JoVE Logo
Autores
Contáctenos

Iniciar sesión

Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

En este artículo

  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

Proponemos un protocolo estandarizado para caracterizar la composición celular de etapa tardía las lesiones ateroscleróticas murinas como métodos sistemáticos de disección animal, tejido inclusión, seccionamiento, tinción y análisis de las arterias braquiocefálicas de atheroprone músculo liso células linaje seguimiento ratones.

Resumen

Aterosclerosis es la principal causa de muerte en todo el mundo y, a pesar de innumerables estudios preclínicos que describe objetivos terapéuticos prometedores, nuevas intervenciones han permanecido esquivas. Esto es probablemente debido, en parte, a una dependencia de modelos preclínicos prevención investigando los efectos de la manipulación genética o tratamientos farmacológicos sobre el desarrollo de aterosclerosis en lugar de la enfermedad establecida. También, resultados de estos estudios son a menudo confusión debido al uso de análisis superficial de la lesión y la falta de caracterización de poblaciones de células de la lesión. Para ayudar a superar estos obstáculos traslacionales, proponemos una mayor dependencia en los modelos de intervención que emplean la investigación de los cambios en la composición celular a nivel unicelular por tinción de inmunofluorescencia y microscopía confocal. Para ello, se describe un protocolo para las pruebas de un supuesta agente terapéutico en un modelo murino de la intervención como un enfoque sistemático para la disección animal, inclusión, corte, coloración y cuantificación de las lesiones de la arteria braquiocéfala. Además, debido a la diversidad fenotípica de las células dentro de las lesiones ateroscleróticas de la tarde-etapa, describimos la importancia del uso de sistemas de linaje de la célula-específica, inducible calco ratón y cómo esto se puede aprovechar para la caracterización objetiva de poblaciones celulares de la lesión aterosclerótica. Juntos, estas estrategias pueden ayudar a los biólogos vasculares con mayor precisión las intervenciones terapéuticas del modelo y analizar la enfermedad aterosclerótica y que se traducirán en una mayor tasa de éxito en los ensayos clínicos.

Introducción

La ateroesclerosis es la principal causa de morbilidad y mortalidad en todo el mundo que la mayoría de las enfermedades coronarias, enfermedades de las arterias periféricas y accidente cerebrovascular. Aterosclerosis coronaria de etapa tardía pueden llevar a complicaciones severas, incluyendo la contabilidad de la infracción miocardio casi el 16% del mundo población mortalidad1,2. Debido a su impacto devastador en la salud pública, se han hecho esfuerzos importantes para descifrar los mecanismos de conducción de progresión de la aterosclerosis, así como para desarrollar nuevas estrategias terapéuticas. Sin embargo, la tasa de probabilidad de aprobación (LOA) de ensayos clínicos para la enfermedad cardiovascular es entre los más bajos en comparación con otros campos clínicos (sólo 8,7% para la fase I)3. Esto puede explicarse en parte por muchas barreras que ateroesclerosis plantea al desarrollo de drogas eficaces incluyendo su naturaleza casi omnipresente, clínicamente silenciosa progresión y heterogeneidad de la enfermedad significativa. Por otra parte, el diseño subóptimo de los estudios preclínicos en animales también puede explicarse por la falta de éxito en la traducción clínica. En concreto, creemos que es necesario implementar estudios de intervención siempre que sea posible investigar la eficacia de estrategias terapéuticas. Además, hay una necesidad crítica para llevar a cabo procedimientos estandarizados para el análisis de la lesión incluyendo caracterización avanzada de composición celular de la etapa tardía de la lesión aterosclerótica phenotyping y asignación de destino.

La gran mayoría de los estudios de aterosclerosis se centrará en modelos de prevención de la aterosclerosis consisten en drogas tratamiento gene manipulación o (golpe de gracia o knock-in) en los ratones jóvenes sanos, antes de la iniciación de la enfermedad y la progresión. Estos estudios han descubierto un gran número de genes y moléculas de señalización que juegan un papel en el desarrollo de aterosclerosis. Sin embargo, la mayoría de estos objetivos no se traducen en terapias eficaces en humanos. De hecho, es difícil extrapolar el efecto de que una terapia tiene en ratones jóvenes saludables a pacientes ancianos con lesiones ateroscleróticas avanzadas. Como tal, la realización de estudios de intervención en la preclínica experimental probablemente proporciona una representación más precisa de la pertinencia y la eficacia de una nueva terapéutica. La idea es apoyada por los efectos sorprendentemente divergentes de inhibición de la citocina proinflamatoria interleukina-1β (IL-1β) cuando emplee una prevención4,5,6 o intervención estrategia7. Diferencias entre prevención y estudios de intervención sugieren que diversos procesos celulares ocurren en diferentes fases de desarrollo de aterosclerosis y destaca el hecho de que están probables que estudios de prevención suficientes para modelar el escenario clínico adecuadamente.

La American Heart Association publicó recientemente una Declaración científica que detalla las recomendaciones para el diseño experimental apropiado procedimiento estandarización, análisis y reporting de ateroesclerosis animal estudios8. Se destacan los beneficios y limitaciones de las técnicas predominantes utilizadas en el campo. Por ejemplo, la cara en Sudán IV tinción de la aorta se realiza a menudo como una primera lectura. Aunque cara en tinción de Sudan IV de deposición de lípidos es un método adecuado para la evaluación de la carga global de la placa, es incapaz de distinguir las lesiones de la estría grasa incipiente de lesiones más avanzadas de última etapa. Como tal, la interpretación de la cara en la coloración es a menudo ambigua y superficial9. Análisis cuidadoso del tejido secciones utilizando el tamaño de buque, lesión y la luz de parámetros morfológicos y la cuantificación de los índices de estabilidad de la lesión proporciona una comprensión más precisa del efecto de un experimento.

Finalmente, estudios de histopatología humana han sugerido que la composición celular es un mejor predictor de la ruptura que el tamaño de la lesión, con pobres de lesiones en células de músculo liso (SMC) y ricos en macrófagos, siendo más susceptibles a la ruptura10, 11. Estas observaciones se basaron en coloración para marcadores clásicamente utilizados para la identificación de la célula (es decir, ACTA2 para SMC o LGALS3 CD68 de macrófagos). Sin embargo, la expresión de estos marcadores no está estrictamente restringida a un solo tipo de células en las lesiones ateroscleróticas debido a la plasticidad de los linajes múltiples incluyendo SMC, células endoteliales y células mieloides12. En particular, la identificación inequívoca del SMC en la lesión aterosclerótica fue prácticamente imposible hasta la última década debido a la característica de estas células para dedifferentiate y reprimir sus genes marcador de linaje específico (un proceso denominado fenotípica de la conmutación) en13de los vasos lesionados o enfermos. Esta limitación en la identificación de SMC ha sido burlada por el desarrollo del linaje seguimiento7,14,15,16,17,18, 19 , 20 , 21 , 22 , 23 , 24. se compone de etiquetado permanentemente SMC y sus crías para seguir su destino y evolución fenotípica durante la progresión de aterosclerosis mediante la combinación de la expresión del recombinase de Cre impulsado por promotores específicos de SMC (es decir, Myh117,15,17,18,19,20,21,22,23 , 24,25,de Acta226 y SM22α14,16) y la activación de Reporteros (p. ej., proteínas fluorescentes, β-galactosidasa) [revisado en Bentzon y Majesky 201827]. En uno de los primeros estudios con seguimiento de linaje SMC fuera de ajuste de la embriogénesis, Speer et al.14 proporcionó evidencia que SMC puede modular su fenotipo y transdifferentiate en condrogénica de células durante la calcificación vascular mediante el uso de un modelo de seguimiento de linaje SM22α Cre R26R LacZ. Aunque estos estudios fue pionero en seguimiento del linaje SMC, que estaban parcialmente equívocos en que cualquier dado SMC no expresando su SM22α en el ajuste de la enfermedad sería marcado por el reportero. Esta limitación ha sido soslayada por el desarrollo y uso del tamoxifeno-inducible Cre ERT/LoxP que permite un control temporal de etiquetado de la célula. Celular se produce exclusivamente durante el parto de tamoxifeno y se limita a la célula expresando células específicas del tipo promotor conducir expresión Cre ERT en el momento de la exposición a tamoxifeno, evitando el trazado alternativo de tipos de células activando Cre en el ajuste de la progresión de la enfermedad. Seguimiento del linaje de SMC en la aterosclerosis, el tamoxifeno-inducible Myh11- Cre/ERT2 transgen asociado a reporteros fluorescentes (eYFP7,15,del17,18 , 21, mTmG19,25, confeti20,22,23 estudios de expansión clonal) ha demostrado una notable eficacia y especificidad en las SMC y ha utilizado para destino mapa SMC las poblaciones en las lesiones ateroscleróticas en estudios recientes. Lo importante, estos estudios revelaron que: 1) 80% de SMC dentro avanzado hacer lesiones ateroscleróticas no expresa ningún convencionales marcadores SMC (ACTA2, MYH11) utilizados en análisis immunohistological y por lo tanto habría sido identificado erróneamente sin seguimiento del linaje 17; 2) subconjuntos de SMC expresan marcadores alternativos tipos de células incluyendo marcadores de macrófagos o de células madre mesenquimales marcadores16,17,19; y 3) SMC invertir y rellenar la lesión aterosclerótica por expansión oligoclonal y clones SMC mantienen plasticidad a la transición a poblaciones fenotípicamente diferentes20,23. Para resumir, ahora está claro que las células musculares lisas presentan una notable diversidad fenotípica en las lesiones ateroscleróticas y pueden tener papeles beneficiosos o perjudiciales sobre la patogénesis de la lesión según la naturaleza de sus transiciones fenotípicas. Estos descubrimientos representan una nueva vía terapéutica notable para dirigidos a los SMC atero-promover fenotípica las transiciones en la última etapa de aterosclerosis.

En este documento, proponemos un protocolo estandarizado para el análisis de fase las lesiones ateroscleróticas murinas como métodos sistemáticos para la disección de animales, inclusión, seccionamiento, tinción y cuantificación de las lesiones de la arteria braquiocéfala. Para determinar el efecto de inhibición de la interleucina-1β en destino SMC y fenotipo, utilizamos el linaje SMC ApoE- / - ratones alimentados con una dieta occidental para 18 semanas antes de recibir inyecciones semanales de un anticuerpo anti-IL1β o emparejado de isotipo IgG control de seguimiento.

Protocolo

Cría, manejo y procedimientos fueron aprobados por la Universidad de Virginia y el Comité de uso y cuidado de los animales institucional Universidad de Pittsburgh.

1. generación de SMC linaje seguimiento ratones

  1. Raza Myh11- Cre/ERT2 machos28 (Jackson Laboratory; #019079) con hembras de EYFP R26R (Jackson Laboratory; 006148 #) para obtener Myh11- Cre/ERT2+ R26R EYFP+ + machos.
  2. Raza la Myh11- Cre/ERT2+ R26R EYFP+ + varones con ApoE- / - ratones hembra (Jackson laboratory; #002052). Cruza de la progenie y seleccione por genotipificación Myh11- Cre/ERT2+ R26R EYFP+ + ApoE- / - hombre y R26R EYFP+ + ApoE- / - ratones femeninos como criadores finales. Clip de cola y realizar genotipado en hermanos de camada. Todos los ratones masculinos deben ser Myh11- Cre/ERT2+ R26R EYFP+ + ApoE- / - y pueden utilizarse como ratones experimentales (figura 1A).
    Nota: Protocolos de genotipado pueden encontrarse en el sitio web del laboratorio de Jackson. El transgén Cre/ERT2 de Myh11 está situado en el cromosoma Y, que el uso de las hembras. Pueden utilizarse otros sistemas de rastreo de linaje, pero este sistema es hasta la fecha la estrategia de seguimiento más fiable de linaje al mapa destino SMC en la aterosclerosis.

2. músculo liso células linaje-calco ratón dieta y tratamientos

  1. Tener hombre Myh11- Cre/ERT2+ R26R EYFP+ + ApoE- / - ratones reciben una serie de inyecciones de 1 mg tamoxifeno de seis a ocho semanas de edad para etiquetar permanentemente Myh11+ SMC con YFP y seguir su destino (figura 1 A).
    1. Caliente el aceite de cacahuete a 55 ° C.
    2. Añadir tamoxifeno en precalentado aceite de maní para preparar una solución 10 mg/ml e incubar a 55 ° C hasta disolución completa del tamoxifeno.
    3. Realizar una inyección intraperitoneal con 0,1 mL de solución de tamoxifeno de 10 mg/mL para una serie de diez inyecciones durante dos semanas.
      Nota: El tamoxifeno es un biológico y debe manipularse con cuidado.
  2. Cinco a siete días después de la última inyección con tamoxifeno, substituya dieta chow con dieta alta en grasas (p. ej., dieta occidental 42% kcal de grasa; colesterol total 0.2%) para una duración de 18 semanas para permitir el desarrollo de lesiones ateroscleróticas avanzadas, que constantemente se desarrolla en múltiples lechos vasculares incluyendo el arco aórtico, arteria braquiocéfala y raíz aórtica, la aorta abdominal.
  3. En 18 semanas de dieta alta en grasas de alimentación, iniciar intervención terapéutica para la duración deseada (figura 1B).
    Nota: Como ejemplo, se realizaron inyecciones intraperitoneales semanales con un anticuerpo anti-IL1β o un comparable de isotipo IgG del control entre 18 y 26 semanas de dieta alta en grasas.
  4. Retire el alimento a los ratones rápidos de 8 a 16 h antes de la cosecha para realizar lecturas precisas de triglicéridos y colesterol del plasma del tejido.

3. cosecha de la arteria braquiocéfala (BCA)

  1. Eutanasia animal debe seguir las normas y requisitos de cuidado Animal y el Comité uso (ACUC). Eutanasia a los ratones experimentales por CO2 asfixia durante aproximadamente 5 minutos y verificar muerte pizca del dedo del pie.
  2. Peso del ratón y recoger la sangre.
    1. Peso del ratón
    2. Rociar el lado ventral del ratón con el 70% etanol
    3. Realizar punción cardiaca mediante la inserción de una aguja de 25G conectada a una jeringa de 1 mL en el ventrículo del lado izquierdo de la cavidad torácica. 0.1 a 1 mL de sangre se puede recoger.
    4. Transferir la sangre a un tubo de vacío con EDTA mediante lavado de la jeringa y coloque el tubo en un eje de balancín o rotador durante 10-15 minutos.
    5. Transferencia de sangre a un tubo de 1.5 mL y centrifugar durante 10 minutos 250 x g a 4 ° C. Con cuidado retirar la fase superior del plasma con una pipeta y consejos adecuados y transferir a un tubo nuevo. Almacenar a-20 ° C antes de medir el colesterol y los triglicéridos.
      Nota: la sangre puede utilizarse para estudios adicionales, incluyendo recuentos de células sanguíneas y otros componentes de la sangre incluyendo citoquinas o células inmunitarias perfilado.
  3. Hacer una incisión de aproximadamente 2 cm de la piel en la parte central del abdomen utilizando tijeras y tirar la piel para dejar al descubierto la cavidad abdominal. Cortar el peritoneo hasta el esternón sin dañar los tejidos. Hacer dos cortes en la línea axilar media del tórax, teniendo cuidado de no dañar el corazón y los pulmones.
  4. Levantar el esternón con las pinzas y cortar el diafragma para exponer parcialmente el corazón. Si el corazón no es fácilmente accesible, recorte la caja torácica bastante para llegar a la aurícula derecha.
  5. Perfusión del ratón con un sistema de perfusión por gravedad (figura 2A). Instale el sistema de perfusión de gravedad tal que la presión del líquido de perfusión es equivalente a la presión media de sangre murina (figura 2B). Este sistema permite consistencia en perfusión y ambos mantiene el buque morfología y rubores glóbulos rojos.
    Nota: Como referencia, ratones C57Bl6 tienen una presión arterial fisiológica entre 120 mmHg (presión arterial sistólica promedio) y 70 mmHg (presión arterial diastólica promedio)29,30. Presión sistólica y diastólica promedio puede variar con el fondo genético del ratón.
    1. Conecte un 23 o 25G mariposa aguja para el sistema de perfusión por gravedad y ejecutar con tampón fosfato salino (PBS) a través de la aguja para expeler el aire de los tubos. Inserte la aguja en el ventrículo izquierdo y fije la aguja en el lugar. Usando las tijeras de iris, haga una pequeña incisión (< 2 mm) en la aurícula derecha o en la aorta ascendente.
    2. Perfusión con 5 mL de PBS, luego 10 mL de solución al 4% paraformaldehido (PFA), a continuación 5 mL de PBS. Utilizar solución PFA de PBS y 4% a temperatura ambiente.
    3. Recoja los tejidos de interés (por ejemplo, hígado, pulmón, bazo) y colóquelos en la solución PFA 4%.
  6. Exponer el BCA
    1. Limpie el área del cuello eliminando la piel y las glándulas salivales.
    2. Realizar un corte hacia abajo de la línea media del esternón a través del manubrio con unas tijeras. Tenga cuidado de que las tijeras alojarán cerca de la parte posterior del esternón para no dañar la vasculatura situada muy por debajo del esternón. Tirar de ambos lados de la caja torácica con pinzas para abrir completamente la cavidad torácica. Carótidas deben ser parcialmente visibles.
    3. Limpiar tirando de los músculos y del tejido conectivo y eliminación de la grasa con una pinza fina hasta la carótida derecha, la arteria braquiocéfala, la bifurcación de la subclavia y el arco aórtico se limpien y aislados de los circundantes del tejido conectivo y grasa (figura 2C).
  7. Quitar el BCA
    1. Con unas pinzas, agarre la carótida derecha por debajo de su bifurcación y hacer un corte inicial sobre el fórceps (figura 2D).
    2. Todavía con la carótida, hacer un segundo corte a través de la arteria subclavia. Los dos cortes finales son a través del arco aórtico, a ambos lados de la arteria braquiocéfala (figura 2D).
    3. Recoger otros tejidos vasculares de interés (p. ej., aorta abdominal, parte superior del corazón que contiene la raíz aórtica).
    4. Coloque el BCA y otros tejidos en la solución PFA 4% durante la noche a temperatura ambiente.
      Nota: El tiempo de fijación debe mantenerse constante durante todo el estudio.

4. tejido transformación y seccionamiento

  1. Quitar el tejido del 4% PFA y en una cinta de tejido marcado (figura 3A). Use almohadillas de espuma en el cassette para el tejido conservan su orientación y permanece en el cartucho por el paso de proceso (figura 3B). Cierre los cassettes y sumerja en etanol al 70% hasta el procesamiento (24 a 72 h) de tejidos.
    1. Proceso BCA y otros tejidos recogieron para histológica e inmunofluorescentes de tinción como se indica a continuación (ejemplo de procedimiento de rutina durante la noche utiliza un procesador con penetración vacío): 10% neutro tamponada de formalina durante 30 min a temperatura ambiente (2 x), 75% etanol de 60 minutos a 30 ° C (1 x), etanol al 90% durante 60 min a 30 ° C (1 x), etanol al 95% durante 60 min a 30 ° C (1 x), etanol al 100% durante 60 min a 30 ° C (x 3), xileno durante 60 min a 30 ° C (x 3) y cera de parafina durante 80 minutos a 62 ° C (x 3).
  2. Embed BCA verticalmente, con el arco aórtico más cercano a la cara del bloque (figura 3C).
  3. Cortar el bloque de parafina en un micrótomo rotatorio (10 μm de espesor) hasta alcanzar el tejido embebido.
  4. Una vez que el tejido esté visible, examinar una sección bajo un microscopio para determinar la posición. Si el arco aórtico es aún visible, quitar hasta diez 10 μm secciones a la vez, examinar una sección en cada intervalo.
  5. Cuando el arco aórtico ha sido seccionado a través de la arteria braquiocéfala es visible, ajustar la orientación del bloque a la posición del tejido totalmente perpendicular a la cuchilla de micrótomo.
  6. Corte el BCA en un espesor de sección de 10 μm. En ese momento, todas las secciones se recogen en serie con tres secciones por diapositiva. Recoger hasta llegar a la bifurcación de la subclavia (figura 3D).
    Nota: Es importante cortar el BCA con un espesor de sección de 10 μm para la adquisición de la imagen confocal posterior z-stack y célula contando. Este espesor permite la evaluación rigurosa y no cofinaciación de la asociación entre un núcleo único y citoplasmática o membrana coloración aunque la profundidad de la sección transversal.

5. inmunofluorescente de tinción

Nota: Una caracterización completa de las lesiones ateroscleróticas incluye evaluación de parámetros morfológicos y los índices de placa estabilidad o inestabilidad y composición celular que no sea el objetivo del presente Protocolo. Morfología de la lesión, el contenido de colágeno y intraplaque hemorragia pueden ser analizadas por Movat7,17, rojo Picrosirio 7,31, Ter119 tinción 7,18, respectivamente. Aquí, describimos el protocolo para el análisis de la composición celular de las lesiones.

  1. Incubar los portaobjetos en las siguientes soluciones a temperatura ambiente bajo una campana química: xileno para 5 minutos (2 x), etanol al 100% durante 5 minutos (2 x), etanol al 95% durante 5 minutos (2 x), etanol 70% durante 5 minutos (2 x) y H2O desionizada (diH2O) durante 5 minutos (2 x).
  2. Incube los portaobjetos en solución de recuperación de antígenos según instrucciones del fabricante.
    1. Con ácido cítrico basado solución Desenmascarando al antígeno (véase Tabla de materiales), diluir 3 mL de solución en 320 mL de diH2O. lugar de las diapositivas en una tinción depósito y relleno en la parte superior con la solución de recuperación de antígeno preparado.
    2. Llene cualquier ranuras vacías en la parrilla con diapositivas en blanco para asegurar incluso la calefacción. Cubrir el recipiente con una tapa para permitir la solución de recuperación de antígeno a hervir sin evaporación.
    3. Calentar los portaobjetos en un horno de microondas por 20 min a aproximadamente 675-700 vatios. Revise las diapositivas regularmente y reemplazar evaporado líquido con diH2O que las secciones permanecen sumergieron en solución desenmascarar en todo momento.
    4. Permita que el portaobjetos se enfríen en la solución por 1 h a temperatura ambiente.
  3. Disolver 6 g de gelatina de piel de pescado (FSG) en 1 L de PBS. PBS/FSG se utiliza como buffer de lavado. Preparar una solución de bloqueo de suero normal de 10% en PBS/FSG.
    Nota: La gelatina de piel de pescado se utiliza en la preparación de la solución amortiguadora de bloqueo. FSG no contiene proteínas de suero que pueden cruz-reaccionar con los anticuerpos mamíferos, minimizando el ruido de fondo. Sin embargo, otra opción bloqueo debe preferir con sistemas de detección de biotina como FSG contiene biotina endógena. El tipo de suero normal utilizado se basa en el anticuerpo secundario utilizado. Cuando se utilizan anticuerpos secundarios burro, suero normal equino debe seleccionarse para bloqueo y anticuerpo diluciones.
  4. Incube los portaobjetos en PBS durante 5 minutos a temperatura ambiente. Secciones de tejido de círculo con un lápiz hidrofóbico. Cubrir las secciones con el amortiguador de bloqueo suero normal FSG de PBS durante 1 h a temperatura ambiente. Preparar la solución primaria del anticuerpo en el suero normal FSG de PBS durante este paso mientras que los tejidos están bloqueando.
  5. Incubar con anticuerpos primarios diluidos en suero de PBS/FSG/normal durante la noche a 4 ° C en una cámara de humedad. Una sección por diapositiva debe ser incubada con una mezcla de anticuerpos de IgG control en la misma concentración como los anticuerpos primarios para control de especificidad del anticuerpo primario.
  6. Lavar los portaobjetos así a temperatura ambiente: PBS/FSG durante 5 minutos (3 x), entonces PBS durante 5 minutos (1 x).
  7. Incubar con anticuerpos secundarios conjugados fluoróforo (véase Tabla de materiales) y diamidino-2-phenylindole (DAPI) núcleo contratinción diluido en suero normal FSG de PBS durante 1 h a temperatura ambiente. Proteja los portaobjetos de la luz.
  8. Lavar portaobjetos como se describe en el paso 5.6.
  9. Montaje de diapositivas, utilizando los medios de montaje adecuados para fluorescencia (véase Tabla de materiales).

6. confocal microscopio

Nota: El uso de un microscopio confocal y la adquisición de z-stack es fundamental para contar los unicelulares.

  1. Definir los parámetros de adquisición a ser utilizados durante todo el estudio: imagen resolución (1024 x 1024 o 2048 x 2048 pixeles); Camino óptico y el número de canales, que son una función de la combinación de anticuerpos secundarios seleccionados; velocidad de escaneado (recomendado velocidad de escaneado: 7-8); y canal de interferencia diferencial (DIC) de contraste.
  2. Mediante secciones teñidas con el control de IgG y anticuerpos primarios, establecer la sensibilidad del detector, energía del laser y offset para cada canal individual. El control de IgG se utiliza para reducir al mínimo la señal de fondo.
  3. Configurar las posiciones superiores e inferiores para la adquisición de z-stack. Predeterminar el espesor y el número de pilas para adquirir. Estos parámetros deben permanecer constantes durante todo el estudio.
    Nota: Se recomiendan de 8 a 10 pilas de 1 μm de grosor. Permanecer constante en el número de pilas de imágenes durante todo el estudio.
  4. Imagen tejido las secciones manchadas con anticuerpos primarios y control de IgG por todos los canales incluyendo DIC.
  5. Por lo menos una imagen con una barra de escala para la calibración de la imagen durante la cuenta de célula de la etiqueta.

7. célula contando

  1. Instalar y abrir ImageJ. Si es necesario descargar Plugins en la sección Descargar > entrada y salida del ImageJ web para abrir el archivo de imagen generada dependiendo del formato de las imágenes generadas por el microscopio confocal.
  2. Abra el archivo de imagen en ImageJ.
  3. Calibrar la imagen con una escala de referencia bar usando la imagen generada en 6.6.
  4. Delimitar la región de interés en que célula contando será realizada utilizando el canal DIC (figura 4).
    Nota: Una región puede ser delineada en un momento. Dependiendo de las preguntas experimentales, única célula contando se puede realizar en el área entera (véase 7.3.1) o en una sublocalización de la lesión. Por ejemplo, investigación de la zona de la cubierta fibrosa (ver 7.3.2) es particularmente relevante ya que su composición celular es un importante indicador de la propensión de la lesión a la ruptura.
    1. Delimitar la zona de la lesión siguiendo la frontera de lumen (figura 4A, flechas blancas) y la lámina elástico interna (figura 4A, flechas amarillas) visible en la imagen del Cid.
    2. Para el análisis de la zona de la cubierta fibrosa, determinar la frontera distante de 30 μm de la luz y trazar la frontera ( figura 4B-D).
      Nota: El área de la cubierta fibrosa clásica se define como la región enriquecida en ACTA2 + células y colágeno apoyo del lumen (figura 4B). El enriquecimiento en ACTA2 + células y colágeno desempeña un papel fundamental en la estabilidad de la lesión. Estudios anteriores han determinado que el área cubierta fibrosa rica ACTA2 + celular promedio un espesor de 30 μm desde el lumen en SMC-linaje rastreo ApoE- / - ratones alimentaron con una dieta de alto contenido de grasa de 18 a 26 semanas (figura 4C). Así, cuidada caracterización de los efectos de la manipulación genética o tratamiento farmacológico en la composición celular de la zona de cubierta fibrosa es muy relevante.
  5. Abra el panel de Herramientas de canales (imagen > Color > herramientas del canal) y manchas de pseudo-color los diferentes canales (figura 5A, cuadro 1).
  6. Combinar los canales de color (imagen > Color > combinar colores) (figura 5A; cuadro 2). Todos los canales deben ser visibles en la misma imagen (figura 5B). Activar y desactivar los canales de color individuales mediante el panel de Herramientas de canal (figura 5A, cuadro 1).
  7. Configurar la herramienta recuento.
    1. Haga clic en el icono de cuenta en la barra de herramientas (figura 5C; cuadro 1) y seleccione Herramienta de múltiples puntos.
    2. Haga doble clic en el mismo icono para abrir el panel de Punto de herramienta (figura 5C; cuadro 2).
    3. Seleccione el tipo y tamaño de los elementos para contar las células.
    4. Compruebe Mostrar todo.
  8. Abra el canal DAPI sólo en el panel de Herramientas de canal y seleccione el canal de contador 0 (figura 5C; cuadro 3). Haga clic en núcleos individuales que serán etiquetados (e.g., amarillo puntos en la figura 5C, D). Desplazamiento z-pilas para contar todos los núcleos teñidos en la región de interés. El número de eventos se indica a continuación el canal de contador en el panel de la Herramienta de punto (figura 5C; cuadro 4).
  9. Encender otro canal tinción (por ejemplo, tinción de eYFP). Seleccione el canal del contador 1. Haga clic en celdas en el cual hay una colocalización entre DAPI y la coloración. Para la tinción citoplásmica, seleccionadas células con tinción rodea el núcleo en la profundidad del núcleo (ver varias pilas de z).
  10. Repetir modificando la coloración combinaciones y selección de nuevos canales de contador para contar las poblaciones celulares de interés. El color de cada punto representa una población de células diferentes(figura 5). Resultados se pueden expresar como el número de células al número total de DAPI o número de células al área de la región.

Resultados

Myh11- Cre/ERT2 R26R-EYFP Apoe- / - ratones fueron inyectados con tamoxifeno entre seis y ocho semanas de edad antes de ser alimentados con una dieta alta en grasas. En 18 semanas de dieta alta en grasas de alimentación, dos grupos de ocho ratones trataron semanalmente con un anticuerpo monoclonal anti-IL-1β de ratón o un comparable de isotipo IgG del control en 10 mg/kg durante 8 semanas (figura 1)7. Ratones fue...

Discusión

A pesar de décadas de investigación y los avances técnicos en el estudio de la aterosclerosis, el campo tiene una historia decepcionante de traducir los resultados científicos en terapias clínicas34,35. Este fenómeno puede explicarse en parte por las discrepancias en los modelos animales, diseños experimentales y análisis de la lesión. Adjunto, describimos un gasoducto experimental que se utilizó para analizar la composición celular en las lesiones ate...

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Agradecemos el centro de la proyección de imagen biológica (apoyado por NIH 1S10OD019973-01) en la Universidad de Pittsburgh por su asistencia. Este trabajo fue apoyado por es apoyado por científicos concesión de desarrollo 15SDG25860021 de la American Heart Association a D.G. R.A.B. fue apoyado por los NIH grant HL136188 F30.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
16% Paraformaldehyde aqueous solutionElectron Microscopy SciencesRT 15710Tissue perfusion and fixation
23G butterfly needleFisherBD367342
25G needleFisher14-821-13D 
A1 Confocal microscopeNikonConfocal microscope
ACTA2-FITC antibody (mouse)Sigma AldrichF3777Primary Antibody
Alexa-647 anti goatInvitrogenA-21447Secondary antibody
Antigen Unmasking solution, Citric acid basedVector LabsH-3300Antigen retrieval solution
Chow DietHarlan TekladTD.7012
CoverslipFisher12-544-14Any 50 x 24 mm cover glass
DAPI (4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride)InvitrogenD1306Nucleus fluorescent counterstaining
Donkey Alexa-488 anti-rabbitInvitrogenA-21206Secondary antibody
Donkey Alexa-555 anti-ratAbcamab150154Secondary antibody
DPBS 10X without Calcium and MagnesiumGibco14200166PBS for solution dilutions and washes. Dilute to 1x in deionized water
Embedding cassetteFisher15-182-701D
ETDA vacuum tubeFisher02-685-2B
Ethanol 200 proofDecon2701
Foam padFisher22-222-012
Gelatin from cold water fish skinSigma AldrichG7765
GFP antibody (goat)abcamab6673Primary antibody
goat IgG controlVector LabsI-5000IgG control
High Fat DietHarlan TekladTD.88137
ImageJNIHComputer program https://imagej.nih.gov/ij/ 
LGALS3 antibody (rat)CedarlaneCL8942APPrimary antibody
LSM700 confocal microscopeZeissConfocal microscope
Microscope Slides, Superfrost PlusFisher12-550-15
Microtome bladesFisher30-538-35
Mouse IgG controlVector LabsI-2000IgG control
NIS element imaging softwareNikonImaging software for z-stack image acquisition
Normal Horse serumSigma AldrichH1270
Pap PenFisher50-550-221
Peanut oilSigmaP2144
Prolong gold Antifade mountantInvitrogenP36930Mounting medium 
Rabbit IgG controlVector LabsI-1000IgG control
Rat IgG controlVector LabsI-4000IgG control
RUNX2 antibody (rabbit)Abcamab192256Primary Antibody
SyringeBD3096281 ml syringe
TamoxifenSigmaT5648
XyleneFisherX55K-4
Zen imaging softwareZeissImaging software for z-stack image acquisition

Referencias

  1. GBD DALYs and HALE Collaborators. Global, regional, and national disability-adjusted life-years (DALYs) for 315 diseases and injuries and healthy life expectancy (HALE), 1990-2015: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2015. Lancet. 388 (10053), 1603-1658 (2016).
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2018 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 137 (12), 67-92 (2018).
  3. Hay, M., Thomas, D. W., Craighead, J. L., Economides, C., Rosenthal, J. Clinical development success rates for investigational drugs. Nature Biotechnology. 32 (1), 40-51 (2014).
  4. Bhaskar, V., et al. Monoclonal antibodies targeting IL-1 beta reduce biomarkers of atherosclerosis in vitro and inhibit atherosclerotic plaque formation in Apolipoprotein E-deficient mice. Atherosclerosis. 216 (2), 313-320 (2011).
  5. Isoda, K., et al. Lack of interleukin-1 receptor antagonist modulates plaque composition in apolipoprotein E-deficient mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 24 (6), 1068-1073 (2004).
  6. Kirii, H., et al. Lack of interleukin-1beta decreases the severity of atherosclerosis in ApoE-deficient mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 23 (4), 656-660 (2003).
  7. Gomez, D., et al. Interleukin-1β has atheroprotective effects in advanced atherosclerotic lesions of mice. Nature Medicine. 24, 1418-1429 (2018).
  8. Daugherty, A., et al. Recommendation on Design, Execution, and Reporting of Animal Atherosclerosis Studies: A Scientific Statement From the American Heart Association. Circulation Research. 121 (6), 53-79 (2017).
  9. Baylis, R. A., Gomez, D., Owens, G. K. Shifting the Focus of Preclinical, Murine Atherosclerosis Studies From Prevention to Late-Stage Intervention. Circulation Research. 120 (5), 775-777 (2017).
  10. Kolodgie, F. D., et al. Pathologic assessment of the vulnerable human coronary plaque. Heart. 90 (12), 1385-1391 (2004).
  11. Virmani, R., Kolodgie, F. D., Burke, A. P., Farb, A., Schwartz, S. M. Lessons from sudden coronary death: a comprehensive morphological classification scheme for atherosclerotic lesions. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (5), 1262-1275 (2000).
  12. Gomez, D., Owens, G. K. Smooth muscle cell phenotypic switching in atherosclerosis. Cardiovascular Research. 95 (2), 156-164 (2012).
  13. Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease. Physiological Reviews. 84 (3), 767-801 (2004).
  14. Speer, M. Y., et al. Smooth muscle cells give rise to osteochondrogenic precursors and chondrocytes in calcifying arteries. Circulation Research. 104 (6), 733-741 (2009).
  15. Gomez, D., Shankman, L. S., Nguyen, A. T., Owens, G. K. Detection of histone modifications at specific gene loci in single cells in histological sections. Nature Methods. 10 (2), 171-177 (2013).
  16. Feil, S., et al. Transdifferentiation of vascular smooth muscle cells to macrophage-like cells during atherogenesis. Circulation Research. 115 (7), 662-667 (2014).
  17. Shankman, L. S., et al. KLF4-dependent phenotypic modulation of smooth muscle cells has a key role in atherosclerotic plaque pathogenesis. Nature Medicine. 21, 628 (2015).
  18. Cherepanova, O. A., et al. Activation of the pluripotency factor OCT4 in smooth muscle cells is atheroprotective. Nature Medicine. 22, 657 (2016).
  19. Albarran-Juarez, J., Kaur, H., Grimm, M., Offermanns, S., Wettschureck, N. Lineage tracing of cells involved in atherosclerosis. Atherosclerosis. 251, 445-453 (2016).
  20. Chappell, J., et al. Extensive Proliferation of a Subset of Differentiated, yet Plastic, Medial Vascular Smooth Muscle Cells Contributes to Neointimal Formation in Mouse Injury and Atherosclerosis Models. Circulation Research. 119 (12), 1313-1323 (2016).
  21. Newman, A. A., et al. Irradiation abolishes smooth muscle investment into vascular lesions in specific vascular beds. JCI Insight. 3 (15), (2018).
  22. Dobnikar, L., et al. Disease-relevant transcriptional signatures identified in individual smooth muscle cells from healthy mouse vessels. Nature Communications. 9 (1), 4567 (2018).
  23. Misra, A., et al. Integrin beta3 regulates clonality and fate of smooth muscle-derived atherosclerotic plaque cells. Nature Communications. 9 (1), 2073 (2018).
  24. Majesky, M. W., et al. Differentiated Smooth Muscle Cells Generate a Subpopulation of Resident Vascular Progenitor Cells in the Adventitia Regulated by Klf4. Circulation Research. 120 (2), 296-311 (2017).
  25. Herring, B. P., Hoggatt, A. M., Burlak, C., Offermanns, S. Previously differentiated medial vascular smooth muscle cells contribute to neointima formation following vascular injury. Vascular Cell. 6, 21 (2014).
  26. Sheikh, A. Q., Misra, A., Rosas, I. O., Adams, R. H., Greif, D. M. Smooth muscle cell progenitors are primed to muscularize in pulmonary hypertension. Science Translational Medicine. 7 (308), (2015).
  27. Bentzon, J. F., Majesky, M. W. Lineage tracking of origin and fate of smooth muscle cells in atherosclerosis. Cardiovascular Research. 114 (4), 492-500 (2018).
  28. Wirth, A., et al. G12-G13-LARG-mediated signaling in vascular smooth muscle is required for salt-induced hypertension. Nature Medicine. 14 (1), 64-68 (2008).
  29. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. American Journal of Hypertension. 14 (5), 405-408 (2001).
  30. Whitesall, S. E., Hoff, J. B., Vollmer, A. P., D'Alecy, L. G. Comparison of simultaneous measurement of mouse systolic arterial blood pressure by radiotelemetry and tail-cuff methods. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 286 (6), 2408-2415 (2004).
  31. Durgin, B. G., et al. Smooth muscle cell-specific deletion of Col15a1 unexpectedly leads to impaired development of advanced atherosclerotic lesions. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 312 (5), 943-958 (2017).
  32. Durham, A. L., Speer, M. Y., Scatena, M., Giachelli, C. M., Shanahan, C. M. Role of smooth muscle cells in vascular calcification: implications in atherosclerosis and arterial stiffness. Cardiovascular Research. 114 (4), 590-600 (2018).
  33. Lin, M. E., et al. Runx2 Deletion in Smooth muscle Cells Inhibits Vascular Osteochondrogenesis and Calcification but not Atherosclerotic Lesion Formation. Cardiovascular Research. , (2016).
  34. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving Bioscience Research Reporting: The ARRIVE Guidelines for Reporting Animal Research. PLoS Biology. 8 (6), 1000412 (2010).
  35. Landis, S. C., et al. A call for transparent reporting to optimize the predictive value of preclinical research. Nature. 490 (7419), 187-191 (2012).
  36. Nishioka, T., et al. Contribution of inadequate compensatory enlargement to development of human coronary artery stenosis: An in vivo intravascular ultrasound study. Journal of the American College of Cardiology. 27 (7), 1571-1576 (1996).
  37. Pasterkamp, G., et al. Paradoxical Arterial-Wall Shrinkage May Contribute to Luminal Narrowing of Human Atherosclerotic Femoral Arteries. Circulation. 91 (5), 1444-1449 (1995).
  38. Galkina, E., et al. Lymphocyte recruitment into the aortic wall before and during development of atherosclerosis is partially L-selectin dependent. The Journal of Experimental Medicine. 203 (5), 1273-1282 (2006).
  39. Venegas-Pino, D. E., Banko, N., Khan, M. I., Shi, Y., Werstuck, G. H. Quantitative analysis and characterization of atherosclerotic lesions in the murine aortic sinus. Journal of Visual Experiments. (82), 50933 (2013).

Reimpresiones y Permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos

Solicitar permiso

Explorar más artículos

Medicinan mero 144ateroesclerosisla lesi n ateroscler ticaarteria braquioc falapreparaci n de tejido y de seccionamientoinmunohistoqu micainmunofluorescenciamicroscop a confocal

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Contáctenos

RECOMIENDE A LA BIBLIOTECA

BOLETINES de JoVE

Investigación

Educación

Autores

Bibliotecarios

ACERCA DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados