Diese Forschung wurde unterstützt von der Ningbo Natural Science Foundation (2022J121, 2023J159), dem Schlüsselprojekt der Natural Science Foundation der Stadt Ningbo (2021J256), der Open Foundation des State Key Laboratory of Molecular Engineering of Polymers (Fudan University) (K2024-35) und dem Key Laboratory of Precision Medicine for Atherosclerotic Diseases der Provinz Zhejiang, China (2022E10026). Vielen Dank für die technische Unterstützung durch die Core Facilities, Health Science Center der Universität Ningbo.

1. Vorbereitung des κ-Carrageen-Submikrogel-Suspensionsbades 
<ol><li>Bereiten Sie 500 mL κ-Carrageen-Suspensionsbad (0,35 % Gew./Vol.) vor, indem Sie 1,75 g κ-Carrageenpulver in 500 mL phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS, pH 7,4) in einer 1.000 mL Glasflasche geben.</li>
	<li>Führen Sie einen 70 mm Magnetrührstab in die Glasflasche ein, um die wässrige Mischung zu verrühren. Ziehen Sie den Glasflaschenverschluss fest und lösen Sie ihn dann um eine halbe Umdrehung.</li>
	<li>Stellen Sie die Glasflasche in ein 70 °C heißes Wasserbad und erhitzen Sie sie. Schalten Sie den Magnetrührer mit einer Drehzahl von 300 U/min ein, stellen Sie die Flasche auf und rühren Sie, bis sich das Polymer vollständig aufgelöst hat.</li>
	<li>Nehmen Sie eine weitere Glasflasche und stellen Sie sie zur Sterilisation in einen Autoklaven mit 121 °C für 30 Minuten.</li>
	<li>Nachdem der Hochdrucksterilisator auf 80 °C abgekühlt ist, nehmen Sie die Flasche aus dem Sterilisator und stellen Sie sie zur weiteren Handhabung auf die ultrareine Werkbank.</li>
	<li>Die vollständig gelöste κ-Carrageen-Lösung wird mit einem 0,22 μm Filter in die sterilisierte Glasflasche filtriert. HINWEIS: Führen Sie die Filtration schnell durch, während die Lösung heiß ist, um zu verhindern, dass das κ-Carrageen abkühlt und den Filter verstopft.</li>
	<li>Die κ-Carrageen-Lösung wird 12 h lang bei 4 °C gelagert, um eine kationenvernetzte Gelierung zu induzieren.</li>
	<li>Mahlen Sie die κ-Carrageen-Hydrogele mechanisch mit einem 60-mm-Magnetrührer mit einer Rührgeschwindigkeit von 1200 U/min bei 25 °C, bis es erfolgreich in einen flüssigen Zustand übergeht, was ca. 60 Minuten dauert. HINWEIS: Lagern Sie die κ-Carrageen-Hydrogele zwischen 25-37 °C, um eine Gelierung bei niedrigen Temperaturen oder eine Auflösung bei hohen Temperaturen zu vermeiden.</li>
</ol>2. Herstellung von Biotinten aus Gelatinemethacrylat/Seidenfibroinmethacrylat-Verbundwerkstoffen
<ol><li>Bereiten Sie Komposit-Biotinten her, indem Sie 10 % (wt/vol) Gelatinemethacrylat (GelMA) und 6 % (wt/vol) Seidenfibroinmethacrylat (SFMA) in PBS-Lösung (pH 7,4) kombinieren. Wiegen Sie 2,0 g GelMA und 1,2 g SFMA-Pulver separat ab.</li>
	<li>Geben Sie die Pulver langsam in zwei 50-ml-Zentrifugenröhrchen. Geben Sie 10 mL PBS-Lösung separat in die 50 mL Zentrifugenröhrchen.</li>
	<li>Jeweils mit einem 10 mm Magnetrührer bestücken und ständig umrühren und im Wasserbad bei 45 °C erhitzen. Lassen Sie die GelMA- und SFMA-Pulver vollständig auflösen, was ca. 30 Minuten dauert.</li>
	<li>Die GelMA- und SFMA-Lösungen werden in gleichem Volumen unter ständigem Rühren bei 45 °C gemischt. Filtern Sie die Komposit-Biotinten mit einem Filter mit einer Porengröße von 100 μm.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Komposit-GelMA/SFMA-Biotinten durch UV-Bestrahlung in einer Biosicherheitswerkbank für 12 h. HINWEIS: Bereiten Sie die Biotinten sofort vor und verwenden Sie sie, um eine vorzeitige Gelierung der SFMA durch Selbstorganisation zu verhindern.</li>
</ol>3. Rheologische Charakterisierung des κ-Carrageen-Submikrogel-Suspensionsbades
<ol><li>Inbetriebnahme und Vorbereitung von rheologiebezogenen Geräten.<ol><li>Schalten Sie den Luftkompressor für 30 Minuten ein und stellen Sie sicher, dass der Druck 30 psi erreicht. Entfernen Sie die Lagerklemme, indem Sie die Zugstange gegen den Uhrzeigersinn drehen. Befestigen Sie die schwarze Abdeckung darunter und drehen Sie die Knopfachse oben am Instrument im Uhrzeigersinn.</li>
		<li>Schalten Sie das Rheometer ein und lassen Sie es initialisieren. Schalten Sie den Wasserumlaufschalter ein und lassen Sie die Temperatur 15 °C erreichen.</li>
		<li>Öffnen Sie die Rheometer-Steuerungssoftware, um die Online-Verbindung herzustellen.</li>
	</ol></li>
	<li>Kalibrieren Sie das Rheometer und installieren Sie die parallele Plattengeometrie.<ol><li>Führen Sie die Gerätekalibrierung in der Steuerungssoftware durch, was hauptsächlich die Anpassung des Trägheitspfads des Kalibrierinstruments umfasst. Montieren Sie eine parallele Plattengeometrie mit einem Durchmesser von 40 mm am Ende der Zugstange. Halten Sie die Sperrtaste 3 Sekunden lang gedrückt, um die Motorwelle in die Ausgangsposition zu bewegen und eine konsistente Geometrieplatzierung zu gewährleisten.</li>
		<li>Wählen Sie in der Steuerungssoftware den Kalibrier-Manager aus und klicken Sie anschließend auf die Tasten Trägheit, Reibungskalibrierung und Rotationsabbildung , um die parallele Plattengeometrie zu kalibrieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Nullen Sie die Spalthöhe des Rheometers, indem Sie ein Standardverfahren zur Spaltnullierung durchführen, um eine präzise Messung zu gewährleisten.</li>
	<li>Richten Sie die Versuchsschritte ein, einschließlich einer Strömungsrampe mit einer Scherrate von 0,01 bis 1000 1/s, einem Amplituden-Sweep von 0,1 % bis 100 % Dehnung bei 10 rad/s, einem mehrstufigen Oszillationszeit-Sweep mit einer Dauer von 60 s und abwechselnden Dehnungen von 1 % und 100 % bei 10 rad/s und einem mehrstufigen Peak-Hold-Sweep mit einer Dauer von 120 s und einer abwechselnden Scherrate von 0,1 1/s und 10 1/s.</li>
	<li>Geben Sie 2 ml 0,35 % κ-Carrageen-Suspensionen auf die Peltier-Platte des Rheometers. </li>
	<li>Positionieren Sie den Geometriespalt auf 510 μm und entfernen Sie einen überschüssigen Überlauf am Rand der Spannvorrichtung. Stellen Sie den Probenspalt auf 500 μm ein, damit sich die Probe leicht über den Klemmrand hinaus erstrecken kann.</li>
	<li>Führen Sie ein Strömungsexperiment durch, indem Sie die Strömungsrampe aus den Optionen für den Versuchsplan auswählen.<ol><li>Wählen Sie den Test Strömungsrampe im Versuchsplan aus. Stellen Sie die Schergeschwindigkeiten von 0,001 bis 10 1/s bei einer Temperatur von 25 °C ein.</li>
		<li>Führen Sie Schritt 3.5 und das Experiment Strömungsrampe für die hinzugefügte Probe aus.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie einen zyklischen Peak-Hold-Test durch, um die Rückgewinnungsleistung des Materials zu bewerten.<ol><li>Wählen Sie im Versuchsplan den Peak Hold Sweep und stellen Sie 5 aufeinanderfolgende Experimente mit einer Zeit von 120 s bei 25 °C ein.</li>
		<li>Legen Sie die Scherrate für den ersten, dritten und fünften Schritt auf 0,01 1/s und für den zweiten und vierten Schritt auf 10 1/s fest.</li>
		<li>Fügen Sie eine neue Probe von 2 ml hinzu. Führen Sie Schritt 3.5 und den zyklischen Wiederherstellungstest durch.</li>
	</ol></li>
	<li>Durchführung einer Viskoelastizitätsanalyse, um den potenziellen Gel-Sol-Übergang des κ-Carrageen-Suspensionsbades zu bewerten.<ol><li>Wählen Sie den Amplituden-Sweep-Test in der Versuchsplanung aus. Die Schwingungsdehnung wird bei einer Temperatur von 25 °C von 0,1 % bis 100 % eingestellt. Klicken Sie auf "Start ", um das Amplituden-Sweep-Experiment für das hinzugefügte Sample durchzuführen.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie eine alternative Dehnungsanalyse durch, um die elastische Rückstellleistung des Materials zu bewerten.<ol><li>Wählen Sie Oszillation Time Sweep im Versuchsdesign und setzen Sie 5 aufeinanderfolgende Experimente mit einer Zeit von 60 s bei 25 °C.</li>
		<li>Stellen Sie die Dehnung für den ersten, dritten und fünften Schritt auf 1 % und für den zweiten und vierten Schritt auf 100 % ein.</li>
		<li>Fügen Sie eine neue Probe von 2 ml hinzu. Führen Sie Schritt 3.5 und den kontinuierlichen zyklischen Wiederherstellungstest durch. HINWEIS: Reinigen Sie die Geometrieplatte und die Peltierplatte nach jedem Versuchstest und fügen Sie eine neue Probe von 2 ml hinzu.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Drucken von biomimetischen Hydrogel-Gerüsten mit einem speziell entwickelten Mikroextrusions-Biodrucker
<ol><li>Entwerfen Sie Würfel im STL-Format mit einer 3D-Grafiksoftware und laden Sie gewebeähnliche Modelle aus der 3D-Datenbank herunter (www.thingiverse.com; https://3d. nih.gov/.).<ol><li>Importieren Sie die Modelle im STL-Format in die PANGO Software und geben Sie die Druckparameter ein. Legen Sie die spezifischen X-, Y- und Z-Koordinaten des Modells im 3D-Raum fest, geben Sie die erwartete Skalierungsgröße des Modells in Millimetern (mm) ein, passen Sie die Größe und das Skalierungsverhältnis des Objekts auf der X-, Y- und Z-Achse an und passen Sie den Drehwinkel des Modells im Raum nach Bedarf an.</li>
		<li>Geben Sie den geschätzten Filamentdurchmesser (in der Regel etwa 200-500 μm für die meisten Biotinten) in das Feld für die Schichtdicke ein, um die Dicke jeder Schicht auf der Z-Achse zu bestimmen. Stellen Sie die Druckgeschwindigkeit entsprechend der erwarteten Linienstärke (ca. 10-90 mm/s) und stellen Sie die Fülldichte auf 30%-80% ein.</li>
		<li>Exportieren Sie die finalen Parameter als G-Code auf eine SD-Karte.</li>
	</ol></li>
	<li>Lassen Sie den Biodrucker und die Mikroextrusionspumpe laufen.<ol><li>Schalten Sie die Steuerung der Mikroextrusionspumpe ein, wählen Sie die entsprechende Volumenspritze (5 mL) aus und stellen Sie die Extrusionsrate auf 0,08 mL/min und die Extrusionsdauer in Abstimmung mit der gewünschten Druckzeit ein, die durch Division des Hydrogelvolumens durch die Extrusionsrate erzielt wird.</li>
		<li>Setzen Sie die Spritze mit einer Nadel mit einem Innendurchmesser von 210 μm in den Spritzenschlitz des Biodruckers ein.</li>
		<li>Stellen Sie die Spritzensteuerung so ein, dass der Kolben der Spritze in engem Kontakt mit der Schraube steht.</li>
		<li>Geben Sie 3 ml Suspensionsbad in eine 35-mm-Zellkulturschale. Positionieren Sie die Schale basierend auf den Codeeinstellungen auf der Plattform und vergewissern Sie sich, dass sich der Druckkopf 1 mm über dem Boden der Schale befindet. HINWEIS: Führen Sie einen Vortest durch, um die Genauigkeit der Schüsselpositionen auf der Druckplattform während des Drucks sicherzustellen.</li>
		<li>Legen Sie die SD-Karte mit dem Code in den 3D-Biodrucker ein, aktivieren Sie die Codedatei, starten Sie den Biodrucker und klicken Sie auf die Schaltfläche Start auf dem Controller.</li>
	</ol></li>
	<li>Bearbeitung der Konstrukte<ol><li>Setzen Sie das gedruckte Konstrukt 1 Minute lang 405 nm blauem Licht aus, um die Photovernetzung zu starten.</li>
		<li>Entfernen Sie das κ-Carrageen-Gel mit einer 1-ml-Pipette, gefolgt von der Zugabe von 3 mL PBS (pH 7,4) zum Waschen und anschließenden Entfernen. Wiederholen Sie diesen Vorgang für eine gründliche Wäsche. HINWEIS: Führen Sie den Waschvorgang vorsichtig durch, um eine Beschädigung der gedruckten Konstrukte zu vermeiden.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Eingebettetes 3D-Bioprinting von Analoga der Speiseröhrenmuskulatur
<ol><li>Kultivieren Sie glatte Muskelzellen (eSMCs) der Speiseröhre von Kaninchen.<ol><li>Die Kultur wird in T75-Kolben mit 2 x 106 Zellen unter Verwendung von 15 ml DMEM-Medium, ergänzt mit 10 % fötalem Rinderserum und 1 % Penicillin/Streptomycin, eingeleitet.</li>
		<li>Halten Sie die eSMCs bei 37 °C in einer befeuchteten Atmosphäre mit 5 % CO2 und 95 % Luft, bis sie eine Konfluenz von 80 % erreichen.</li>
	</ol></li>
	<li>Herstellung von Biotinte für die Muskelschicht der Speiseröhre<ol><li>Aspirieren Sie das Medium bei Erreichen der Konfluenz und waschen Sie die eSMCs mit 5 mL 1x PBS.</li>
		<li>2 ml 0,2 % Trypsin-EDTA in den Kolben geben und 2 Minuten inkubieren, um die Zellen zu verdauen. Tippen Sie auf den Kolben, um die Zellen von der Wand zu lösen.</li>
		<li>Beenden Sie den Aufschluss durch Zugabe von 2 mL DMEM und überführen Sie die Zellsuspension in ein 15-ml-Zentrifugenröhrchen. Messen Sie die Zelldichte mit einem Zellzähler mit 10 μl Zellsuspension.</li>
		<li>Bei 675 x g für 3 min zentrifugieren, den Überstand vorsichtig ansaugen und das Zellpellet in den Komposit-GelMA/SFMA-Biotinten resuspendieren (wie in Schritt 2.1 vorbereitet). Passen Sie die endgültige Zellkonzentration an, um eine Dichte von 10 x 106 Zellen/ml in der Biotinte zu erreichen und so die Bedingungen für nachfolgende 3D-Bioprinting-Anwendungen zu optimieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Vorbereitung des 3D-Biodruckers und der zugehörigen Materialien<ol><li>Autoklavieren Sie die wichtigsten Druckinstrumente, einschließlich Spritzennadeln, Pinzetten, einem Magnetrührer und einer 1000-ml-Silikatglasflasche, unter Standard-Sterilisationsbedingungen (121 °C für 30 Minuten), um eine aseptische Umgebung für den Druckprozess zu gewährleisten.</li>
		<li>Stellen Sie den Bioprinter in eine Biosicherheitswerkbank und sterilisieren Sie ihn 30 Minuten lang mit ultraviolettem (UV) Licht, um die Sterilität zu erhalten.</li>
		<li>Bereiten Sie 50 ml steriles κ-Carrageen und 5 ml sterile GelMA/SFMA-Komposit-Biotinten vor, wie in Schritt 1 bzw. Schritt 2 beschrieben.</li>
		<li>Entwerfen Sie das Modell, stellen Sie die gewünschten Parameter ein und bereiten Sie den Bioprinter vor, wie in Schritt 4.1 beschrieben.</li>
	</ol></li>
	<li>Initiierung des Bioprinting-Prozesses<ol><li>Führen Sie die in den Schritten 4.2 und 4.3 beschriebenen Verfahren durch, um die 3D-Ösophagusmuskelschicht zu biodrucken, gefolgt von PBS-Waschen und -Austausch.</li>
		<li>Führen Sie während des gesamten Druckprozesses einen Zelldruck mit sterilen Techniken durch, um das Risiko einer Zellkontamination in der gedruckten Struktur zu minimieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Austausch von Zellkulturmedien nach dem Druck<ol><li>Aspirieren Sie das PBS vorsichtig und ersetzen Sie es durch 3 ml DMEM, ergänzt mit 10 % fötalem Rinderserum und 1 % Penicillin/Streptomycin. Stellen Sie sicher, dass die gedruckten Konstrukte vollständig eingetaucht sind, um optimale Zellwachstumsbedingungen zu gewährleisten.</li>
		<li>Die Zellkulturschale mit den gedruckten Konstrukten wird in einem auf 37 °C eingestellten Inkubator mit 5 % CO2 inkubiert. Ersetzen Sie das Zellkulturmedium täglich durch frisches Medium, verwenden Sie jedes Mal 3 ml und überwachen Sie den Zustand der Zellen in den Konstrukten mit Hilfe der Lichtmikroskopie.</li>
	</ol></li>
</ol>6. Bewertung der Lebensfähigkeit von eSMCs in den gedruckten Konstrukten mittels Live/Dead-Assay-Färbung
<ol><li>Entfernen Sie das Zellkulturmedium nach 5 Stunden Inkubation und waschen Sie die zellbeladenen Konstrukte mit PBS.</li>
	<li>Geben Sie 2 mL der Standard-Calcein-AM/Propidiumiodid-Lösung (1:1000) zu den gedruckten zellbeladenen Konstrukten und inkubieren Sie.</li>
	<li>Waschen Sie die Konstrukte nach einer 45-minütigen Inkubation 3x mit PBS und fügen Sie dann frisches Zellkulturmedium hinzu.</li>
	<li>Beobachten Sie lebende und tote Zellen und nehmen Sie Fluoreszenzbilder mit der konfokalen Laser-Scanning-Mikroskopie (CLSM) auf.</li>
</ol>7. Beobachtung der eSMCs innerhalb der gedruckten Konstrukte mittels FITC-Phalloidin/DAPI-Färbung
<ol><li>Färben Sie die gedruckten Konstrukte mit Fluorescein-Isothiocyanat (FITC), markiertem Phalloidin (Grün) für F-Aktin und 4',6-Diamidino-2-phenylindol (DAPI, blau) für den Kern nach 5 Tagen Inkubation.</li>
	<li>Vorbereitung der Fixierlösung<ol><li>Kombinieren Sie 4 mL 1x PBS mit 0,16 mL Paraformaldehyd (PFA) in einem 5 mL Polyethylen (PE)-Röhrchen, um eine Endkonzentration von 4% zu erreichen.</li>
		<li>Stellen Sie die Kulturschale mit den biogedruckten Konstrukten auf eine saubere Oberfläche. Entfernen Sie das Medium und bedecken Sie die Konstrukte vorsichtig mit der PFA-Lösung, um sicherzustellen, dass sie vollständig eintauchen. Lassen Sie die Fixierung 20 Minuten lang bei Raumtemperatur erfolgen, bevor Sie die Lösung verwerfen. HINWEIS: Gehen Sie während des Zufüge- und Entfernungsprozesses vorsichtig mit Flüssigkeiten um, um die strukturelle Integrität der biogedruckten Konstrukte zu erhalten.</li>
		<li>Geben Sie 2,5 ml 1x PBS in die Kulturschale und tauchen Sie die Konstrukte vollständig ein, um alle verbleibenden Färbereagenzien zu entfernen.</li>
	</ol></li>
	<li>Permeabilisierung der Zellmembran<ol><li>Formulieren Sie eine 0,5%ige Triton X-100-Lösung, indem Sie 20 μl Triton X-100 zu 4 mL 1x PBS in einem 5 mL PE-Röhrchen hinzufügen.</li>
		<li>Verabreichen Sie die Triton X-100-Lösung 30 Minuten lang bei Raumtemperatur, um die Zellmembranen zu durchdringen, und entfernen Sie dann die Lösung.</li>
		<li>Geben Sie 2,5 ml 1x PBS in die Kulturschale und tauchen Sie die Konstrukte vollständig ein, um alle verbleibenden Färbereagenzien zu entfernen.</li>
	</ol></li>
	<li>Blockieren unspezifischer Bindungen<ol><li>Stellen Sie eine 3%ige Blockierungslösung aus Rinderserumalbumin (BSA) in einem 5-ml-PE-Röhrchen her, indem Sie 0,12 mL BSA zu 4 mL 1x PBS hinzufügen.</li>
		<li>Führen Sie die BSA-Lösung 30 Minuten lang bei Raumtemperatur in die Konstrukte ein, um unspezifische Stellen zu blockieren, und verwerfen Sie dann die Lösung.</li>
	</ol></li>
	<li>Aktinfärbung mit FITC-Phalloidin<ol><li>0,2%ige FITC-Phalloidin-Lösung in einem 5 mL PE-Röhrchen mit 4 mL 1x PBS und 8 μl Färbereagenz herstellen.</li>
		<li>Tauchen Sie die Konstrukte 60 Minuten lang bei Raumtemperatur im Dunkeln in diese Lösung und entsorgen Sie dann die Lösung.</li>
		<li>Geben Sie 2,5 ml 1x PBS in die Kulturschale und tauchen Sie die Konstrukte vollständig ein, um verbleibende Färbereagenzien zu entfernen.</li>
	</ol></li>
	<li>Nukleare Färbung mit DAPI<ol><li>Tragen Sie 4 ml DAPI-Färbelösung auf die Konstrukte auf und stellen Sie eine vollständige Abdeckung sicher.</li>
		<li>Inkubieren Sie 20 Minuten lang im Dunkeln bei Raumtemperatur, bevor Sie die DAPI-Lösung entfernen.</li>
	</ol></li>
	<li>Abschließendes Waschen und PBS-Eintauchen: Geben Sie 2,5 ml 1x PBS in die Kulturschale und tauchen Sie die Konstrukte vollständig ein, um verbleibende Fleckenreagenzien zu entfernen. HINWEIS: Bereiten Sie Färbelösungen im Voraus vor und gehen Sie vorsichtig damit um. Zu keinem Zeitpunkt sollten die Zellen innerhalb des Kulturgefäßes austrocknen.</li>
	<li>Beobachtung mit einem konfokalen Mikroskop: Untersuchen und abbilden Sie die gefärbten Konstrukte mit der konfokalen Mikroskopie, um das Zellwachstum zu beurteilen und eine umfassende Dokumentation der Ergebnisse zu gewährleisten.</li>
</ol>8. Bewertung der Proliferation von eSMCs innerhalb der gedruckten Konstrukte mit Hilfe des CCK-8-Assays
<ol><li>Entfernen Sie das Nährmedium an den Tagen 7 und 14 aus den Konstrukten. Waschen Sie die Konstrukte mit PBS, um Medienreste und abgelöste Zellen zu entfernen.</li>
	<li>Fügen Sie jedem Konstrukt CCK-8-Lösung gemäß den Anweisungen des Herstellers hinzu. Stellen Sie sicher, dass das Volumen der CCK-8-Lösung ausreicht, um jedes Konstrukt vollständig abzudecken.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Konstrukte mit der CCK-8-Lösung bei 37 °C für 2 h. Nach der Inkubation wird der Überstand vorsichtig auf eine neue 96-Well-Platte umgefüllt.</li>
	<li>Messen Sie die Extinktion bei 450 nm mit einem Mikroplatten-Reader.</li>
</ol>

Weiterentwicklung des 3D-Bioprintings mit κ-Carrageen-Submikrogel-Medium

<ol>
	<li>Xu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biodegradable+engineered+fiber+scaffolds+fabricated+by+electrospinning+for+periodontal+tissue+regeneration.">Biodegradable engineered fiber scaffolds fabricated by electrospinning for periodontal tissue regeneration.</a> J Biomater Appl. 36 (1), 55-75 (2021).</li><li>Amann, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+graded,+porous+composite+of+natural+biopolymers+and+octacalcium+phosphate+guides+osteochondral+differentiation+of+stem+cells.">A graded, porous composite of natural biopolymers and octacalcium phosphate guides osteochondral differentiation of stem cells.</a> Adv Healthcare Mater. 10 (6), e2001692 (2021).</li><li>Afjoul, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Freeze-gelled+alginate/gelatin+scaffolds+for+wound+healing+applications:+An+in+vitro,+in+vivo+study.">Freeze-gelled alginate/gelatin scaffolds for wound healing applications: An in vitro, in vivo study.</a> Mater Sci Eng C. 113, 110957 (2020).</li><li>Hasanzadeh, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biocompatible+tissue-engineered+scaffold+polymers+for+3D+printing+and+its+application+for+4D+printing.">Biocompatible tissue-engineered scaffold polymers for 3D printing and its application for 4D printing.</a> Chem Eng J. 476, 146616 (2023).</li><li>Fu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cartilage-like+protein+hydrogels+engineered+via+entanglement.">Cartilage-like protein hydrogels engineered via entanglement.</a> Nature. 618 (7966), 740-747 (2023).</li><li>Bertsch, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-healing+injectable+hydrogels+for+tissue+regeneration.">Self-healing injectable hydrogels for tissue regeneration.</a> Chem Rev. 123 (2), 834-873 (2023).</li><li>Hinton, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+printing+of+complex+biological+structures+by+freeform+reversible+embedding+of+suspended+hydrogels.">Three-dimensional printing of complex biological structures by freeform reversible embedding of suspended hydrogels.</a> Sci Adv. 1 (9), e1500758 (2015).</li><li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3d+bioprinting+of+neurovascular+tissue+modeling+with+collagen-based+low-viscosity+composites.">3d bioprinting of neurovascular tissue modeling with collagen-based low-viscosity composites.</a> Adv Healthcare Mater. 12 (25), e2300004 (2023).</li><li>Sreepadmanabh, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Jammed+microgel+growth+medium+prepared+by+flash-solidification+of+agarose+for+3d+cell+culture+and+3d+bioprinting.">Jammed microgel growth medium prepared by flash-solidification of agarose for 3d cell culture and 3d bioprinting.</a> Biomed Mater. 18 (4), 045011 (2023).</li><li>Zeng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+analysis+of+the+residues+of+granular+support+bath+materials+on+printed+structures+in+embedded+extrusion+printing.">Comparative analysis of the residues of granular support bath materials on printed structures in embedded extrusion printing.</a> Biofabrication. 15 (3), 035013 (2023).</li><li>Terpstra, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioink+with+cartilage-derived+extracellular+matrix+microfibers+enables+spatial+control+of+vascular+capillary+formation+in+bioprinted+constructs.">Bioink with cartilage-derived extracellular matrix microfibers enables spatial control of vascular capillary formation in bioprinted constructs.</a> Biofabrication. 14 (3), 034104 (2022).</li><li>Compaan, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gellan+fluid+gel+as+a+versatile+support+bath+material+for+fluid+extrusion+bioprinting.">Gellan fluid gel as a versatile support bath material for fluid extrusion bioprinting.</a> ACS Appl Mater Inter. 11 (6), 5714-5726 (2019).</li><li>Compaan, A. M., Song, K., Chai, W., Huang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cross-linkable+microgel+composite+matrix+bath+for+embedded+bioprinting+of+perfusable+tissue+constructs+and+sculpting+of+solid+objects.">Cross-linkable microgel composite matrix bath for embedded bioprinting of perfusable tissue constructs and sculpting of solid objects.</a> ACS Appl Mater Inter. 12 (7), 7855-7868 (2020).</li><li>Zhang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+3D+printed+biomimetic+scaffolds+based+on+hydrogel+microparticles+for+cell+spheroid+growth.">Direct 3D printed biomimetic scaffolds based on hydrogel microparticles for cell spheroid growth.</a> Adv Funct Mater. 30 (13), 1910573 (2020).</li><li>Zhang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cation-crosslinked+&#954;-carrageenan+sub-microgel+medium+for+high-quality+embedded+bioprinting.">Cation-crosslinked &#954;-carrageenan sub-microgel medium for high-quality embedded bioprinting.</a> Biofabrication. 16, 025009 (2024).</li><li>Lee, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3d+bioprinting+of+collagen+to+rebuild+components+of+the+human+heart.">3d bioprinting of collagen to rebuild components of the human heart.</a> Science. 365 (6452), 482-487 (2019).</li><li>Yao, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slightly+photo-crosslinked+chitosan/silk+fibroin+hydrogel+adhesives+with+hemostasis+and+anti-inflammation+for+pro-healing+cyclophosphamide-induced+hemorrhagic+cystitis.">Slightly photo-crosslinked chitosan/silk fibroin hydrogel adhesives with hemostasis and anti-inflammation for pro-healing cyclophosphamide-induced hemorrhagic cystitis.</a> Mater Today Bio. 25, 100947 (2024).</li><li>Senior, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agarose+fluid+gels+formed+by+shear+processing+during+gelation+for+suspended+3d+bioprinting.">Agarose fluid gels formed by shear processing during gelation for suspended 3d bioprinting.</a> J Vis Exp. (195), e64458 (2023).</li><li>Roche, C. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=durability,+contractility+and+vascular+network+formation+in+3d+bioprinted+cardiac+endothelial+cells+using+alginate-gelatin+hydrogels.">durability, contractility and vascular network formation in 3d bioprinted cardiac endothelial cells using alginate-gelatin hydrogels.</a> Front Bioeng Biotech. 9, 63657 (2021).</li><li>Wang, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+bioprinting+of+tough+hydrogel-based+vascular+conduits+for+functional+blood+vessels.">Microfluidic bioprinting of tough hydrogel-based vascular conduits for functional blood vessels.</a> Sci Adv. 8 (43), (2022).</li><li>Shao, L., Hou, R. X., Zhu, Y. B., Yao, Y. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pre-shear+bioprinting+of+highly+oriented+porous+hydrogel+microfibers+to+construct+anisotropic+tissues.">Pre-shear bioprinting of highly oriented porous hydrogel microfibers to construct anisotropic tissues.</a> Biomater Sci. 9 (20), 6763-6771 (2021).</li></ol>

Die Autoren haben kein finanzielles Interesse an den in diesem Manuskript beschriebenen Produkten.

Die Herstellung von κ-Carrageen-Submikrogel-Suspensionsbädern für den Einsatz im Bioprinting ist ein sorgfältig orchestrierter Prozess, der mehrere kritische Schritte umfasst, um sicherzustellen, dass das resultierende Medium die gewünschten Eigenschaften zur Unterstützung von Biotinten aufweist. Zunächst wird eine κ-Carrageen-Lösung hergestellt, indem das κ-Carrageen-Pulver in deionisiertem Wasser bei erhöhten Temperaturen aufgelöst wird, wodurch eine homog...

Tissue-Engineering-Gerüste, einschließlich elektrogesponnener Fasern, poröser Schwämme und Polymer-Hydrogele, spielen eine zentrale Rolle bei der Reparatur und Rekonstruktion geschädigter Gewebe und Organe, indem sie ein strukturelles Gerüst bieten, das das Zellwachstum, die Geweberegeneration und die Wiederherstellung der Organfunktion unterstützt 1,2,3. Herkömmliche Gerüste stoßen jedoch auf Herausforderungen bei der genauen Nachbildung nativer Gewebestrukturen, was zu einer Diskrepanz zwischen dem technischen und dem natürlichen Gewebe führt. Diese Einschränkung behindert die effiziente Heilung von defektem Gewebe und unterstreicht die dringende Notwendigkeit von Fortschritten beim Gerüstdesign, um eine genauere Biomimikry zu erreichen. Dreidimensionales (3D) Bioprinting ist eine innovative Herstellungstechnik, die komplexe biologische Gewebestrukturen Schicht für Schicht mit Hilfe von Biomaterialtinten und -zellen präzise konstruiert4. Unter den verschiedenen Biomaterialien erweisen sich Polymer-Hydrogele mit ihrem unverwechselbaren Netzwerk, das die In-situ-Verkapselung von Zellen erleichtert und ihr Wachstum entscheidend unterstützt, als ideale Biotinten 5,6. Nichtsdestotrotz neigen viele weiche und hochhydratisierte Hydrogele dazu, während des Druckprozesses eine Unschärfe oder einen schnellen Zusammenbruch der gedruckten Gerüststrukturen zu induzieren, wenn sie als Biotinten verwendet werden. Um diese Herausforderung zu meistern, verwendet die eingebettete 3D-Bioprinting-Technologie ein Mikrogelbad als Stützmaterial, das eine präzise Abscheidung von weicher Biotinte ermöglicht. Nach der Gelierung der Hydrogel-Biotinten werden durch Entfernen des Mikrogelbads veredelte bionische Gerüste mit komplizierten Strukturen erhalten. Materialien wie Gelatine 7,8, Agarose9 und Gellangummi10,11 wurden verwendet, um Mikrogelbäder für den eingebetteten 3D-Biodruck herzustellen und die Anwendung von weichen Hydrogelen im Tissue Engineering erheblich voranzutreiben. Die mikrometergenaue und ungleichmäßige Partikelgröße dieser Partikelgele wirkt sich jedoch nachteilig auf die Auflösung und Wiedergabetreue des 3D-Drucksaus 12,13,14. Es besteht ein dringender Bedarf, einen gelartigen Suspensionsschwimmer mit kleinen und gleichmäßig dispergierten Partikeln herzustellen, der Vorteile bei der Erzielung von High-Fidelity-Bioprinting bietet.
In diesem Protokoll wird ein neuartiges Opfergranulat-κ-Carrageen-Suspensionsbad mit einem einheitlichen Submikron-Gehalt für den eingebetteten 3D-Druck vorgestellt. Dieses innovative Submikrogel-Badverhalten des schnellen Jamming-Unjamming-Übergangs ermöglicht die präzise Herstellung von biomimetischen Hydrogel-Gerüsten mit hoher Strukturtreue15. Unter Verwendung dieses neuen Suspensionsmediums wird eine Reihe von biomimetischen Gewebe- und Organkonstrukten mit mehrschichtigen Gewebestrukturen erfolgreich gedruckt, wobei eine Komposit-Biotinte aus Gelatinemethacrylat und Seidenfibromethacrylat verwendet wird. In dieser Studie haben wir die Speiseröhre als biomimetisches 3D-Bioprinting-Objekt ausgewählt, vor allem weil die Speiseröhre nicht nur eine mehrschichtige Gewebestruktur aufweist, sondern auch ihre Muskelschicht eine innere kreisförmige und eine äußere longitudinale komplexe Schichtstruktur aufweist. Die Sicherstellung der richtigen Ausrichtung und Organisation dieser Schichten ist für die Regeneration des funktionellen Gewebes unerlässlich. Daher ist es uns ein großes Anliegen, die vielschichtige Architektur der Speiseröhre nachzubilden. Noch wichtiger ist, dass wir κ-Carrageen-Submikrogele als Suspensionsbad und GelMA/SFMA als Biotinte verwendeten, um ein biomimetisches Gerüst für das Tissue Engineering zu entwerfen und zu konstruieren. Die gedruckte Speiseröhre kann durch wiederholtes Waschen mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung leicht gelöst werden. Darüber hinaus ist das κ-Carrageen-Submikrogelbad frei von zytotoxischen Substanzen, was eine hohe Zytokompatibilität gewährleistet15. Die glatten Muskelzellen, die in anisotropen Gerüsten geladen sind, zeigen eine bemerkenswerte Spreizaktivität. Dieses einheitliche Sub-Mikrogel-Suspensionsmedium bietet einen neuen Weg für die Herstellung komplexer Gewebe und Organe durch eingebetteten 3D-Biodruck.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3D bioprinter</td>
			<td>Custom-designed</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4&#8217;,6-Diamidino-2-Phenylindole</td>
			<td>Solarbio Life Science</td>
			<td>C0065</td>
			<td>Ready-to-use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>405 nm UV light</td>
			<td>EFL</td>
			<td>XY-WJ01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell Counter</td>
			<td>Corning</td>
			<td>Cyto smart 6749</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal laser scanning microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>STELLARIS 5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM high glucose</td>
			<td>VivaCell</td>
			<td>C3113-0500</td>
			<td>High Glucose, with Sodium Pyruvate and L-Glutamine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dynamic rotational rheometer</td>
			<td>TA Instrument</td>
			<td>Discovery HR-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Esophageal smooth muscle cells</td>
			<td>Supplied by the Department of Cell Biology and Regenerative Medicine, Health Science Center, Ningbo University</td>
			<td></td>
			<td>Primary cells from the rabbit esophagus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum</td>
			<td>UE</td>
			<td>F9070L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescein isothiocyanate labeled phalloidin</td>
			<td>Solarbio Life Science</td>
			<td>CA1610</td>
			<td>300T</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelatin methacrylate</td>
			<td>EFL</td>
			<td>EFL-GM-60</td>
			<td>60% substitution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>k-carrageenan</td>
			<td>Aladdin</td>
			<td>C121013-100g</td>
			<td>Reagent grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lithium Phenyl (2,4,6-trimethylbenzoyl) phosphinate</td>
			<td>Aladdin</td>
			<td>L157759-1g</td>
			<td>365~405 nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Live-Dead kit</td>
			<td>beyotime</td>
			<td>C2015M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplate reader</td>
			<td>Potenov</td>
			<td>PT-3502B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Solarbio Life Science</td>
			<td>P1110&#160;</td>
			<td>4%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/streptomycin</td>
			<td>Solarbio Life Science</td>
			<td>MA0110</td>
			<td>100 &#180;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline</td>
			<td>VivaCell</td>
			<td>C3580-0500</td>
			<td>pH 7.2-7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk fibroin methacrylate</td>
			<td>EFL</td>
			<td>EFL-SilMA-001</td>
			<td>39% substitution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Solarbio Life Science</td>
			<td>T8200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA</td>
			<td>VivaCell</td>
			<td>C100C1</td>
			<td>0.25%, without phenol red</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

embedded bioprinting of tissue-like structures using &#954;-carrageenan sub-microgel medium

Der eingebettete dreidimensionale (3D) Biodruck unter Verwendung eines körnigen Hydrogel-Stützbades hat sich als wichtige Technik für die Erstellung biomimetischer Gerüste erwiesen. Die Entwicklung eines geeigneten Gelsuspensionsmediums, das die präzise Abscheidung von Biotinte mit der Lebensfähigkeit und Funktion der Zellen in Einklang bringt, stellt jedoch mehrere Herausforderungen dar, insbesondere bei der Erzielung der gewünschten viskoelastischen Eigenschaften. Hier wird ein neuartiges κ-Carrageen-Gel-Stützbad durch einen einfach zu bedienenden mechanischen Mahlprozess hergestellt, wodurch homogene submikroskalige Partikel hergestellt werden. Diese Submikrogele weisen ein typisches Bingham-Fließverhalten mit geringer Fließspannung und schnellen Scherverdünnungseigenschaften auf, die eine reibungslose Abscheidung von Biotinten ermöglichen. Darüber hinaus gewährleisten der reversible Gel-Sol-Übergang und die Selbstheilungskräfte des κ-Carrageen-Mikrogel-Netzwerks die strukturelle Integrität der gedruckten Konstrukte und ermöglichen die Schaffung komplexer, mehrschichtiger Gewebestrukturen mit definierten architektonischen Merkmalen. Nach dem Druck können die κ-Carrageen-Submikrogele leicht durch eine einfache phosphatgepufferte Kochsalzlösung entfernt werden. Weiteres Bioprinting mit zellbeladenen Biotinten zeigt, dass Zellen innerhalb der biomimetischen Konstrukte eine hohe Lebensfähigkeit von 92% aufweisen und Pseudopodien schnell vermehren sowie eine robuste Proliferation beibehalten, was auf das Potenzial dieser Bioprinting-Strategie für die Gewebe- und Organherstellung hinweist. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass dieses neuartige κ-Carrageen-Submikrogel-Medium einen vielversprechenden Weg für eingebettetes Bioprinting von außergewöhnlicher Qualität darstellt und tiefgreifende Auswirkungen auf die In-vitro-Entwicklung von gentechnisch hergestellten Geweben und Organen hat.

Tissue engineering scaffolds, including electro-spun fibers, porous sponges, and polymer hydrogels, play a pivotal role in the repair and reconstruction of damaged tissues and organs by providing a structural framework supporting cell growth, tissue regeneration, and the restoration of organ function1,2,3. However, traditional scaffolds encounter challenges in accurately replicating native tissue structures, leading to a mismatch between the engineered and natural tissues. This limitation hinders the efficient healing of defective tissues, emphasizing the urgent need for scaffold design advancements to achieve more accurate biomimicry. Three-dimensional (3D) bioprinting is an innovative manufacturing technique that precisely constructs complex biological tissue structures layer by layer using biomaterial inks and cells4. Among various biomaterials, polymer hydrogels emerge as ideal bioinks with their distinctive network that facilitates in situ encapsulation of cells and crucially supports their growth5,6. Nevertheless, many soft and highly hydrated hydrogels tend to induce blurring or rapid collapse of printed scaffold structures during the printing process when used as bioinks. To address this challenge, embedded 3D bioprinting technology employs a microgel bath as a support material, allowing precise soft bioink deposition. Upon gelation of the hydrogel bioinks, refined bionic scaffolds with intricate structures are obtained by removing the microgel bath. Materials like gelatin7,8, agarose9, and gellan gum10,11 have been employed to create microgel baths for embedded 3D bioprinting, significantly advancing the application of soft hydrogels in tissue engineering. However, the micron-level and non-uniform particle size of these particulate gels detrimentally impacts the resolution and fidelity of 3D printing12,13,14. There is an urgent need to fabricate a gel-like suspension float with small and uniformly dispersed particles, offering advantages in achieving high-fidelity bioprinting.
In this protocol, a novel sacrificial granulate &#954;-carrageenan suspension bath with a uniform sub-micron level is presented for embedded 3D printing. This innovative sub-microgel bath behavior of rapid jamming-unjamming transition facilitates the precise fabrication of biomimetic hydrogel scaffolds with high structural fidelity15. Utilizing this new suspension medium, a series of biomimetic tissue and organ constructs featuring multi-layer tissue structures are successfully printed, employing a composite bioink composed of gelatin methacrylate and silk fibro methacrylate. In this study, we chose the esophagus as the 3D bioprinting biomimetic object mainly because the esophagus not only has a multi-layered tissue structure but also its muscle layer exhibits an internal circular and external longitudinal complex layering structure. Ensuring proper alignment and organization of these layers is essential for functional tissue regeneration. Therefore, we highly desire to replicate the multilayered architecture of the esophagus. More importantly, we utilized &#954;-carrageenan sub-microgels as the suspension bath and GelMA/SFMA as the bioink to design and construct a biomimetic scaffold for tissue engineering. The printed esophagus can be easily released by repeated phosphate-buffered saline washing. Moreover, the &#954;-carrageenan sub-microgel bath is free of cytotoxic substances, ensuring high cytocompatibility15. The smooth muscle cells loaded within anisotropic scaffolds exhibit a notable spreading activity. This uniform sub-microgel suspension medium offers a new avenue for the fabrication of complex tissues and organs through embedded 3D bioprinting.

Autor im Rampenlicht: Entwicklung von homogenen κ-Carrageen-Sub-Mikrogel-Bädern für hochauflösendes 3D-Bioprinting

Eingebettetes Bioprinting von gewebeähnlichen Strukturen mit κ-Carrageen-Submikrogel-Medium

Das körnige κ-Carrageen-Gelbad wurde durch mechanisches Aufbrechen der Bulk-Hydrogele in eine partikuläre Gelaufschlämmung erzeugt. Die jüngste Studie zeigte, dass die κ-Carrageen-Partikel einen durchschnittlichen Durchmesser von etwa 642 ± 65 nm mit einheitlichen Morphologien bei mechanischer Mischung von 1000 U/min15 aufwiesen, was deutlich kleiner ist als die Abmessungen von Mikrogelen, die zuvor in der Literatur berichtet wurden 16,17,18</...

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In dieser Studie wird ein neuartiges κ-Carrageen-Submikrogel-Suspensionsbad vorgestellt, das bemerkenswerte reversible Jamming-Unjamming-Übergangseigenschaften aufweist. Diese Attribute tragen zur Konstruktion biomimetischer Gewebe und Organe im eingebetteten 3D-Bioprinting bei. Das erfolgreiche Drucken von herz-/ösophagusähnlichem Gewebe mit hoher Auflösung und Zellwachstum demonstriert hochwertige Bioprinting- und Tissue-Engineering-Anwendungen.

Embedded three-dimensional (3D) bioprinting utilizing a granular hydrogel supporting bath has emerged as a critical technique for creating biomimetic ...

embedded-bioprinting-tissue-like-structures-using-carrageenan-sub

Research

JoVE Journal

Engineering

Embedded Bioprinting of Tissue-like Structures Using &#954;-Carrageenan Sub-Microgel Medium

637 Aufrufe.  Ningbo University. Das 3D-Bioprinting in einem mikrogelbasierten Suspensionsbad hat eine vielseitige Plattform für die Herstellung komplexer 3D-Strukturen mit weichen Hydrogelen geboten, ist aber immer noch durch die geringe Druckauflösung und -genauigkeit eingeschränkt, was die praktischen Anwendungen der gedruckten Produkte im Tissue Engineering behindert. Die vorliegenden Mikrogelbäder weisen oft große Größen und schlechte Dispersionen auf, was zu einem großen Durchm...

Serie: Autor im Rampenlicht: Entwicklung von homogenen κ-Carrageen-Sub-Mikrogel-Bädern für hochauflösendes 3D-Bioprinting 

Embedded three-dimensional (3D) bioprinting utilizing a granular hydrogel supporting bath has emerged as a critical technique for creating biomimetic scaffolds. However, engineering a suitable gel suspension medium that balances precise bioink deposition with cell viability and function presents multiple challenges, particularly in achieving the desired viscoelastic properties. Here, a novel &#954;-carrageenan gel supporting bath is fabricated through an easy-to-operate mechanical grinding process, producing homogeneous sub-microscale particles. These sub-microgels exhibit typical Bingham flow behavior with small yield stress and rapid shear-thinning properties, which facilitate the smooth deposition of bioinks. Moreover, the reversible gel-sol transition and self-healing capabilities of the &#954;-carrageenan microgel network ensure the structural integrity of printed constructs, enabling the creation of complex, multi-layered tissue structures with defined architectural features. Post-printing, the &#954;-carrageenan sub-microgels can be easily removed by a simple phosphate-buffered saline wash. Further bioprinting with cell-laden bioinks demonstrates that cells within the biomimetic constructs have a high viability of 92% and quickly extend pseudopodia, as well as maintain robust proliferation, indicating the potential of this bioprinting strategy for tissue and organ fabrication. In summary, this novel &#954;-carrageenan sub-microgel medium emerges as a promising avenue for embedded bioprinting of exceptional quality, bearing profound implications for the in vitro development of engineered tissues and organs.

This study introduces a novel &#954;-carrageenan sub-microgel suspension bath, displaying remarkable reversible jamming-unjamming transition properties. These attributes contribute to the construction of biomimetic tissues and organs in embedded 3D bioprinting. The successful printing of heart/esophageal-like tissues with high resolution and cell growth demonstrates high-quality bioprinting and tissue engineering applications.