Desarrollo de un algoritmo de realizar un estudio exhaustivo de Disreflexia Autónoma en animales con lesión medular alta El uso de un dispositivo de telemetría

Resumen

The catheter of a telemetry device is implanted into the abdominal aorta in order to continuously collect beat-by-beat hemodynamic data from animals pre and post-high thoracic spinal cord transection. A novel JAVA software was employed to analyze hemodynamic parameters as well as frequency and intensity of spontaneous episodes of autonomic dysreflexia.

Resumen

Spinal cord injury (SCI) is a debilitating neurological condition characterized by somatic and autonomic dysfunctions. In particular, SCI above the mid-thoracic level can lead to a potentially life-threatening hypertensive condition called autonomic dysreflexia (AD) that is often triggered by noxious or non-noxious somatic or visceral stimuli below the level of injury. One of the most common triggers of AD is the distension of pelvic viscera, such as during bladder and bowel distension or evacuation. This protocol presents a novel pattern recognition algorithm developed for a JAVA platform software to study the fluctuations of cardiovascular parameters as well as the number, severity and duration of spontaneously occurring AD events. The software is able to apply a pattern recognition algorithm on hemodynamic data such as systolic blood pressure (SBP) and heart rate (HR) extracted from telemetry recordings of conscious and unrestrained animals before and after thoracic (T3) complete transection. With this software, hemodynamic parameters and episodes of AD are able to be detected and analyzed with minimal experimenter bias.

Introducción

Disreflexia autonómica (DA) es una emergencia que amenaza la vida en los individuos después de la lesión de la médula espinal aguda o crónica (SCI) en los segmentos cervicales o de alto torácica y por lo general se caracteriza por episodios de hipertensión persistente y bradicardia ^1. AD es causada principalmente por la interrupción de las vías descendentes de la columna vertebral que generalmente proporcionan la entrada de los centros supraespinales a las neuronas preganglionares simpáticas espinal que controlan la actividad simpática y el tono vascular ^1-4. AD episodios se caracterizan por un aumento en la presión arterial sistólica (PAS) hasta 300 mm Hg y si no se trata puede provocar convulsiones, hemorragia intracraneal, infarto de miocardio, e incluso la muerte ^5-8. Una variedad de estímulos nocivos y no nocivos actuar como un disparador de la EA, incluyendo intestinal y distensión de la vejiga, espasmos, úlceras por presión, cateterización de la vejiga urinaria o procedimientos iatrogénicos ^9-12.

El desarrollo temporal de AD en respOnse a SCI se ha investigado en ambos humanos y animales ⁹ modelos ^13,14. Normalmente, estos estudios han utilizado un método 'AD inducido "(es decir, la urodinámica, vibrostimulations del pene en el hombre o la distensión colorrectal en los animales) para determinar el desarrollo temporal de la EA. Este enfoque está limitado por la necesidad de evaluaciones repetidas a aislados puntos de tiempo que pueden impedir una determinación precisa de la evolución temporal de la EA. El uso de control de la presión arterial durante 24 horas en los seres humanos permite mediciones de la presión arterial en serie para hacerse a intervalos predeterminados. Esta técnica se ha empleado recientemente para monitorizar espontáneo AD en pacientes con SCI crónica. En modelos animales, transductores de presión de estado sólido están siendo utilizados cada vez más para vigilar crónicamente latido a latido de la presión arterial. Recientemente, Rabchesvky et al. (2012), desarrollado un algoritmo que extrae de un segundo promedios de presión arterial media (MAP) unad en comparación con un umbral promedio móvil de ^15. AD eventos espontáneos se caracterizaron en base a picos MAP que son 10 mm Hg o más por encima del umbral simultáneamente con una caída de HR de 10 latidos por minuto o más.

Aquí se presenta un novedoso software de Java que se ha construido en un algoritmo de detección de AD. Este algoritmo funciona mediante la detección de patrones predeterminados en la presión sanguínea arterial (ABP) y la frecuencia cardíaca (FC) que son indicativos de un evento que ocurre de forma espontánea AD. El usuario es capaz de ajustar manualmente todas las variables de entrada para el software de tal manera que el "algoritmo de detección" se puede personalizar fácilmente para los parámetros específicos de interés. El software también es capaz de dicotomizar ABP y HR en una época determinada de tal manera que la ritmicidad diurna de parámetros hemodinámicos se puede analizar ^16. En el presente manuscrito, una explicación detallada se da de la técnica quirúrgica que se utiliza para implantar los dispositivos de telemetría y llevar a cabo la cirugía de SCI. ExTambién se proporcionan ejemplos con respecto a las capacidades de procesamiento posterior del software de detección de anuncio y la función cardiovascular se altera después de la SCI. Con fines comparativos, la metodología y los resultados obtenidos a partir de un método de AD inducida conocida como la distensión colorrectal (CRD) también se ilustra.

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Protocolo

Wistar macho (Hsd: WI Wistar) ratas a 7 semanas de edad y un peso de 300-350 g se utilizaron en este experimento. Todas las ratas se mantuvieron en un ciclo de 12 horas de luz / oscuridad y recibieron comida para ratas de laboratorio estándar y agua ad libitum. Todos los procedimientos experimentales se ajustaban a la guía para el cuidado y uso de animales de experimentación establecido por el Consejo Canadiense de Protección de los Animales y la aprobación ética otorgado por la Universidad de la Columbia Británica. Cirugía y cuidado de los animales se llevaron a cabo de acuerdo con procedimientos estándar en nuestro laboratorio (Ramsey et al. 2010) ^17.

1. Preparación de los animales: Procedimientos Quirúrgicos

1. La implantación del dispositivo de telemetría
   Nota: El protocolo se llevó a cabo de acuerdo con las especificaciones del fabricante y nuestra experiencia anterior con la implantación del producto: ¹⁶
   1. Pre-tratamiento de los animales con enrofloxacina, una vez al día durante 3 días (10 mg / kg, s.c.) antes de la cirugía.
   2. Retire los alimentos sólidos de la jaula 9-13 horas antes de la cirugía. dieta de reemplazo de comida nutritiva suave puede ser proporcionada durante este período.
   3. Anestesiar los animales utilizando una dosis de inducción de 4% de isoflurano en una cámara de inducción y una dosis de mantenimiento de aproximadamente 1,5% de isoflurano (con 1 a 1,5 L / min de oxígeno) mediante un circuito Bain. Utilice el reflejo del dedo del pie de presión y los reflejos corneales para evaluar si los animales están en el plano quirúrgico de anestesia. La respiración debe ser controlado, para evaluar si la profundidad de la anestesia es demasiado alto (es decir, la tasa de respiración muy lenta y jadeante, pálido membranas mucosas) o demasiado baja (es decir, respiraciones rápidas y superficiales que indican que el animal no pueden estar en un plano quirúrgico de anestesia ). La dosis como sea necesario Repita seguimiento de plano quirúrgico de anestesia aproximadamente cada 5 min durante la cirugía y ajustar isoflurano.
      Nota: Todas las cirugías se llevaron a cabo utilizando una técnica aséptica: en concreto, los cirujanos usanbatas quirúrgicas, gorro, mascarilla y guantes estériles. Se observa procedimiento abierto enguantado, en autoclave paquete quirúrgico que contiene los instrumentos quirúrgicos se abre mediante una técnica estéril y el animal se cubre antes de comenzar la cirugía. Los instrumentos quirúrgicos son punta-esterilizado en granos calientes entre cirugías (por hasta cinco cirugías). esponjas quirúrgicas y gasas se esterilizan en autoclave antes de su uso. Durante la cirugía, los animales se mantienen en una manta con circulación de agua mantenido a 37 ° C.
   4. Administrar buprenorfina (0,02 mg / kg; sc) inmediatamente antes de la cirugía. Además, administrar ketoprofeno (5 mg / kg; sc) antes de la cirugía para proporcionar analgesia multimodal. Administrar bupivacaína (5 mg / kg; sc) inmediatamente antes de la cirugía para proporcionar un bloque de línea local. Tras el afeitado del abdomen, aplicar hisopos de clorhexidina y 70% de etanol (tres veces cada uno), seguido de la povidona yodada durante al menos 1 min alterna, y retirar con 70% de etanol (cada vez con un alcohol recién abierto limpiar). Hisopado de la pielse hace de manera concéntrica comenzando en el centro de la línea de incisión y dando vueltas hacia fuera (a fin de no contaminar el área de "/ espalda sucesivamente" movimientos). Use hisopos de gasa estéril y desechar entre cada aplicación. Este proceso se repite tres veces antes de comenzar la cirugía animal. Mientras recortado y quirúrgicamente fregado, mantener a los animales en un cono de nariz conectado a un circuito de no respiración del aire exhalado Bain bajo dosis de mantenimiento de aproximadamente 1,5% de isoflurano. Ajuste del nivel de isoflurano según sea necesario para mantener al animal en un plan quirúrgico de anestesia.
   5. Se practica una incisión abdominal en la línea media 5 cm de longitud de corte a través de los músculos y del peritoneo exponer los intestinos.
   6. Retraer los intestinos (esto expondrá la aorta descendente en la pared posterior del abdomen), cubrir el intestino con una gasa estéril quirúrgica humedecida con 2-3 ml de solución de Ringer y mantener la humedad con otros timbres con la frecuencia necesaria para evitar la desecación del tejido a través del procedimiento .
   7. Blunt diseccionar alrededor de la aorta y se separa la aorta de la vena cava inferior utilizando un espátulas iris.
   8. Coloque ligaduras (8-0 suturas de monofilamento) alrededor de los extremos rostral y caudal de la capa más externa de la adventicia de la aorta, justo distal a la arteria renal.
   9. Levantar la ligaduras oclusión brevemente el flujo sanguíneo y la punción de la aorta al nivel de 1 a 2 mm anterior a la bifurcación ilíaca con una inclinación aguja de calibre 25 a 90 ° en la punta.
   10. Guiar la punta del catéter del dispositivo de telemetría en la aorta usando una aguja curva 20-Gauge. Avanzar rostral para asegurarse de que la punta es justo distal a las arterias renales
       1. Fijarla con una pequeña cantidad de adhesivo tisular. Retire las ligaduras y asegurar que no haya obstrucción del flujo sanguíneo debido al adhesivo catéter o tejido.
   11. Fijar el cuerpo del dispositivo de telemetría en la pared abdominal usando suturas de seda 4-0. Utilice Vicryl 4-0 y 4-0 suturas de Prolene para cerrar el muscLe y la piel, respectivamente.
2. Cuidado de telemetría implantación post-quirúrgica
   Nota: Durante los primeros 14 días posteriores a la cirugía los animales deben ser revisados ​​por lo menos 3 veces al día, además de una evaluación de seguimiento detallado una vez al día. Evaluar los animales en 7 categorías: peso corporal, aspecto físico (dolor se evaluó basándose en las señales como el aumento de la producción de porfirina visto alrededor de los ojos, la nariz y las patas delanteras, y los signos mueca facial), el comportamiento / actividad, la defecación, piel (incluyendo encorvado, piloerección , cicatrización de la incisión y seroma), la hidratación y la respiración.
   1. Alimentar a los animales con frutas, variedad de cereales, la dieta de reemplazo de comida nutricional suave, y proporcionar agua a voluntad, durante 6 días después de la implantación del dispositivo de telemetría. Los animales deben tener comida para roedores sólido regular retenido por primera día post operatorio. Inyectar animales con solución de Ringer lactato calentado (5 ml) por vía subcutánea durante los primeros 3 días después de la cirugía y en la aparienciade los síntomas de la deshidratación. Administrar solución de Ringer (5 ml) según sea necesario en la evaluación de los animales (signos de tienda de campaña de la piel, las orejas pálidas / membranas mucosas) durante la mañana y la tarde cheques.
   2. Administrar enrofloxacina (10 mg / kg, sc) y ketoprofeno (5 mg / kg, sc) una vez al día, durante 3 días después de la operación. Administrar buprenorfina (0,02 mg / kg, sc) durante la mañana y la tarde (es decir, cada 12 horas) durante los siguientes 3 ​​días después de la cirugía. Una dosis de medio día de la buprenorfina (0,02 mg / kg, sc) se puede administrar si se observan signos de dolor / malestar.
3. La transección completa de la médula espinal
   Nota: los animales puedan recuperarse de una cirugía de implante de telemetría durante al menos 14 días antes de la cirugía completa transección T3.
   1. animales, trate previamente con enrofloxacina profiláctica (10 mg / kg, sc) durante tres días antes de la cirugía SCI.
   2. Anestesiar los animales bajo una dosis de inducción de 4% de isoflurano como se describió anteriormente. Promover,inyectar animales con clorhidrato de ketamina (70 mg / kg, ip) y clorhidrato de dexmedetomidina (0,5 mg / kg, ip).
      Nota: Para las cirugías de transección completa, la vasodilatación causada por isoflurano presenta muy a menudo problemas con la hemostasia, una vez se secciona el cable. Este problema se puede evitar mediante el uso de cóctel de ketamina / dexmedetomidina. Los animales deben ser anestesiados por 20-25 minutos, y se invierten usando atipamezol (1 mg / kg, sc) después de la cirugía de la transección de la médula espinal.
   3. Pre-operativamente administrar buprenorfina por vía subcutánea (0,02 mg / kg), y ketoprofeno (5 mg / kg). Administrar bupivacaína (5 mg / kg; sc) inmediatamente antes de la cirugía para proporcionar un bloque de línea local. Al afeitarse el abdomen, cepillos de clorhexidina y un 70% de etanol alterna (tres veces cada uno), seguido de la povidona yodada se debe aplicar por lo menos durante 1 min, y se retira con un 70% de etanol (cada vez con un alcohol de reciente apertura limpiar). Los cepillos deben ser hechas de manera concéntrica a partiren el centro de la línea de incisión y dando vueltas hacia fuera (a fin de no contaminar el área de "/ espalda sucesivamente" movimientos). Utilice una gasa estéril y desechar entre cada aplicación. Repetir el proceso tres veces antes de iniciar la cirugía animal. Mientras recortado y quirúrgicamente fregado, mantener a los animales en un cono de la nariz bajo dosis de mantenimiento de aproximadamente 1,5% de isoflurano (ajustado según sea necesario para mantener plano quirúrgico de anestesia). A lo largo de la duración de la cirugía, los animales se mantienen en la manta con circulación de agua mantenido a 37 ° C.
   4. Se practica una incisión en la línea media dorsal de 2 cm de longitud, en el músculo superficial que recubre el C8-T3 vértebras.
   5. Blunt diseccionar el fin de revelar la capa dura.
   6. Perforar la capa dura con micro tijeras o con la punta de una aguja de calibre 25.
   7. Abrir la duramadre en el espacio intervertebral T2-T3 y realizar una transección completa utilizando micro tijeras. Abrir las micro tijeras, pero no suficientes lateralmente a reventar arterie vertebrals y venas. En rápido movimiento seccionar la médula espinal y la búsqueda de una contracción exagerada en las extremidades traseras de los animales. Confirmar una transección completa a través de la separación visual de los tocones de la médula espinal rostral y caudal.
   8. Después de la confirmación, coloque espuma de gel entre los tocones para lograr la hemostasia. Aplicar suficiente espuma de gel para detener el sangrado y para separar los muñones de la médula espinal.
   9. El uso de Vicryl 4-0 y 4-0 suturas de Prolene para cerrar el músculo y la piel, respectivamente. Después de la cirugía SCI, dar a los animales pre-calentado solución de Ringer lactato (5 ml, sc a 30 ° C) y dejar que se recuperan en un ambiente de temperatura controlada.
4. La transección de la médula espinal atención postquirúrgica
   Nota: Durante los primeros 14 días posteriores a la cirugía los animales deben ser revisados ​​3 veces al día, además de una evaluación de seguimiento detallado una vez al día. Después de 14 días de evaluación detallada de vigilancia puede repetirse cada dos días. Evaluar los animales en 7 categoRies: peso corporal, aspecto físico (dolor se evalúan en función de signos como porfirina y muecas faciales), el comportamiento / actividad, la defecación, piel (incluyendo encorvado, piloerección, la cicatrización de la incisión y seroma), hidratación y la respiración. Durante los primeros 5-7 días vejigas debe ser comprobado y expresado al menos 3 veces por día.
   1. Alimentar a los animales con frutas, variedad de cereales, para reemplazar comidas y dieta blanda nutricional, y proporcionar agua a voluntad, durante 8-14 días después de la cirugía transección de la médula espinal. Inyectar animales con solución de Ringer lactato calentado (5 ml) por vía subcutánea durante los primeros 3 días después de la cirugía y en los síntomas de la deshidratación. Administrar la solución de Ringer (5 ml) según sea necesario en la evaluación de los animales durante los controles.
      Nota: después de la transección de la médula espinal, las ratas presentan una parálisis de las extremidades traseras, y deambular usando flexión y extensión de las extremidades anteriores, que se conserva en este modelo de lesión. Las ratas carecen de apoyo tronco y cola. Facilitarsu movimiento en la jaula, una rejilla de goma debe colocarse debajo de las camas copos de avena. Esto permite que las ratas para captar la rejilla con las patas delanteras, y se mueven fácilmente en la jaula para acceder a comida y agua. La ropa de cama debe ser cambiada diariamente. En el día 7 después de la transección de la médula espinal, la ropa de cama de avena debe ser sustituida por su lecho de virutas de madera original. La ropa de cama copos de avena se utiliza desde ratas que recibieron la buprenorfina puede desarrollar pica en el que comen ropa de cama y esto puede causar retenciones esofágicas. Copos de avena son no se ha observado la impactación absorbente del esófago con copos de avena.
   2. Administrar enrofloxacina (10 mg / kg, sc) y ketoprofeno (5 mg / kg, sc) una vez al día durante 3 días después de la operación. Administrar buprenorfina (0,02 mg / kg, sc) durante la mañana y la tarde (es decir, cada 12 horas) durante los siguientes 3 ​​días después de la cirugía. Una dosis de medio día de la buprenorfina puede administrarse si se observan signos de dolor / malestar.

2. La telemetríaEl seguimiento de los parámetros hemodinámicos

1. Recoger latido a latido de la presión arterial (ABP) y la temperatura central del cuerpo todos los días durante las 24 horas, pre y post SCI. Muestra la presión arterial y la temperatura corporal central a 1.000 Hz en 24 bloques hr utilizando el dispositivo de telemetría.
2. Colocar un SmartPad debajo de la jaula de los animales para la recarga inalámbrica del transductor y para la recepción de señales digitales telémetro de los transductores.
   Nota: La tensión de salida se hace pasar posteriormente a un configurador conectado a un ordenador, que organiza el flujo de datos desde cada canal. El voltaje se convierte en los registros de presión sanguínea arterial y temperatura continuas. Visualizar los datos de la muestra utilizando el software de adquisición de datos, tales como LabChart.
3. Descartar los datos de telemetría recogidos durante la monitorización de los animales, así como el 10 min inmediatamente antes de la monitorización y 10 min después de la supervisión.

3. Evaluación de la espontánea INCIDcias de Disreflexia Autónoma (AD)

Nota: La frecuencia, severidad y duración de los eventos espontáneos AD se evaluaron utilizando un algoritmo desarrollado por nuestra propia novela AD Detección JAVA software de plataforma (Figura 4). Un nuevo algoritmo ha sido desarrollado para detectar automáticamente los eventos de AD espontáneas basadas en 24 horas de grabaciones de PAS y de telemetría HR antes y después de SCI utilizando los parámetros especificados en la figura 2.

1. Extraer valores de PAS y de recursos humanos a partir de los datos de telemetría primas durante el período de interés utilizando el software de adquisición.
   Nota: El software de adquisición detecta y determina el valor de los picos de PAS de grabaciones continuas ABP. La frecuencia cardíaca se extrapola mediante la determinación de la distancia duración entre picos adyacentes PAS.
2. Cargar un archivo CSV de las grabaciones de telemetría con un intervalo entre latidos en la columna A, los valores de PAS de la columna B, valores de PAM en la columna C y la hora del día icolumna n D (Figura 4A).
3. Usando el software (Figura 4B-D), especificar el rango de HR fisiológica relevante (es decir, R a R intervalo) para las grabaciones de PAS entre 180 ppm y 625 ppm. Especificar el rango de recursos humanos relevante en el software bajo los paneles del ritmo cardíaco mínimo y máximo del ritmo cardíaco.
4. Crear un umbral para la PAS y de recursos humanos a través de una ventana de media móvil de 240 seg. Indicar la longitud de la ventana del umbral promedio móvil para el análisis en el panel de umbral AD Duración.
5. Establecer un umbral transpuesta PAS a 20 mmHg por encima de la línea de base media móvil. Indicar el valor de la transposición en el panel de umbral medio de transposición de BP en movimiento.
6. Aislar grupos pico de PAS que exceden el umbral transpuesto con un intervalo de pico a pico de menos de 2 segundos y con una duración de más de 10 seg. Especificar el intervalo de pico a pico con el interpicos Intervalo de BP y la duración intervalo usando los paneles Pico Cluster intervalo de ebullición.
7. racimos pico Grupo PAS que están dentro de 120 segundos el uno del otro.
   Nota: Detectado eventos AD potenciales que están dentro de 120 segundos el uno del otro serían agrupados como un solo evento. Especificar la duración máxima permitida entre grupos consecutivos de PAS para diferenciar los eventos de anuncios independientes en el panel AD umbral de duración.
8. Confirmar si el grupo de clusters de pico de PAS se asocian con un potencial evento AD espontánea mediante la detección de una caída de la HR de 40 bpm o mayor.
   1. Promedio de 10% de los valores de FC sobre el inicio del evento potencial (especifique el porcentaje de la frecuencia cardiaca superior del panel medio rango de la gota). Promedio el 75% de los valores de frecuencia cardiaca a partir del final del evento potencial (especificar este porcentaje en la parte baja la frecuencia cardíaca soltar panel de gama media).
   2. Restar el umbral de frecuencia cardíaca más baja desde el umbral de la frecuencia cardiaca superior, con el fin de asegurar una corresponding caída de 40 latidos por minuto o más. Especificar la restricción gota ritmo cardíaco usando el panel de restricción de caída de la frecuencia cardíaca.
9. Una vez que los paneles se han llenado, pulse OK. Una presentación gráfica de los eventos detectados se presentan AD, que incluyen los picos en la PAS y datos de recursos humanos asociados (Figura 4C-D). Una salida archivo de Excel también se genera con la respuesta presora (mmHg), la duración (segundos), máx presión arterial sistólica (mmHg), HR mínimo (lpm) y la caída de HR (bpm) de cada evento detectado AD.

4. colorrectal distensión para provocar intencionalmente dC

Nota: La gravedad de AD inducida se puede determinar a través de la distensión colorrectal (CRD), un estímulo clínicamente relevante que imita el intestino rutina ^3,18,19.

1. Verificar el globo de un catéter francés (recta, 10 franceses, 3 ml, 35 cm, libre de látex) no tiene fugas por inflarlo con 2 ml de aire.
2. restringir THe animales envolviendo en una toalla y permita el PA y la FC se estabilice durante media hora.
3. Coloque lubricante en la punta del catéter. Colocar una marca en el catéter con un marcador permanente, de 2 cm desde el centro del globo. El catéter se inserta a través del ano en el colon hasta que la marca es sólo visible en la apertura. Fijar el catéter a la cola con cinta quirúrgica. Volver a colocar el animal envuelto en su jaula colocada en el receptor SmartPad que coincida con el transductor implantado dentro del animal. Deje que la PA del animal para normalizar durante 10 minutos.
4. Después de la inserción del catéter y el período de aclimatación asociado (es decir, 10 min), infundir el globo con 2 ml de aire durante 10 s, permitir BP y HR para estabilizar. Mantener la distensión durante 1 min. Asegúrese de que la punta del catéter permanece en el interior del recto. Es importante no sobre-inflar el globo (es decir, 3 ml +) con el fin de evitar la ruptura del colon.
   Nota: Distensión de una duración de 1 min y# 160; permite un tiempo adecuado para el desarrollo de la respuesta presora y la barorreceptores mediada gota HR asociado con un episodio inducida de la EA. Además, este periodo de 1 min también proporciona el tiempo suficiente para la normalización de los índices cardiovasculares.
5. Repetir 3 veces por la distensión de prueba, ensayos repitiendo todos los días con un intervalo mínimo de 10 minutos entre los ensayos. Una vez que la evaluación haya finalizado, retire el catéter de Foley del animal.
6. Promedio de los datos latido a latido en intervalos de 1 segundo y reportan el máximo incremento de la PAS y la máxima disminución de recursos humanos a través de múltiples ensayos.

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Resultados

El uso de telemetría, la presión sanguínea arterial se muestrea a una frecuencia de 1000 Hz de forma continua durante 24 hr. Una grabación ilustrativo de la presión sanguínea arterial (ABP) usando LabChart se muestra en la Figura 1B. El ABP muestra se controló mediante un sensor de presión de estado sólido insertado en la aorta descendente. La novela de software de detección de AD plataforma Java es capaz de extraer picos relevantes PAS (mmHg) (Figura 1C). También podemos ext...

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Discusión

El protocolo describe una implementación detallada de un nuevo software de detección de AD plataforma Java que se combina con un dispositivo de telemetría, para un análisis exhaustivo a largo plazo de ABP en SCI-animales (Figura 1B). Esta es la primera de software que permite la caracterización de patrones de PAA para detectar eventos de AD espontáneas que se producen esporádicamente a lo largo de la duración del día. Un modelo animal T3 SCI bien caracterizado puede ilustrar la capacidad funcio...

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Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
11 Male Wistar Rats -Hsd-WI (250-300g)	Envigo (formerly Harlan Laboratories)	141
Lab Chart (PowerLab® Data Acquisition System)	AD Instruments
Pressure Telemeter	Millar Inc.	RP-TRM54P
Configurator	Millar Inc.	TR190
SmartPad	Millar Inc.	TR180
Isoflurane (Aerrane)	Baxter Corp.	DIN: 02225875
Enrofloxacin (Baytril)	Bayer Healthcare	DIN: 02169428
5-0 Silk Sutures	Ethicon	S182
4-0 Vicryl Subcuticular	Ethicon	J496G
Buprenorphine (Temgesic)	Reckitt Benckiser	DIN: 0281250
Bupivicaine Hydrochloride (Marcaine 0.5%)	Hospira Healthcare Corp.	DIN: 02305909
Ketoprofen (Anafen)	Merial	DIN: 02150999
Ketamine Hydrochloride (Vetalar)	Bioniche	DIN: 01989529
Dexmedetomidine Hydrochloride (Domitor)	Pfizer	DIN: 02333929
Lactated Ringer's Solution	Braun Medical Inc.	DIN: 01931636
Gelfoam #12	Pharmacia & Upjohn Company	03603-14-1
Microscissors	Fine Science Tools	15003-008
Iris Spatulae	Fine Science Tools	10094-13
10 French 35 cm Foley Catheter	Coloplast	AA6110
Dietgel®	Clear H2O, Westbrook, ME	76A
LabDiet Rodent Diet 5001	Purina Mills (PMI®)	5001
Chlorhexadine (Hibitane)	Wyeth Animal Health, Guelph, Ontario	DIN 00245097
Atipamezole Hydrochloride(Antisedan)	Orion Pharma	DIN: 02237744