Diese Studie wurde von den NIH (HL107304 und HL081753) und der Mayo Foundation (Center for Biomedical Discovery and Cardiovascular Research Center) bis X.X. J.L. wird von den Fundamental Research Funds for the Central Universities der Central South University, Nr. 56021702, finanziert. Besonderer Dank geht an Beninio Gore und Quentin Stevens für die Leitung der Zebrafischanlage.

Alle durchgeführten Verfahren wurden vom Mayo Clinic Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt und hielten sich an die Standards, die im "Guide for the Care and Use of Laboratory Animals" (National Academies Press, 2011) dargelegt sind. Alle Zebrafische in der Studie gehören zum Stamm des Wild Indian Karyotype (WIK). Die Einzelheiten zu den Reagenzien und den für die Studie verwendeten Geräten sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Zubereitung und Lagerung von Doxorubicin-Stammlösung
<ol><li>Beziehen Sie den Doxorubicin-Bestand aus einer kommerziellen Quelle. HINWEIS: Doxorubicin ist lichtempfindlich, also erwerben Sie es in Pulverform und lagern Sie es in undurchsichtigen Behältern, um es vor Lichteinwirkung zu schützen. Führen Sie alle Schritte für die Dox-Pulveraufbereitung in einer chemischen Haube durch.</li>
	<li>Das Dox-Pulver wird vollständig in destilliertem Wasser aufgelöst und eine Stammlösung mit einer Endkonzentration von 5 mg/ml hergestellt.</li>
	<li>Aliquotieren Sie den Stamm, indem Sie ihn in 1,5-ml-Röhrchen aufteilen.</li>
	<li>Wickeln Sie die Röhren in Alufolie ein, um sie vor Lichteinwirkung zu schützen.</li>
	<li>Die aliquote Dox-Lösung ist bei 4 °C für die kurzfristige Lagerung (<1 Monat) oder -20 °C für die Langzeitlagerungzu lagern 10.</li>
</ol>2. Gruppierung der Fische nach ihrem Körpergewicht
<ol><li>Gruppieren Sie die Fische mit einer BW-Differenz von weniger als 10 % für die anschließende Injektion. HINWEIS: Um in dieser Phase Aufwand zu sparen, werden Fische mit einer BW-Abweichung von weniger als 10 % als gleich groß kategorisiert.</li>
	<li>Lassen Sie den Fisch vor der Injektion 24 Stunden nüchtern.</li>
	<li>Betäuben Sie den Fisch 1 Minute lang mit Embryonenwasser, das 0,16 mg/ml Tricain enthält.</li>
	<li>Nehmen Sie den Fisch mit Tricain aus dem Wasser und tupfen Sie beide Seiten des Fischkörpers mit sauberem Filterpapier ab, um überschüssiges Wasser zu entfernen.</li>
	<li>Messen und protokollieren Sie den BW jedes Fisches und setzen Sie den Fisch dann umgehend in einen Auffangbehälter zurück, der mit frischem Systemwasser gefüllt ist. HINWEIS: Die Dox-Injektion wurde bei Fischen nach Erreichen des 3. Lebensmonats durchgeführt. In dieser Studie verwendeten die Forscher 3 Monate bis 10 Monate alte Fische. Die BWs von ausgewachsenen Zebrafischen des WIK-Stammes können zwischen 0,2 g und 0,5 g variieren. Eine verlängerte Narkose von mehr als 5 Minuten, gefolgt von einer Dox-Injektion, führte zu einer hohen Fischsterblichkeit.</li>
</ol>3. Vorbereitung der Nadel und Station für die Injektion
<ol><li>Bestimmen Sie das Injektionsvolumen der Dox-Stammlösung (z. B. 5 mg/ml), das für jeden Fisch auf der Grundlage des durchschnittlichen Körpergewichts erforderlich ist, um die Zieldosis von 20 μg/g zu erreichen.</li>
	<li>Verwenden Sie die folgende Formel, um das Einspritzvolumen zu berechnen: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/66500/66500eq01.jpg" style="margin: auto;"></li>
	<li>Fügen Sie 1x Hank's Balanced Salt Solution (HBSS) hinzu, um die in Schritt 1 für die Injektion berechnete Dox-Lösung zu verdünnen, bis ein Gesamtvolumen von 5 μl erreicht wird. HINWEIS: Verwenden Sie die Schüttlösung für jede Gruppe von Fischen basierend auf ihrem BW und schließen Sie weitere 3 Fische in jede Gruppe ein, um sicherzustellen, dass es im Verlauf des Experiments keinen Mangel an Injektionslösung gibt.</li>
	<li>Klopfen Sie vorsichtig auf das Röhrchen und zentrifugieren Sie dann kurz mit Höchstgeschwindigkeit, um die Lösung 10 s lang bei Raumtemperatur zu sammeln.</li>
	<li>Legen Sie die vorbereitete Lösung auf Eis und schützen Sie sie vor Lichteinwirkung.</li>
	<li>Stellen Sie eine saubere 100-mm-Petrischale mit einem Schwamm unter ein Präpariermikroskop und stellen Sie dann den Fokus ein. HINWEIS: Der Schwamm enthält eine 4 cm lange Rille. Das elastische Zurückziehen des Schwamms gibt dem Fisch Halt und hält den Fischkörper in Position. Der Schwamm kann wiederverwendet werden.</li>
	<li>Rüsten Sie eine 10-μl-Mikrospritze mit einer abgeschrägten 34-G-Nadel aus.</li>
	<li>Spülen Sie die Nadel mit 1x HBSS-Puffer, um Blasen zu beseitigen und mögliche Verstopfungen aus der Spritze zu entfernen.</li>
	<li>Messen Sie 5 μl der in Schritt 4 für die Injektion vorbereiteten Lösung.</li>
</ol>4. Verfahren der IP-Dox-Injektion
<ol><li>Legen Sie den erwachsenen Fisch 1 Minute lang mit 0,16 mg/ml Tricain in Wasser, um einen Zustand der Bewusstlosigkeit herbeizuführen.</li>
	<li>Positionieren Sie den Fisch in der Rille des eingebetteten Schwamms mit dem Bauch nach oben (Abbildung 1A).</li>
	<li>Führen Sie die Nadel mit einem Winkel nahe 0° ein, beginnend vom Mittelpunkt der Brustflosse in Richtung der hinteren Seite der Herzhöhle (Abbildung 1B). HINWEIS: Vermeiden Sie während des Eingriffs jeglichen Kontakt mit dem Herzen.</li>
	<li>Richte die Nadel auf den Schwanz und gehe unter die silberne Haut. HINWEIS: Positionieren Sie die Nadel in unmittelbarer Nähe der Silberhaut und achten Sie darauf, dass keine Kratzer oder Löcher entstehen.</li>
	<li>Überwachen Sie die Nadelspitze in der Bauchhöhle während der gesamten Operation (Abbildung 1C). HINWEIS: Vermeiden Sie Schäden an Leber, Darm, Schwimmblase und anderen Organen. Stellen Sie sicher, dass die Nadel das Ende des Darms in der Nähe des Foramen kloakale erreicht.</li>
	<li>Geben Sie die 5 μl Dox-Lösung allmählich und gleichmäßig ab und ziehen Sie die Nadel dann langsam entlang des ursprünglichen Weges zurück, um ein Auslaufen zu verhindern (Abbildung 1D).</li>
	<li>Überwachen Sie die Bauchhöhle auf das Vorhandensein von Dox, indem Sie eine rote Färbung der Dox-Lösung beobachten (Abbildung 1E).</li>
	<li>Bringen Sie den injizierten Fisch schnell in ein sauberes Kreuzungsbecken, das mit frischem Systemwasser gefüllt ist, damit sich der Fisch erholen kann. HINWEIS: Spülen Sie die Nadel zwischen den Injektionen einmal mit 1x HBSS-Puffer.</li>
</ol>5. Fischmanagement nach der Injektion
<ol><li>Bringen Sie den Fisch nach der Injektion mit Zirkulation wieder in das System zurück.</li>
	<li>Fasten Sie alle injizierten Fische für weitere 24 Stunden, um ihre Genesung zu erleichtern.</li>
	<li>Behalten Sie in der ersten Woche die Fische genau im Auge. Entfernen Sie die verstorbenen Fische so schnell wie möglich, um eine Infektion der anderen Fische zu vermeiden. HINWEIS: Der Tod von Fischen innerhalb der ersten 24 Stunden ist wahrscheinlich auf körperliche Verletzungen durch die Injektion oder eine längere Anästhesie zurückzuführen. Erfassen Sie die Anzahl der Fische, um eine Überlebenskurve zu erstellen.</li>
	<li>Führen Sie eine Echokardiographie durch, um den Dox-injizierten Fisch 56 Tage nach der Injektion zu phänotypisieren11. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Bedingungen und Verfahren für die entsprechende Kontrollgruppe, der HBSS-Lösung injiziert wurde, einheitlich sind.</li>
</ol>

Optimierte intraperitoneale Injektion für die Verabreichung von Verbindungen in erwachsenen Zebrafischen

<ol>
	<li>Tavares, B., Lopes, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+Zebrafish+in+biomedical+research.">The importance of Zebrafish in biomedical research.</a> Acta Medica Portuguesa. 26 (5), 583-592 (2013).</li><li>Dang, M., Henderson, R. E., Garraway, L. A., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+drug+administration+in+the+adult+zebrafish+using+oral+gavage+for+cancer+preclinical+studies.">Long-term drug administration in the adult zebrafish using oral gavage for cancer preclinical studies.</a> Disease Model Mech. 9 (7), 811-820 (2016).</li><li>Sciarra, J. B., Tyler, A., Kolb, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+gelatin-based+diet+for+oral+dosing+juvenile+to+adult+zebrafish+(Danio+rerio).">A gelatin-based diet for oral dosing juvenile to adult zebrafish (Danio rerio).</a> Lab Animal Sci Prof. , 32-35 (2014).</li><li>Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraperitoneal+injection+into+adult+zebrafish.">Intraperitoneal injection into adult zebrafish.</a> J Vis Exp. (42), e2126 (2010).</li><li>Pugach, E. K., Li, P., White, R., Zon, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retro-orbital+injection+in+adult+zebrafish.">Retro-orbital injection in adult zebrafish.</a> J Vis Exp. (34), e1645 (2009).</li><li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraperitoneally+delivered+mesenchymal+stem+cells+alleviate+experimental+colitis+through+THBS1-mediated+induction+of+IL-10-competent+regulatory+B+cells.">Intraperitoneally delivered mesenchymal stem cells alleviate experimental colitis through THBS1-mediated induction of IL-10-competent regulatory B cells.</a> Front Immunol. 13, 853894 (2022).</li><li>De Smet, L., Ceelen, W., Remon, J. P., Vervaet, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+drug+delivery+systems+for+intraperitoneal+therapy+to+extend+the+residence+time+of+the+chemotherapeutic+agent.">Optimization of drug delivery systems for intraperitoneal therapy to extend the residence time of the chemotherapeutic agent.</a> The Scientific World Journal. 2013, 720858 (2013).</li><li>Dakwar, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanomedicine-based+intraperitoneal+therapy+for+the+treatment+of+peritoneal+carcinomatosis-Mission+possible.">Nanomedicine-based intraperitoneal therapy for the treatment of peritoneal carcinomatosis-Mission possible.</a> Adv Drug Deliv Rev. 108, 13-24 (2017).</li><li>Al Shoyaib, A., Archie, S. R., Karamyan, V. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraperitoneal+route+of+drug+administration:+should+it+be+used+in+experimental+animal+studies.">Intraperitoneal route of drug administration: should it be used in experimental animal studies.</a> Pharmaceutical Res. 37, 1-17 (2020).</li><li>Ma, X., Ding, Y., Wang, Y., Xu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+doxorubicin-induced+cardiomyopathy+model+in+adult+zebrafish.">A doxorubicin-induced cardiomyopathy model in adult zebrafish.</a> J Vis Exp. (136), e57567 (2018).</li><li>Wang, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standardized+echocardiographic+assessment+of+cardiac+function+in+normal+adult+zebrafish+and+heart+disease+models.">Standardized echocardiographic assessment of cardiac function in normal adult zebrafish and heart disease models.</a> Disease Model Mech. 10 (1), 63-76 (2017).</li><li>Christidi, E., Brunham, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulated+cell+death+pathways+in+doxorubicin-induced+cardiotoxicity.">Regulated cell death pathways in doxorubicin-induced cardiotoxicity.</a> Cell Death Dis. 12 (4), 339 (2021).</li><li>Zhu, W., Shou, W., Payne, R. M., Caldwell, R., Field, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+for+juvenile+doxorubicin-induced+cardiac+dysfunction.">A mouse model for juvenile doxorubicin-induced cardiac dysfunction.</a> Pediatric Res. 64 (5), 488-494 (2008).</li><li>Podyacheva, E. Y., Kushnareva, E. A., Karpov, A. A., Toropova, Y. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+models+of+doxorubicin-induced+cardiomyopathy+in+rats+and+mice.+A+modern+view+from+the+perspective+of+the+pathophysiologist+and+the+clinician.">Analysis of models of doxorubicin-induced cardiomyopathy in rats and mice. A modern view from the perspective of the pathophysiologist and the clinician.</a> Frontiers Pharmacol. 12, 670479 (2021).</li><li>Chaoul, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+drug+administration+techniques+in+zebrafish+models+of+neurological+disease.">Assessing drug administration techniques in zebrafish models of neurological disease.</a> Int J Mol Sci. 24 (19), 14898 (2023).</li><li>Lu, X., Lu, L., Gao, L., Wang, Y., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calycosin+attenuates+doxorubicin-induced+cardiotoxicity+via+autophagy+regulation+in+zebrafish+models.">Calycosin attenuates doxorubicin-induced cardiotoxicity via autophagy regulation in zebrafish models.</a> Biomed Pharmacother. 137, 111375 (2021).</li></ol>

Anders als die beiden bestehenden IP-Injektionsverfahren 4,10 zeichnet sich das neue IP-Injektionsverfahren durch folgende Besonderheiten aus. Zunächst wird ein einzigartiger Nadeleinstichwinkel verwendet (nahe Null); Zweitens dringt die Nadel über eine einzigartige Stelle, d.h. ein natürliches Loch auf der Bauchoberfläche eines Fisches, in den Fisch ein, was die Injektion erleichtern würde; Und schließlich bewegt sich die Nadel von anterior nach p...

Der Zebrafisch (Danio rerio) hat als experimentelles Modell für die Erforschung menschlicher Krankheiten Aufmerksamkeit erregt, da dieses Tier eine hohe Gen- und Organhomologie zum Menschen, externe Befruchtung, einfache genetische Manipulation und Körpertransparenz bis in die frühe Reife umfasst, was eine Vielzahl von bildgebenden Anwendungen ermöglicht1. Im Gegensatz zu dem einfachen Prozess, Medikamente für Zebrafischembryonen und -larven direkt ins Wasser zu bringen, stellt die Verabreichung von Medikamenten an erwachsene Zebrafische ein komplizierteres und herausfordernderes Unterfangendar 2.
Bei erwachsenen Fischen können Verbindungen durch passive Wirkstoffverabreichungstechniken wie die direkte Verabreichung ins Wasser oder durch orale Wirkstoffverabreichungsmethoden wie Gavaging2 abgegeben werden. Andere Ansätze umfassen das Beschichten von Fischfutter mit den Verbindungen und das anschließende Füttern der Fische3 und die direkte Verabreichung von wasserunlöslichen Medikamenten in einer vorgegebenen Konzentration, einschließlich retroorbitaler oder intraperitonealer Injektionen 4,5. Die intraperitoneale Verabreichung wird aufgrund ihrer ausgeprägten pharmakokinetischen Vorteile für In-vivo-Studien von Krankheitsmodellen bevorzugt6. Diese Methode bietet eine hohe Wirkstoffkonzentration und eine verlängerte Halbwertszeit in der Peritonealhöhle und bietet damit einen effektiven Weg für die Wirkstoffabgabe 7,8. Der Ansatz wird häufig in Forschungsumgebungen verwendet, um eine optimale Wirkstoffabsorption und -verteilung zu gewährleisten 9. Während sich injektionsbasierte Methoden bei der einmaligen Verabreichung als effizient erweisen, führen längere und wiederholte Injektionen häufig zu Körperschäden und chronischen Infektionen2.
Derzeit gibt es zwei Methoden der IP-Injektion bei adulten Zerbafischen 4,10. Beide Methoden haben jedoch Einschränkungen bei der Verabreichung von toxischen Verbindungen wie Doxorubicin, was zu schweren Schäden an der Körperform und zum Fischsterben führt. Die Nebenwirkungen können die Interpretation der Daten erheblich erschweren. Obwohl diese Herausforderungen mit umfangreichen Schulungen angegangen werden können10, besteht ein klarer Bedarf an einer neuen IP-Injektionsmethode, die Nebenwirkungen minimiert.
Unser Ziel ist es, eine neue Methode der IP-Injektion zu entwickeln, die für die effektive Verabreichung von Doxorubicin an erwachsene Zebrafische optimiert ist und die Generierung zuverlässiger Doxorubicin-induzierter Kardiomyopathie (DIC)-Modelle mit minimierter Körperschädigung und damit verbundener Mortalität ermöglicht.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10 &#956;L NanoFil-syringe</td>
			<td>World Precision Instruments, Inc</td>
			<td>NANOFIL</td>
			<td>injection tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>34 G needle</td>
			<td>World Precision Instruments, Inc</td>
			<td>NI34BV-2</td>
			<td>injcetion tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60 mm Petri dish</td>
			<td>fisher scientific/fisherbrand</td>
			<td>FB0875713A</td>
			<td>placing the sponge&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ800</td>
			<td>Injceting the Dox</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Doxorubicin hydrochloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D1515-10MG</td>
			<td>drug for creating DIC model&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Echocardiography</td>
			<td>VISUAL SONICS</td>
			<td>Vevo 3100</td>
			<td>measuring cardiac function</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foam Sponge</td>
			<td>Jaece Industries</td>
			<td>L800-D</td>
			<td>placing the fish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#39;s balanced salt solution (HBBS)</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>14025076</td>
			<td>Vehicle for Dox</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge&#160;</td>
			<td>southernlabware</td>
			<td>MyFuge/C1012</td>
			<td>collect the Dox solution&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision Balance Scale</td>
			<td>Torbal</td>
			<td>AD60</td>
			<td>Digital scales</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine</td>
			<td>Argent</td>
			<td>MS-222</td>
			<td>Anesthetizing fish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tube</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>1.5 mL</td>
			<td>storage&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vevo LAB&#160; software</td>
			<td>FUJIFILM VISUAL SONICS&#160;</td>
			<td>5.6.0</td>
			<td>quantification of the heart</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an intraperitoneal injection technique in adult zebrafish that minimizes body damage and associated mortality

Der erwachsene Zebrafisch (Danio rerio), der genetisch zugänglich ist, wird als wertvolles Wirbeltiermodell zur Erforschung menschlicher Erkrankungen wie der Kardiomyopathie eingesetzt. Die intraperitoneale (IP) Injektion ist eine wichtige Methode, die dem Körper Verbindungen zuführt, um entweder therapeutische Wirkungen zu testen oder Krankheitsmodelle wie die Doxorubicin-induzierte Kardiomyopathie (DIC) zu erstellen. Derzeit gibt es zwei Methoden der IP-Injektion. Beide Methoden haben Grenzen beim Umgang mit toxischen Verbindungen wie Doxorubicin, die zu Nebenwirkungen führen, die sich in schweren Schäden an der Körperform und dem Tod der Fische äußern. Während diese Mängel durch eine umfangreiche Schulung der Prüfärzte überwunden werden könnten, ist eine neue IP-Injektionsmethode mit minimalen Nebenwirkungen wünschenswert. Hier wird über eine einzigartige IP-Injektionsmethode berichtet, die in der Lage ist, mit toxischen Verbindungen umzugehen. Eine dauerhaft verminderte Herzfunktion kann die Folge sein, ohne dass es zu einem nennenswerten Fischsterben kommt. Die Technik kann von Forschern, die nur wenig Erfahrung mit erwachsenen Zebrafischen haben, leicht gemeistert werden.

Zebrafish (Danio rerio) has gained attention as an experimental model for studying human diseases because this animal encompasses high gene and organ homology to humans, external&#160;fertilization, ease of genetic manipulation, and body transparency into early maturity, which facilitates a myriad of imaging applications1. Unlike the straightforward process of delivering drugs directly to the water for zebrafish embryos and larvae, administering drugs to adult zebrafish presents a more intricate and challenging endeavor2.
In adult fish, compounds can be delivered through passive drug delivery techniques, such as direct administration into the water, or through oral drug delivery methods like gavaging2. Other approaches include coating fish food with the compounds and subsequently feeding the fish3, and direct administration of water-insoluble medications at a predetermined concentration, including retro-orbital or intraperitoneal injections4,5. Intraperitoneal administration is preferred for in vivo studies of disease models due to its distinct pharmacokinetic advantages6. This method provides a high drug concentration and an extended half-life within the peritoneal cavity, offering an effective route for drug delivery7,8. The approach is commonly utilized in research settings to ensure optimal drug absorption and distribution 9. While injection-based methods prove efficient for single delivery, prolonged and repeated injections often lead to body damage and chronic infection2.
Currently, there are two methods of IP injection in adult zerbafish4,10. However, both methods have limitations when delivering toxic compounds like doxorubicin, leading to severe damage to the body shape and fish mortality. The side effects can significantly complicate data interpretation. Although these challenges may be addressed with extensive training10, there is a clear need for a new IP injection method that minimizes side effects.
Here, our goal is to develop a new method of IP injection optimized for the effective delivery of doxorubicin into adult zebrafish, facilitating the generation of reliable doxorubicin-induced cardiomyopathy (DIC) models with minimized body damage and associated mortality.

Autor im Rampenlicht: Neuartige intraperitoneale Injektionsmethode für Zebrafisch-Kardiotoxizitätsmodelle

Eine intraperitoneale Injektionstechnik bei erwachsenen Zebrafischen, die Körperschäden und die damit verbundene Mortalität minimiert

We aim to generate anthracycline induced cardiotoxicity models in adult zebrafish so that we can discover new therapeutic genes and compounds. A reliable IP injection method is essential to ensure the success of this project. So previously developed IP injection methods are the classic and alternative techniques.While the classic method penetrates the fish from the abdominal site through midline between the pelvic fins, the alternative method penetrates the fish from the dorsal site located between the pelvic and the anal fins. Owing to the toxicity of doxorubicin, significant body damage and mortality of the fish have been noted using the current two IP methods. New investigators need to be extensively trained before disease models can be reliably established in their hands.We designed a new IP injection method by adjusting the needle penetration location and the needle penetration angle. We inject through a natural hole located in the ventral region between pectoral fins and penetrate through a unique anterior to posterior direction.

Bisher wurden zwei intraperitoneale (IP) Methoden zur Verabreichung von Doxorubicin bei adulten Zebrafischen eingesetzt 4,10. Bei Methode I, auch bekannt als klassische IP-Injektionsmethode, wie von Kinkel et al.4 beschrieben, wurde die Nadel in einem 45°-Winkel zur Mittellinie zwischen den Beckenflossen mit dem Bauch nach oben eingeführt. Bei Methode II oder der alternativen IP-Injektionsmethode, wie sie von Ma et al.1...

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Eine neue intraperitoneale (IP) Injektionsmethode bei adulten Zebrafischen wird beschrieben. Beim Umgang mit toxischen Verbindungen wie Doxorubicin ist dieses Verfahren wirksamer als die beiden bisher berichteten IP-Methoden. Die Technik ist so konzipiert, dass sie von Forschern mit begrenzter Erfahrung im Zebrafischmodell leicht übernommen werden kann.

The adult zebrafish (Danio rerio), which is genetically accessible, is being employed as a valuable vertebrate model to study human disorders such as ...

Unser Ziel ist es, Anthrazyklin-induzierte Kardiotoxizitätsmodelle in erwachsenen Zebrafischen zu erstellen, um neue therapeutische Gene und Verbindungen zu entdecken. Eine zuverlässige IP-Injektionsmethode ist unerlässlich, um den Erfolg dieses Projekts zu gewährleisten. Bisher entwickelte IP-Injektionsmethoden sind also die klassischen und alternativen Techniken.Während bei der klassischen Methode der Fisch von der Bauchstelle durch die Mittellinie zwischen den Bauchflossen penetriert wird, dringt der Fisch bei der alternativen Methode von der Rückenseite zwischen der Becken- und der Analflosse ein. Aufgrund der Toxizität von Doxorubicin wurden bei Verwendung der beiden derzeitigen IP-Methoden erhebliche Körperschäden und Mortalität der Fische festgestellt. Neue Forscher müssen umfangreich geschult werden, bevor Krankheitsmodelle in ihren Händen zuverlässig etabliert werden können.Wir haben eine neue IP-Injektionsmethode entwickelt, indem wir die Position der Nadelpenetration und den Nadeleinstichwinkel angepasst haben. Wir injizieren durch ein natürliches Loch, das sich im ventralen Bereich zwischen den Brustflossen befindet, und dringen durch eine einzigartige Richtung von vorne nach hinten ein.

an-intraperitoneal-injection-technique-adult-zebrafish-that-minimizes

Research

JoVE Journal

Medicine

An Intraperitoneal Injection Technique in Adult Zebrafish that Minimizes Body Damage and Associated Mortality

924 Aufrufe.  Mayo Clinic. Unser Ziel ist es, Anthrazyklin-induzierte Kardiotoxizitätsmodelle in erwachsenen Zebrafischen zu erstellen, um neue therapeutische Gene und Verbindungen zu entdecken. Eine zuverlässige IP-Injektionsmethode ist unerlässlich, um den Erfolg dieses Projekts zu gewährleisten. Bisher entwickelte IP-Injektionsmethoden sind also die klassischen und alternativen Techniken.Während bei der klassischen Methode der Fisch von der Bauchstelle durch die Mittellinie zwischen den Bauchflossen pene...