Die Autoren danken dem National Key Research and Development Program of China (Grant No. 2021YFD2200502), der National Natural Science Foundation of China (Grant No. 31971736) für die finanzielle Unterstützung.

1. Vorbereitung von Bambussetzlingen
<ol><li>Bereiten Sie Moso-Bambus-Sämlinge (Phyllostachys edulis) mit Samen vor, die in Guilin, Guangxi, China, geerntet wurden. Beginne damit, die Samen 2-3 Tage lang in Wasser einzuweichen, wobei du darauf achten solltest, das Wasser täglich zu wechseln. Als nächstes erstellst Du ein Substrat, indem Du Erde und Vermiculit in einem Verhältnis von 3:1 mischst.</li>
	<li>Säen Sie die eingeweichten Samen zur Keimung in das Substrat. Halten Sie die Sämlinge unter Laborbedingungen und halten Sie die Temperatur zwischen 18-25 °C. Sorgen Sie für eine 16 h helle/8 h dunkle Photoperiode mit einer Lichtintensität von 250-350 μmol/m2/s während der Lichtphase.</li>
	<li>Halten Sie eine relative Luftfeuchtigkeit von ca. 60 % aufrecht. Für eine Agrobacterium-Infektion verwenden Sie Sämlinge, die 15 Tage alt sind und eine Höhe von 2-10 cm haben, was das beste Stadium für die Transformation ist. HINWEIS: Da die Bambusblüte unvorhersehbar ist, sind Samen nicht jedes Jahr verfügbar. Die Samen werden in der Regel 2-3 Jahre bei 4 °C in einer trockenen Umgebung gelagert und können noch eine Lebensfähigkeit von über 20% aufrechterhalten.</li>
</ol>2. Herstellung von Plasmiden und Agrobacterium
<ol><li>Plasmide: Um den transienten Expressionseffekt zu validieren, wird das pHDE-35S::RUBY-Konstrukt verwendet, das ein sichtbares Reportergen enthält, das vom CaMV 35S-Promotor 10 gesteuert wird. Für die Gen-Editierung wird das pCambia1300-Ubi::Cas9-Konstrukt verwendet, das das Cas9-Gen trägt, das vom Mais-Ubi-Promotor 11 gesteuert wird. Fügen Sie die sgRNA-Leitsequenzen von PeVDE und anderen Zielgenen zwischen den beiden AarI-Stellen in das pCambia1300-Ubi::Cas9-Konstrukt 9 ein.</li>
	<li>Fügen Sie die CRISPR/Cas9-Guide-RNA-Sequenzen zwischen die beiden AarI-Restriktionsendonuklease-Stellen des pCambia1300-Ubi::Cas9-Konstrukts ein, einschließlich der PeVDE - und PeCCR5-Zielgene .</li>
	<li>Fügen Sie GGCA zum 5'-Ende der 20-Nukleotid-Sequenz hinzu und synthetisieren Sie eine einzelsträngige DNA-Sequenz. Komplementieren Sie die 20-Nukleotid-Sequenz umgekehrt und fügen Sie AAAC zum 5'-Ende hinzu, dann synthetisieren Sie eine weitere einzelsträngige DNA-Sequenz.</li>
	<li>Beide einzelsträngigen DNA-Sequenzen werden in verdünntem Wasser auf eine Konzentration von 10 nM/L verdünnt, gründlich gemischt und bei 95 °C 5 min erhitzt. Lassen Sie die Mischung auf Raumtemperatur abkühlen, wodurch sich doppelsträngige Adapter bilden.</li>
	<li>Verbinden Sie die Adapter mit dem linearen pCambia1300-Ubi::Cas9-Fragment, das von der Aar I-Endonukleaseunter Verwendung der T4-DNA-Ligase verdaut wird, und sequenzieren Sie den konstruierten CRISPR/Cas9-Vektor, um das gewünschte Gen-Targeting-Konstrukt zu erhalten.</li>
	<li>Um Plasmide in Agrobacterium umzuwandeln, verwenden Sie die Gefrier-Auftau-Methode wie folgt: Mischen Sie 1 μL der Plasmide (Konzentration: 10 - 1.000 ng/μL) mit 100 μL Agrobacterium-kompetenten Zellen (Translationseffizienz: > 1 x 10 4 koloniebildende Einheiten/μg) und mischen Sie sie vorsichtig. Die Mischung für 5 Minuten auf Eis legen. Die Mischung für 5 Minuten in flüssigen Stickstoff überführen.</li>
	<li>Die Mischung im 37 °C warmen Wasserbad 5 min auftauen. Geben Sie 500 μl Luria-Bertani (LB)-Medium in die Mischung und inkubieren Sie es in einem Schüttelinkubator bei 28 °C bei 200 U/min für 2-3 h. Die pHDE-35S::RUBY-Plasmide werden einzeln in die AGL1-, GV3101-, LBA4044- und EHA105-Stämme von Agrobacterium tumefaciens (A. tumefaciens) eingebracht12. Die CRISPR/Cas9-Plasmide werden in den GV3101-Stamm von A. tumefaciens eingeführt.</li>
	<li>Agrobacterium wird in Hefeextrakt Pepton (YEP)-Medium (10 g Rindfleischextrakt, 10 g Hefeextrakt und 5 g NaCl pro L) mit den entsprechenden Antibiotika (Spectinomycin für 35S::RUBY und Kanamycin für CRISPR/Cas9) bei 28 °C gezüchtet. Die einzelnen Kolonien wurden 36-48 h nach der Kultivierung beobachtet.</li>
	<li>Pflücken Sie die Kolonien und geben Sie sie in flüssiges YEP-Medium (mit entsprechenden Antibiotika) für das weitere Wachstum um. Verwenden Sie nach 24-36 Stunden die Primer von RUBY-F und RUBY-R (Tabelle 1), um eine PCR durchzuführen, um den erfolgreichen Transfer von Plasmiden in Agrobacterium zu bestätigen.</li>
	<li>1 ml des erfolgreich transformierten Agrobacteriums in 100 ml frisches flüssiges YEP-Medium (mit entsprechenden Antibiotika) überführen und dann über Nacht bei 28 °C auf einen OD600 von 0,8 wachsen lassen.</li>
	<li>Die Bakteriensuspension wird bei 4.000 x g für 5 min bei 4 °C zentrifugiert, das Bakterienpellet einmal mit dem Infiltrationsmedium der Suspensionen (10 mM MgCl2 und 10 mM MES-KOH [PH 5,6]) gespült und anschließend erneut zentrifugiert. Resuspendieren Sie das Bakterienpellet in einem Suspensionsinfiltrationsmedium auf einen OD600 von 0,6 für die Bambusumwandlung.</li>
</ol>3. Agrobacterium-vermittelt im Planta-Transformationssystem
<ol><li>Bereiten Sie sich auf die Transformation vor; Entferne die Sämlinge mit erdgebundenen Wurzeln vorsichtig aus dem Substrat und achte darauf, dass die Wurzeln intakt bleiben. Wickeln Sie die Sämlinge mit Alufolie ein, um die Feuchtigkeit zu erhalten und eine Ablösung der Erde zu verhindern (Abbildung 1A).</li>
	<li>Bringen Sie die eingewickelten Sämlinge für eine Dauer von 2 Stunden in eine Umgebung mit höherer Luftfeuchtigkeit (relative Luftfeuchtigkeit >90%) und geringerer Beleuchtung (Intensität weniger als 50 μmol/m2/s).</li>
	<li>Wickeln Sie mit einer scharfen Nadel aus einer Spritze den oberen Teil der gerollten, unreifen Blätter (ca. 1-2 cm von der Spitze) der Bambussämlinge ein- oder zweimal auf (wie durch die roten Dreiecke in Abbildung 1A angedeutet).</li>
	<li>Tauchen Sie anschließend den verwundeten oberen Teil der Sämlinge in Suspensionen von Agrobacterium. Führen Sie den gesamten Prozess, von der Wunde bis zum Eintauchen in Agrobacterium , schnell durch, da die frische Wunde die Impfeffizienz erhöht.</li>
	<li>Setzen Sie die Sämlinge sofort für 2 Minuten in eine Vakuumkammer mit einem Druck von 25-27 mmHg um (Abbildung 1B).</li>
	<li>Nach dem Vakuumieren packen Sie die Sämlinge vorsichtig aus und pflanzen sie wieder in das Substrat ein. Stellen Sie die Sämlinge 2 Tage lang in schwaches Licht oder Dunkelheit (<50 μmol/m2/s) mit hoher Luftfeuchtigkeit (RH>90%) bei Raumtemperatur (18-25 °C). Anschließend kultivieren Sie die Sämlinge unter normalen Wachstumsbedingungen und gießen Sie sie alle 5-7 Tage. Beobachte ihre Phänotypen, um Material für nachfolgende Experimente zu liefern.</li>
</ol>4. Design von Single Guide RNAs (sgRNAs) für die Geneditierung
<ol><li>Identifizierung einer Protospacer-Nachbarmotiv-Stelle (PAM), die sich in der Nähe einer spezifischen und konservierten Domäne der Zielgensequenz befindet. Stellen Sie sicher, dass die spezifische PAM-Sequenz in diesem CRISPR/Cas9-System NGG ist. Überprüfen Sie die On-Target-Spezifität der ausgewählten Sequenz, indem Sie eine BlastN-Suche in der Bambus-Genomdatenbank durchführen. Stellen Sie sicher, dass die sgRNA einzigartig ist, insbesondere im Upstream-Bereich und in der Nähe des PAM 9,11. HINWEIS: Dieser Vergleich reduziert effektiv potenzielle Off-Target-Stellen im Genom, die von der Gen-Editierung betroffen sind.</li>
	<li>Entwerfen Sie zwei sgRNAs (sgRNA-1 und sgRNA-2) auf dem ersten Exon des PeVDE-Gens 13. AgeI Restriktionsstellen stromaufwärts des PAM in sgRNA-1 und XbaI Restriktionsstellen stromaufwärts des PAM in sgRNA-2. Entwerfen Sie eine sgRNA auf dem vierten Exon des PeCCR5-Gens , das für das konservierte Motiv von KNWYCYGK kodiert. Dieses Motiv ist entscheidend für die Katalyse von CCRs14.</li>
	<li>Entwerfen Sie eine Spacer-Sequenz mit 20 Nukleotiden, die an die PAM-Stelle angrenzt. Diese Spacer-Sequenz wird das Cas9-Enzym an den Zielort für die DNA-Spaltung und die anschließende Gen-Editierung führen. HINWEIS: Es ist ratsam, eine Zielregion vor der Endonuklease-Enzymspaltstelle innerhalb der PAM-Stelle zu wählen. Dies wird die Validierung der Effizienz der Geneditierung erleichtern.</li>
</ol>5. Primer-Design und PCR
<ol><li>Manuelles Entwerfen spezifischer Primer für die Amplifikation der PeVDE - und PeCCR5-Fragmente . Entwerfen Sie die vor- und nachgeschalteten Primer so, dass sie sich mindestens 100 bp außerhalb der Zielstelle befinden, mit einem Längenunterschied von über 100 bp, um eine deutliche Bandtrennung während der Elektrophorese zu ermöglichen. Entwerfen Sie Primer für die Amplifikation von RUBY innerhalb der ersten 500 bp des Gens. Eine Liste aller verwendeten Primer ist in Tabelle 1 enthalten.</li>
	<li>Verwenden Sie eine High-Fidelity-DNA-Polymerase für die PCR. In diesem Fall verwenden Sie die DNA-Polymerase mit hoher Genauigkeit und effizienter Amplifikation bei der Genklonierung.</li>
	<li>Bereiten Sie die PCR-Reaktionsmischung wie folgt vor: 5x Puffer (Mg2+ Plus): 4 μL; dNTP-Mischung (je 2,5 mM): 1,6 μl; Vorwärts- und Rückwärtsprimer (je 10 pmol): je 1 μl; Bambus-Genom-DNA (ca. 50 ng); DNA-Polymerase (2,5 U/μl): 0,2 μl; Verdünnen Sie das Wasser auf ein Gesamtvolumen von 20 μl.</li>
	<li>Befolgen Sie die PCR-Betriebsbedingungen: Anfängliche Denaturierung bei 98 °C für 5 min; Denaturierung bei 98 °C für 10 s; Glühen bei 56 °C für 5 s; Verlängerung bei 72 °C für 30 s; Wiederholen Sie die Denaturierung bis zur Verlängerung für 32 Zyklen; Enddehnung bei 72 °C für 5 min; Auf unbestimmte Zeit bei 4 °C halten. HINWEIS: PCR-Bedingungen dienen als Beispiel und müssen möglicherweise für bestimmte Anwendungen oder Ziele optimiert werden.</li>
</ol>6. DNA-Extraktion, Endonuklease-Enzymverdau und Sequenzierung
<ol><li>Trennen Sie die Region mit niedrigeren NPQ-Werten von frischen Bambusblattblättern mit einer Schere, wie sie mit dem bildgebenden PAM-Fluorometer identifiziert wurde (siehe Schritt 7.4). Die Blattproben mit flüssigem Stickstoff einfrieren und die gefrorenen Blattproben in einen Mörser überführen. Mahlen Sie die Proben mit einem Stößel zu einem feinen Pulver und fügen Sie während des Mahlvorgangs genügend flüssigen Stickstoff hinzu. Dieser Schritt hilft bei der Freisetzung des zellulären Inhalts, einschließlich der DNA.</li>
	<li>Extrahieren Sie genomische DNA aus dem pulverisierten Blatt mit der Cetyltrimethylammonium-Ammoniumbromid-Methode (CTAB). 50 mg Blattpulverproben zu 800 μl einer 2%igen CTAB-Lösung geben. Die Probe wird gründlich gemischt und 30 Minuten lang bei 65 °C inkubiert, alle 5 Minuten leicht geschüttelt.</li>
	<li>Fügen Sie ein gleiches Volumen Chloroform/Isoamylalkohol (24:1, v/v) hinzu und schütteln Sie die Mischung kräftig. Nach der Zentrifugation bei 8.000 g für 8 min wird der Überstand in ein neues Röhrchen überführt.</li>
	<li>Man fügt ein gleiches Volumen Chloroform/Isoamylalkohol hinzu und wiederholt Schritt 6.3. Geben Sie ein gleiches Volumen eiskaltes Isopropanol hinzu und drehen Sie das Röhrchen mehrmals um, bevor Sie es 30 Minuten lang bei -20 °C platzieren. Nach Zentrifugation bei 8.000 x g für 5 min wird der Überstand verworfen.</li>
	<li>Waschen Sie das DNA-Pellet 2x mit 75%igem Ethanol bei 4 °C und lösen Sie es dann in 50 μl Wasser auf.</li>
	<li>Amplifizieren Sie die genomische DNA, die die Zielstelle der Zielgene enthält, sowohl aus Wildtyp- als auch aus Agrobacterium-infizierten Bambusblättern mit dem Protokoll in Schritt 5.4.</li>
	<li>Führen Sie den Enzymverdau der PCR-Produkte durch Endonuklease durch. Wählen Sie ein bestimmtes Enzym aus, das die gewünschten Restriktionsstellen innerhalb der amplifizierten DNA-Fragmente erkennt. Verwenden Sie AgeI und XbaI Endonukleasen für die Verdauung.</li>
	<li>Bereiten Sie eine Reaktionsmischung bestehend aus AgeI oder XbaI (20 Einheiten/μl)- 1 μl, 1 μg PCR-Produkte, 10x Puffer - 5 μl vor und fügen Sie Wasser zu einem Gesamtvolumen von 50 μl hinzu. 1 h bei 37 °C inkubieren.</li>
	<li>Analysieren Sie den Anteil der verdauten DNA-Fragmente mittels Gelelektrophorese. Vergleichen Sie die verdauten Fragmente aus Wildtyp- und Agrobacterium-infizierten Proben, um die Effizienz der Geneditierung zu beurteilen.</li>
	<li>Markieren Sie die Transposase-Adapter-Sequenzen TCGTCGGCAGCGTGTCAGATGTGTATAAGAGACAG und GTCTCGTGGGCTCGGAGATGTGTATAAGAGACAG am 5'-Ende der Vorwärts- bzw. Rückwärtsprimer für die Amplifikation von PeVDE- und PeCCR5-Fragmenten 9,15. Verwenden Sie das in Schritt 5.4 beschriebene Protokoll für die Verstärkung. Bereiten Sie die PCR-Produkte (vor der Verdauung) für die Tiefensequenzierung vor.</li>
</ol>7. Messung der Chlorophyllfluoreszenz von NPQ-Werten in Blättern
<ol><li>Setzen Sie die Bambussämlinge vor den Messungen 2 h lang hohen Lichtintensitäten von 1200 μmol/m2/s aus. Diese Belichtung erhöht die Menge des absorbierten Lichtquantums und aktiviert das Lichtschutzsystem in den Blättern.</li>
	<li>Verwenden Sie ein bildgebendes PAM-Fluorometer, um die in vivo PS II Chlorophyllfluoreszenz von Bambusblättern zu messen. Stellen Sie die aktinische Lichtintensität auf 800 μmol/m2/s für 6-minütige Fluoreszenzmessungen ein. Während dieser Zeit wird alle 30 s ein Sättigungsimpuls angewendet, um Chlorophyll-Fluoreszenzkurven zu erhalten. Die stabilen Werte der Kurven werden für Berechnungen13 verwendet.</li>
	<li>Berechnen Sie die nicht-photochemische Abschreckung (NPQ) mit der Formel: NPQ = (F m - F m') / F m' wobei F m die maximale Fluoreszenz im dunkeladaptierten Zustand und Fm' die maximale Fluoreszenz in jedem lichtadaptierten Zustand darstellt.</li>
	<li>Überwachen Sie die NPQ-Werte über die visuelle Benutzeroberfläche der Bildgebungssoftware. Die Software ermöglicht die Echtzeitanalyse und -anzeige der Fluoreszenzdaten, einschließlich der NPQ-Werte.</li>
</ol>

Entwicklung von Gentransformations- und Editierungsmethoden in Bambus

<ol>
	<li>Jiang, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> World Bamboo and Rattan (in Chinese). , (2002).</li><li>Ye, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+efficient+plant+regeneration+and+transformation+system+of+ma+bamboo+(Dendrocalamus+latiflorus+Munro)+started+from+young+shoot+as+explant.">An efficient plant regeneration and transformation system of ma bamboo (Dendrocalamus latiflorus Munro) started from young shoot as explant.</a> Frontiers in Plant Science. 8, 1298 (2017).</li><li>Ye, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Robust+CRISPR/Cas9+mediated+genome+editing+and+its+application+in+manipulating+plant+height+in+the+first+generation+of+hexaploid+Ma+bamboo+(Dendrocalamus+latiflorus+Munro).">Robust CRISPR/Cas9 mediated genome editing and its application in manipulating plant height in the first generation of hexaploid Ma bamboo (Dendrocalamus latiflorus Munro).</a> Plant Biotechnology Journal. 18 (7), 1501-1503 (2020).</li><li>Xiang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+purple+Ma+bamboo+(Dendrocalamus+latiflorus+Munro)+with+enhanced+drought+and+cold+stress+tolerance+by+engineering+anthocyanin+biosynthesis.">Production of purple Ma bamboo (Dendrocalamus latiflorus Munro) with enhanced drought and cold stress tolerance by engineering anthocyanin biosynthesis.</a> Planta. 254 (3), 50 (2021).</li><li>Huang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+efficient+genetic+transformation+and+CRISPR/Cas9-based+genome+editing+system+for+moso+bamboo+(Phyllostachys+edulis).">An efficient genetic transformation and CRISPR/Cas9-based genome editing system for moso bamboo (Phyllostachys edulis).</a> Frontiers in Plant Science. 13, 822022 (2022).</li><li>Lee, M. W., Yang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+expression+assay+by+agroinfiltration+of+leaves.">Transient expression assay by agroinfiltration of leaves.</a> Methods in Molecular Biology. 323, 225-229 (2006).</li><li>Canto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+expression+systems+in+plants:+potentialities+and+constraints.">Transient expression systems in plants: potentialities and constraints.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 896, 287-301 (2016).</li><li>Chen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+the+production+and+expedient+screening+of+CRISPR/Cas9-mediated+non-transgenic+mutant+plants.">A method for the production and expedient screening of CRISPR/Cas9-mediated non-transgenic mutant plants.</a> Horticulture Research. 5, 13 (2018).</li><li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+biotechnology+for+in-planta+gene+editing+and+its+application+in+promoting+flavonoid+biosynthesis+in+bamboo+leaves.">A new biotechnology for in-planta gene editing and its application in promoting flavonoid biosynthesis in bamboo leaves.</a> Plant Methods. 19 (1), 20 (2023).</li><li>He, Y., Zhang, T., Sun, H., Zhan, H., Zhao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reporter+for+noninvasively+monitoring+gene+expression+and+plant+transformation.">A reporter for noninvasively monitoring gene expression and plant transformation.</a> Horticulture Research. 7 (1), 152 (2020).</li><li>Wang, C., Shen, L., Fu, Y., Yan, C., Wang, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+CRISPR/Cas9+system+for+multiplex+genome+editing+in+rice.">A simple CRISPR/Cas9 system for multiplex genome editing in rice.</a> Journal of Genetics and Genomics. 42 (12), 703-706 (2015).</li><li>McCormick, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Leaf+disc+transformation+of+cultivated+tomato+(L.+esculentum)+using+Agrobacterium+tumefaciens.">Leaf disc transformation of cultivated tomato (L. esculentum) using Agrobacterium tumefaciens.</a> Plant Cell Reports. 5 (2), 81-84 (1986).</li><li>Lou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=a+violaxanthin+de-epoxidase+gene+from+moso+bamboo,+confers+photoprotection+ability+in+transgenic+Arabidopsis+under+high+light.">a violaxanthin de-epoxidase gene from moso bamboo, confers photoprotection ability in transgenic Arabidopsis under high light.</a> Frontiers in Plant Science. 13, 927949 (2022).</li><li>Zhou, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+cinnamoyl+CoA+reductases+involved+in+parallel+routes+to+lignin+in+Medicago+truncatula.">Distinct cinnamoyl CoA reductases involved in parallel routes to lignin in Medicago truncatula.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (41), 17803-17808 (2010).</li><li>De Roeck, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deleterious+ABCA7+mutations+and+transcript+rescue+mechanisms+in+early+onset+Alzheimer's+disease.">Deleterious ABCA7 mutations and transcript rescue mechanisms in early onset Alzheimer's disease.</a> Acta Neuropathologica. 134 (3), 475-487 (2017).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden Interessen haben.

Diese Methode reduziert den Zeitaufwand im Vergleich zu herkömmlichen genetischen Transformationsmethoden, die in der Regel 1-2 Jahre dauern, erheblich und erreicht eine vorübergehende Expression exogener Gene und eine Genom-Editierung endogener Gene innerhalb von 5 Tagen. Diese Methode hat jedoch ihre Grenzen, da sie nur einen kleinen Teil der Zellen transformieren kann und die geneditierten Blätter chimärisch sind und nicht in der Lage sind, sich zu vollständigen Pflanzen zu regenerieren. Nichtsdestotrotz bietet d...

Die Untersuchung der Genfunktion in Bambus ist vielversprechend für das fortgeschrittene Verständnis von Bambus und die Erschließung seines Potenzials für genetische Modifikationen. Ein effektiver Weg hierfür kann durch den Prozess der Agrobacterium-vermittelten Infektion in Bambusblättern erreicht werden, bei dem das T-DNA-Fragment, das exogene Gene enthält, in die Zellen eingebracht wird, was anschließend zur Expression der Gene in den Blattzellen führt.
Bambus ist ein wertvoller und nachwachsender Rohstoff mit einem breiten Anwendungsspektrum in Fertigung, Kunst und Forschung. Bambus besitzt hervorragende Holzeigenschaften wie hohe mechanische Festigkeit, Zähigkeit, mäßige Steifigkeit und Flexibilität1, die heute in einer Vielzahl von Haushalts- und Industrieartikeln weit verbreitet sind, darunter Zahnbürsten, Strohhalme, Knöpfe, Einweggeschirr, unterirdische Rohrleitungen und Kühlturmfüller für die thermische Stromerzeugung. Daher spielt die Bambuszüchtung eine entscheidende Rolle bei der Gewinnung von Bambussorten mit hervorragenden Holzeigenschaften, um Kunststoffe zu ersetzen und den Kunststoffverbrauch zu reduzieren, die Umwelt zu schützen und den Klimawandel zu bekämpfen sowie einen erheblichen wirtschaftlichen Wert zu generieren.
Die traditionelle Bambuszüchtung steht jedoch aufgrund der langen vegetativen Wachstumsphase und der unsicheren Blütezeit vor Herausforderungen. Obwohl molekulare Züchtungstechniken entwickelt und auf die Bambuszüchtung angewendet wurden, ist der Prozess der Bambus-Gentransformation aufgrund der Kallusinduktions- und Regenerationsprozesse zeitaufwändig, arbeitsintensiv und kompliziert 2,3,4,5. Eine stabile genetische Transformation erfordert oft Agrobacterium-vermittelte Methoden, die Gewebekulturprozesse wie Kallusinduktion und Regeneration beinhalten. Bambus hat jedoch eine geringe Fähigkeit zur Kallusregeneration, was die Anwendung einer stabilen genetischen Transformation in Bambus stark einschränkt. Nachdem Agrobacterium Pflanzenzellen infiziert hat, dringt das T-DNA-Fragment in die Pflanzenzellen ein, wobei die Mehrheit der T-DNA-Fragmente nicht in die Zellen integriert bleibt, was zu einer vorübergehenden Expression führt. Nur ein kleiner Teil der T-DNA-Fragmente integriert sich zufällig in sein Chromosom, was zu einer stabilen Expression führt. Die transienten Expressionsniveaus zeigen eine Akkumulationskurve, die für jedes Gen, das aus einer von Agrobacterium gelieferten T-DNA exprimiert wird, variieren kann. In den meisten Fällen treten die höchsten Expressionsniveaus 3-4 Tage nach der Infiltration auf und nehmen nach 5-6 Tagen schnell ab 6,7. Frühere Studien haben gezeigt, dass mehr als 1/3 der Mutationen in geneditierten Pflanzen, die ohne Selektionsdruck für Resistenz erhalten wurden, auf die vorübergehende Expression von CRISPR/Cas9 zurückzuführen sind, während die restlichen weniger als 2/3 auf eine stabile Expression nach der DNA-Integration in das Genom zurückzuführensind 8. Dies deutet darauf hin, dass die Integration von T-DNA in das Pflanzengenom für die Genomierung nicht notwendig ist. Darüber hinaus hemmt der Selektionsdruck für Resistenzen das Wachstum nicht-transgener Zellen signifikant, was sich direkt auf den Regenerationsprozess infizierter Explantate auswirkt. Daher ist es möglich, durch die Verwendung einer transienten Expression ohne Selektionsdruck für Resistenz in Bambus eine nicht-integrierte Expression exogener Gene zu erreichen und die Genfunktion direkt in pflanzlichen Organen zu untersuchen. Somit kann eine einfache und zeitsparende Methode zur exogenen Genexpression und -editierung in Bambus9 entwickelt werden.
Die entwickelte exogene Genexpressions- und Geneditierungsmethode zeichnet sich durch ihre Einfachheit, Kosteneffizienz und den Verzicht auf teure Geräte oder komplexe Verfahren aus9. Bei dieser Methode wurde das endogene Violaxanthin-De-Epoxidase-Gen (PeVDE) aus Bambus als Reporter für die exogene Genexpression ohne Selektionsdruck verwendet. Dies liegt daran, dass das editierte PeVDE in Bambusblättern die Lichtschutzfähigkeit bei starkem Licht reduziert und eine Abnahme des nicht-photochemischen Quenching-Wertes (NPQ) zeigt, der durch Chlorophyll-Fluoreszenz-Bildgebung nachgewiesen werden kann. Um die Wirksamkeit dieser Methode zu demonstrieren, wurde ein weiteres endogenes Bambusgen, das Cinnamoyl-CoA-Reduktase-Gen (PeCCR5)9, mit diesem System ausgeschaltet und erfolgreich Mutanten dieses Gens erzeugt. Diese Technik kann für die funktionelle Charakterisierung von Genen verwendet werden, die Funktionen in Bambusblättern haben. Durch die vorübergehende Überexpression dieser Gene in Bambusblättern können ihre Expressionsniveaus erhöht werden, oder durch Gen-Editierung kann ihre Expression reduziert werden, was die Untersuchung von nachgeschalteten Genexpressionsniveaus, Blattphänotypen und Produktinhalten ermöglicht. Dies bietet einen effizienteren und praktikableren Ansatz für die Erforschung von Genfunktionen in Bambus. Diese Technik kann auf die funktionelle Charakterisierung von Genen angewendet werden, die in Bambusblättern funktionieren. Durch die vorübergehende Überexpression dieser Gene in Bambusblättern können ihre Expressionsniveaus erhöht werden, oder durch Gen-Editierung kann ihre Expression reduziert werden, was die Untersuchung von nachgeschalteten Genexpressionsniveaus, Blattphänotypen und Produktinhalten ermöglicht. Darüber hinaus ist es wichtig zu beachten, dass aufgrund der umfangreichen Polyploidisierung die Mehrheit der kommerziell wichtigen Gene in Bambusgenomen in mehreren Kopien vorhanden ist, was zu genetischer Redundanz führt. Dies stellt eine Herausforderung für die Durchführung der Multiplex-Genom-Editierung in Bambus dar. Vor der Anwendung stabiler genetischer Transformations- oder Geneditierungstechniken ist es entscheidend, Genfunktionen schnell zu validieren. Bei der Lösung des Problems der Mehrfachkopien besteht ein Ansatz darin, Transkriptomexpressionsprofile zu analysieren, um Gene zu identifizieren, die in bestimmten Stadien aktiv exprimiert werden. Darüber hinaus ermöglicht das Targeting der konservierten funktionellen Domänen dieser Genkopien das Design gemeinsamer Zielsequenzen oder den Einbau mehrerer Zielstellen in denselben CRISPR/Cas9-Vektor, was den gleichzeitigen Knockout dieser Gene ermöglicht. Dies bietet einen effizienteren und praktikableren Ansatz für die Erforschung von Genfunktionen in Bambus.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>35S::RUBY</td>
			<td>Addgene, United States</td>
			<td>160908</td>
			<td>Plamid construct</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agrobacterium competent cells of GV3101, EHA105,LBA4404, and AGL1</td>
			<td>Biomed, China</td>
			<td>BC304-01, BC303-01, BC301-01, and BC302-01</td>
			<td>For Agrobacterium infection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CTAB</td>
			<td>Sigma-Aldrich, United States</td>
			<td>57-09-0</td>
			<td>DNA extraction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging-PAM fluorometer</td>
			<td>Walz, Effeltrich, Germany</td>
			<td></td>
			<td>Detect chlorophyll fluorescence of bamboo leaves</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImagingWin</td>
			<td>Walz, Effeltrich, Germany</td>
			<td></td>
			<td>Software for Imaging-PAM fluorometer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paq CI or Aar I</td>
			<td>NEB, United States</td>
			<td>R0745S</td>
			<td>Incorporate the target sequence onto the CRISPR/Cas9 vector.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrimeSTAR Max DNA polymerase</td>
			<td>Takara, Japan</td>
			<td>R045Q</td>
			<td>For gene cloning</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T4 DNA ligase</td>
			<td>NEB, United States</td>
			<td>M0202V</td>
			<td>Incorporate the target sequence onto the CRISPR/Cas9 vector.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in planta gene expression and gene editing in moso bamboo leaves

Für Bambus wurde eine neuartige In-Planta-Gentransformationsmethode entwickelt, die zeit- und arbeitsintensive Kallusinduktions- und Regenerationsprozesse vermeidet. Diese Methode beinhaltet die Agrobacterium-vermittelte Genexpression durch Verwundung und Vakuum für Bambussetzlinge. Es wurde erfolgreich die Expression von exogenen Genen wie dem RUBY-Reporter und dem Cas9-Gen in Bambusblättern nachgewiesen. Die höchste Transformationseffizienz für die Akkumulation von Betalain in RUBY-Sämlingen wurde mit dem Stamm GV3101 mit einem Prozentsatz von 85,2 % nach der Infektion erreicht. Obwohl sich die fremde DNA nicht in das Bambusgenom integrierte, war die Methode effizient bei der Expression der exogenen Gene. Darüber hinaus wurde mit dieser Methode auch ein Gen-Editing-System mit einem nativen Reporter entwickelt, aus dem eine durch das editierte Bambus-Violaxanthin-De-Epoxidase-Gen (PeVDE) erzeugte in Bambusblättern eine In-situ-Mutante mit einer Mutationsrate von 17,33 % erzeugte. Die Mutation von PeVDE führte zu verringerten nicht-photochemischen Quenching-Werten (NPQ) unter starkem Licht, die mit einem Fluorometer genau nachgewiesen werden können. Dies macht den editierten PeVDE zu einem potentiellen nativen Reporter sowohl für exogene als auch für endogene Gene in Bambus. Mit dem Reporter von PeVDE wurde ein Cinnamoyl-CoA-Reduktase-Gen mit einer Mutationsrate von 8,3% erfolgreich editiert. Durch diese Operation wird der Prozess der Gewebekultur oder der Kallusinduktion vermieden, was für die Expression exogener Gene und die endogene Geneditierung in Bambus schnell und effizient ist. Diese Methode kann die Effizienz der Überprüfung der Genfunktion verbessern und dazu beitragen, die molekularen Mechanismen wichtiger Stoffwechselwege in Bambus aufzudecken.

The investigation of gene function in bamboo holds great promise for the advanced understanding of bamboo and unlocking its potential for genetic modification. An effective way of this can be achieved through the process of Agrobacterium-mediated infection in bamboo leaves, whereby the T-DNA fragment containing exogenous genes is introduced into the cells, subsequently leading to the expression of the genes within the leaf cells.
Bamboo is a valuable and renewable resource with a wide range of applications in manufacturing, art, and research. Bamboo possesses excellent wood properties such as high mechanical strength, toughness, moderate stiffness, and flexibility1, which is now widely used in a variety of household and industrial supplies, including toothbrushes, straws, buttons, disposable tableware, underground pipelines, and cooling tower fillers for thermal power generation. Therefore, bamboo breeding plays a crucial role in obtaining bamboo varieties with excellent wood properties for replacing plastics and reducing plastic usage, protecting the environment, and tackling climate change, as well as generating significant economic value.
However, traditional bamboo breeding faces challenges due to the lengthy vegetative growth stage and uncertain flowering period. Although molecular breeding techniques have been developed and applied to bamboo breeding, the process of bamboo gene transformation is time-consuming, labor-intensive, and complicated due to the callus induction and regeneration processes2,3,4,5. Stable genetic transformation often requires Agrobacterium-mediated methods, which involve tissue culture processes such as callus induction and regeneration. However, bamboo has a low ability for callus regeneration, greatly limiting the application of stable genetic transformation in bamboo. After Agrobacterium infects plant cells, the T-DNA fragment enters the plant cells, with the majority of T-DNA fragments remaining non-integrated in the cells, resulting in transient expression. Only a small portion of T-DNA fragments randomly integrate into its chromosome, leading to stable expression. The transient expression levels show an accumulation curve that can vary for each gene expressed from an Agrobacterium-delivered T-DNA. In most cases, the highest expression levels occur 3-4 days after infiltration and quickly decrease after 5-6 days6,7. Previous studies have shown that more than 1/3rd of mutations in gene-edited plants obtained without selection pressure for resistance come from the transient expression of CRISPR/Cas9, while the remaining less than 2/3rd come from stable expression after DNA integration into the genome8. This indicates that T-DNA integration into the plant genome is not necessary for gene editing. Moreover, selection pressure for resistance significantly inhibits the growth of non-transgenic cells, directly affecting the regeneration process of infected explants. Therefore, by using transient expression without selection pressure for resistance in bamboo, it is possible to achieve non-integrated expression of exogenous genes and study gene function directly in plant organs. Hence, an easy and time-saving method can be developed for exogenous gene expression and editing in bamboo9.
The developed exogenous gene expression and gene editing method is characterized by its simplicity, cost-effectiveness, and the absence of expensive equipment or complex procedures9. In this method, the bamboo endogenous violaxanthin de-epoxidase gene (PeVDE) was used as the reporter for exogenous gene expression without selection pressure. This is because the edited PeVDE in bamboo leaves reduces the photoprotection ability under high light and demonstrates a decrease in the non-photochemical quenching (NPQ) value, which can be detected through chlorophyll fluorescence imaging. To demonstrate the effectiveness of this method, another bamboo endogenous gene, the cinnamoyl-CoA reductase gene (PeCCR5)9, was knocked out using this system and successfully generated mutants of this gene. This technique can be used for the functional characterization of genes that have functions in bamboo leaves. By overexpressing these genes transiently in bamboo leaves, their expression levels can be enhanced, or by gene editing, their expression can be knocked down, allowing for the study of downstream gene expression levels, leaf phenotypes, and product contents. This provides a more efficient and feasible approach for gene function research in bamboo. This technique can be applied to the functional characterization of genes that function in bamboo leaves. By overexpressing these genes transiently in bamboo leaves, their expression levels can be enhanced, or by gene editing, their expression can be knocked down, allowing for the study of downstream gene expression levels, leaf phenotypes, and product contents. Additionally, it is important to note that, due to extensive polyploidization, the majority of commercially important genes in bamboo genomes are present in multiple copies, resulting in genetic redundancy. This poses a challenge for performing multiplex genome editing in bamboo. Prior to the application of stable genetic transformation or gene editing techniques, it is crucial to quickly validate gene functions. In addressing the issue of multiple gene copies, one approach is to analyze transcriptome expression profiles to identify genes that are actively expressed during specific stages. Furthermore, targeting the conserved functional domains of these gene copies allows for the design of common target sequences or the incorporation of multiple target sites into the same CRISPR/Cas9 vector, enabling the simultaneous knockout of these genes. This provides a more efficient and feasible approach for gene function research in bamboo.

Autor im Rampenlicht: Förderung der Gen-Editierung in Bambusblättern für nachhaltige Kunststoffalternativen 

In Planta Genexpression und Gen-Editierung in Moso-Bambusblättern

In this study, we used Agrobacterium as a vector to introduce foreign DNA fragments into bamboo leaves. Most DNA fragments are not integrated into chromosomes and undergo transient expression. We took advantage of this transient expression to carry out gene editing.The main challenge is the limitation of gene editing of bamboo leaves, which cannot regenerate. This propose difficulties in performing editing in regenerative organs, like young shoots, and obtaining edited branches or subsequent generations with desired genetic challenges. Its main advantage is the time-saving aspect of the principle.By being able to edit bamboo genes directly in bamboo leaves, it allows for quick verification of gene fractions. This eliminates the needs for time-consuming procedures, like tissue culture or transformation, significantly speeding up research on bamboo gene fractions. The primary research will be focused on investigating the molecular mechanism of bamboo biomass formation.This will involve understanding why bamboo grows rapidly, and using that knowledge to develop bamboo varieties which are suitable for plastic substituent.

Agrobacterium-vermittelt in der planta-Genexpression in Bambusblättern Es hat sich gezeigt, dass das RUBY-Reportergen bei der Visualisierung der transienten Genexpression wirksam ist, da es in der Lage ist, leuchtend rotes Betalain aus Tyrosin10 zu produzieren. In dieser Studie wurde die Agrobacterium-vermittelte Transformation genutzt, um das exogene Ruby-Gen vorübergehend in Bambusblättern zu exprimieren (Ab...

Watch this Scientific Journal Video about Advancing Gene Editing in Bamboo Leaves for Sustainable Plastic Alternatives at JoVE.com

In dieser Studie wurde eine neuartige Genexpressions- und Geneditierungsmethode, die durch Agrobacterium vermittelt wird, in Bambus entwickelt. Diese Methode verbesserte die Effizienz der Genfunktionsvalidierung bei Bambus erheblich, was erhebliche Auswirkungen auf die Beschleunigung des Prozesses der Bambuszüchtung hat.

A novel in planta gene transformation method was developed for bamboo, which avoids the need for time-consuming and labor-intensive callus induction and ...

In dieser Studie haben wir Agrobacterium als Vektor verwendet, um fremde DNA-Fragmente in Bambusblätter einzuschleusen. Die meisten DNA-Fragmente sind nicht in Chromosomen integriert und werden vorübergehend exprimiert. Wir machten uns diese vorübergehende Expression zunutze, um Gen-Editierung durchzuführen.Die größte Herausforderung ist die Begrenzung der Gen-Editierung von Bambusblättern, die sich nicht regenerieren können. Dies führt zu Schwierigkeiten bei der Editierung in regenerativen Organen, wie z.B. jungen Trieben, und bei der Gewinnung von bearbeiteten Zweigen oder nachfolgenden Generationen mit gewünschten genetischen Herausforderungen. Sein Hauptvorteil ist der zeitsparende Aspekt des Prinzips.Durch die Möglichkeit, Bambusgene direkt in Bambusblättern zu editieren, ermöglicht es eine schnelle Überprüfung von Genfraktionen. Dadurch entfallen zeitaufwändige Verfahren wie Gewebekultur oder -transformation, was die Erforschung von Bambus-Genfraktionen erheblich beschleunigt. Die Hauptforschung wird sich auf die Untersuchung des molekularen Mechanismus der Bildung von Bambusbiomasse konzentrieren.Dazu gehört es, zu verstehen, warum Bambus schnell wächst, und dieses Wissen zu nutzen, um Bambussorten zu entwickeln, die für Kunststoffersatz geeignet sind.

in-planta-gene-expression-and-gene-editing-in-moso-bamboo-leaves

Research

JoVE Journal

Biology

In Planta Gene Expression and Gene Editing in Moso Bamboo Leaves

1.1K Aufrufe.  Key Laboratory of State Forestry and Grassland Administration/Beijing on Bamboo & Rattan Science and Technology. In dieser Studie haben wir Agrobacterium als Vektor verwendet, um fremde DNA-Fragmente in Bambusblätter einzuschleusen. Die meisten DNA-Fragmente sind nicht in Chromosomen integriert und werden vorübergehend exprimiert. Wir machten uns diese vorübergehende Expression zunutze, um Gen-Editierung durchzuführen.Die größte Herausforderung ist die Begrenzung der Gen-Editierung von Bambusblättern, die sich nicht regenerieren können. Dies führt zu Schwierigkeiten bei der Editierung in...

Serie: Autor im Rampenlicht: Förderung der Gen-Editierung in Bambusblättern für nachhaltige Kunststoffalternativen 

A novel in planta gene transformation method was developed for bamboo, which avoids the need for time-consuming and labor-intensive callus induction and regeneration processes. This method involves Agrobacterium-mediated gene expression via wounding and vacuum for bamboo seedlings. It successfully demonstrated the expression of exogenous genes, such as the RUBY reporter and Cas9 gene, in bamboo leaves. The highest transformation efficiency for the accumulation of betalain in RUBY seedlings was achieved using the GV3101 strain, with a percentage of 85.2% after infection. Although the foreign DNA did not integrate into the bamboo genome, the method was efficient in expressing the exogenous genes. Furthermore, a gene editing system has also been developed with a native reporter using this method, from which an in situ mutant generated by the edited bamboo violaxanthin de-epoxidase gene (PeVDE) in bamboo leaves, with a mutation rate of 17.33%. The mutation of PeVDE resulted in decreased non-photochemical quenching (NPQ) values under high light, which can be accurately detected by a fluorometer. This makes the edited PeVDE a potential native reporter for both exogenous and endogenous genes in bamboo. With the reporter of PeVDE, a cinnamoyl-CoA reductase gene was successfully edited with a mutation rate of 8.3%. This operation avoids the process of tissue culture or callus induction, which is quick and efficient for expressing exogenous genes and endogenous gene editing in bamboo. This method can improve the efficiency of gene function verification and will help reveal the molecular mechanisms of key metabolic pathways in bamboo.

In this study, a novel in planta gene expression and gene editing method mediated by Agrobacterium was developed in bamboo. This method greatly improved the efficiency of gene function validation in bamboo, which has significant implications for accelerating the process of bamboo breeding.

Forschung

Biologie

Preparation of Bamboo Seedlings and Agrobacterium-Mediated In Planta Transformation System for Gene Expression

Preparation of Bamboo Seedlings and Agrobacterium -Mediated In Planta Transformation System for Gene Expression  

To begin, sow the pre-soaked bamboo seeds into the substrate of soil and vermiculite for germination. For agrobacterium infection, carefully remove the 15 day old seedlings with soil attached roots from the substrate. Wrap the seedlings with tinfoil to maintain moisture and prevent soil detachment.Transfer the wrapped seedlings to the plant growth chamber with higher humidity and lower illumination for two hours. Next, using a sharp needle from a syringe, wound the upper part of curled immature leaves once or twice. Quickly dip the wounded part of the leaves into agrobacterium suspension.Then immediately transfer the seedlings to a vacuum chamber with a pressure of 25 to 27 millimeters of mercury for two minutes. After vacuuming, carefully unwrap the seedlings and replant them into the substrate. Allow the seedlings to grow in a plant growth chamber in dim light with high humidity for two days.Then culture the seedlings under normal growth conditions, watering them every five to seven days.

Präparation von Bambussämlingen und Agrobacterium-vermitteltem In-Planta-Transformationssystem für die Genexpression

In Planta Gene Expression and Measurement of Chlorophyll Fluorescence of Non-Photochemical Quenching Values in Bamboo Leaves

Begin by extracting the genomic DNA from the wild-type and Agrobacterium-infected bamboo leaves. Amplify the genomic DNA containing the target site of the target genes from wild-type and Agrobacterium-infected bamboo leaves using the following PCR conditions. After PCR, perform endonuclease enzyme digestion by preparing a reaction mixture containing one microliter of age-1, one microgram of PCR products, and five-microliter 10X buffer.Then, add water to a final volume of 50 microliters. Incubate the digestion mixture at 37 degrees Celsius for one hour. Using gel electrophoresis, analyze the proportion of digested DNA fragments.Compare the digested fragments from the wild-type and Agrobacterium-infected samples to assess gene editing efficiency. Expose the bamboo seedlings to high light intensity conditions to increase the amount of absorbed light quantum and activation of the leaf photoprotection system. Next, turn on the IMAGING-PAM fluorometer and set the actinic light intensity to measure in vivo photosystem II chlorophyll fluorescence of bamboo leaves.The red beta lane color produced by the RUBY gene indicated successful Agrobacterium-mediated gene expression in bamboo leaves. Out of the four Agrobacterium strains, GV3101 strain caused the most significant beta lane accumulation in infected bamboo leaves. After infection with the CRISPR-Cas9 constructs and high light treatments, certain areas of the leaf blades showed lower non-photochemical quenching values.Furthermore, enzyme digestion and sequencing analysis confirmed the successful mutation of the PeVDE gene in the edited regions. Sanger sequencing results of the PeVDE fragment after editing by both sgRNA1 and sgRNA2 showed deletion of a long fragment in the PeVDE gene. After 30 days of Agrobacterium infection, the leaf areas transfected with sgRNAs for both PeVDE and PeCCR5 exhibited lower non-photochemical quenching values.