JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Кислород-индуцированной ретинопатии (OIR) может быть использован для моделирования ишемических заболеваний сетчатки, таких как ретинопатия недоношенных и пролиферативной диабетической ретинопатии и служить в качестве модели для доказательства концепции исследований в оценке антиангиогенных препаратов для неоваскулярных заболеваний. OIR вызывает надежную и воспроизводимую неоваскуляризацию сетчатки, которую можно количественно оценить.

Аннотация

Одной из часто используемых моделей ишемической ретинопатии является модель ретинопатии, вызванной кислородом (OIR). Здесь мы описываем подробные протоколы индукции модели OIR и ее считывания как у мышей, так и у крыс. Неоваскуляризация сетчатки индуцируется в OIR путем подвергая щенков грызунов либо гипероксия (мышей) или чередующихся уровней гипероксии и гипоксии (крысы). Основными считываниями этих моделей являются размеры неоваскулярных (NV) и аваскулярных (AVA) областей сетчатки. Эта доклиническая модель in vivo может быть использована для оценки эффективности потенциальных антиангиогенных препаратов или для решения роли конкретных генов в ангиогенезе сетчатки с помощью генетически манипулируемых животных. Модель имеет некоторые деформации и поставщика конкретных изменений в индукции OIR, которые должны быть приняты во внимание при разработке экспериментов.

Введение

Надежные и воспроизводимые экспериментальные модели необходимы для изучения патологии ангиогенных заболеваний глаз и разработки новых терапевтических средств для этих разрушительных заболеваний. Патологический ангиогенез является отличительной чертой для мокрой возрастной макулярной дегенерации (AMD) и для многих ишемических заболеваний сетчатки, среди них ретинопатия недоношенности (ROP), пролиферативная диабетическая ретинопатия (PDR) и окклюзия сетчатки вен (RVO)1,2,3,4. Сетчатки человека и грызунов следуют аналогичной модели развития, так как и сетчатка человека, и сетчатка грызунов являются одними из последних тканей, которые сосудизируются. До того, как сосуды сетчатки полностью развились, сетчатка получает питательные вещества из гиалоидной сосудоуго роста, которая, в свою очередь, регрессирует, когда сосуды сетчаткиначинают развиваться 1,2. У человека развитие сосудов сетчатки завершается до рождения, тогда как у грызунов рост сосудов сетчатки происходит после рождения. Так как развитие сосудов сетчатки происходит постнатально у грызунов, она обеспечивает идеальную модельную систему для изученияангиогенеза 2,3. Новорожденные грызуны имеют аваскулярную сетчатку, которая развивается постепенно до полного развития сосудистой сетчатки достигается к концу третьей послеродовой недели4. Растущие кровеносные сосуды неонатальной мыши являются пластиковыми, и они проходят регрессию во время гипероксиистимул 5.

ROP является основной причиной детской слепоты в западных странах, так как она затрагивает почти 70% недоношенных детей с весом при рождении до 1250 г6,7. ROP происходит у недоношенных детей, которые рождаются до того, как сосуды сетчатки завершают свой нормальный рост. ROP прогрессирует в два этапа: в фазе I, преждевременные роды задержки роста сетчатки сосудов, где после фазы II, незавершенная васкуляризация развивающейся сетчатки вызывает гипоксию, которая вызывает выражение ангиогенных факторов роста, которые стимулируют новый и ненормальный рост кровеносныхсосудов 8. Модель OIR была широко используемой моделью для изучения патофизиологии ROP и других ишемических ретинопатий, а также для тестирования новыхкандидатов наркотиков 2,3,9. Он широко рассматривается в качестве воспроизводимой модели для проведения доказательных исследований для потенциальных антиангиогенных препаратов для глазных, а также неглазных заболеваний. Две модели грызунов, т.е. мышь и крыса OIR отличаются по своей модели индукции и фенотипа болезни. Модель крысы имитирует фенотип ROP более точно, но модель мыши обеспечивает более надежную, быструю и воспроизводимую модель неоваскуляризации сетчатки (NV). В модели мыши, NV развивается к центральной сетчатке. Это патологическое считывание имеет важное значение в фармакологических исследованиях эффективности для многих ишемических ретинопатий, таких как PDR, RV и экссудативных AMD, а также для неглазных, ангиогенных заболеваний, таких как рак. Кроме того, наличие генетически манипулируемых (трансгенных и нокаут) мышей делает модель мыши OIR более популярным вариантом. Однако ни мышь, ни крысиная модель OIR не создают фиброз сетчатки, что характерно для заболеваний человека.

Понимание того, что высокие уровни кислорода способствуют развитию РОП в 1950-хгодах 10,11 привело к развитию животных моделей. Первые исследования о влиянии кислорода на сосуды сетчатки были проведены в 1950году 12,13,14 и до 1990-х годов было много уточнений в модели OIR. Исследование Смита и др. в 1994 году установить стандарт для текущей модели мыши OIR, которая отделяет hyaloidopathy от ретинопатии15. Широкое принятие метода количественно вазо-уничтожения и патологических NV Коннор и др. (2009) еще больше увеличила свою популярность16. В этой модели, мыши помещаются на 75% кислорода (O2) в течение 5 дней на P7, а затем 5 дней в нормоксических условиях. Гипероксия от P7 до P12 вызывает сетчатки сосудов регрессировать в центральной сетчатке. По возвращении к нормоксическим условиям, аваскулярная сетчатка становится гипоксической(рисунок 1A). Из-за гипоксических стимулов аваскулярной центральной сетчатки, некоторые из кровеносных сосудов сетчатки прорастают к стекловидной, образуя предретинальные NV, называемые предретинальными пучками2,3. Эти пучки незрелые, и гиперпроницаемы. Количество NV достигает пика на P17, после чего регрессирует. Сетчатка полностью реваскуляризирована и NV полностью регрессирует P23 - P25(рисунок 2A)2,3.

Крыса OIR модель (с использованием различных уровней O2) был впервые описан в 1990-х годов показывает, чторазличные уровни O 2 на 80% и 40% вызывают более выраженным NV, чем под 80% O2 постоянное воздействие 17. Позже было обнаружено, что прерывистая модель гипоксии, где O2 циклически от гипероксии (50%) гипоксии (10-12 %), вызывает даже больше NV, чем 80/40% O2 модель18. В модели 50/10%, крысы щенки подвергаются воздействию 50% в течение 24 часов, а затем 24 часов в 10% O2. Эти циклы продолжаются до P14, когда щенки крыс возвращаются в нормоксические условия(рисунок 1B). Как и у пациентов ROP человека, в модели крысы сосудистые области развиваются на периферии сетчатки из-за незрелого сосудистого сплетения сетчатки(рисунок 3).

В обеих моделях основными параметрами, которые обычно количественно, являются размеры AVA и NV. Эти параметры обычно анализируются с плоских крепления сетчатки, где эндотелиальные клеткипомечены 4,16. Ранее количество предретинальных NV оценивалось из поперечных сечений сетчатки путем подсчета кровеносных сосудов или ядер сосудистых клеток, простирающихся до стекловидного оболочки над внутренней ограничивающей мембраной. Основным ограничением такого подхода является то, что невозможно количественно оценить АВА.

протокол

Описанный здесь протокол был одобрен Национальным комитетом по этике животных Финляндии (протокол ESAVI/9520/2020 и ESAVI/6421/04.10.07/2017).

1. Экспериментальные животные и мышь OIR модель индукции

ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте спариваемых во времени животных, например, обычно используемых C57BL/6J мышей, чтобы получить щенков, родившихся в тот же день. Используйте приемные плотины, например, 129 штаммов (129S1/SvImJ или 129S3/SvIM) кормящих плотин, чтобы ухаживать за щенками во время и после индукции гипероксии. Кроме того, убедитесь, что Существуют дополнительные плотины лактации доступны в случае ухода плотины должны быть заменены из-за истощения. Ограничьте размер помета до 6-7 щенков для каждой плотины при использовании C57BL/6J мышей / плотин (если пометы больше, чем у щенков, как правило, имеют ограниченное увеличение веса)16.

  1. Запись веса животных до и после индукции гипероксии, и во время жертвоприношения.
  2. Убедитесь, что есть достаточно пищи на дне клетки, так что плотины имеют легкий доступ к пище.
  3. Добавить содовую известь с цветным индикатором в нижней части камеры, чтобы поглощать избыток CO2, когда система фильтрации не используется.
  4. Мониторинг влажности и температуры внутри камеры и держать влажность от 40 до 65%. Увеличьте влажность камеры, при необходимости, поместив посуду с водой на дно камеры (например, блюда Петри).
  5. Калибруйте датчик O2 со 100% O2 и нормальным комнатный воздух.
  6. Поместите мышей P7 в камеру и установите уровень O2 до 75%. Держите мышей в камере в течение 5 дней, до P12. Избегайте открытия камеры во время индукции гипероксии. Проверьте давление газа в цилиндре O2 и замените цилиндр, когда это необходимо. Мониторинг животных во время индукции.
  7. Возьмите клетки мыши из камеры и взвесить все щенки. Сгруппировать щенков на основе веса, так что каждая экспериментальная группа имеет аналогичное распределение веса у щенков.

2. Экспериментальные животные и индукция модели OIR крысы (с использованием полу закрытой системы)

ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте времени спариваются животных, чтобы получить щенков, родившихся в тот же день. Для крыс OIR, использовать увеличение размера помета, примерно 18 щенков / плотины, чтобы получить достаточную индукцию NV в модели крысы. Бассейн щенков из нескольких пометов, чтобы получить достаточно щенков для каждого помета.

  1. Запись веса животных до и после индукции, и во время жертвоприношения.
  2. Убедитесь, что есть достаточно пищи на дне клетки, так что плотины имеют легкий доступ к пище.
  3. Добавить содовую известь с цветным индикатором в нижней части камеры, чтобы поглощать избыток CO2, когда система фильтрации не используется.
  4. Мониторинг влажности и температуры внутри камеры. Усваивать дополнительную влажность (генерируется из нескольких крыс) путем добавления кремнезема гель на дне камеры.
  5. Калибруйте датчик O2 со 100% N2 и нормальным комнатный воздух.
  6. Поместите крыс в камеру на P0 (через несколько часов после рождения). Установитеуровень O 2 до 50% и соедините цилиндр O2 с камерой на 24 ч. После этого переключите настройки на 10% O2 и соедините цилиндр азота (N2)с камерой на 24 ч. Продолжить 24 ч езды на велосипеде между 50% и 10% O2 уровней в течение 14 дней.
  7. Мониторинг потребления газа и благополучия животных во время исследования. Откройте камеру во время изменения между 50/10% O2 и добавить больше пищи и воды, если это необходимо. Измените клетки животных, чтобы очистить их во время индукции.
  8. Возьмите крысы клетки из камеры и взвесить все щенки. Сгруппировать щенков на основе веса, так что каждая экспериментальная группа имеет аналогичное распределение веса в щенков.

3. Управление наркотиками (по желанию)

ПРИМЕЧАНИЕ: Обычно используемый маршрут введения препарата в OIR является интравитрального лечения (ivt), на P12-P14 для мышей и на P14 для крыс. Определите день лечения на основе экспериментальной установки. Когда несколько пометов щенков используются в экспериментах, разделить группы лечения, чтобы животные из всех пометов. Предпочтительно, вводить препарат только один глаз, и держать контралатеральный глаз в качестве контроля.

  1. Взвесьте животных и сделайте опознавательные знаки к хвосту и/или уху.
  2. Обезболивать животное либо инъекционной анестезией (например, смесью кетамина и медетомидина, 30 мг/кг и 0,4 мг/кг для мышей), либо ингаляционной анестезией (изофлюран на 2-3,5% изофлюран и 200-350 мл/мин воздушного потока). Проверьте глубину анестезии, щипать щипки. Держите животное на грелке во время лечения.
  3. Для местной анестезии нанесите каплю анальгетики на веко. Откройте веко тщательно с типсами перед выполнением ivt, как мыши и крысы открывают глаза вокруг P14. Нанесите на роговицу каплю анальгетики (например, гидрохлорида оксибупрокаина).
  4. Нанесите каплю йода перед проведением инъекции ivt.
  5. Для инъекции ivt используйте стеклянный шприц с прикрепленной иглой 33-34 G. Нажмите веки вниз и натереть глазное яблоко с типсами. Сделайте инъекцию задней к лимбусу, примерно в 45 уголиглы, указывая на зрительный нерв.
  6. Избегайте введения более 1,0 мл в интравителое пространство. Держите иглу на месте в течение 30 с после введения препарата, чтобы избежать рефлюкса вводили раствор.
  7. Изучите глаз (например, с помощью офтальмоскопа) на любые осложнения, такие как кровоизлияния или повреждения сетчатки, после удаления иглы. Нанесите антибиотик мазь на верхней части роговицы после инъекции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Объем инъекций ivt для мышей должен быть 0,5 - 1,0 МКЛ.
  8. Обратная анестезия (например, с антагонистом No2 для медетомидина (2,5 мг/кг) и вернуть щенка в клетку. Дом помета обычно до конца исследования.

4. In vivo визуализации и электроретинографии (по желанию)

  1. При желании проводите визуализацию живых животных в течение последующего периода для записи изменений, которые развиваются в сетчатке во время ангиогенных реакций. Например, выполнить флуоресцеин ангиографии (FA) или сканирование лазернойконфокальные микроскопии 19 для визуализации сосудов (Рисунок 4). Используйте спектральную доменную оптическую когерентную томографию (SD-OCT) для визуализации слоев сетчатки in vivo(рисунок 4).
  2. При желании исследуйте функциональные изменения в различных популяциях клеток сетчатки после индукции OIR с помощью электроретинографии (ERG)(рисунок 5).

5. Сбор тканей и подготовка плоских крепления сетчатки

ПРИМЕЧАНИЕ: Соберите ткани в соответствии с желаемой гипотезой исследования. Для мышей, собирать образцы, например, на P12 (для изучения вазо-уничтожения после гипероксической фазы) или в гипоксический период (P13-P17). Соберите образцы мыши OIR на P17, который является наиболее распространенной точкой времени для отбора проб, чтобы обнаружить пик в количестве NV. В крысы OIR, собирать образцы на P18-P21 наблюдать наибольшее количество NV (Рисунок 3).

  1. Взвесь животных перед отбором проб.
  2. Для обозначения сосудов сетчатки, глубоко анестезированные животные могут быть транскардиально пронизаны FITC-декстран. (Альтернативно, пятно сетчатки плоские крепления с Isolectin позже).
  3. Пожертвуйте животными, используя либо передозировку анестезии наркотиков (например, смесь кетамина и медетомидина, 300 мг/кг и 4 мг/кг для мышей) или CO2 ингаляции.
  4. Соберите глаза животных, схватив за глазное яблоко с изогнутыми типсами, вырезать ткани вокруг глаз и поднять глаз с орбиты.
  5. Инкубировать глазные яблоки в свежеприготовленных, фильтрованных 4% параформальдегид (в фосфат-буферный солевой раствор, PBS) для 1-4 ч. Удалить фиксатор и мыть глазные яблоки 3 х 10 мин с PBS. Немедленно рассекаете сетчатку или храните ее в PBS при 4 градусах Цельсия.
    ВНИМАНИЕ: Параформальдегид токсичен при вдыхании, при контакте с кожей и при проглатывании. Пожалуйста, прочитайте лист данных о безопасности, прежде чем работать с ним.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не нанесите давление на глазное яблоко во время отбора проб или любой фазы обработки тканей, чтобы избежать отслоения сетчатки, если поперечные сечения из целых глазных яблок сделаны.
  6. Подготовье плоских крепления сетчатки для количественной оценки количества NV и размера AVAs. Кроме того, процесс глазных яблок / сетчатки для гистологии, или РНК или белка анализа. Рассекаете сетчатку под стерео микроскопом с помощью микро ножниц и типсов.
    1. Поместите глазное яблоко в PBS, чтобы держать его влажным и прокол глазного яблока на лимбус с иглой (23G) и вырезать вокруг лимбуса с изогнутыми микро ножницами для удаления радужной оболочки глаза и роговицы.
    2. Аккуратно поместите кончик ножниц между склерой и сетчаткой и вырежьте склеру к зрительному нерву. Сделайте то же самое с другой стороны глазного яблока, и тщательно вырезать / разорвать склеры до тех пор, пока чашка сетчатки подвергается. Вытяните объектив из чашки сетчатки и добавить PBS в чашку.
    3. Удалите все гиалоидные сосуды, стекловидное и мусор, не повреждая сетчатку. Вымойте сетчатку, добавив PBS в чашку сетчатки. Выполните четыре разреза (в 12, 3, 6 и 9 часов) на сетчатку прямыми микро ножницами, чтобы сделать цветок, как структура. Дополнительно сделайте разрезы хирургическим лезвием, прежде чем монтить образцы. Поднимите сетчатку с помощью мягкой кисти на хорошо пластины для окрашивания.
  7. Этикетка сосудов сетчатки с помощью isolectin B4, который окрашивает поверхность эндотелиальных клеток (если животные не были пронизаны FITC-декстран). Инкубировать сетчатку в блокирующий буфер (10% NGS и 0,5% Тритон в TBS) для 1 ч и мыть с 1% NGS и 0,1% Тритон в TBS в течение 10 мин. Инкубировать сетчатку флуоресцентным красителем, конъюгированным изолектином B4 (5-10 г/мл) в 1% NGS и 0,1% Тритон в TBS в одночасье при 4 градусах Цельсия, будучи защищенным от света.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При желании, этикетки других клеток, таких как воспалительные клетки и перициты с использованием конкретных антител.
  8. Вымойте сетчатку 3x в течение 10 мин с 1% NGS и 0,1% Тритон в TBS и поднимите сетчатку на микроскопическом слайде, внутренней сетчатки лицом вверх. Тщательно распредельте сетчатку с помощью мягкой кисти и удалите оставшиеся гиалоидные сосуды или мусор. Добавьте монтажную среду в крышку скольжения и поместите его на верхней части сетчатки. Храните сетчатку при 4 градусах Цельсия и защитите от света.

6. Анализ плоских крепленией

  1. Сделайте снимки плоских крепления сетчатки с помощью флуоресцентной микроскопа с целью 10x. Сосредоточьтесь на поверхностном сосудистом сплетении и предретинальной неоваскуляризации. Сделайте изображение сканирования плитки, чтобы захватить всю сетчатку и объединить сканирование плитки
  2. Количественная оценка изображений путем измерения AVAs, области NV и общей области сетчатки с помощью программы обработки изображений (см. Таблицу материалов).
    1. Нарисуйте AVAs и общую область сетчатки с помощью инструмента свободного рисования рук и выберите неоваскулярные области с помощью инструмента выбора. Программное обеспечение измеряет области, представляющие интерес для пикселей, а области AVA и NV (выраженные в пикселях) могут быть использованы для расчета их процента по отношению к общей области сетчатки. Кроме того, некоторые программные средства доступны для количественной оценки NV.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Недавно были введены с открытым исходным кодом, полностью автоматизированные программы для количественной оценки ключевых значений изображений OIR с использованием глубоких нейронных сетей обучения и обеспечивают надежный инструмент для воспроизводимой количественной оценки АВА сетчатки и NV (например, https://github.com/uw-biomedical-ml/oir/tree/bf75f9346064f1425b8b9408ab792b1531a86c64)20,21.
  3. При использовании антител для иммуногистохимического обнаружения отдельных популяций клеток, количественно количество окрашенных клеток (таких как микроглии, рисунок 2B) от сетчатки плоские крепления вручную или автоматизированных систем анализа изображений, если это необходимо.

7. Статистика

  1. Анализируйте обычно распространяемые данные с помощью теста студента t или One-Way ANOVA, а затем несколько тестов сравнения Даннетта или Туки, по мере необходимости. Используйте непараметрические тесты, такие как тест Манн-Уитни U или тест Kruskal Wallis для необязательными распределенными данными. Рассмотрим различия, статистически значимые на уровне P lt; 0.05.

Результаты

Основным результатом модели является сосудистый фенотип: размер АВА и количество НВ. В модели мыши OIR, вазо-облитерация происходит в центральной сетчатке(рисунок 2A), в то время как в модели крысы она развивается на периферии, т.е. похож на человека ROP22 (

Обсуждение

Тяжесть фенотипа заболевания зависит как от штамма, так и даже от поставщика как в моделях мыши, так и от крыс OIR23. Это говорит о том, что в развитии патологии существует широкая генотипическая изменчивость. В целом у пигментированных грызунов развивается более тяжелый фено?...

Раскрытие информации

Авторы Мария Вяхютупа, PhD, Ниина Яскеляйнен, Марк Серрада-Хименес, PhD, и Рубина Тапа являются сотрудниками Experimentica Ltd.

Автор Giedrius Kalesnykas, Доктор философии, является сотрудником (президент и главный исполнительный директор) и акционер Experimentica Ltd., которая предлагает контракт научно-исследовательских услуг, использующих доклинарные модели OIR, используемые в этой статье.

Теро Ярвинен, доктор медицинских наук, доктор философии, и Ханнеле Ууситало-Ярвинен, доктор медицинских наук, не имеют ничего общего с информацией.

Благодарности

Мы благодарим Марианну Карлсберг, Анн Мари Хаапаниеми, Пёйви Партанен и Анну Канккунен за отличную техническую поддержку. Эта работа финансировалась Академией Финляндии, Фондом Пяйвикки и Сакари Солбергом, Фондом Тампере Туберкулеза, Финским медицинским фондом, Районным исследовательским фондом больницы Пирканмаа и Фондом исследований больницы Университета Тампере.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
33 gauge, Small Hub RN NeedleHamilton Company7803-05, 10mm, 25°, PS4For intravitreal injection
Adobe PhotoshopAdobe Inc.For image analysis
Air pump air100Eheim GmbH & Co. KG.143207For inhalation anaesthesia
Anaesthesia unit 410 APUniventor Ltd.2360309For inhalation anaesthesia
AnalaR NORMAPUR Soda limeVWR International Ltd22666.362For CO2 control during model induction
Attane Vet 1000 mg/gVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 17 05 79For inhalation anaesthesia
BrushFor preparation of flat mounts
Carbon dioxide gasFor sacrifice
Celeris D430 ERG systemDiagnosys LLC121For in vivo ERG
Cell culture dishesGreiner Bio-One International GmbH664 160For preparation of flat mounts
Cepetor Vet 1 mg/mLVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 08 78 96For anaesthesia
Cover slipsThermo Fisher Scientific15165452For preparation of flat mounts
O2 Controlled InVivo Cabinet, Aninal Filtrarion System and DehumidifierCoy Laboratory ProductsClosed system for disease model induction, optional for semi-closed system
E702 O2 sensorBioSphenix, Ltd.E207, 1801901For oxygen level measurement
Envisu R2200 Spectral Domain Optical Coherence Tomograph (SD-OCT)Bioptigen, Inc.BPN000668For in vivo imaging
Eye spearsBeaver-Visitec International, Inc.0008685For intravitreal injection and in vivo imaging
Flexilux 600LL Cold light sourceMikron11140For intravitreal injection or tissue collection
Fluorescein sodium saltMerck KGaAF6377-100GFor in vivo imaging
Gas Exhaust unit (+Double 3-way valve, mouse and rat face masks, UNOsorb filter)UNO Roestvaststaal BVGEX 17015249For inhalation anaesthesia
Glass syringe, Model 65 RNHamilton Company7633-01For intravitreal injection
HRA2 Retina angiograph (FA)Heidelberg Engineering GmbHSpec-KT-05488For in vivo imaging
Isolectin GS-IB4, Alexa Fluor 488 ConjugateThermo Fisher ScientificI21411For labeling retinal vasculature on flat mounts
Ketaminol Vet 50 mg/mLIntervet International B.V.vnr 51 14 85For anaesthesia
Medicinal Oxygen gasFor disease model induction
Mice C57BL/6JRjJanvier LabsAlso other strains possible
Microscope slidesThermo Fisher ScientificJ1800AMNZFor preparation of flat mounts
Minims Povidone Iodine 5% (unit)Bausch & Lomb U.K Limitedvnr 24 11 304For intravitreal injection
Nitrogen gasFor disease model induction (rat)
Oftan Chlora 10 mg/gSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 01 11For intravitreal injection
Oftan Metaoksedrin 100 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 03 43For in vivo ERG
Oftan Obucain 4 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 03 50For intravitreal injection
Oftan Tropicamid 5 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 04 12 36For in vivo imaging
ProOx Model 110 O2 controller and animal chamberBioSphenix, Ltd.803For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system
ProOx Model P360 O2 controller and animal chamberBioSphenix, Ltd.538For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system
Rats CD(SD)Charles River LaboratoriesAlso other strains possible
Revertor 5 mg/mLVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 13 04 97For anaesthesia reversal
Silica gelFor humidity control during model induction
Systane Ultra 10mlAlconTamro 2050250For hydration of the eye
Systane Ultra unit 0.7mlAlconTamro 2064871For hydration of the eye
Transfer pipetteThermo Fisher Scientific1343-9108For preparation of flat mounts
VENTI-Line VL 180 PRIME Drying ovenVWRVL180S 170301For drying silica gel
VisiScope SZT350 StereomicroscopeVWR481067For intravitreal injection or tissue collection

Ссылки

  1. Chase, J. The evolution of retinal vascularization in mammals. A comparison of vascular and avascular retinae. Ophthalmology. 89 (12), 1518-1525 (1982).
  2. Sun, Y., Smith, L. E. H. Retinal vasculature in development and diseases. Annual Review of Vision Science. 4, 101-122 (2018).
  3. Vähätupa, M., Järvinen, T. A. H., Uusitalo-Järvinen, H. Exploration of oxygen-induced retinopathy model to discover new therapeutic drug targets in retinopathies. Frontiers in Pharmacology. 11, 873 (2020).
  4. Stahl, A., et al. The mouse retina as an angiogenesis model. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 51 (6), 2813-2826 (2010).
  5. Benjamin, L. E., Hemo, I., Keshet, E. A plasticity window for blood vessel remodelling is defined by pericyte coverage of the preformed endothelial network and is regulated by PDGF-B and VEGF. Development. 125 (9), 1591-1598 (1998).
  6. Bashinsky, A. L. Retinopathy of prematurity. North Carolina Medical Journal. 78 (2), 124-128 (2017).
  7. Ludwig, C. A., Chen, T. A., Hernandez-Boussard, T., Moshfeghi, A. A., Moshfeghi, D. M. The epidemiology of retinopathy of prematurity in the united states. Ophthalmic Surgery, Lasers and Imaging Retina. 48 (7), 553-562 (2017).
  8. Hartnett, M. E. Pathophysiology and mechanisms of severe retinopathy of prematurity. Ophthalmology. 122 (1), 200-210 (2015).
  9. Liu, C. H., Wang, Z., Sun, Y., Chen, J. Animal models of ocular angiogenesis: From development to pathologies. FASEB Journal. 31 (11), 4665-4681 (2017).
  10. Szewczyk, T. S. Retrolental fibroplasia; etiology and prophylaxis. American Journal of Ophthalmology. 35 (3), 301-311 (1952).
  11. Szewczyk, T. S. Retrolental fibroplasia and related ocular diseases; classification, etiology, and prophylaxis. American Journal of Ophthalmology. 36 (10), 1336-1361 (1953).
  12. Gerschman, R., Nadig, P. W., Snell, A. C., Nye, S. W. Effect of high oxygen concentrations on eyes of newborn mice. American Journal of Physiology. 179 (1), 115-118 (1954).
  13. Gyllnesten, L. J., Hellström, B. E. Experimental approach to the pathogenesis of retrolental fibroplasia. III. changes in the eye induced by exposure of newborn mice to general hypoxia. British Journal of Ophthalmology. 39 (7), 409-415 (1955).
  14. Curley, F. J., Habegger, H., Ingalls, T. H., Philbrook, F. R. Retinopathy of immaturity in the newborn mouse after exposure to oxygen imbalances. American Journal of Ophthalmology. 42 (3), 377-392 (1956).
  15. Smith, L. E., et al. Oxygen-induced retinopathy in the mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 35 (1), 101-111 (1994).
  16. Connor, K. M., et al. Quantification of oxygen-induced retinopathy in the mouse: A model of vessel loss, vessel regrowth and pathological angiogenesis. Nature Protocols. 4 (11), 1565-1573 (2009).
  17. Penn, J. S., Tolman, B. L., Lowery, L. A. Variable oxygen exposure causes preretinal neovascularization in the newborn rat. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 34 (3), 576-585 (1993).
  18. Penn, J. S., Henry, M. M., Tolman, B. L. Exposure to alternating hypoxia and hyperoxia causes severe proliferative retinopathy in the newborn rat. Pediatric Research. 36 (6), 724-731 (1994).
  19. Ritter, M. R., et al. Three-dimensional in vivo imaging of the mouse intraocular vasculature during development and disease. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 46 (9), 3021-3026 (2005).
  20. Xiao, S., et al. Fully automated, deep learning segmentation of oxygen-induced retinopathy images. Journal of Clinical Investigation Insight. 2 (24), 97585 (2017).
  21. Mazzaferri, J., Larrivee, B., Cakir, B., Sapieha, P., Costantino, S. A machine learning approach for automated assessment of retinal vasculature in the oxygen induced retinopathy model. Scientific Reports. 8 (1), 22251-22257 (2018).
  22. Kim, C. B., D'Amore, P. A., Connor, K. M. Revisiting the mouse model of oxygen-induced retinopathy. Eye and Brain. 8, 67-79 (2016).
  23. Barnett, J. M., Yanni, S. E., Penn, J. S. The development of the rat model of retinopathy of prematurity. Documenta Ophthalmologica. 120 (1), 3-12 (2010).
  24. Ritter, M. R., et al. Myeloid progenitors differentiate into microglia and promote vascular repair in a model of ischemic retinopathy. Journal of Clinical Investigation. 116 (12), 3266-3276 (2006).
  25. Floyd, B. N., et al. Differences between rat strains in models of retinopathy of prematurity. Molecular Vision. 11, 524-530 (2005).
  26. Scott, A., Powner, M. B., Fruttiger, M. Quantification of vascular tortuosity as an early outcome measure in oxygen induced retinopathy (OIR). Experimental Eye Research. 120, 55-60 (2014).
  27. Walsh, N., Bravo-Nuevo, A., Geller, S., Stone, J. Resistance of photoreceptors in the C57BL/6-c2J, C57BL/6J, and BALB/cJ mouse strains to oxygen stress: Evidence of an oxygen phenotype. Current Eye Research. 29 (6), 441-447 (2004).
  28. Chan, C. K., et al. Differential expression of pro- and antiangiogenic factors in mouse strain-dependent hypoxia-induced retinal neovascularization. Laboratory Investigation. 85 (6), 721-733 (2005).
  29. Stahl, A., et al. Postnatal weight gain modifies severity and functional outcome of oxygen-induced proliferative retinopathy. American Journal of Pathology. 177 (6), 2715-2723 (2010).
  30. Liegl, R., Priglinger, C., Ohlmann, A. Induction and readout of oxygen-induced retinopathy. Methods in Molecular Biology. 1834, 179-191 (2019).
  31. Holmes, J. M., Duffner, L. A. The effect of postnatal growth retardation on abnormal neovascularization in the oxygen exposed neonatal rat. Current Eye Research. 15 (4), 403-409 (1996).
  32. Holmes, J. M., Zhang, S., Leske, D. A., Lanier, W. L. The effect of carbon dioxide on oxygen-induced retinopathy in the neonatal rat. Current Eye Research. 16 (7), 725-732 (1997).
  33. Heiduschka, P., Plagemann, T., Li, L., Alex, A. F., Eter, N. Different effects of various anti-angiogenic treatments in an experimental mouse model of retinopathy of prematurity. Journal of Clinical and Experimental Ophthalmology. 47 (1), 79-87 (2019).
  34. Tokunaga, C. C., et al. Effects of anti-VEGF treatment on the recovery of the developing retina following oxygen-induced retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (3), 1884-1892 (2014).
  35. Tokunaga, C. C., Chen, Y. H., Dailey, W., Cheng, M., Drenser, K. A. Retinal vascular rescue of oxygen-induced retinopathy in mice by norrin. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (1), 222-229 (2013).
  36. Vähätupa, M., Uusitalo-Järvinen, H., Järvinen, T. A. H., Uusitalo, H., Kalesnykas, G. Intravitreal injection of PBS reduces retinal neovascularization in the mouse oxygen-induced retinopathy model. Investigative Ophthalmology & Visual Science. Abstract Issue. 57 (12), 3649 (2016).
  37. Penn, J. S., et al. Angiostatic effect of penetrating ocular injury: Role of pigment epithelium-derived factor. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (1), 405-414 (2006).
  38. Becker, S., Wang, H., Stoddard, G. J., Hartnett, M. E. Effect of subretinal injection on retinal structure and function in a rat oxygen-induced retinopathy model. Molecular Vision. 23, 832-843 (2017).
  39. Sophie, R., et al. Aflibercept: A potent vascular endothelial growth factor antagonist for neovascular age-related macular degeneration and other retinal vascular diseases. Biological Therapy. 2, (2012).
  40. Mezu-Ndubuisi, O. J. In vivo angiography quantifies oxygen-induced retinopathy vascular recovery. Optometry and Vision Science. 93 (10), 1268-1279 (2016).
  41. Mezu-Ndubuisi, O. J., et al. In vivo retinal vascular oxygen tension imaging and fluorescein angiography in the mouse model of oxygen-induced retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (10), 6968-6972 (2013).
  42. Dailey, W. A., et al. Ocular coherence tomography image data of the retinal laminar structure in a mouse model of oxygen-induced retinopathy. Data in Brief. 15, 491-495 (2017).
  43. Mezu-Ndubuisi, O. J., Taylor, L. K., Schoephoerster, J. A. Simultaneous fluorescein angiography and spectral domain optical coherence tomography correlate retinal thickness changes to vascular abnormalities in an in vivo mouse model of retinopathy of prematurity. Journal of Ophthalmology. 2017, 9620876 (2017).
  44. Pinto, L. H., Invergo, B., Shimomura, K., Takahashi, J. S., Troy, J. B. Interpretation of the mouse electroretinogram. Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 127-136 (2007).
  45. Nakamura, S., et al. Morphological and functional changes in the retina after chronic oxygen-induced retinopathy. PLoS One. 7 (2), 32167 (2012).
  46. Dorfman, A. L., Polosa, A., Joly, S., Chemtob, S., Lachapelle, P. Functional and structural changes resulting from strain differences in the rat model of oxygen-induced retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 50 (5), 2436-2450 (2009).
  47. Vähätupa, M., et al. SWATH-MS proteomic analysis of oxygen-induced retinopathy reveals novel potential therapeutic targets. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (8), 3294-3306 (2018).
  48. Campos, M., Amaral, J., Becerra, S. P., Fariss, R. N. A novel imaging technique for experimental choroidal neovascularization. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (12), 5163-5170 (2006).
  49. Yanez, C. O., et al. Deep Vascular Imaging in Wounds by Two-Photon Fluorescence Microscopy. PLos One. 8 (7), 67559 (2013).
  50. Wickramasinghe, L. C., et al. Lung and eye disease develop concurrently in supplemental oxygen-exposed neonatal mice. American Journal of Pathology. , 30287 (2020).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

163

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены