Diese Arbeit wurde durch einen NSF Grant (2152065) und einen NSF CAREER Award (1846857) unterstützt. Die Autoren danken allen aktuellen und ehemaligen Mitgliedern des Wachs Lab für ihren Beitrag zu diesem Protokoll. Die Diagramme in Abbildung 1 wurden in Biorender erstellt.

Die DRG-Ernte wurde in Übereinstimmung mit dem Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) an der University of Nebraska-Lincoln durchgeführt. Für die Studie wurden weibliche Sprague Dawley-Ratten im Alter von 12 Wochen (~250 g) verwendet. Die Einzelheiten zu den Tieren, Reagenzien und Geräten, die in der Studie verwendet wurden, sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Herstellung und Montage von Geräten mit mehreren Kammern
<ol><li>Computergestütztes Design und 3D-Druck des Mehrkammergeräts HINWEIS: Das MC-Gerät besteht aus drei Kompartimenten für die Isolierung von DRG-Zellkörpern und Neuriten (Abbildung 2A). Das MC-Gerät ist nicht im Handel erhältlich. Die STL-Datei wird jedoch hierin bereitgestellt (Ergänzende Codierungsdatei 1), um den 3D-Druck zu ermöglichen. Das Drucken des MC dauert einen (1) Tag.</li>
	<li>Laden Sie die STL-Datei des MC mit kompatibler Software auf einen Resin 3D-Drucker hoch. HINWEIS: Das ideale Material für den Druck ist ein Hochtemperaturharz. Ein wesentlicher Vorteil der Verwendung von Hochtemperaturharz besteht darin, dass es biokompatibel ist und autoklaviert und wiederverwendet werden kann. Für den Druck des Geräts könnte auch ein Digital Light Processing (DLP) 3D-Drucker oder andere 3D-Drucker verwendet werden.</li>
	<li>Übertragen Sie die gedruckten Geräte für 30 Minuten in eine Waschlösung in Isopropanol (>96%), um Harzreste von der Oberfläche des gedruckten MC-Geräts zu entfernen.</li>
	<li>Die Geräte werden bei 80 °C für 120 min mit einem handelsüblichen Härter nachgehärtet (siehe Materialtabelle). Das Härtungsmittel verbessert die mechanischen Eigenschaften des gedruckten MC-Geräts, indem es Temperatur und UV-Strahlung ausgesetzt wird.</li>
	<li>Die MC-Geräte im Backofen bei 160 °C 180 min thermisch aushärten.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Geräte mit einem Autoklaven für 45 Minuten im Schwerkraftzyklus.</li>
</ol>2. Hydrogel-Vorbereitung
<ol><li>Synthese von methacrylierter Hyaluronsäure (MAHA, 85%-115% Methacrylation) und Charakterisierung unter Verwendung eines von Seidlits et al.20 beschriebenen Protokolls. HINWEIS: Um das Wachstum von DRGs zu unterstützen, werden häufig Dreifach-Hydrogele verwendet, die aus methacrylierter Hyaluronsäure, Kollagen Typ I und Laminin bestehen. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass DRGs häufig in MAHA wachsen, die zwischen 1,25 und 2,5 mg/ml und Kollagen zwischen 2,0 und 4,5 mg/ml liegen. Für Laminin wurde festgestellt, dass 0,75 mg/ml ausreichend sind, um ein robustes Wachstum der DRGs zu gewährleisten. Hier werden Verfahren zur Herstellung eines Dreifachgels mit 1,25 mg/ml MAHA, 4,5 mg/ml Kollagen und 0,75 mg/ml Laminin detailliert beschrieben. Die Hydrogelvorbereitung sollte in einem Laminar-Flow-Schrank erfolgen, um einen aseptischen Arbeitsbereich zu schaffen.</li>
</ol>3. Vorbereitung der Photoinitiatorlösung
HINWEIS: Um den MAHA unter UV-Licht zu vernetzen, ist ein Photoinitiator erforderlich. Es wird häufig in Prozentsätzen von 0,3 % bis 0,6 % verwendet.
<ol><li>Bereiten Sie die Photoinitiatorlösung 3 Tage vor der DRG-Ernte vor.</li>
	<li>Heizen Sie das Beschallungswasserbad auf 37 °C vor, bevor Sie die Photoinitiatorlösung vorbereiten.</li>
	<li>Bereiten Sie mit der sterilen Technik in einer Durchflusshaube eine Natriumbicarbonatlösung von 23,125 mg/ml (NaHCO3) her, indem Sie NaHCO3 in 5x Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM)-HEPES-Lösung auflösen.</li>
	<li>Mischen Sie in einem Glasfläschchen 0,6 % Gew./Vol.-Photoinitiator in einer sterilen phosphatgepufferten Kochsalzlösung (PBS) mit 20 Vol.-% und einer 5X DMEM/HEPES-Lösung mit 80 Vol.-%.</li>
	<li>Um sich vor Licht zu schützen, wickeln Sie das Glasfläschchen in Alufolie ein. Stellen Sie jedoch sicher, dass die Aluminiumfolie entfernt wird, bevor Sie das Fläschchen in das auf 37 °C erhitzte Beschallungswasserbad mit Beschallung zwischen 30 und 40 Minuten überführen. HINWEIS: Die Photoinitiatorlösung muss vor Licht geschützt werden, da sie in Radikale zerfallen und den Polymerisationsprozess in Gang setzen kann, wenn sie Lichtausgesetzt wird 21.</li>
	<li>Sterilfiltrieren Sie die Lösung mit einem 0,22 μm Spritzenvorsatzfilter in ein neues steriles Glasfläschchen.</li>
</ol>4. Auflösung von methacrylierter Hyaluronsäure
<ol><li>Lösen Sie die methacrylierte Hyaluronsäure (hergestellt in Schritt 2) am selben Tag auf, an dem die Photoinitiatorlösung hergestellt wird (Schritt 3).</li>
	<li>Legen Sie das gefrorene lyophilisierte MAHA für 15 Minuten in einen Exsikkator, um es auf Raumtemperatur zu bringen.</li>
	<li>Wiegen Sie in einer Laminar-Flow-Haube und mit der sterilen Wägetechnik das lyophilisierte MAHA in einem Glasfläschchen.</li>
	<li>Geben Sie das erforderliche Volumen der gefilterten Photoinitiatorlösung zu MAHA, um die gewünschte MAHA-Konzentration zu erreichen. Die übliche Endgelkonzentration beträgt 1,25 mg/ml MAHA und 4,5 mg/ml Kollagen.</li>
	<li>Verschließen Sie die Kappe mit Laborsiegelfolie, wickeln Sie das Glasfläschchen mit Aluminiumfolie ein und legen Sie es bei Raumtemperatur auf eine Orbitalschüttelplatte, bis es sich vollständig aufgelöst hat (normalerweise 3 Tage). Gelegentlich die Lösung vortexen, um große MAHA-Klumpen auseinander zu brechen und eine gleichmäßige Auflösung von MAHA zu gewährleisten.</li>
</ol>5. Montage des Geräts
<ol><li>Legen Sie das MC-Gerät einen Tag vor der DRG-Ernte in eine 48-Well-Platte.</li>
	<li>Tragen Sie mit einer 3-ml-Spritze eine dünne Linie Silikongel in die Rille unter dem MC-Gerät (Abbildung 2B) auf. Dies hilft dabei, das Gerät sicher an der Well-Platte zu befestigen.</li>
	<li>Platzieren Sie das MC-Gerät mit Hilfe der Pinzette #3 vorsichtig in der Vertiefung einer 48-Well-Platte, wie in Abbildung 2C gezeigt. HINWEIS: Die Größe des Geräts kann an die beabsichtigte Anwendung angepasst werden, und auf Wunsch kann eine Platte einer anderen Größe verwendet werden. Die Geräte können wiederverwendet werden. Zur Wiederverwendung muss das Hydrogel vorsichtig aus allen Tunneln ausgewaschen werden, und die Laderille unter dem Gerät muss mit 70 % Ethanol unter leichtem Rühren verwendet werden. Nachdem dies abgeschlossen ist, können die Geräte erneut autoklaviert werden, um sie vor der Verwendung zu sterilisieren.</li>
</ol>6. Vorbereitung der Tiere
<ol><li>Autoklavieren Sie alle notwendigen Sezierwerkzeuge vor Beginn der Ernte.</li>
	<li>Besorgen Sie sich eine erwachsene männliche oder weibliche Sprague-Dawley-Ratte im Alter von 12-20 Wochen. Das Geschlecht der Ratte hat keinen Einfluss auf das DRG-Wachstum.</li>
	<li>Euthanasieren Sie die Ratte gemäß dem genehmigten IACUC-Protokoll mit einer CO2 -Überdosierung als primärer Euthanasiemethode und einer bilateralen Pneumothoraxpunktion als sekundärer Euthanasiemethode gemäß den Richtlinien der American Veterinary Medical Association22.</li>
	<li>Legen Sie die Ratte mit der Bauchseite nach unten auf eine sterile Unterlage auf einem Präpariertisch. Sprühen Sie das Fell mit 70% Ethanol ein.</li>
</ol>7. Entnahme der Spinalwurzelganglien (DRG)
<ol><li>Bereiten Sie Trimmmedien vor, die 86 % neurobasales A-Medium, 10 % fötales Rinderserum (FBS), 1 % Penicillin-Streptomycin (PS), 1 % Glutamin und 2 % B27 plus 50x enthalten, und geben Sie es in eine 24-Well-Platte. Dieses Medium und die Well-Platte werden für die vorübergehende Lagerung von geernteten DRGs verwendet, bevor sie in das Hydrogel eingebettet werden.</li>
	<li>Tragen Sie einen Laborkittel, eine OP-Maske, eine Haube, eine Schutzbrille und Handschuhe.</li>
	<li>Schneiden Sie mit einer großen stumpfen Schere durch die Haut an der Basis der Halswirbelsäule und dann die Länge der Wirbelsäule hinunter.</li>
	<li>Um das Blut weiter aus dem Wirbelkanal abzuleiten, schneiden Sie unter den Schulterblättern hindurch und durch den Muskel, um die wichtigsten Blutgefäße zu durchtrennen.</li>
	<li>Verwende eine große, scharfe Schere, um den Muskel von der Wirbelsäule wegzuschneiden. Räumen Sie so viel Muskelmasse wie möglich frei, um die Wirbelsäule sichtbar zu machen.</li>
	<li>Entfernen Sie die dorsalen und lateralen Segmente der Wirbel. Verwenden Sie einen geraden Rongeur und eine scharfe Schere, um die Dorn- und Querfortsätze der Wirbel zu entfernen, beginnend am zervikalen Ende und in Richtung des lumbalen Endes.</li>
	<li>Entferne das Rückenmark. Schneide mit einer kleinen Schere mit scharfer Nase vorsichtig durch die Nervenwurzeln, die mit den DRGs auf beiden Seiten des Rückenmarks verbunden sind. Schneiden Sie das zervikale Ende des Rückenmarks ab und heben Sie es vorsichtig allmählich aus dem Spinalkanal heraus, wobei Sie alle verbleibenden Nervenwurzeln durchschneiden, die mit den DRGs verbunden sind. HINWEIS: Feinmotorik ist unerlässlich, um sicherzustellen, dass der DRG-Aufbau dabei nicht durchtrennt wird.</li>
	<li>Um DRGs freizulegen, verwenden Sie den gebogenen Rongeur, um mehr seitliche Teile der Wirbel zu entfernen. Ziehe von der Mittellinie abwechselnd die Seiten nach außen. Achten Sie darauf, den DRG-Körper nicht zu durchschneiden, da dies die Zellkörper und Axone schädigen kann.</li>
	<li>Entfernen Sie mit der Pinzette #3 und der Federschere mit gerader Kante die DRGs zwischen den einzelnen Ebenen der Wirbel. Fassen Sie die Spinalnervenwurzeln aus dem DRG, ziehen Sie sie vorsichtig aus der Tasche und schneiden Sie das andere Ende des Spinalnervs durch. Achten Sie darauf, den DRG-Aufbau nicht direkt zu greifen.</li>
	<li>Die DRGs werden in Vertiefungen einer 24-Well-Platte (mit Trimmmedien, Schritt 7.1) auf Eis gelegt.</li>
	<li>Nachdem Sie alle DRGs gesammelt haben, räumen Sie den Arbeitsbereich auf, legen Sie den Kadaver in einen Autoklavbeutel und lagern/entsorgen Sie ihn ordnungsgemäß gemäß dem IACUC-Protokoll.</li>
</ol>8. DRG Trimmen und Schneiden
<ol><li>Füllen Sie eine 60 mm Petrischale auf einer sauberen Bank mit Trimmmedien (Schritt 7.1). Stellen Sie das Präparierfernrohr und den Glasperlensterilisator auf und platzieren Sie einen autoklavierten Werkzeugkasten mit Trimmwerkzeugen (#3 Pinzette und Federschere mit gerader Kante) neben dem Zielfernrohr.</li>
	<li>Entfernen Sie unter dem Präparierbereich überschüssiges Gewebe um das DRG herum und schneiden Sie die Nervenwurzeln in der Nähe des DRG-Körpers ab (typischerweise etwas dunkler als die umgebenden Nerven).</li>
	<li>Füllen Sie eine zweite 60-mm-Petrischale mit frischem Medium. Schneiden Sie unter dem Präparierfernrohr die beschnittenen DRGs auf ca. 0,5 mm (oder zwischen 0,5 mm und 0,8 mm) ab. Während des Schneidens wird ein Lineal unter die Petrischale gelegt, um die korrekte geschätzte Größe der geschnittenen DRGs zu erhalten.</li>
	<li>Übertragen Sie die geschnittenen DRGs in eine frische 24-Well-Platte, wobei das Medium auf Eis liegt. HINWEIS: Das Trimmen, Schneiden und Einbetten von DRG sollte in einem Laminar-Flow-Schrank erfolgen, um einen aseptischen Arbeitsbereich zu schaffen. In Ermangelung eines Laminar-Flow-Schranks müssen aseptische Techniken eingehalten werden, wobei ein Minimum an geeigneter persönlicher Schutzausrüstung (PSA) empfohlen wird (Laborkittel, Masken, Schutzbrille und Handschuhe) und alle Werkzeuge während des gesamten Prozesses sterilisiert werden, um eine mögliche Kontamination zu vermeiden.</li>
</ol>9. Kollagen-Neutralisation
<ol><li>Neutralisieren Sie das Kollagen am selben Tag wie die DRG-Ernte nach dem Trimmen und Schneiden der DRGs.</li>
	<li>Bei der Arbeit auf Eis pipettieren Sie ~8,16 % Reinstwasser, ~1,84 % 1 M Natriumhydroxid (NaOH), ~10 % 10x PBS und ~80 % Kollagen des Gesamtvolumens der Lösung in ein Glasfläschchen.</li>
	<li>Langsam mit einer sterilen Pipettenspitze mit geringer Retention mischen, um Kollagen (normalerweise zuletzt hinzugefügt) in die Mischung zu pipettieren. Achten Sie darauf, dass die Pipettenspitze während des Mischens in der Lösung bleibt, um Blasenbildung zu vermeiden. Überprüfen Sie den pH-Wert des neutralisierten Kollagens mit pH-Streifen, um sicherzustellen, dass er ~7 beträgt. HINWEIS: Neutralisiertes Kollagen kann 2-3 Stunden auf Eis aufbewahrt werden, ohne zu gelieren; Daher sollte die Herstellung des Hydrogels zügig durchgeführt werden, sobald das Kollagen neutralisiert ist.</li>
</ol>10. Herstellung von Hydrogelen
<ol><li>Bei der Arbeit auf Eis pipettieren Sie Laminin (bis zu einer Endkonzentration von 0,75 mg/ml) und 1x PBS in ein Glasfläschchen.</li>
	<li>Piptieren Sie mit sterilen Pipettenspitzen mit niedriger Retention neutralisiertes Kollagen und MAHA-Lösung in die Mischung, um die gewünschte Konzentration zu erreichen.</li>
	<li>Langsam mischen und den pH-Wert des resultierenden Hydrogels überprüfen (sollte ~7 betragen).</li>
</ol>11. DRG-Einbettung
<ol><li>Führen Sie eine Einbettung in mehrere Fächer durch.<ol><li>Pipettieren Sie 65,1 μl bzw. 52,8 μl des vorgemischten Hydrogels in die Soma- bzw. Neuritenkompartimente. HINWEIS: Dies setzt die Verwendung von MC-Geräten in einer 48-Well-Platte voraus. Diese Volumes können je nach Größe des verwendeten MC-Geräts geändert werden.</li>
		<li>Betten Sie die geschnittenen DRGs vorsichtig in das Soma-Fach ein (Abbildung 2A) und stellen Sie sicher, dass sie den Boden der Well-Platte nicht zerkratzen. Platzieren Sie das DRG in der Mitte, damit die Neuriten durch die Tunnel in die angrenzenden Kompartimente hineinwachsen können.</li>
		<li>Thermisches Vernetzen des Hydrogels im Inkubator bei 37 °C für 30 min. Schalten Sie währenddessen die UV-Lampe ein, um sich aufzuwärmen.</li>
		<li>Nach der thermischen Vernetzung wird das Hydrogel 90 s lang UV-vernetzt.</li>
		<li>Fügen Sie dem Hydrogel und dem DRG DRG-Wachstumsmedien hinzu und führen Sie nach einer Stunde einen vollständigen Medienwechsel durch, um nicht umgesetzte oder verbleibende Spuren von Photoinitiatoren, die im Medium verbleiben, zu entfernen.</li>
		<li>Führen Sie alle 3 Tage einen halben Medienwechsel durch und überwachen Sie das Wachstum der DRGs durch Betrachten unter dem Mikroskop.</li>
		<li>Nach ~4 Wochen, wenn die DRG-Neuriten zu wachsen beginnen (Abbildung 3A), nehmen Sie Bilder mit dem Fluoreszenzplatten-Imager auf und quantifizieren Sie die Länge der Neuriten mit FIJI (ImageJ).</li>
	</ol></li>
</ol>12. DRG-Einbettung steuern
<ol><li>Pipettieren Sie 250 μl Hydrogel in einer 48-Well-Platte (ohne MC).</li>
	<li>Legen Sie das geschnittene DRG vorsichtig in die Mitte des Wells und auf halbem Weg nach unten in das Hydrogel und achten Sie darauf, dass es den Boden der Well-Platte nicht zerkratzt.</li>
	<li>Thermisches Vernetzen des Hydrogels im Inkubator bei 37 °C für 30 min.</li>
	<li>UV-Vernetzung des Hydrogels für 90 s.</li>
	<li>Geben Sie DRG-Wachstumsmedien zu Hydrogel und DRG und führen Sie nach einer Stunde einen vollständigen Medienwechsel durch.</li>
	<li>Führen Sie alle 3 Tage einen halben Medienwechsel durch und überwachen Sie das Wachstum des DRG, indem Sie es unter dem Mikroskop betrachten.</li>
	<li>Nach ~4 Wochen, wenn die DRG-Neuriten zu wachsen beginnen (Abbildung 3B), nehmen Sie Bilder mit dem Fluoreszenzplatten-Imager auf. HINWEIS: Jedes Hellfeldmikroskop eignet sich für die Bildgebung. Ein automatisiertes plattenbasiertes Mikroskop beschleunigt diesen Prozess. Die kontrollierte Einbettung in einfache Gele ohne das Gerät wird durchgeführt, um das Wachstum von DRG-Neuriten in Multikompartimenten zu vergleichen. Sobald Benutzer bestätigt haben, dass DRGs in MC- und Kontrollgelen ähnlich wachsen, müssen sie die Kontrollgele möglicherweise nicht jedes Mal wiederholen.</li>
</ol>13. DRG-Bildgebung
<ol><li>Nehmen Sie Hellfeldbilder mit 4-facher Vergrößerung mit einem fluoreszierenden Platten-Imager bei verschiedenen Brennweiten auf, um das gesamte DRG- und MC-Gerät zu visualisieren.</li>
	<li>Passen Sie die Helligkeit und den Kontrast des Bildes an, um die Neuriten besser sehen zu können.</li>
	<li>Speichern Sie das Bild als .tiff Datei.</li>
</ol>14. DRG-Neuriten-Quantifizierung
<ol><li>Laden Sie FIJI (ImageJ) herunter und installieren Sie es.</li>
	<li>Öffnen Sie ImageJ. Öffnen Sie die Bilddatei, und stellen Sie sicher, dass die Datei monochrom ist.</li>
	<li>Verstärken Sie den Kontrast, so dass kleinste Neuriten sichtbar sind. Öffnen Sie dazu die Option Helligkeit und Kontrast mit der Tastenkombination Strg+Umschalt+C.</li>
	<li>Passen Sie die Schieberegler des Controllers nach Bedarf an, um die Neuriten zu visualisieren, und klicken Sie auf Anwenden , um die gewünschte Helligkeit und den gewünschten Kontrast zu erhalten.</li>
	<li>Öffnen Sie den Neuriten-Tracer, indem Sie das Menü Plugins öffnen, Segmentierung auswählen und auf Einfacher Neurite Tracer klicken.</li>
	<li>Starten Sie eine neue Spur, indem Sie mit einem Ende des Neuriten direkt gegen den DRG-Körper klicken.</li>
	<li>Klicken Sie auf einen anderen Punkt entlang des Neuriten, um eine Spur hinzuzufügen, bis der Neurit von Ende zu Ende verfolgt wird. Klicken Sie auf Pfad beenden , nachdem Sie den Neuriten verfolgt haben.</li>
	<li>Konvertieren Sie die gezeichnete Länge in reale Einheiten und speichern Sie die Ergebnisse, indem Sie sie kopieren und in Excel einfügen.</li>
	<li>Verwenden Sie das Geradlinigkeitswerkzeug in FIJI, um eine Linie mit der gleichen Länge wie die Maßstabsleiste zu zeichnen (ohne das Ende der Linie loszulassen) und sehen Sie sich den Längenwert an, der unter der Symbolleiste sichtbar ist. Der Längenwert wird für die Konvertierung verwendet.</li>
	<li>Messen Sie die Länge von sechs langen Neuriten, die sich von beiden Seiten des DRG erstrecken (Abbildung 3C,D) und berechnen Sie die durchschnittliche Länge dieser Neuriten, um eine repräsentative durchschnittliche Länge des DRG zu erhalten, wie in Abbildung 4 gezeigt. HINWEIS: Die Immunfärbung wurde an DRG-Explantaten in einfachen Gelen getestet, um das Vorhandensein von nicht-neuronalen Stützzellen zu zeigen7. DRGs werden bei Raumtemperatur in 4 % Paraformaldehyd (PFA) fixiert, dreimal mit 1x PBS für 15 min gewaschen und bis zur Immunfärbung in 1x PBS bei 4 °C gelagert.</li>
	<li>Entfernen Sie bei Explantaten in MC-Geräten das MC-Gerät und befolgen Sie den oben beschriebenen Vorgang7.</li>
</ol>

Fortschrittliches In-vitro-Modell zur Untersuchung der neuronalen Überempfindlichkeit in DRG-Kulturen

<ol>
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K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+hyaluronic+acid+hydrogels+with+tunable+mechanical+properties+on+neural+progenitor+cell+differentiation.">The effects of hyaluronic acid hydrogels with tunable mechanical properties on neural progenitor cell differentiation.</a> Biomaterials. 31 (14), 3930-3940 (2010).</li><li>Tomal, W., Ortyl, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Water-soluble+photoinitiators+in+biomedical+applications.">Water-soluble photoinitiators in biomedical applications.</a> Polymers. 12 (5), 1073 (2020).</li><li>Leary, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Avma+guidelines+for+the+euthanasia+of+animals:+2013+edition.">Avma guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition.</a> Veterinary Medical Association. , (2013).</li><li>Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple,+step-by-step+dissection+protocol+for+the+rapid+isolation+of+mouse+dorsal+root+ganglia.">A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia.</a> BMC Res Notes. 9 (1), 82 (2016).</li><li>Naveed, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+methods+of+dissection+protocols+for+the+rapid+isolation+of+rat+dorsal+root+ganglia+under+the+non-microscopic+condition.">Simple methods of dissection protocols for the rapid isolation of rat dorsal root ganglia under the non-microscopic condition.</a> Neuroscience Research Notes. 6 (2), 212 (2023).</li><li>Perner, C., Sokol, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protocol+for+dissection+and+culture+of+murine+dorsal+root+ganglia+neurons+to+study+neuropeptide+release.">Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release.</a> STAR Protocols. 2 (1), 100333 (2021).</li><li>Bai, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-resolution+anatomical+rat+atlas.">A high-resolution anatomical rat atlas.</a> J Anatomy. 209 (5), 707-708 (2006).</li><li>Bian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+hyaluronic+acid+hydrogel+crosslinking+density+and+macromolecular+diffusivity+on+human+MSC+chondrogenesis+and+hypertrophy.">The influence of hyaluronic acid hydrogel crosslinking density and macromolecular diffusivity on human MSC chondrogenesis and hypertrophy.</a> Biomaterials. 34 (2), 413-421 (2013).</li><li>Haberberger, R. V., Barry, C., Dominguez, N., Matusica, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+dorsal+root+ganglia.">Human dorsal root ganglia.</a> Front Cell Neurosci. 13, 271 (2019).</li><li>Schwaid, A. G., Krasowka-Zoladek, A., Chi, A., Cornella-Taracido, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+rat+and+human+dorsal+root+ganglion+proteome.">Comparison of the rat and human dorsal root ganglion proteome.</a> Scientific Rep. 8 (1), 13469 (2018).</li></ol>

Die Autoren dieser Studie erklären, dass sie keinen Interessenkonflikt haben.

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Ernte adulter Sprague Dawley DRGs und zur Kultivierung in natürlichen 3D-Hydrogelen. Im Gegensatz zu dieser Methode wird bei anderen Ansätzen zur Entnahme von DRGs von Mäusen und Ratten die Wirbelsäule isoliert. Die exzidierte Wirbelsäule wird halbiert und das Rückenmark wird entfernt, um die DRGs 23,24,25 freizulegen. Eine Schädigung des Rückenmarks schränkt die Blutversorgu...

Chronische Schmerzen sind weltweit die Hauptursache für Behinderung und Arbeitsverlust1. Chronische Schmerzen betreffen weltweit etwa 20 % der Erwachsenen und stellen eine erhebliche gesellschaftliche und wirtschaftliche Belastung dar2, wobei die Gesamtkosten in den Vereinigten Staaten jedes Jahr auf 560 bis 635 Milliarden US-Dollar geschätztwerden 3.
Das wichtigste periphere Merkmal bei chronischen Schmerzpatienten ist eine abgesenkte Stimulationsschwelle der Nerven, die dazu führt, dass das Nervensystem besser auf Reize reagiert 4,5. Die erniedrigte Stimulationsschwelle kann zu einer schmerzhaften Reaktion auf einen zuvor nicht schmerzhaften Reiz (Allodynie) oder zu einer verstärkten Reaktion auf einen schmerzhaften Reiz (Hyperalgesie) führen6. Die derzeitigen Behandlungen chronischer Schmerzen sind nur begrenzt wirksam, und Behandlungen, die in Tiermodellen erfolgreich sind, scheitern in Studien am Menschen oft aufgrund mechanistischer Unterschiede in der Schmerzmanifestation7. In-vitro-Modelle, die periphere Sensibilisierungsmechanismen genauer nachahmen können, haben das Potenzial, die Translation neuer Therapeutika zu erhöhen 8,9. Darüber hinaus könnten die Forscher durch die Modellierung wichtiger Aspekte sensibilisierter Nerven in einem Kultursystem ein tieferes Verständnis der Mechanismen entwickeln, die zu niedrigeren Schwellenwerten führen, und neue therapeutische Ziele identifizieren, die diese umkehren10.
Die idealen In-vitro-Plattformen oder mikrophysiologischen Systeme würden die physikalische Trennung von distalen Neuriten und dem Zellkörper der dorsalen Wurzelganglien (DRG), eine dreidimensionale (3D) zelluläre Umgebung und das Vorhandensein nativer Stützzellen umfassen, um die In-vivo-Bedingungen genau nachzuahmen. Eine kürzlich erschienene Arbeit von Caparaso et al.11 zeigt jedoch, dass aktuellen DRG-Kulturplattformen eine oder mehrere dieser Schlüsselfunktionen fehlen, so dass sie für die Replikation von In-vivo-Bedingungen unzureichend sind. Auch wenn diese Plattformen einfach einzurichten sind, ahmen sie nicht die biologische Grundlage der peripheren Sensibilisierung nach und lassen sich daher möglicherweise nicht in vivo wirksam. Um diese Einschränkung zu beheben, wurde ein physiologisch relevantes in vitro Modell für die Kultivierung von Spinalganglien (DRG) innerhalb einer Hydrogelmatrix mit drei isolierten Kompartimenten entwickelt, um eine temporale fluidische Isolierung von Neuriten und DRG-Zellkörpern zu ermöglichen11. Dieses Modell bietet sowohl physiologische als auch anatomische Relevanz, was das Potenzial hat, die periphere Sensibilisierung von Neuronen in vitro zu untersuchen.
Das wachsende Interesse an der Verwendung von DRG-Explantaten in einer 3D-Kultur ist auf ihre Fähigkeit zurückzuführen, ein robustes Neuritenwachstum zu ermöglichen, was als indirekter Indikator für die Lebensfähigkeit von DRG dient12. Während primäre neonatale oder embryonale DRG-Explantate überwiegend in aktuellen In-vitro-Kulturplattformen verwendet werden13,14, bietet die Verwendung von Explantaten von adulten Nagetieren ein besseres Modell der reifen neuronalen Physiologie, das die menschliche DRG-Physiologie im Vergleich zu Explantaten von neonatalen oder embryonalen Nagetieren genau nachahmt15. Explantat-DRGs beziehen sich auf die Erhaltung des zellulären und molekularen Gewebes von nativem DRG-Gewebe, hauptsächlich durch die Erhaltung nativer nicht-neuronaler Stützzellen. In diesem Protokoll wird die Methodik zur Ernte und Kultivierung von DRG-Explantaten von adulten Sprague Dawley-Ratten in einem Gerät mit mehreren Kompartimenten (MC) beschrieben (Abbildung 1).
Die Wirksamkeit wurde bei der Kultivierung von DRGs aus der Hals-, Brust- und Lendenwirbelsäule ohne beobachtbare Unterschiede im Neuritenwachstum gezeigt. Für diese Anwendung bestand das Ziel darin, Neuritenwachstum in die äußeren Kompartimente des Geräts zu erzeugen; Daher wurde in diesem Artikel nicht nach DRG-Stufen unterschieden. Wenn jedoch für ein bestimmtes Experiment benötigt wird, kann das DRG-Niveau an die Bedürfnisse der Experimentatoren angepasst werden. Es gibt derzeit andere kompartimentierte Kulturmodelle für die 3D-Kultur von DRGs16, jedoch enthalten diese Geräte keine konservierten nativen nicht-neuronalen Unterstützungszellen, was die Translation einschränken kann. Die Erhaltung der nativen Struktur von geernteten DRGs ist wichtig, da sie den Erhalt nicht-neuronaler Stützzellen gewährleistet, deren Interaktionen mit DRG-Neuronen für die Aufrechterhaltung der funktionellen Eigenschaften dieser Neuronen unerlässlich sind. In mehreren Studien wurden dissoziierte DRGs mit nicht-nativen neuronalen Zellen wie Schwann-Zellen kokultiviert, um die Myelinisierung von Neuronen zu fördern 17,18,19.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>#5 forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11252-00</td>
			<td>For trimming and cutting DRG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x DMEM</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>D2429</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x PBS (autoclaved)</td>
			<td>Prepared in lab</td>
			<td></td>
			<td>7.3 - 7.5 pH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 well plates</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82050-892</td>
			<td>To temporarily store harvested and cut DRGs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3 mL Syringe sterile, single use</td>
			<td>BD</td>
			<td>309657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>48 well plates</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>677180</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60 mm Petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FB0875713A</td>
			<td>To hold media for trimming and cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminium foil</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>01-213-104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B27 Plus 50x</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>17504044</td>
			<td>For DRG media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagen type I</td>
			<td>Ibidi</td>
			<td>50205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved cup Friedman Pearson Rongeur</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16221-14</td>
			<td>For dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #3 forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11293-00</td>
			<td>For dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>16000044</td>
			<td>For DRG media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Form cure</td>
			<td>Form Labs</td>
			<td></td>
			<td>curing agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Form wash</td>
			<td>Form Labs</td>
			<td></td>
			<td>To wash excess resins off MC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass bead sterilizer</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9531961</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials (8 mL)</td>
			<td>DWK Life Sciences (Wheaton)</td>
			<td>224724</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMax</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>35050-061</td>
			<td>For DRG media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES (1M)</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>H0887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High temp V2 resin</td>
			<td>FormLabs</td>
			<td>FLHTAM02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hyaluronic Acid Sodium Salt</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>53747</td>
			<td>Used to make MAHA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Irgacure</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>410896</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminin</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>344600501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large blunt-nose scissors</td>
			<td>Militex</td>
			<td>EG5-26</td>
			<td>For dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large forceps (serrated tips)</td>
			<td>Militex</td>
			<td>9538797</td>
			<td>For dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large sharp-nosed scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14010-15</td>
			<td>For dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low Retention pipette tips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-707-017</td>
			<td>For pipetting collagen and MAHA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methacrylated hyaluronic acid (MAHA)</td>
			<td>Prepared in lab</td>
			<td>N/A</td>
			<td>85 - 115 % methacrylation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nerve Growth Factor (NGF)</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>556-NG-100</td>
			<td>For DRG media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neurobasal A Media</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>10888022</td>
			<td>For DRG media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin (PS)</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>516106</td>
			<td>For DRG media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH test strips</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>BDH35309.606</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tips (1000 &#181;L)</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>1111-2021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preform 3.23.1 software</td>
			<td>Formslab</td>
			<td></td>
			<td>To upload STL file</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat</td>
			<td>Charles River</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Resin 3D printer</td>
			<td>Form Labs</td>
			<td>Form 3L</td>
			<td>3D printing MC device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small sharp-nosed scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14094-11</td>
			<td>For dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate</td>
			<td>MilliporeSigma</td>
			<td>S6014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight cup rongeur</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16004-16</td>
			<td>For dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight edge spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15024-10</td>
			<td>For dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Scaplel blade (No. 10)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-079-690</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syring filters, PES (0.22 &#181;m)</td>
			<td>Celltreat</td>
			<td>229747</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tiny spring scissors</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>14003</td>
			<td>For trimming and cutting DRG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV lamp</td>
			<td>Analytik Jena US</td>
			<td></td>
			<td>To photocrosslink hydrogel (15 - 18 mW/cm2)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

harvesting, embedding, and culturing dorsal root ganglia in multi-compartment devices to study peripheral neuronal features

Das häufigste periphere neuronale Merkmal des Schmerzes ist eine erniedrigte Stimulationsschwelle oder Überempfindlichkeit der terminalen Nerven aus den Spinalganglien (DRG). Eine vermutete Ursache für diese Überempfindlichkeit ist die Interaktion zwischen Immunzellen im peripheren Gewebe und Neuronen. In-vitro-Modelle haben grundlegende Erkenntnisse geliefert, um zu verstehen, wie diese Mechanismen zur Überempfindlichkeit von Nozizeptoren führen. In-vitro-Modelle stehen jedoch vor der Herausforderung, die Wirksamkeit auf den Menschen zu übertragen. Um dieser Herausforderung zu begegnen, wurde ein physiologisch und anatomisch relevantes in vitro-Modell für die Kultur von intakten Spinalganglien (DRGs) in drei isolierten Kompartimenten in einer 48-Well-Platte entwickelt. Primäre DRGs werden von erwachsenen Sprague-Dawley-Ratten nach humaner Euthanasie geerntet. Überschüssige Nervenwurzeln werden beschnitten und das DRG wird in geeignete Größen für die Kultur geschnitten. DRGs werden dann in natürlichen Hydrogelen gezüchtet, was ein robustes Wachstum in allen Kompartimenten ermöglicht. Dieses Multikompartimentsystem bietet anatomisch relevante Isolierung der DRG-Zellkörper aus Neuriten, physiologisch relevante Zelltypen und mechanische Eigenschaften, um die Wechselwirkungen zwischen Nerven- und Immunzellen zu untersuchen. Somit bietet diese Kulturplattform ein wertvolles Werkzeug für die Untersuchung von Behandlungsisolationsstrategien, was letztendlich zu einem verbesserten Screening-Ansatz zur Vorhersage von Schmerzen führt.

Chronic pain is the leading cause of disability and loss of work globally1. Chronic pain affects about 20% of adults globally and imposes a significant societal and economic burden2, with total costs estimated between $560 and $635 billion every year in the United States3.
The main peripheral feature exhibited by chronic pain patients is a lowered stimulation threshold of nerves, which leads to the nervous system being more responsive to stimuli4,5. The lowered stimulation threshold can result in a painful response to a previously non-painful stimulus (allodynia) or a heightened response to a painful stimulus (hyperalgesia)6. Current chronic pain treatments have limited efficacy, and treatments that succeed in animal models often fail in human trials due to mechanistic differences in pain manifestation7. In vitro models that can more accurately mimic peripheral sensitization mechanisms have the potential to increase the translation of new therapeutics8,9. Further, by modeling key aspects of sensitized nerves in a culture system, researchers could develop a deeper understanding of the mechanisms that drive lowered thresholds and identify novel therapeutic targets that reverse them10.
The ideal in vitro platforms or microphysiological systems would incorporate the physical separation of distal neurites and dorsal root ganglia (DRG) cell body, a three-dimensional (3D) cellular environment, and the presence of native support cells to closely mimic in vivo conditions. However, a recent paper by Caparaso et al.11 shows that current DRG culture platforms lack one or more of these key features, making them insufficient in replicating in vivo conditions. Even though these platforms are easy to set up, they do not mimic the biological basis of peripheral sensitization and thus may not translate to in vivo efficacy. To address this limitation, a physiologically relevant in vitro model has been developed for the culture of dorsal root ganglia (DRG) within a hydrogel matrix with three isolated compartments to allow temporal fluidic isolation of neurites and DRG cell bodies11. This model offers both physiological and anatomical relevance, which has the potential to study peripheral sensitization of neurons in vitro.
The growing interest in the use of DRG explants in a 3D culture is due to their ability to facilitate robust neurite growth, which serves as an indirect indicator of DRG viability12. While primary neonatal or embryonic DRG explants are predominantly used in current in vitro culture platforms13,14, using explants from adult rodents provides a better model of mature neuronal physiology, which closely mimics human DRG physiology compared to explants from neonatal or embryonic rodents15. Explant DRGs refer to the preservation of the cellular and molecular tissue of native DRG tissue, primarily by maintaining native non-neuronal support cells.Herein, this protocol describes the methodology to harvest and culture DRG explants from adult Sprague Dawley rats in a multi-compartment (MC) device (Figure 1).
Efficacy has been shown in culturing DRGs from the cervical, thoracic, and lumbar spine with no observable differences in neurite growth. For this application, the objective was to elicit neurite growth into the outer compartments of the device; therefore, this article did not discriminate among DRG levels. However, if needed for a specific experiment, the DRG level can be tailored to meet experimenters&#39; needs. There are currently other compartmentalized culture models for the 3D culture of DRGs16, however, these devices do not contain preserved native non-neuronal support cells, which can limit translation. Preserving the native structure of harvested DRGs is important because it ensures the retention of non-neuronal support cells, whose interactions with DRG neurons are essential for maintaining the functional properties of these neurons. Several studies co-cultured dissociated DRGs with non-native neuronal cells such as Schwann cells to promote myelination of neurons17,18,19.

Autor im Rampenlicht: In-vitro- und In-vivo-Modelle zur Verbesserung der Wirksamkeit der Behandlung chronischer Schmerzen

Ernte, Einbettung und Kultivierung von dorsalen Wurzelganglien in Geräten mit mehreren Kompartimenten zur Untersuchung peripherer neuronaler Merkmale

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine Technik zur Gewinnung und Kultivierung von DRG von adulten Sprague Dawley-Ratten in einer Vorrichtung mit mehreren Kompartimenten (MC). Wie in Abbildung 1 gezeigt, wurde DRG, das von erwachsenen Ratten entnommen wurde, gekürzt und in ~0,5 mm geschnitten. Die getrimmten und geschnittenen DRGs wurden dann in ein Hydrogel in der Soma-Region des MC-Geräts eingebettet (Abbildung 2) und vor der Neuritenquant...

Dieses Protokoll bietet eine Technik zur Entnahme und Kultivierung von explantierten Spinalganglien (DRG) von adulten Sprague Dawley-Ratten in einem Multikompartiment-Gerät (MC).

The most common peripheral neuronal feature of pain is a lowered stimulation threshold or hypersensitivity of terminal nerves from the dorsal root ganglia ...

harvesting-embedding-culturing-dorsal-root-ganglia-multi-compartment

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Harvesting, Embedding, and Culturing Dorsal Root Ganglia in Multi-compartment Devices to Study Peripheral Neuronal Features

552 Aufrufe.  University of Nebraska-Lincoln. Unsere Forschung zielt darauf ab, einige der zugrunde liegenden Mechanismen zu verstehen, die zu chronischen Muskel-Skelett-Schmerzen beitragen, damit wir neuartige zielgerichtete Behandlungen entwickeln können. So haben wir in vitro und in vivo Modelle für chronische Kreuzschmerzen und neuronale Sensibilisierung entwickelt. Aktuelle Therapeutika, die in vivo in Tiermodellen wirken, scheitern in klinischen Studien oft aufgrund mechanistischer Unterschiede z...

Serie: Autor im Rampenlicht: In-vitro- und In-vivo-Modelle zur Verbesserung der Wirksamkeit der Behandlung chronischer Schmerzen

The most common peripheral neuronal feature of pain is a lowered stimulation threshold or hypersensitivity of terminal nerves from the dorsal root ganglia (DRG). One proposed cause of this hypersensitivity is associated with the interaction between immune cells in the peripheral tissue and neurons. In vitro models have provided foundational knowledge in understanding how these mechanisms result in nociceptor hypersensitivity. However, in vitro models face the challenge of translating efficacy to humans. To address this challenge, a physiologically and anatomically relevant in vitro model has been developed for the culture of intact dorsal root ganglia (DRGs) in three isolated compartments in a 48-well plate. Primary DRGs are harvested from adult Sprague Dawley rats after humane euthanasia. Excess nerve roots are trimmed, and the DRG is cut into appropriate sizes for culture. DRGs are then grown in natural hydrogels, enabling robust growth in all compartments. This multi-compartment system offers anatomically relevant isolation of the DRG cell bodies from neurites, physiologically relevant cell types, and mechanical properties to study the interactions between neural and immune cells. Thus, this culture platform provides a valuable tool for investigating treatment isolation strategies, ultimately leading to an improved screening approach for predicting pain.

This protocol provides a technique to harvest and culture explanted dorsal root ganglion (DRG) from adult Sprague Dawley rats in a multi-compartment (MC) device.