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  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

La retinopatía inducida por oxígeno (OIR) se puede utilizar para modelar enfermedades retinianas isquémicas como la retinopatía de la prematuridad y la retinopatía diabética proliferativa y para servir como modelo para estudios de prueba de concepto en la evaluación de fármacos antiangiogénicos para enfermedades neovasculares. OIR induce neovascularización robusta y reproducible en la retina que se puede cuantificar.

Resumen

Uno de los modelos comúnmente utilizados para las retinopatías isquémicas es el modelo de retinopatía inducida por oxígeno (OIR). Aquí describimos protocolos detallados para la inducción del modelo OIR y sus lecturas tanto en ratones como en ratas. La neovascularización retiniana se induce en OIR al exponer cachorros de roedores ya sea a hiperoxia (ratones) o niveles alternos de hiperoxia e hipoxia (ratas). Las lecturas primarias de estos modelos son el tamaño de las áreas neovasculares (NV) y avasculares (AVA) en la retina. Este modelo in vivo preclínico se puede utilizar para evaluar la eficacia de posibles fármacos anti-angiogénicos o para abordar el papel de genes específicos en la angiogénesis retiniana mediante el uso de animales genéticamente manipulados. El modelo tiene alguna variación específica de la tensión y del proveedor en la inducción OIR que debe tenerse en cuenta al diseñar los experimentos.

Introducción

Se necesitan modelos experimentales fiables y reproducibles para estudiar la patología detrás de las enfermedades oculares angiogénicas y para desarrollar nuevas terapias a estas devastadoras enfermedades. La angiogénesis patológica es el sello distintivo de la degeneración macular relacionada con la edad húmeda (DMAE) y para muchas enfermedades retinianas isquémicas entre ellas la retinopatía de la prematuridad (ROP), la retinopatía diabética proliferativa (PDR) y la oclusión venosa retiniana (RVO)1,2,3,4. Las retinas humanas y de roedores siguen un patrón de desarrollo similar, ya que tanto la retina humana como la de roedores se encuentran entre los últimos tejidos vascularizados. Antes de que la vasculatura retiniana se haya desarrollado por completo, la retina recibe su suministro de nutrientes a partir de vasculatura hialoide, que, a su vez, retrocede cuando la vasculatura retiniana comienza a desarrollarse1,2. En el ser humano, el desarrollo vascular de la retina se completa antes del nacimiento, mientras que en los roedores el crecimiento de la vasculatura retiniana ocurre después del nacimiento. Dado que el desarrollo vascular retiniano se produce postnatalmente en roedores, proporciona un sistema modelo ideal para estudiar la angiogénesis2,3. Los roedores recién nacidos tienen una retina avascular que se desarrolla gradualmente hasta que se logra un desarrollo completo de la retina vascular al final de la tercera semana postnatal4. Los vasos sanguíneos en crecimiento del ratón neonatal son plásticos, y se someten a regresión durante el estímulo de la hiperoxia5.

Rop es la principal causa de ceguera infantil en los países occidentales, ya que afecta a casi el 70% de los bebés prematuros con peso al nacer por debajo de 1.250 g6,7. El ROP ocurre en bebés prematuros que nacen antes de que los vasos de la retina completen su crecimiento normal. Rop progresa en dos fases: en la Fase I, el parto prematuro retrasa el crecimiento vascular retiniano donde después de la fase II, la vascularización inacabada de la retina en desarrollo causa hipoxia, lo que induce la expresión de factores de crecimiento angiogénicos que estimulan el crecimiento de vasos sanguíneos nuevos y anormales8. El modelo OIR ha sido un modelo ampliamente utilizado para estudiar la fisiopatología del ROP y otras retinopatías isquémicas, así como para probar nuevos candidatos a fármacos2,3,9. Es ampliamente considerado como un modelo reproducible para llevar a cabo estudios de prueba de concepto para posibles fármacos antiangiogénicos para enfermedades oculares y no oculares. Los dos modelos de roedores, es decir, el ratón y la rata OIR difieren en su inducción modelo y fenotipo de enfermedad. El modelo de rata imita el fenotipo ROP con mayor precisión, pero el modelo del ratón proporciona un modelo más robusto, rápido y reproducible para la neovascularización retiniana (NV). En el modelo del ratón, el NV se desarrolla en la retina central. Esta lectura patológica es importante en estudios farmacológicos de eficacia para muchas retinopatías isquémicas, como PDR, RV y AMD exudativa, así como para enfermedades angiogénicas no oculares como el cáncer. Además, la disponibilidad de ratones genéticamente manipulados (transgénicos y knockouts) hace que el modelo OIR del ratón sea una opción más popular. Sin embargo, ni el modelo OIR de ratón ni rata crea fibrosis retiniana, que es típica en las enfermedades humanas.

La comprensión de que los altos niveles de oxígeno contribuyen al desarrollo de ROP en 1950s10,11 condujo al desarrollo de modelos animales. Los primeros estudios sobre el efecto del oxígeno en la vasculatura retiniana se realizaron en 195012,13,14 y hasta la década de 1990 hubo muchos refinamientos al modelo OIR. La investigación de Smith et al. en 1994 estableció un estándar para el actual modelo OIR del ratón que separa la hialoidopatía de la retinopatía15. Una amplia adopción del método para cuantificar el vaso-obliteration y el NV patológico por Connor et al. (2009) aumentó aún más su popularidad16. En este modelo, los ratones se colocan al 75% de oxígeno (O2)durante 5 días en P7, seguidos de 5 días en condiciones normóxicas. La hiperoxia de P7 a P12 hace que la vasculatura retiniana retroceda en la retina central. Al volver a las condiciones normóxicas, la retina avascular se vuelve hipoxica(Figura 1A). Debido a los estímulos hipoxicos de la retina central avascular, algunos de los vasos sanguíneos de la retina brotan hacia lo vítreo, formando NV preretinal, llamados mechones preretinales2,3. Estos mechones son inmaduros e hiperpermeables. La cantidad de NV alcanza su punto máximo en P17, después de lo cual retrocede. La retina está completamente revascularizada y NV es completamente retrocedida por P23 - P25 (Figura 2A)2,3.

El modelo OIR de rata (utilizando diferentes niveles de O2)se describió por primera vez en la década de 1990 mostrando que los niveles variables de O2 al 80% y 40% causan NV más pronunciado que por debajo del 80% O2 exposición constante17. Más tarde se descubrió que el modelo de hipoxia intermitente, donde O2 es ciclo de hiperoxia (50%) a la hipoxia (10-12 %), causa aún más NV que el 80/40% O2 modelo18. En el modelo 50/10%, los cachorros de rata están expuestos al 50% durante 24 horas, seguidos de 24 horas en 10% O2. Estos ciclos se continúan hasta P14, cuando los cachorros de rata son devueltos a condiciones normóxicas (Figura 1B). Al igual que en los pacientes con ROP humano, en el modelo de rata las áreas avasculares se desarrollan a la periferia de la retina debido al plexo vascular retiniano inmaduro(Figura 3).

En ambos modelos, los principales parámetros que normalmente se cuantifican son el tamaño de AVA y NV. Estos parámetros se analizan normalmente desde soportes planos retinianos donde las células endoteliales están etiquetadas como4,16. Anteriormente, la cantidad de NV preretinal se evaluaba a partir de secciones transversales retinianas contando núcleos de vasos sanguíneos o células vasculares que se extendían a vítreos por encima de la membrana limitante interna. La principal limitación de este enfoque es que no es posible cuantificar los AAV.

Protocolo

El protocolo descrito aquí ha sido aprobado por el Comité Nacional de Ética Animal de Finlandia (número de protocolo ESAVI/9520/2020 y ESAVI/6421/04.10.07/2017).

1. Animales experimentales e inducción del modelo OIR del ratón

NOTA: Utilice animales apareados en el tiempo, por ejemplo, ratones C57BL/6J de uso común, para que los cachorros nazcan el mismo día. Utilice presas de crianza, por ejemplo, 129 cepas (129S1/SvImJ o 129S3/SvIM) presas lactantes, para cuidar a los cachorros durante y después de la inducción de hiperoxia. Alternativamente, asegúrese de que hay presas de lactancia adicionales disponibles en caso de que las presas de enfermería necesiten ser reemplazadas debido al agotamiento. Restrinja el tamaño de la camada a 6-7 cachorros por cada presa cuando utilice ratones/presas C57BL/6J (si las camadas son más grandes que las que los cachorros tienden a tener aumento de peso restringido)16.

  1. Registre el peso de los animales antes y después de la inducción por hiperoxia, y en el momento del sacrificio.
  2. Asegúrese de que haya suficiente comida en el fondo de la jaula, para que las presas tengan un fácil acceso a la comida.
  3. Agregue la lima de soda con el indicador de color a la parte inferior de la cámara para absorber el exceso de CO2 cuando no se utilice un sistema de filtración.
  4. Monitoree la humedad y la temperatura dentro de la cámara y mantenga la humedad entre el 40 y el 65%. Aumentar la humedad de la cámara, si es necesario, colocando platos con agua en la parte inferior de la cámara (por ejemplo, platos de Petri).
  5. Calibrar el sensor O2 con 100% O2 y aire ambiente normal.
  6. Coloque los ratones P7 en una cámara y establezca el nivel O2 al 75%. Mantenga a los ratones en la cámara durante 5 días, hasta P12. Evite abrir la cámara durante la inducción por hiperoxia. Compruebe la presión de gas del cilindro O2 y reemplace el cilindro cuando sea necesario. Monitoree a los animales durante la inducción.
  7. Saca las jaulas del ratón de la cámara y pesa todos los cachorros. Agrupa a los cachorros en función del peso para que cada grupo experimental tenga una distribución de peso similar en cachorros.

2. Inducción experimental del modelo OIR de animales y ratas (utilizando sistema semicerrado)

NOTA: Utilice animales apareados en el tiempo para que los cachorros nazcan el mismo día. Para la rata OIR, utilice el aumento del tamaño de la camada, aproximadamente 18 cachorros / presa, para obtener suficiente inducción nv en el modelo de rata. Cachorros de piscina de varias camadas para obtener suficientes cachorros para cada camada.

  1. Registre el peso de los animales antes y después de la inducción, y en el momento del sacrificio.
  2. Asegúrese de que haya suficiente comida en el fondo de la jaula, para que las presas tengan un fácil acceso a la comida.
  3. Agregue la lima de soda con el indicador de color a la parte inferior de la cámara para absorber el exceso de CO2 cuando no se utilice el sistema de filtración.
  4. Monitoree la humedad y la temperatura dentro de la cámara. Absorber la humedad adicional (generada a partir de múltiples números de ratas) mediante la adición de gel de sílice en la parte inferior de la cámara.
  5. Calibrar el sensor O2 con 100% N2 y aire normal de la habitación.
  6. Coloque las ratas en la cámara en P0 (pocas horas después del nacimiento). Ajuste el nivel O2 al 50% y conecte el cilindro O2 a la cámara durante 24 h. Después de eso, cambie los ajustes a 10% O2 y conecte el cilindro de nitrógeno (N2)a la cámara durante 24 h. Continúe el ciclo de 24 h entre el 50% y el 10% O2 niveles durante 14 días.
  7. Monitoree el consumo de gas y el bienestar de los animales durante el estudio. Abra la cámara durante el cambio entre 50/10% O2 y agregue más comida y agua si es necesario. Cambie las jaulas de los animales por otras limpias durante la inducción.
  8. Saca las jaulas de ratas de la cámara y pesa todos los cachorros. Agrupa a los cachorros en función del peso para que cada grupo experimental tenga una distribución de pesaje similar en los cachorros.

3. Administración de medicamentos (opcional)

NOTA: La ruta de administración de fármacos comúnmente utilizada en OIR es por tratamiento intravítreo (ivt), en P12-P14 para ratones y en P14 para ratas. Determine el día del tratamiento en función de la configuración experimental. Cuando se utilicen varias camadas de cachorros en experimentos, divida los grupos de tratamiento para tener animales de todas las camadas. Preferiblemente, inyectar la droga a un solo ojo, y mantener el ojo contralateral como un control.

  1. Pesar a los animales y hacer marcas de identificación en la cola y / o oído.
  2. Anestesiar al animal ya sea con anestesia inyectable (por ejemplo, mezcla de ketamina y medetomidina, 30 mg/kg y 0,4 mg/kg para ratones) o con anestesia por inhalación (isoflurano al 2-3,5% isoflurano y flujo de aire de 200-350 ml/min). Compruebe la profundidad de la anestesia pellizcando los dedos de los dedos de losdos. Mantenga al animal en una almohadilla de calefacción durante el tratamiento.
  3. Para la anestesia local, aplique una gota de analgésico en el párpado. Abra el párpado cuidadosamente con fórceps antes de realizar el ivt, mientras ratones y ratas abren los ojos alrededor de P14. Aplicar una gota de analgésico (por ejemplo, clorhidrato de oxibuprocaína) sobre la córnea.
  4. Aplique una gota de yodo antes de realizar la inyección de ivt.
  5. Para la inyección de ivt, utilice una jeringa de vidrio con una aguja de 33-34 G conectada. Presione los párpados hacia abajo y ralla el globo ocular con fórceps. Haga la inyección posterior al limbo, aproximadamente en 45° aguja angular apuntando hacia el nervio óptico.
  6. Evite inyectar más de 1,0 μL en el espacio intravítreo. Mantenga la aguja en su lugar durante 30 s después de inyectar el medicamento para evitar el reflujo de la solución inyectada.
  7. Examine el ojo (por ejemplo, con un oftalmoscopio) para cualquier complicación, como hemorragias o daño en la retina, después de extraer la aguja. Aplique ungüento antibiótico encima de la córnea después de la inyección.
    NOTA: El volumen de inyección de ivt para ratones debe ser de 0,5 – 1,0 μL.
  8. Revierta la anestesia (por ejemplo, con un antagonista de α2 para medetomidina (2,5 mg/kg) y devuelva al cachorro a la jaula. Casa la camada normalmente hasta el final del estudio.

4. Imágenes in vivo y electroretinografía (opcional)

  1. Si lo desea, realice imágenes in vivo en animales vivos durante el período de seguimiento para registrar los cambios que se desarrollan en la retina durante las respuestas angiogénicas. Por ejemplo, realizar angiografía de fluoresceína (FA) o microscopía confocal láser de barrido19 para visualizar la vasculatura (Figura 4). Utilice la tomografía de coherencia óptica de dominio espectral (SD-OCT) para visualizar capas retinianas in vivo (Figura 4).
  2. Si lo desea, investigue los cambios funcionales en diferentes poblaciones de células retinianas después de la inducción de OIR mediante electroretinografía (ERG) (Figura 5).

5. Recolección de tejidos y preparación de soportes planos retinianos

NOTA: Recoger los tejidos de acuerdo con la hipótesis de investigación deseada. Para ratones, recoja las muestras, por ejemplo, en P12 (para estudiar la eliminación de vasos después de la fase hiperxica) o en el período hipoxico (P13-P17). Recoja las muestras OIR del ratón en P17, que es el punto de tiempo más común para el muestreo, para detectar el pico en la cantidad de NV. En la rata OIR, recoger las muestras en P18-P21 para observar la mayor cantidad de NV (Figura 3).

  1. Pesar a los animales antes del muestreo.
  2. Para etiquetar la vasculatura retiniana, los animales profundamente anestesiados pueden ser perfundidos transcardialmente con FITC-dextran. (Alternativamente, tiñe los soportes planos de la retina con Isolectina más tarde).
  3. Sacrificar a los animales utilizando medicamentos para la anestesia (por ejemplo, mezcla de ketamina y medetomidina, 300 mg/kg y 4 mg/kg para ratones) o inhalación de CO2.
  4. Recoge los ojos de los animales agarrando detrás del globo ocular con fórceps curvos, corta el tejido alrededor de los ojos y levanta el ojo de la órbita.
  5. Incubar los globos oculares en paraformaldehído recién hecho y filtrado (en solución salina amortiguada por fosfato, PBS) durante 1-4 h. Retire el fijador y lave los globos oculares 3 x 10 min con PBS. Disecciona las retinas inmediatamente o guárdalas en PBS a +4 °C.
    PRECAUCIÓN: El paraformaldehído es tóxico por inhalación, en contacto con la piel y si se ingiere. Lea la hoja de datos de seguridad antes de trabajar con ella.
    NOTA: No aplique presión al globo ocular durante el muestreo o cualquier fase del procesamiento del tejido para evitar el desprendimiento de retina, si se realizan secciones transversales de globos oculares enteros.
  6. Prepare soportes planos retinianos para cuantificar la cantidad de NV y el tamaño de los AAV. Alternativamente, procesa los globos oculares/retinas para la histología, o el ARN o el análisis de proteínas. Disecciona la retina bajo un microscopio estéreo usando micro tijeras y fórceps.
    1. Coloque el globo ocular en PBS para mantenerlo húmedo y perforar el globo ocular en limbus con una aguja (23G) y cortar alrededor de limbus con micro tijeras curvas para eliminar el iris y la córnea.
    2. Coloque cuidadosamente la punta de las tijeras entre la esclerótica y la retina y corte la esclerótica hacia el nervio óptico. Haga lo mismo al otro lado del globo ocular y corte/rompa cuidadosamente la esclerótica hasta que la copa de la retina esté expuesta. Tire de la lente de la copa de la retina y agregue PBS a la taza.
    3. Retire todos los vasos hialoides, vítreos y escombros sin dañar la retina. Lave la retina añadiendo PBS a la copa de retina. Realiza cuatro incisiones (a las 12, 3, 6 y 9 en punto) a la retina con micro tijeras rectas para hacer una estructura similar a una flor. Opcionalmente, realice los cortes con cuchilla quirúrgica antes de montar las muestras. Levante la retina usando un pincel suave a un bien plato para la tinción.
  7. Etiquete la vasculatura retiniana usando Isolectina B4 que mancha la superficie de las células endoteliales (si los animales no fueron perfundidos con FITC-dextran). Incubar las retinas en amortiguador de bloqueo (10% NGS + 0,5% Tritón en TBS) durante 1 h y lavar con 1% NGS + 0,1% Tritón en TBS durante 10 minutos. Incubar las retinas con tinte fluorescente conjugado Isolectina B4 (5-10μg/ml) en 1% NGS + 0.1% Tritón en TBS durante la noche a +4 °C mientras está protegido de la luz.
    NOTA: Si lo desea, etiquete otras células como células inflamatorias y pericitos utilizando anticuerpos específicos.
  8. Lave las retinas 3x durante 10 min con 1% NGS + 0.1% Tritón en TBS y levante las retinas en un tobogán microscópico, retina interna hacia arriba. Extienda cuidadosamente la retina usando pincel suave y retire los vasos o desechos hialoides restantes. Agregue el medio de montaje a un resbalón de la cubierta y colóquelo en la parte superior de la retina. Almacene las retinas a +4 °C y protéjalos de la luz.

6. Análisis de los soportes planos

  1. Tome imágenes de los soportes planos de retina usando un microscopio de fluorescencia con objetivo de 10x. Concéntrese en el plexo vascular superficial y en la neovascularización preretinal. Haga una imagen de escaneo de azulejos para capturar toda la retina y fusionar los escaneos de azulejos
  2. Cuantifique las imágenes midiendo los AAV, el área de NV y el área total de la retina utilizando un programa de procesamiento de imágenes (consulte Tabla de materiales).
    1. Dibuje los AVAs y el área total de la retina utilizando una herramienta de dibujo a mano libre y seleccione las áreas neovasculares utilizando una herramienta de selección. El software mide las regiones de interés en píxeles, y las áreas AVA y NV (expresadas en píxeles) se pueden utilizar para calcular su porcentaje en relación con el área retiniana total. Además, algunas herramientas de software están disponibles para cuantificar NV.
      NOTA: Recientemente, se ha introducido un programa de código abierto y totalmente automatizado para la cuantificación de los valores clave de las imágenes OIR utilizando redes neuronales de aprendizaje profundo y proporcionar una herramienta confiable para la cuantificación reproducible de AVA y NV retinianas (por ejemplo, https://github.com/uw-biomedical-ml/oir/tree/bf75f9346064f1425b8b9408ab792b1531a86c64)20,21.
  3. Si utiliza anticuerpos para la detección inmunohistoquímica de poblaciones celulares individuales, cuantifique el número de células manchadas (como microglia, Figura 2B)de los soportes planos retinianos a mano o mediante sistemas automatizados de análisis de imágenes si lo desea.

7. Estadísticas

  1. Analice los datos distribuidos normalmente por la prueba t del estudiante o ANOVA unidireccional seguida de la prueba de comparaciones múltiples de Dunnett o Tukey, según corresponda. Utilice pruebas no paramétricas como la prueba Mann-Whitney U o la prueba Kruskal Wallis para obtener datos no distribuidos normalmente. Considere las diferencias estadísticamente significativas en el nivel P < 0.05.

Resultados

El resultado principal del modelo es el fenotipo vascular: el tamaño de los AAV y la cantidad de NV. En el modelo OIR del ratón, el vaso-obliteration se produce en la retina central(Figura 2A),mientras que en el modelo de rata se desarrolla en la periferia, es decir, similar al ROP22 humano(Figura 3A). Esto se debe a que el plexo vascular superficial ya se ha desarrollado cuando los ratones están expuestos a la hiperoxia, mientras que ...

Discusión

La gravedad del fenotipo de la enfermedad depende tanto de la cepa como del proveedor en los modelos OIR de ratón y rata23. Esto sugiere que hay una amplia variabilidad genotípica en el desarrollo de la patología. En general, los roedores pigmentados desarrollan un fenotipo más grave que los albino. Por ejemplo, la vasculatura retiniana de albino BALB/c revasculariza rápidamente después de la hiperoxia y no desarrolla NV en absoluto24. Del mismo modo, en ratas, las ra...

Divulgaciones

Los autores Maria Vähätupa, PhD, Niina Jääskeläinen, Marc Cerrada-Gimenez, PhD y Rubina Thapa son empleados de Experimentica Ltd.

El autor Giedrius Kalesnykas, PhD, es un empleado (Presidente y Director Ejecutivo) y accionista de Experimentica Ltd. que ofrece servicios de investigación contractual que emplean modelos OIR preclínicos utilizados en este artículo.

Tero Järvinen, M.D., PhD, y Hannele Uusitalo-Järvinen, M.D., PhD, no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Agradecemos a Marianne Karlsberg, Anne Mari Haapaniemi, Päivi Partanen y Anne Kankkunen por su excelente apoyo técnico. Este trabajo fue financiado por la Academia de Finlandia, la Fundación Päivikki y Sakari Sohlberg, la Fundación Tampere Tuberculosis, la Fundación Médica Finlandesa, la Fundación de Investigación del Distrito Hospitalario pirkanmaa y el Fondo de Investigación hospitalaria de la Universidad de Tampere.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
33 gauge, Small Hub RN NeedleHamilton Company7803-05, 10mm, 25°, PS4For intravitreal injection
Adobe PhotoshopAdobe Inc.For image analysis
Air pump air100Eheim GmbH & Co. KG.143207For inhalation anaesthesia
Anaesthesia unit 410 APUniventor Ltd.2360309For inhalation anaesthesia
AnalaR NORMAPUR Soda limeVWR International Ltd22666.362For CO2 control during model induction
Attane Vet 1000 mg/gVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 17 05 79For inhalation anaesthesia
BrushFor preparation of flat mounts
Carbon dioxide gasFor sacrifice
Celeris D430 ERG systemDiagnosys LLC121For in vivo ERG
Cell culture dishesGreiner Bio-One International GmbH664 160For preparation of flat mounts
Cepetor Vet 1 mg/mLVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 08 78 96For anaesthesia
Cover slipsThermo Fisher Scientific15165452For preparation of flat mounts
O2 Controlled InVivo Cabinet, Aninal Filtrarion System and DehumidifierCoy Laboratory ProductsClosed system for disease model induction, optional for semi-closed system
E702 O2 sensorBioSphenix, Ltd.E207, 1801901For oxygen level measurement
Envisu R2200 Spectral Domain Optical Coherence Tomograph (SD-OCT)Bioptigen, Inc.BPN000668For in vivo imaging
Eye spearsBeaver-Visitec International, Inc.0008685For intravitreal injection and in vivo imaging
Flexilux 600LL Cold light sourceMikron11140For intravitreal injection or tissue collection
Fluorescein sodium saltMerck KGaAF6377-100GFor in vivo imaging
Gas Exhaust unit (+Double 3-way valve, mouse and rat face masks, UNOsorb filter)UNO Roestvaststaal BVGEX 17015249For inhalation anaesthesia
Glass syringe, Model 65 RNHamilton Company7633-01For intravitreal injection
HRA2 Retina angiograph (FA)Heidelberg Engineering GmbHSpec-KT-05488For in vivo imaging
Isolectin GS-IB4, Alexa Fluor 488 ConjugateThermo Fisher ScientificI21411For labeling retinal vasculature on flat mounts
Ketaminol Vet 50 mg/mLIntervet International B.V.vnr 51 14 85For anaesthesia
Medicinal Oxygen gasFor disease model induction
Mice C57BL/6JRjJanvier LabsAlso other strains possible
Microscope slidesThermo Fisher ScientificJ1800AMNZFor preparation of flat mounts
Minims Povidone Iodine 5% (unit)Bausch & Lomb U.K Limitedvnr 24 11 304For intravitreal injection
Nitrogen gasFor disease model induction (rat)
Oftan Chlora 10 mg/gSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 01 11For intravitreal injection
Oftan Metaoksedrin 100 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 03 43For in vivo ERG
Oftan Obucain 4 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 03 50For intravitreal injection
Oftan Tropicamid 5 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 04 12 36For in vivo imaging
ProOx Model 110 O2 controller and animal chamberBioSphenix, Ltd.803For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system
ProOx Model P360 O2 controller and animal chamberBioSphenix, Ltd.538For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system
Rats CD(SD)Charles River LaboratoriesAlso other strains possible
Revertor 5 mg/mLVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 13 04 97For anaesthesia reversal
Silica gelFor humidity control during model induction
Systane Ultra 10mlAlconTamro 2050250For hydration of the eye
Systane Ultra unit 0.7mlAlconTamro 2064871For hydration of the eye
Transfer pipetteThermo Fisher Scientific1343-9108For preparation of flat mounts
VENTI-Line VL 180 PRIME Drying ovenVWRVL180S 170301For drying silica gel
VisiScope SZT350 StereomicroscopeVWR481067For intravitreal injection or tissue collection

Referencias

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