorzugten Spezies bei der präklinischen Bewertung neuer Therapien für Myokardinfarkt. Das vorliegende Protokoll beschreibt drei Methoden zur Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweinemodell. Nach einem perkutan induzierten Myokardinfarkt erhielten weibliche Landrassen eine Behandlung mit neuartigen Wirkstoffen durch (1) Thorakotomie und transepikardiale Injektion, (2) katheterbasierte transendokardiale Injektion oder (3) intravenöse Infusion über eine osmotische Minipumpe der Halsvene. Die für jede Technik verwendeten Verfahren sind reproduzierbar, was zu einer zuverlässigen kardioaktiven Wirkstoffabgabe führt. Diese Modelle können leicht an individuelle Studiendesigns angepasst werden, und jede dieser Verabreichungstechniken kann verwendet werden, um eine Vielzahl möglicher Interventionen zu untersuchen. Daher sind diese Methoden ein nützliches Werkzeug für translationale Wissenschaftler, die neue biologische Ansätze zur Herzreparatur nach Myokardinfarkt verfolgen.

Thorakotomie und Epikardzellinjektion Von den 29 Tieren, die sich einer Thorakotomie und einer epikardialen Injektion unterzogen, überlebten 26. Die histologische Analyse bestätigte die Transplantation menschlicher Zellen, die mit dieser Methode bei allen überlebenden Tieren verabreicht wurden (Abbildung 1E). Bei einem Tier kam es während der Zellinjektion zu tödlichen Herzrhythmusstörungen und konnte nicht wiederbelebt werden. Bei einem anderen trat während des Verschlusses und der anhaltenden Anwendung von Überdruck auf die Atemwege eine pulslose elektrische Aktivität auf und konnte nicht wiederhergestellt werden. Ein drittes Tier erbrach sich und erlitt bei der Extubation einen Atemstillstand. Dieses Tier konnte nicht wiederbelebt werden.
Bei zwei Tieren traten schwere Komplikationen auf, konnten aber geborgen werden. Ein Tier entwickelte während der intramyokardialen Injektion Kammerflimmern und konnte mit internen Defibrillationspaddeln und Herzmassage wiederbelebt werden. Das zweite Tier erbrach sich bei der Extubation und erlitt einen kurzen Atemstillstand, konnte aber schnell wieder intubiert werden und erholte sich gut. Alle diese Ereignisse traten während der frühen Experimente auf, wobei die unerwünschten Ereignisse mit zunehmender Erfahrung des Teams mit dem Protokoll zunahmen (Tabelle 1).
Implantation der osmotischen Minipumpe der Jugularvene Es wurden keine Mortalität oder größere Komplikationen mit der Implantation einer jugularosmotischen Minipumpe in Verbindung gebracht. Bei den meisten der sieben Tiere kam es innerhalb der ersten 24 Stunden zu einer leichten Schwellung an der Operationsstelle, die sich ohne Intervention zurückbildete. Ein ELISA, der am Tag 3 nach der Implantation nach der Pumpe am Serum durchgeführt wurde, zeigte die Wirksamkeit der Pumpe und erreichte im Vergleich zu Kontrollen eine signifikante Blutkonzentration des Thrombozyten-abgeleiteten Wachstumsfaktors AB human (PDGF-AB) im Blut7 (Abbildung 2E).
Perkutane transendokardiale Injektion Insgesamt erhielten 22 Tiere endokardiale Injektionen. Von diesen Injektionen wurden 17 als "erfolgreich" eingestuft, was durch Fluoreszenz- oder Tintenfärbung bestimmt wurde, die postmortal im Zielgewebe beobachtet wurde (Abbildung 3B). Es gab keine Todesfälle im Zusammenhang mit diesem Verfahren. Ein Tier entwickelte einen kleinvolumigen Perikarderguss durch rechtsventrikuläre Perforation. Dies war selbstlimitierend und führte nicht zu einer kardiovaskulären Beeinträchtigung. Dasselbe Tier starb; Dies war jedoch von einem nicht verwandten zusätzlichen Eingriff nach der intramyokardialen Injektion herrührend.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig01.jpg"> Abbildung 1: Die transepikardiale Kardiomyozyten-Injektion ermöglicht eine direkte kardiale Visualisierung und erreicht einen hohen Anteil an lebensfähigen Zellen, die dem Myokard zugeführt werden. (A) Die Herzspitze wird durch eine angefeuchtete Mullschlinge freigelegt, die unter der Basis des Herzens geführt wird. (B) Ein epikardialer Mapping-Katheter grenzt Narben- und Randzonen ab und markiert die Injektionsstellen. (C) Eine 31-G-Nadel wird verwendet, um Zellen transepikardial in das Myokard zu injizieren. (D) Epikardiale Spannungskarte mit Annotation der Injektionsstelle. Violett: normale Spannung, gesundes Myokard; Rot: abnorme Spannung, erkranktes Myokard; Graue Punkte: Injektionsstellen. Nach der Opferung wird das Herz entnommen und für die nachgelagerte histologische Beurteilung mit Formalin fixiert. In (E) werden transplantierte menschliche Zellen durch Immunfärbung für den humanen antinukleären Antikörper Ku80 und einen Anti-GFP-Antikörper nachgewiesen. Maßstabsleiste = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig02.jpg"> Abbildung 2: Das Einsetzen einer Jugularvenen-Minipumpe bietet eine sichere und zuverlässige Methode der PDGF-Verabreichung über einen Zeitraum von 7 Tagen . (A) Die rechte Halsvene wird freigelegt und das Weichgewebe wird aus dem Gefäß entfernt. (B) Gefäßbänder verschließen das Gefäß, während eine 14-G-Nadel verwendet wird, um eine Punktion vorzunehmen, durch die der Minipumpenschlauch gefädelt wird. (C) Der Minipumpenschlauch wird in die Vene vorgeschoben, und der Minipumpenkörper ist an angrenzendem Weichgewebe befestigt. (D) Der Minipumpenkörper und die Schläuche vor der Implantation. (E) Die Serumkonzentration des rekombinanten Proteins, das über die Minipumpe und den PDGF-AB abgegeben wurde, wurde bei jedem Tier am Tag 3 nach der Implantation mittels ELISA gemessen. Es wurde gezeigt, dass Tiere, die PDGF-AB erhielten, eine signifikant höhere Blutkonzentration von PDGF-AB aufwiesen als Kontrolltiere, was die Wirksamkeit der osmotischen Minipumpen-Verabreichungsmethode bestätigt. **bezeichnet einen statistisch signifikanten Unterschied zwischen den Gruppen (p = 0,005, Mann-Whitney-U-Test) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig03.jpg"> Abbildung 3: Die transendokardiale intramyokardiale Injektion ermöglicht eine minimal-invasive Methode zur Verabreichung von Therapeutika. (A) Ein rechtsvorderes schräges fluoroskopisches Bild, das den Injektionskatheter (weißer Pfeil) zeigt, der Kontrastmittel (gelber Pfeil) in das Myokard verabreicht. Die Kontrastmittelinjektion geht der therapeutischen Injektion voraus und folgt ihr, so dass die Nadelplatzierung im Myokard bestätigt werden kann. (B) Der injizierte Vektor exprimierte grün fluoreszierendes Protein (GFP), so dass injiziertes Material bei der Gewebeentnahme fluoreszieren würde, wodurch der Erfolg der Injektion bestätigt wurde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>Transepikardiale Injektion (n = 29)</td>
			<td>Transendokardiale Injektion (n = 22)</td>
			<td>Osmotische Minipumpe (n = 7)</td>
		</tr><tr><td>Sterblichkeit</td>
			<td>3</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Postoperatives Erbrechen und Atemstillstand</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Kammerflimmern während der Injektion</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Pulslose elektrische Aktivität während des Thoraxverschlusses</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Morbidität</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Pneumothorax</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Pleuraerguss</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Perforation der Herzkammer</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>Blutung</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr></tbody></table>Tabelle 1: Liste der Komplikationen.

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Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

Das vorliegende Protokoll beschreibt drei Methoden zur Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweinemodell. Weibliche Landrassenschweine erhielten die Behandlung entweder: (1) Thorakotomie und transepikardiale Injektion, (2) kathetergestützte transendokardiale Injektion oder (3) intravenöse Infusion über die osmotische Minipumpe der Jugularvene.

Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweine-Myokardinfarkt-Modell

Myocardial infarction is one of the leading causes of death and disability worldwide, and there is an urgent need for novel cardioprotective or ...

delivery-cardioactive-therapeutics-porcine-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

1.1K Aufrufe.  The University of Sydney. Das vorliegende Protokoll beschreibt drei Methoden zur Verabreichung kardioaktiver Therapeutika in einem Schweinemodell. Weibliche Landrassenschweine erhielten die Behandlung entweder: (1) Thorakotomie und transepikardiale Injektion, (2) kathetergestützte transendokardiale Injektion oder (3) intravenöse Infusion über die osmotische Minipumpe der Jugularvene.

Serie: Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

Akuter Myokardinfarkt bei Ratten

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Forschung

Medizin

MRI and PET in Mouse Models of Myocardial Infarction

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ideal model for testing novel therapeutic strategies.
In vivo magnetic resonance imaging (MRI) gives excellent views of the heart noninvasively with clear anatomical detail, which can be used for accurate functional assessment. Contrast agents can provide basic measures of tissue viability but these are nonspecific. Positron emission tomography (PET) is a complementary technique that is highly specific for molecular imaging, but lacks the anatomical detail of MRI. Used together, these techniques offer a sensitive, specific and quantitative tool for the assessment of the heart in disease and recovery following treatment.
In this paper we explain how these methods are carried out in mouse models of acute myocardial infarction. The procedures described here were designed for the assessment of putative protective drug treatments. We used MRI to measure systolic function and infarct size with late gadolinium enhancement, and PET with fluorodeoxyglucose (FDG) to assess metabolic function in the infarcted region. The paper focuses on practical aspects such as slice planning, accurate gating, drug delivery, segmentation of images, and multimodal coregistration. The methods presented here achieve good repeatability and accuracy maintaining a high throughput.

We describe how to perform MRI and PET imaging of the mouse heart. The protocol is tailored to assess treatment efficacy in models of myocardial infarction and heart failure.

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ...

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

Myokardinfarkt und Functional Outcome Assessment in Schweine

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

A Hydrogel Construct and Fibrin-based Glue Approach to Deliver Therapeutics in a Murine Myocardial Infarction Model.

The murine MI model is widely recognized in the field of cardiovascular disease, and has consistently been used as a first step to test the efficacy of treatments in vivo1. The traditional, established protocol has been further fine-tuned to minimize the damage to the animal. Notably, the pectoral muscle layers are teased away rather than simply cut, and the thoracotomy is approached intercostally as opposed to breaking the ribs in a sternotomy, preserving the integrity of the ribcage. With these changes, the overall stress on the animal is decreased. 
Stem cell therapies aimed to alleviate the damage caused by MIs have shown promise over the years for their pro-angiogenic and anti-apoptotic benefits. Current approaches of delivering cells to the heart surface typically involve the injection of the cells either near the damaged site, within a coronary artery, or into the peripheral blood stream2-4. While the cells have proven to home to the damaged myocardium, functionality is limited by their poor engraftment at the site of injury, resulting in diffusion into the blood stream5. This manuscript highlights a procedure that overcomes this obstacle with the use of a cell-encapsulated hydrogel patch. The patch is fabricated prior to the surgical procedure and is placed on the injured myocardium immediately following the occlusion of the left coronary artery. To adhere the patch in place, biocompatible external fibrin glue is placed directly on top of the patch, allowing for it to dry to both the patch and the heart surface. This approach provides a novel adhesion method for the application of a delicate cell-encapsulating therapeutic construct.

This protocol aims to alleviate the limitation of poor cell engraftment for stem cell treatment of myocardial infarctions through the use of a hydrogel system and a fibrin-based glue. With this approach, cell-to-tissue contact post-infarction can be maintained, increasing the therapeutic potential of beneficial agents at the site of injury.

Ein Hydrogel Konstruieren und Fibrin-basierte Kleber Umgangs Therapeutics in einem murinen Myokardinfarkt Modell liefern.

The murine MI model is widely recognized in the field of cardiovascular disease, and has consistently been used as a first step to test the efficacy of ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

Primärer Ergebnisbeurteilung in einem Schwein Modell eines akuten Myokardinfarkts

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

Myokardinfarkts bei neugeborenen Mäusen, ein Modell von Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

Verbesserung der einen geschlossenen Kasten porcinen Myokardinfarkt Modell durch Standardisierung der Gewebe und Blut Stichprobenverfahren

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Ein Cryoinjury-Modell zur Untersuchung des Myokardinfarkts in der Maus

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major causes of mortality and morbidity around the world. Cell-based therapies for cardiac repair and improvement of left ventricular function after MI have attracted considerable attention. Accordingly, the safety and efficacy of these cell transplantations should be tested in a preclinical large animal model of HF prior to clinical use. Pigs are widely used for cardiovascular disease research due to their similarity to humans in terms of heart size and coronary anatomy. Therefore, we sought to present an effective protocol for the establishment of a porcine chronic HF model using closed-chest coronary balloon occlusion of the left circumflex artery (LCX), followed by rapid ventricular pacing induced with pacemaker implantation. Eight weeks later, the stem cells were administered by intramyocardial injection in the peri-infarct area. Then the infarct size, cell survival, and left ventricular function (including echocardiography, hemodynamic parameters, and electrophysiology) were evaluated. This study helps establish a stable preclinical large animal HF model for stem cell treatment.

We sought to establish a swine model of heart failure induced by left circumflex artery blockage and rapid pacing to test the effect and safety of intramyocardial administration of stem cells for cell-based therapies.

Erstellung eines Schweinemodells für postmyokarde Infarkt-Herzinsuffizienz für die Stammzellbehandlung

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Intramyocardial Transplantation of MSC-Loading Injectable Hydrogels after Myocardial Infarction in a Murine Model

One of the major issues facing current cardiac stem cell therapies for preventing postinfarct heart failure is the low retention and survival rates of transplanted cells within the injured myocardium, limiting their therapeutic efficacy. Recently, the use of scaffolding biomaterials has gained attention for improving and maximizing stem cell therapy. The objective of this protocol is to introduce a simple and straightforward technique to transplant bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) using injectable hydroxyphenyl propionic acid (GH) hydrogels; the hydrogels are favorable as a cell delivery platform for cardiac tissue engineering applications due to their ability to be cross-linked in situ and high biocompatibility. We present a simple method to fabricate MSC-loading GH hydrogels (MSC/hydrogels) and evaluate their survival and proliferation in three-dimensional (3D) in vitro culture. In addition, we demonstrate a technique for intramyocardial transplantation of MSC/hydrogels in mice, describing a surgical procedure to induce myocardial infarction (MI) via left anterior descending (LAD) coronary artery ligation and subsequent MSC/hydrogels transplantation.

Stem cell-based therapy has emerged as an efficient strategy to repair injured cardiac tissues after myocardial infarction. We provide an optimal in vivo application for stem cell transplantation using gelatin hydrogels that are able to be enzymatically cross-linked.

Intramyokardiale Transplantation von MSC-Loading injizierbaren Hydrogelen nach Myokardinfarkt in einem Murine-Modell

One of the major issues facing current cardiac stem cell therapies for preventing postinfarct heart failure is the low retention and survival rates of ...