이 연구는 국립 보건 및 의료 연구 위원회(National Health and Medical Research Council APP1194139/APP1126276(JC), 호주 국립 줄기 세포 재단(National Stem Cell Foundation of Australia) 및 뉴사우스웨일즈 정부 보건 및 의료 연구실(New South Wales Government Office of Health and Medical Research, JC)의 보조금으로 지원되었습니다. DS는 Royal Australasian College of Physicians, Institute of Clinical Pathology and Medical Research, Australian Government Research Training Program의 지원을 받았습니다. TD는 임상 병리학 및 의학 연구 연구소(Institute of Clinical Pathology and Medical Research), 펜폴즈 가족 장학금(Penfolds Family Scholarship), 국립 보건 및 의료 연구 위원회(National Health and Medical Research Council, APP2002783) 및 호주 국립 심장 재단(National Heart Foundation of Australia, 104615)의 지원을 받았습니다.

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경심외막 심내막 주사 이 시술은 직접 심장 시각화의 이점이 있으며 전신 투여 방법보다 치료제의 국소 유지율이 더 높은 것으로 입증되었습니다 9,10,14. 그러나 개흉술은 침습적이고, 상당한 기술이 필요하며, 논의된 다른 방법보다 이환율과 사망률의 위험이 더 크다10,15. 절차의 중요하고 불안정한 단계에 대한 지식은 이러한 증가된 위험을 중재하는 데 도움이 될 수 있습니다.
부정맥 및 관련 혈역학적 손상의 위험이 높기 때문에 심장 정점을 노출하도록 심장을 조작할 때 세심한 주의를 기울여야 합니다. 지속적인 침습적 혈압 모니터링 및 심전도 검사를 통해 저혈압 또는 불안정한 부정맥을 신속하게 식별하여 신속한 개입 및 교정을 용이하게 합니다. 일과성 저혈압은 일반적으로 메타라미놀 볼루스로 치료할 수 있습니다. 지속적인 저혈압은 흡입 마취를 줄이고(마취 깊이를 주의 깊게 모니터링) 승압제 주입을 시작하는 동시에 혈류역학 변화의 원인을 결정함으로써 일시화할 수 있습니다. 심실 빈맥 또는 심실 세동과 같은 불안정 부정맥은 정맥 항부정맥제 유무에 관계없이 전기 심율동전환으로 치료할 수 있습니다.
동물의 생존에 똑같이 중요한 것은 흉부를 닫기 전에 흉막강에서 자유 가스를 성공적으로 제거하는 것입니다. 그렇게 하지 않으면 기흉이 발생할 수 있으며, 회복 시 기계 인공호흡기에서 분리되면 동물은 호흡 곤란과 사망의 큰 위험에 처할 수 있습니다. 기도 양압은 기포가 더 이상 관찰되지 않을 때까지 최소 30초 동안 유지되어야 합니다. 기포가 멈추면 실리콘 튜브를 즉시 제거하고 흉부를 빠르게 닫습니다. 또한 흉곽 절개술을 수술로 삽입하여 다음 24-72시간 동안 수동으로 공기와 염증성 유체를 제거할 수 있습니다. 그러나 이것은 특히 동물이 함께 사육되는 경우 깨끗하고 온전하게 유지하기가 어렵습니다. 튜브가 손상되거나 오염되면 농흉, 기흉 또는 패혈증이 발생할 수 있습니다. 경험상, 흉부를 봉합하기 전에 자유 가스가 적절하게 제거되면 임시 흉부 배액관을 삽입할 필요가 없습니다.
경피적 경심내막 심내막 주사 이러한 치료적 투여 방법은 외과적 접근법에 비해 덜 침습적인 특성으로 인해 위험이 낮은 국소 조직 전달을 허용하는 이점이 있다10,14. 이 기술은 이미 대규모 동물 연구에서 사용되고 있으며, 직접 시각화가 없는 경우 형광투시와 전기기계 매핑이 모두 가이드로 사용됩니다10,16,17.
심장이 직접 시야에 있지 않다는 점을 감안할 때, 시술 전문가는 주사 부위를 선택할 때 직교 형광 투시 보기를 사용하는 것이 현명합니다. 또한, 치료제 투여 전 희석된 요오드 조영제를 주입하고 전달하는 것은 심근 접촉을 확인하는 데 매우 중요합니다. 적절한 접촉은 특징적인 '심근 홍조'를 관찰하여 확인할 수 있으며, 이는 조직 채취 전에 주사 성공의 유일한 지표 중 하나일 수 있습니다. 챔버 천공의 위험으로 인해, 선택된 주사 부위의 심근벽 두께도 9mm보다 큰 것이 권장된다14,16.
경정맥 삼투압 미니펌프 삼투압 미니 펌프는 소동물 연구에서 일반적으로 사용되는 인기 있는 장치입니다. 정해진 기간 동안 일관된 속도로 치료제를 투여할 수 있는 고유한 이점을 감안할 때 대형 동물 모델 7,18,19에서 이 장치를 사용하는 것에 대한 관심이 증가하고 있습니다. 이 방법의 가능한 한계는 펌프를 교체하거나 제거하지 않고 약물의 주입 속도를 변경하거나 중지할 수 없다는 것입니다. 이러한 방식으로 치료를 시도하기 전에 이 점을 고려해야 합니다.
이 연구는 이 방법이 돼지에서 높은 성공률로 수행될 수 있고 이환율과 폐사율이 낮다는 것을 보여주었습니다. 림프절, 흉선, 경동맥을 포함한 많은 중요한 구조물이 수술 부위에 인접해 있다는 점에 유의해야 합니다. 이 방법을 고수하고 해부학 텍스트(20)를 참고하여 이러한 구조물의 부주의한 손상을 방지하는 것이 강력히 권장된다. 이 방법의 가장 우려되는 합병증은 경정맥 또는 주변 구조물의 부주의한 손상으로 인한 출혈성 쇼크입니다. 따라서 경정맥을 둘러싼 연조직을 조심스럽게 제거하는 것이 중요합니다. 이 단계를 제대로 완료하지 않으면 미니펌프 튜브를 배치하거나 의도하지 않은 출혈을 제어하는 데 어려움이 있을 수 있습니다.
이 기사에서는 심장 활성 치료제를 전달하는 세 가지 방법에 대해 설명했습니다. 각 기술의 보고된 성공에도 불구하고 고려해야 할 내재된 한계가 있습니다. 침습적 절차(경심막 주사)는 치료 전달의 정확도를 높일 수 있습니다. 그러나 잠재적으로 치명적인 합병증의 위험이 더 큽니다. 또한 침습적 분만은 합병증의 위험을 최소화하기 위한 기술적 능력에 대한 요구가 더 큽니다. 마찬가지로, 형광 투시 유도 경심 주사는 카테터 삽입 및 하드웨어 조작에 대한 어느 정도의 기술이 필요합니다. 이 방법을 잘못 수행하면 주입 실패 및 치명적인 합병증이 발생할 수 있습니다.
설명된 직접 주입 방법은 표적 조직으로의 치료제의 일회성 투여를 허용합니다. 경정맥 삼투압 미니 펌프는 7일 동안 치료제를 전신적으로 투여할 수 있습니다. 상대적으로 이 방법은 더 간단하고 위험이 적지만 심근으로 가는 전신 치료에 의존합니다. 또한, 일단 펌프가 제자리에 놓이면 동물을 다시 마취하고 펌프를 제거하지 않고는 투여를 중단하거나 투여율을 변경하는 것이 불가능합니다.
본 논문에 기술된 모든 방법은 심근경색 당일 또는 2주 후에 동물에게 수행하였다. 그러므로, 이 연구는 건강한 동물 또는 대체 심장 병리학을 받은 동물에서 언급된 방법의 성공을 보고할 수 없다. 마지막으로, 의도된 약제의 약리학 및 생명공학은 선택된 전달 경로의 효능과 본질적으로 연결되기 때문에 신중하게 고려되어야 합니다. 이에 대한 자세한 논의는 이 원고의 범위를 벗어납니다.
전임상 방법에 대한 포괄적인 묘사는 동물 복지와 더 넓은 과학계에 도움이 됩니다. 결과적으로 절차 및 결과의 재현성이 향상되어 동물 건강 합병증이 줄어들고, 유의미한 결과를 도출하는 데 필요한 동물의 수가 감소하며, 실험 결과에 대한 신뢰도가 높아집니다21,22. 돼지 모델에서 심근 경색 치료를 위해 새로운 치료제를 투여하는 세 가지 방법이 이 기사에 설명되어 있습니다. 사용된 기술을 자세히 설명하고 각 기술의 이점과 위험을 명확히 설명함으로써 연구자들은 연구 목표에 맞는 일관되고 신뢰할 수 있는 전임상 모델을 편안하게 만들 수 있을 것으로 기대됩니다.

관상동맥 질환(CAD) 및 관련 ST 상승 심근경색(STEMI)은 전 세계적으로 가장 큰 사망 원인입니다. 지난 20년 동안 경피적 관상동맥 중재술, 섬유소 용해 요법 및 재관류가 적시에 이루어질 수 있도록 하는 치료 알고리즘의 표준화를 통해 STEMI를 보이는 환자의 병원 내 사망률을 줄이는 데 큰 진전이 있었습니다 1,2,3. 그럼에도 불구하고 STEMI와 관련된 이환율은 여전히 상당한 부담으로 남아 있으므로 새로운 심장 보호 및 재생 요법 개발이 크게 필요합니다 2,3. 치료제 개발의 필수 요소는 새로운 치료법을 어떻게 투여할 것인지를 결정하는 것이다4. 각 방법의 안전성, 효능 및 타당성은 치료 자체의 특성과 일치해야 합니다.
생리학적으로 관련된 대동물 모델은 다양한 치료 전달 전략의 이러한 특성을 평가하는 데 매우 중요하다5. 돼지는 심혈관 생리학, 관상동맥 혈관 해부학, 심박 대 체중 비율에서 인간과 유사하기 때문에 심근경색에 대한 새로운 치료법의 전임상 평가에서 선호되는 종 중 하나이다6. 우리는 이전에 돼지 STEMI 모델을 사용하여 재조합 단백질 치료제7의 회복 능력을 입증했으며, 이 모델을 사용하여 새로운 약리학적, 세포적, 유전적 치료법을 계속 조사하고 있습니다. 여기에서는 경색 발생 후 돼지 모델에 사용되는 세 가지 치료 투여 기술인 개흉술 및 경심외막 주사, 경피적 경심 주사 및 경정맥 삼투압 미니펌프 이식에 대해 설명합니다. 처음 두 가지 방법은 국소 조직 전달을 가능하게 하여 필요한 복용량, 표적 외 효과 및 간 1차 통과 대사를 줄입니다 8,9,10. 삼투압 미니 펌프를 사용하면 반감기가 짧은 약물을 지속적으로 전달할 수 있어 주입 펌프와 특허 받은 정맥 캐뉼라에 대한 의존도를 없애고 대형 동물 모델에서 도입하기 어렵습니다.
이러한 기술을 설명함으로써 이 논문이 대형 동물 모델에서 심근경색 후 새로운 심장 보호 또는 재생 제제를 조사하는 중개 과학자들에게 도움이 될 수 있기를 바랍니다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Central line placement&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-0 sutures</td><td>Ethicon</td><td>JJ9220</td><td></td></tr><tr><td>Arrow&#039; Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035&quot; J-tip wire)</td><td>Teleflex</td><td>CS-14502</td><td>Central Line</td></tr><tr><td>Green Fluorsence Protein (GFP)</td><td>Abcam</td><td>ab13970</td><td>1:100 dilution ratio</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Histology antibodies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ku80</td><td>Cell Signalling Technology</td><td>C48E7</td><td>1:500 dilution ratio</td></tr><tr><td>No. 11 scalpel</td><td>Swann-Morton</td><td>203</td><td></td></tr><tr><td>Sparq&#039; Ultrasound System</td><td>Philips</td><td>MP11742 Medpick</td><td></td></tr><tr><td>Sterile ultrasound probe cover</td><td>Atris</td><td>28041947</td><td></td></tr><tr><td>Swine Jacket with Pocket, size &#039;Medium&#039;</td><td>Lomir Biomedical</td><td>SS J2YJJET</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Jugular vein osmotic minipump implantation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adson Brown Tissue Forceps</td><td>Icon Medical Supplies</td><td>KLINI316012</td><td></td></tr><tr><td>Bellucci Self-Retaining Retractor</td><td>surgicalinstruments.net.au</td><td>group-24.26.02</td><td>Self retaining tissue retractor</td></tr><tr><td>Electrosurgical Pencils with &#039;Edge&#039; Coated Electrodes</td><td>Covidien</td><td>E2450H</td><td>Cautery Pencil</td></tr><tr><td>Metzenbaum Scissors</td><td>Icon Medical Supplies</td><td>ARMO3250</td><td></td></tr><tr><td>No. 22 scalpel blade</td><td>Swann-Morton</td><td>208</td><td></td></tr><tr><td>Nylon Suture&amp;nbsp; (2-0, 3-0)</td><td>Ethicon</td><td>D9635, 663G</td><td></td></tr><tr><td>Osmotic Infusion Minipump</td><td>Alzet</td><td>2ML1, 2ML2, 2ML4</td><td></td></tr><tr><td>Vascular Silicone Ties</td><td>Vecmedical</td><td>95001</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl suture (5-0)</td><td>Ethicon</td><td>W9982</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Percutaneous transedocardial injection&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Artis Zee&#039; C-Arm Fluoroscopy&amp;nbsp;</td><td>Siemens&amp;nbsp;</td><td>IR-19-1994</td><td></td></tr><tr><td>CARTO&#039; 3 System&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Biosense Webster</td><td></td><td>Electrophysiological Mapping Software &amp;amp; System</td></tr><tr><td>Cook Access Needle</td><td>Cook Medical</td><td>G07174</td><td>Cannulation needle</td></tr><tr><td>Fast-Cath&#039; Introducer (6 French, 8 French)</td><td>Abbott</td><td>406204, 406142</td><td>Vascular sheath with introducer and guidewire</td></tr><tr><td>Myostar&#039; Injection Catheter</td><td>Biosense Webster</td><td>121117S, 121119S, 1211120S</td><td>Intramyocardial injection catheter</td></tr><tr><td>No.11 scalpel</td><td>Swann-Morton</td><td>203</td><td></td></tr><tr><td>Omnipaque&#039; Iohexol Contrast</td><td>GE Healthcare</td><td>AUST R 39861&amp;nbsp;</td><td>Iodinated contrast agent</td></tr><tr><td>Sparq&#039; Ultrasound System</td><td>Philips</td><td>MP11742 Medpick</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Sedation &amp;amp; general anaesthesia&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Compound Sodium Lactate Hartmann&#039;s Solution</td><td>Free flex</td><td>894451</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl 50 mcg/mL</td><td>Pfizer</td><td>AUST R 107027.</td><td>Intravenous anaesthesia and analgesia</td></tr><tr><td>Forthane&#039; Isoflurane</td><td>Abbott</td><td>AUST R 29656&amp;nbsp;</td><td>Inhalant anaesthetic</td></tr><tr><td>GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine&amp;nbsp;</td><td>Datex Ohmeda</td><td>17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions</td><td>Anaesthetic Machine&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Hypnovel&#039; Midazolam 5 mg/mL</td><td>Roche</td><td>AUST R 13726</td><td>Sedative</td></tr><tr><td>Intravenous cannula</td><td>BD Angiocath</td><td>381137</td><td>20 gauge cannula</td></tr><tr><td>Ketamil&#039; Ketamine 10 mg/mL</td><td>Ilium</td><td>APVMA number: 51188c&amp;nbsp;</td><td>Sedative</td></tr><tr><td>Laryngoscope</td><td>Miller</td><td>VDI-6205</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidine 1 mg/mL</td><td>Ilium</td><td>APVMA number 64251; ACVM number A10488&amp;nbsp;</td><td>Sedative</td></tr><tr><td>Metaraminol 10 mg/mL</td><td>Phebra</td><td>AUST R 284784</td><td>Short-acting vasopressor</td></tr><tr><td>Methadone 10 mg/mL</td><td>Ilium</td><td>APVMA number: 63712&amp;nbsp;</td><td>Sedative, Restricted drug</td></tr><tr><td>Onsetron&#039; Ondansetron 2 mg/mL</td><td>Accord Healthcare</td><td>AUST R 205593&amp;nbsp;</td><td>Anti-emetic</td></tr><tr><td>Propofol-Lipuro&#039; Propofol 10 mg/mL</td><td>Braun</td><td>AUST R 142906&amp;nbsp;</td><td>Intravenous anaesthetic</td></tr><tr><td>Pulse Oximeter&amp;nbsp;</td><td>Meditech</td><td>GVPMT-M3S</td><td>Portable pulse oximeter</td></tr><tr><td>Shiley&#039; Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 &amp;amp; 6.0)</td><td>Medtronic</td><td>86108-, 86109-</td><td></td></tr><tr><td>Shiley&#039; Intubating Stylet, 10 Fr</td><td>Medtronic</td><td>85864</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride 0.9%</td><td>Free flex</td><td>FAH1322</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Thoracotomy and epicardial Cell Injection&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>27 G Insulin needle</td><td>Terumo</td><td>51907</td><td></td></tr><tr><td>Adson Brown Tissue Forceps</td><td>Icon Medical Supplies</td><td>KLINI316012</td><td></td></tr><tr><td>CARTO&#039; 3 System&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Biosense Webster</td><td></td><td>Electrophysiological Mapping Software &amp;amp; System</td></tr><tr><td>Cefazolin 1 g Vial</td><td>AFT Pharmaceuticals</td><td>9421900137367 CH2</td><td>Antibiotic Prophylaxis&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Chest drainage tube</td><td>SurgiVet</td><td>SKU-336</td><td></td></tr><tr><td>Cook Access Needle</td><td>Cook Medical</td><td>G07174</td><td>Cannulation needle</td></tr><tr><td>Cooley Sternotomy Retractor Paediatric</td><td>Millennium Surgical</td><td>9-61287</td><td></td></tr><tr><td>Durogesic&#039; 100 mcg/h Fentanyl Patch</td><td>Janssen</td><td>AUST R 112371&amp;nbsp;</td><td>Postoperative analgesia</td></tr><tr><td>Electrosurgical Pencils with &#039;Edge&#039; Coated Electrodes</td><td>Covidien</td><td>E2450H</td><td>Cautery Pencil</td></tr><tr><td>Electrosurgical Pencils with &#039;Edge&#039; Coated Electrodes</td><td>Covidien</td><td>E2450H</td><td>Cautery Pencil</td></tr><tr><td>Fast-Cath&#039; Introducer (6 French, 8 French)</td><td>Abbott</td><td>406204, 406142</td><td>Vascular sheath with introducer and guidewire</td></tr><tr><td>Lignocaine 20 mg/mL</td><td>Pfizer</td><td>AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295.</td><td>Local anaesthesia, anti-arrhythmic</td></tr><tr><td>Marcaine&#039; Bupivacaine 0.5%</td><td>Pfizer</td><td>AUST R 48328&amp;nbsp;</td><td>Local anaesthesia.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Metzenbaum Scissors</td><td>Icon Medical Supplies</td><td>ARMO3250</td><td></td></tr><tr><td>No. 22 scalpel</td><td>Swann-Morton</td><td>208</td><td></td></tr><tr><td>Nylon Suture&amp;nbsp; (2-0, 3-0)</td><td>Ethicon</td><td>D9635, JJ76264</td><td></td></tr><tr><td>Size 1 PDS suture</td><td>Ethicon</td><td>JJ75414</td><td></td></tr><tr><td>Sparq&#039; Ultrasound System</td><td>Philips</td><td>MP11742 Medpick</td><td></td></tr><tr><td>Sterile gauze</td><td>Kerlix</td><td>KE5072</td><td></td></tr><tr><td>Sterile laparotomy sponges</td><td>Propax</td><td>2907950</td><td></td></tr><tr><td>Thermocool Smartouch&#039; Catheter</td><td>Biosense Webster</td><td>D133601, D133602, D133603</td><td>Epicardial Mapping Catheter</td></tr></tbody></table>

delivery of cardioactive therapeutics in a porcine myocardial infarction model

심근경색은 전 세계적으로 사망 및 장애의 주요 원인 중 하나이며 새로운 심장 보호 또는 재생 전략이 시급히 필요합니다. 약물 개발의 필수 구성 요소는 새로운 치료제를 투여하는 방법을 결정하는 것입니다. 생리학적으로 관련된 대형 동물 모델은 다양한 치료 전달 전략의 타당성과 효능을 평가하는 데 매우 중요합니다. 심혈관 생리학, 관상 동맥 혈관 해부학 및 심장 체중 대 체중 비율에서 인간과 유사하기 때문에 돼지는 심근 경색에 대한 새로운 치료법의 전임상 평가에서 선호되는 종 중 하나입니다. 본 프로토콜은 돼지 모델에서 심장 활성 치료제를 투여하는 세 가지 방법을 설명합니다. 경피적으로 유도된 심근경색 후, 암컷 재래돼지는 (1) 개흉술 및 경심외막 주사, (2) 카테터 기반 경심 주사 또는 (3) 경정맥 삼투압 미니펌프 를 통한 정맥 주입을 통해 새로운 약제로 치료를 받았습니다. 각 기법에 사용된 절차는 재현성이 뛰어나 신뢰할 수 있는 심장 활성 약물 전달이 가능합니다. 이러한 모델은 개별 연구 설계에 맞게 쉽게 조정할 수 있으며, 이러한 각 전달 기법을 사용하여 다양한 가능한 중재를 조사할 수 있습니다. 따라서 이러한 방법은 심근 경색 후 심장 복구에서 새로운 생물학적 접근 방식을 추구하는 중개 과학자에게 유용한 도구입니다.

흉강절제술과 심외세포주사 개흉술과 심외막 주사를 받은 29마리 중 26마리가 살아남았다. 조직학적 분석은 모든 생존 동물에서 이 방법에 의해 전달된 인간 세포의 생착을 확인했다(그림 1E). 한 동물은 세포 주입 중에 치명적인 부정맥을 경험했으며 소생할 수 없었습니다. 또 다른 환자는 폐쇄 중 맥박이 없는 전기 활동을 경험하고 기도에 양압을 장기간 가해 회복할 수 없었습니다. 세 번째 동물은 발관 시 구토와 호흡 정지 상태에 빠졌다. 이 동물은 소생할 수 없었다.
두 마리의 동물은 심각한 합병증을 겪었지만 회복될 수 있었습니다. 한 동물은 심내주사 중 심실세동이 발생하여 내부 제세동 패들과 심장 마사지로 소생할 수 있었습니다. 두 번째 동물은 발관 시 구토를 했고 짧은 호흡 정지를 겪었지만 신속하게 다시 삽관할 수 있었고 잘 회복되었습니다. 이러한 모든 사건은 초기 실험에서 발생했으며, 프로토콜에 대한 팀 경험이 증가함에 따라 부작용이 감소했습니다(표 1).
경정맥 삼투압 미니펌프 이식 보고된 사망률이나 주요 합병증은 경정맥 삼투압 미니펌프 이식과 관련이 없었습니다. 7마리의 동물 대부분은 처음 24시간 이내에 수술 부위에 경미한 부종을 경험했으며, 이는 중재 없이 해결되었습니다. 펌프 이식 후 3일째에 혈청에서 수행된 ELISA는 대조군에 비해 혈소판 유래 성장 인자-AB 인간(PDGF-AB)의 혈중 농도가 유의하여 펌프의 효능을 입증했습니다7 (그림 2E).
경피적 경심내막 주사 총 22마리의 동물이 심내막 주사를 맞았다. 이러한 주입 중 17건은 사후 표적 조직에서 관찰된 형광 또는 잉크 염색에 의해 '성공적'인 것으로 간주되었습니다(그림 3B). 이 시술과 관련된 사망자는 없었다. 한 동물은 우심실 천공으로 인해 소량의 심낭 삼출액이 발생했습니다. 이것은 자기 제한적이었고 심혈관 손상을 초래하지 않았습니다. 바로 이 동물이 죽었다. 그러나 이것은 심내주사 후 관련 없는 추가 시술에서 나온 것이었다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig01.jpg"> 그림 1: 경심막 심근세포 주입은 심장을 직접 시각화할 수 있으며 심근에 전달되는 생존 가능한 세포의 높은 비율을 달성합니다. (A) 심장 정점은 심장 기저 아래로 유도되는 축축한 거즈 슬링을 통해 노출됩니다. (B) 심외막 매핑 카테터는 흉터와 경계 영역을 묘사하고 주사 부위에 주석을 답니다. (C) 31G 바늘은 심근에 세포를 경외막으로 주입하는 데 사용됩니다. (D) 주사 부위 주석이 있는 심외막 전압 맵. 보라색: 정상 전압, 건강한 심근; 빨간색: 비정상 전압, 병든 심근; 회색 점: 주사 부위. 희생 후 심장을 채취하여 다운스트림 조직학적 평가를 위해 포르말린으로 고정합니다. (E)에서 생착된 인간 세포는 인간 항핵 항체인 Ku80과 항 GFP 항체에 대한 면역염색에 의해 검출됩니다. 스케일 바 = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig01large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig02.jpg"> 그림 2: 경정맥 미니펌프 삽입은 7일 동안 안전하고 신뢰할 수 있는 PDGF 전달 방법을 제공합니다. (A) 우측 경정맥이 노출되고 연조직이 혈관에서 제거됩니다. (B) 혈관 타이가 혈관을 막는 동안 14G 바늘을 사용하여 구멍을 뚫고 미니 펌프 튜브를 끼웁니다. (C) 미니펌프 튜브는 정맥 속으로 전진하고, 미니펌프 몸체는 인접한 연조직에 고정됩니다. (D) 이식 전의 미니펌프 본체와 튜브. (E) 미니펌프와 PDGF-AB를 통해 전달된 재조합 단백질의 혈청 농도는 이식 후 3일째에 각 동물의 ELISA를 사용하여 측정하였다. PDGF-AB를 투여받은 동물은 대조군 동물보다 PDGF-AB의 혈중 농도가 유의하게 높은 것으로 입증되어 삼투압 미니펌프 투여 방법의 효능을 확인하였다. **그룹 간 통계적으로 유의한 차이를 나타냄(p = 0.005, Mann-Whitney U 검정) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig02large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64177/64177fig03.jpg"> 그림 3: 경심내막 심내막 주사는 최소 침습적 치료제 투여 방법을 가능하게 합니다. (A) 심근에 조영제(노란색 화살표)를 투여하는 주입 카테터(흰색 화살표)를 보여주는 우측 전방 경사 형광 투시 이미지. 조영제 주사는 심근 내 바늘 위치를 확인할 수 있도록 치료 주사 전후에 모두 투여됩니다. (B) 주입된 벡터는 녹색 형광 단백질(GFP)을 발현하여 주입된 물질이 조직 수집 시 형광을 발하도록 하여 주입의 성공을 확인했습니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64177/64177fig03large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td>
			<td>경심막 주사(n = 29)</td>
			<td>경심내막 주사(n = 22)</td>
			<td>삼투압 미니펌프(n = 7)</td>
		</tr><tr><td>사망률</td>
			<td>3</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>수술 후 구토 및 호흡 정지</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>주사 중 심실세동</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>흉부 폐쇄 중 펄스 없는 전기 활동</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>사망률</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>기흉</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>흉막 삼출</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>심실 천공</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>0</td>
		</tr><tr><td>출혈</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
		</tr></tbody></table>표 1: 합병증 목록.

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Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

본 프로토콜은 돼지 모델에서 심장 활성 치료제를 투여하는 세 가지 방법을 설명합니다. 암컷 재래종 돼지는 (1) 개흉술 및 경심막 주사, (2) 카테터 기반 경심 주사 또는 (3) 경정맥 삼투압 미니 펌프 를 통한 정맥 주입을 통해 치료를 받았습니다.

돼지 심근 경색 모델에서 심장 활성 치료제 전달

Myocardial infarction is one of the leading causes of death and disability worldwide, and there is an urgent need for novel cardioprotective or ...

delivery-cardioactive-therapeutics-porcine-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

1.2K 조회수.  The University of Sydney. 본 프로토콜은 돼지 모델에서 심장 활성 치료제를 투여하는 세 가지 방법을 설명합니다. 암컷 재래종 돼지는 (1) 개흉술 및 경심막 주사, (2) 카테터 기반 경심 주사 또는 (3) 경정맥 삼투압 미니 펌프 를 통한 정맥 주입을 통해 치료를 받았습니다.

비디오: Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

Gene Transfer for Ischemic Heart Failure in a Preclinical Model

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine their efficacy and safety.
Gene therapy using viral vectors is one of the most promising approaches for treating cardiac diseases. Viral delivery of various different genes by changing the carrier gene has immeasurable therapeutic potential.
In this video, the full process of an animal model of heart failure creation followed by gene transfer is presented using a swine model. First, myocardial infarction is created by occluding the proximal left anterior descending coronary artery. Heart remodeling results in chronic heart failure. Unique to our model is a fairly large scar which truly reflects patients with severe heart failure who require aggressive therapy for positive outcomes. After myocardial infarct creation and development of scar tissue, an intracoronary injection of virus is demonstrated with simultaneous nitroglycerine infusion. Our injection method provides simple and efficient gene transfer with enhanced gene expression. This combination of a myocardial infarct swine model with intracoronary virus delivery has proven to be a consistent and reproducible methodology, which helps not only to test the effect of individual gene, but also compare the efficacy of many genes as therapeutic candidates.

A method of gene transfer for the treatment of ischemic heart failure is described using a swine model of myocardial infarction. Our simple and reproducible method enables us to readily evaluate the efficacy of various gene transfers with a very simple and reproducible way.

잠복기 모델에서 허혈성 심장 마비에 대한 유전자 전송

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine ...

연구

의학

Pluripotent Stem Cell Derived Cardiac Cells for Myocardial Repair

Human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) must be fully differentiated into specific cell types before administration, but conventional protocols for differentiating hiPSCs into cardiomyocytes (hiPSC-CMs), endothelial cells (hiPSC-ECs), and smooth muscle cells (SMCs) are often limited by low yield, purity, and/or poor phenotypic stability. Here, we present novel protocols for generating hiPSC-CMs, -ECs, and -SMCs that are substantially more efficient than conventional methods, as well as a method for combining cell injection with a cytokine-containing patch created over the site of administration. The patch improves both the retention of the injected cells, by sealing the needle track to prevent the cells from being squeezed out of the myocardium, and cell survival, by releasing insulin-like growth factor (IGF) over an extended period. In a swine model of myocardial ischemia-reperfusion injury, the rate of engraftment was more than two-fold greater when the cells were administered with the cytokine-containing patch comparing to the cells without patch, and treatment with both the cells and the patch, but not with the cells alone, was associated with significant improvements in cardiac function and infarct size.

We present three novel and more efficient protocols for differentiating human induced pluripotent stem cells into cardiomyocytes, endothelial cells, and smooth muscle cells and a delivery method that improves the engraftment of transplanted cells by combining cell injection with patch-mediated cytokine delivery.

다 능성 줄기 세포는 심근 수리를위한 심장 세포를 유도

Human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) must be fully differentiated into specific cell types before administration, but conventional protocols for ...

발생학

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

돼지의 심근 경색 및 기능적 결과의 평가

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

Testing the Efficacy of Pharmacological Agents in a Pericardial Target Delivery Model in the Swine

To date, many pharmacological agents used to treat or prevent arrhythmias in open-heart cases create undesired systemic side effects. For example, antiarrhythmic drugs administered intravenously can produce drops in systemic pressure in the already compromised cardiac patient. While performing open-heart procedures, surgeons will often either create a small port or form a pericardial cradle to create suitable fields for operation. This access yields opportunities for target pharmacological delivery (antiarrhythmic or ischemic preconditioning agents) directly to the myocardial tissue without undesired side effects.
We have developed a swine model for testing pharmacological agents for target delivery within the pericardial fluid. While fully anesthetized, each animal was instrumented with a Swan-Ganz catheter as well as left and right ventricle pressure catheters, and pacing leads were placed in the right atrial appendage and the right ventricle. A medial sternotomy was then performed and a pericardial access cradle was created; a plunge pacing lead was placed in the left atrial appendage and a bipolar pacing lead was placed in the left ventricle. Utilizing a programmer and a cardiac mapping system, the refractory period of the atrioventricular node (AVN), atria and ventricles was determined. In addition, atrial fibrillation (AF) induction was produced utilizing a Grass stimulator and time in AF was observed. These measurements were performed prior to treatment, as well as 30 min&#160;and 60 min&#160;after pericardial treatment. Additional time points were added for selected studies. The heart was then cardiopleged and reanimated in a four chamber working mode. Pressure measurements and function were recorded for 1 hr after reanimation. This treatment strategy model allowed us to observe the effects of pharmacological agents that may decrease the incidence of cardiac arrhythmias and/or ischemic damage, during and after open-heart surgery.

We have developed a swine model for the target delivery of pharmacological agents within the pericardial space/fluid. Using this approach, the relative benefits of administered agents on induced atrial fibrillation, relative refractory periods and/or ischemic protection can be investigated.

To date, many pharmacological agents used to treat or prevent arrhythmias in open-heart cases create undesired systemic side effects. For example, ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

급성 심근 경색의 돼지 모델의 주요 결과 평가

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Percutaneous Contrast Echocardiography-guided Intramyocardial Injection and Cell Delivery in a Large Preclinical Model

Cell and gene therapy are exciting and promising strategies for the purpose of cardiac regeneration in the setting of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Before they can be considered for use, and implemented in humans, extensive preclinical studies are required in large animal models to evaluate the safety, efficacy, and fate of the injectate (e.g., stem cells) once delivered into the myocardium. Small rodent models offer advantages (e.g., cost effectiveness, amenability for genetic manipulation); however, given inherent limitations of these models, the findings in these rarely translate into the clinic. Conversely, large animal models such as rabbits, have advantages (e.g., similar cardiac electrophysiology compared to humans and other large animals), whilst retaining a good cost-effective balance. Here, we demonstrate how to perform a percutaneous contrast echocardiography-guided intramyocardial injection (IMI) technique, which is minimally invasive, safe, well tolerated, and very effective in the targeted delivery of injectates, including cells, into several locations within the myocardium of a rabbit model. For the implementation of this technique, we also have taken advantage of a widely available clinical echocardiography system. After putting in practice the protocol described here, a researcher with basic ultrasound knowledge will become competent in the performance of this versatile and minimally invasive technique for routine use in experiments, aimed at hypothesis testing of the capabilities of cardiac regenerative therapeutics in the rabbit model. Once competency is achieved, the whole procedure can be performed within 25 min after anaesthetizing the rabbit.

Novel therapeutic strategies in cardiac regenerative medicine require extensive and detailed studies in large preclinical animal models before they can be considered for use in humans. Here, we demonstrate a percutaneous contrast echocardiography-guided intramyocardial injection technique in rabbits, which is valuable for hypothesis testing the efficacy of such novel therapies.

경 피 적인 대비 심장 초음파-가이드 Intramyocardial 주입 및 큰 전 임상 모델에서 셀 배달

Cell and gene therapy are exciting and promising strategies for the purpose of cardiac regeneration in the setting of heart failure with reduced ejection ...

Improvement of a Closed Chest Porcine Myocardial Infarction Model by Standardization of Tissue and Blood Sampling Procedures

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved drug to prevent or reduce myocardial I/R injury. The study and understanding of the pathophysiological mechanisms of myocardial I/R injury is essential to develop successful treatments. Large animal experiments are an important step in translational methods. The porcine model of acute myocardial infarction has been established and described by ourselves and others. We aimed to further improve the value of the model by focusing in detail on the sampling techniques for use in future experiments. Furthermore, we emphasize small but important steps that can affect the quality of the final results. To mimic the clinical situation of myocardial I/R injury, a percutaneous coronary intervention (PCI) catheter was inserted into the left anterior descending coronary artery (LAD) of an anesthetized pig. &#176;&#176;&#176;This model mimics acute myocardial infarction and PCI treatment in humans with the possibility of accurately determining the area at risk as well as the necrotic- and viable ischemic tissue. Here the model was used to investigate the effect of a bicyclic peptide inhibitor of FXIIa. The model can also be modified to allow longer reperfusion times to study later effects of myocardial infarction.

Here we demonstrate a protocol to standardize sampling procedures of an established porcine model of acute myocardial infarction in order to increase its translational value in the understanding of the pathophysiology of myocardial ischemia/reperfusion injury and to test novel drug candidates.

조직 및 혈액 샘플링 절차의 표준화에 의해 닫힌된 가슴 돼지 심근 경색 모델의 개선

Myocardial ischemia reperfusion (I/R) injury contributes to almost half of the necrotic area after myocardial infarction. To date there is no approved ...

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major causes of mortality and morbidity around the world. Cell-based therapies for cardiac repair and improvement of left ventricular function after MI have attracted considerable attention. Accordingly, the safety and efficacy of these cell transplantations should be tested in a preclinical large animal model of HF prior to clinical use. Pigs are widely used for cardiovascular disease research due to their similarity to humans in terms of heart size and coronary anatomy. Therefore, we sought to present an effective protocol for the establishment of a porcine chronic HF model using closed-chest coronary balloon occlusion of the left circumflex artery (LCX), followed by rapid ventricular pacing induced with pacemaker implantation. Eight weeks later, the stem cells were administered by intramyocardial injection in the peri-infarct area. Then the infarct size, cell survival, and left ventricular function (including echocardiography, hemodynamic parameters, and electrophysiology) were evaluated. This study helps establish a stable preclinical large animal HF model for stem cell treatment.

We sought to establish a swine model of heart failure induced by left circumflex artery blockage and rapid pacing to test the effect and safety of intramyocardial administration of stem cells for cell-based therapies.

줄기 세포 치료를위한 심근 경색 심부전의 돼지 모델 설립

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Large Animal Model for Evaluating the Efficacy of the Gene Therapy in Ischemic Heart

Coronary artery disease is one of the significant causes of mortality and morbidity worldwide. Despite the progression of current therapeutics, a considerable proportion of coronary artery disease patients remain symptomatic. Gene therapy-mediated therapeutic angiogenesis offers a novel therapeutic method for improving myocardial perfusion and relieving symptoms. Gene therapy with different angiogenic factors has been studied in few clinical trials. Due to the novelty of the method, the progress of myocardial gene therapy is a continuous path from bench to bedside. Therefore, large animal models are needed for evaluating the safety and efficacy. The more the large animal model identifies the original disease and the endpoints used in clinics, the more predictable outcomes are from clinical trials. Here, we introduce a large animal model for evaluating the efficacy of the gene therapy in the ischemic porcine heart. We use clinically relevant imaging methods such as ultrasound imaging and 15H2O-PET. For targeting the gene transfers into the desired area, electroanatomical mapping is used. The aim of this method is: (1) to mimic chronic coronary artery disease, (2) to induce therapeutic angiogenesis at hypoxic areas of the heart, and (3) to evaluate the safety and efficacy of the gene therapy by using relevant endpoints.

Myocardial gene therapy for ischemic heart disease holds great promise for future therapeutics. Here, we introduce a large animal model for evaluating the efficacy of gene therapy in the ischemic heart.

허혈성 심장에서 유전자 치료의 효능을 평가하기 위한 거대 동물 모델

Coronary artery disease is one of the significant causes of mortality and morbidity worldwide. Despite the progression of current therapeutics, a ...

Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization and cardiovascular drugs, a significant proportion of patients develop pathological left-ventricular remodeling and progressive heart failure following MI. Therefore, new therapeutic options, such as cellular and gene therapies, among others, have been developed to repair and regenerate injured myocardium. In this context, animal models of MI are crucial in exploring the safety and efficacy of these experimental therapies before clinical translation. Large animal models such as swine are preferred over smaller ones due to the high similarity of swine and human hearts in terms of coronary artery anatomy, cardiac kinetics, and the post-MI healing process. Here, we aimed to describe an MI model in pig by permanent coil deployment. Briefly, it comprises a percutaneous selective coronary artery cannulation through retrograde femoral access. Following coronary angiography, the coil is deployed at the target branch under fluoroscopic guidance. Finally, complete occlusion is confirmed by repeated coronary angiography. This approach is feasible, highly reproducible, and emulates the pathogenesis of human non-revascularized MI, avoiding the traditional open-chest surgery and the subsequent postoperative inflammation. Depending on the time of follow-up, the technique is suitable for acute, sub-acute, or chronic MI models.

Myocardial infarction (MI) animal models that emulate the natural process of the disease in humans are crucial to understanding pathophysiological mechanisms and testing the safety and efficacy of new emergent therapies. Here, we describe an MI swine model created by deploying a percutaneous embolization coil.

돼지 모델에서 경피 색전술 코일 배치에 의한 심근 경색

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization ...