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Resumen

Este protocolo describe un flujo de trabajo de edición de genes de repeticiones palindrómicas cortas (CRISPR) agrupadas regularmente interespaciadas de alto rendimiento para el análisis de redes de clústeres de microARN que permite la generación rápida de un panel de líneas celulares modificadas genéticamente que llevan combinaciones únicas de eliminación de miembros de grupos de miRNA de hasta 35 kb dentro de un solo experimento.

Resumen

Los microARN (miARN) han surgido como importantes reguladores celulares (supresores de tumores, factores pro-oncogénicos) del cáncer y la metástasis. La mayoría de los estudios publicados se centran en un solo miRNA al caracterizar el papel de los ARN pequeños en el cáncer. Sin embargo, ~ 30% de los genes de miARN humanos están organizados en unidades agrupadas que a menudo se coexpresan, lo que indica un sistema complejo y coordinado de regulación de ARN no codificante. Se requiere una subestimación más clara de cómo las redes agrupadas de miRNA funcionan cooperativamente para regular el crecimiento tumoral, la agresividad al cáncer y la resistencia a los medicamentos antes de traducir los ARN pequeños no codificantes a la clínica.

El uso de un procedimiento de edición de genes mediado por repeticiones palindrómicas cortas (CRISPR) agrupadas de alto rendimiento y regularmente interespaciadas se ha empleado para estudiar el papel oncogénico de un grupo genómico de siete genes miRNA ubicados dentro de un locus que abarca ~ 35,000 pb de longitud en el contexto del cáncer de próstata. Para este enfoque, las líneas celulares de cáncer humano se infectaron con un vector de lentivirus para la nucleasa Cas9 inducible por doxiciclina (DOX) cultivada en un medio que contiene DOX durante 48 h. Posteriormente, las células fueron co-transfectadas con ARN CRISPR (tracrRNA) transactivante sintético complejado con oligonucleótidos genómicos de ARN CRISPR específicos del sitio (crRNA) para permitir la rápida generación de líneas celulares de cáncer que transportan toda la deleción del grupo de miRNA y deleciones de grupos de genes miRNA individuales o combinadas dentro de un solo experimento.

Las ventajas de este sistema de edición de genes de alto rendimiento son la capacidad de evitar la subclonación de vectores de ADN que consume mucho tiempo, la flexibilidad en la transfección de células con combinaciones únicas de ARN guía en un formato de 24 pocillos y el genotipado de PCR de menor costo utilizando lisados celulares crudos. Los estudios que utilizan este enfoque simplificado prometen descubrir redundancias funcionales e interacciones sinérgicas / antagónicas entre los miembros del grupo de miRNA, lo que ayudará a caracterizar las pequeñas redes complejas de ARN no codificante involucradas en la enfermedad humana e informará mejor el diseño terapéutico futuro.

Introducción

Se necesitan mejores herramientas de investigación para investigar la contribución de los ARN no codificantes en las enfermedades humanas. La desregulación del MiRNA se observa a menudo en trastornos humanos como el cáncer cuando se comparan los perfiles de expresión de estos pequeños ARN no codificantes en los tejidos y fluidos corporales (por ejemplo, sangre, orina) de pacientes con cáncer versus no cáncer, individuos sanos, empleando microarrays, PCR cuantitativa en tiempo real (qRT-PCR) y tecnologías de secuenciación profunda de próxima generación 1,2 . Trabajos recientes han caracterizado un gran subconjunto de estos miRNAs como factores supresores de tumores, oncogénicos y de metástasis que controlan la formación de tumores, la progresión de la enfermedad y la resistencia a los medicamentos. La sobreexpresión experimental y/o la regulación/pérdida a la baja de los miRNAs dan lugar a consecuencias funcionales y pleiotrópicas en la célula, lo que refleja la amplia gama de actividades asociadas al cáncer que estos ARN no codificantes coordinan: crecimiento, apoptosis, diferenciación, remodelación de la cromatina, angiogénesis, transiciones epitelial a mesenquimal (EMT) y MET, metabolismo y respuesta inmune3.

Los MiRNAs se codifican como genes individuales o residen en grupos genómicos, que se transcriben en el núcleo y se procesan ampliamente antes de generar las especies de miRNA de ~22 nucleótidos (nt) de ~22 nucleótidos (nt) biológicamente maduras localizadas en el citoplasma4. Estos pequeños ARN ejercen sus efectos post-transcripcionalmente y actúan como reguladores genéticos negativos que se unen a los objetivos de ARN mensajero (ARNm) de una manera específica de la secuencia para llevar el complejo de silenciamiento catalítico inducido por ARN (RISC) al sitio de ARNm, lo que resulta en la degradación de ARNm y / o un bloqueo en la traducción de proteínas. Los MiRNAs son una clase extremadamente abundante de ARN no codificantes en sistemas animales, y existen 2.654 miRNAs maduros en el genoma humano (miRBase release 22.1)5. Los MiRNAs suelen asociarse con una complementariedad incompleta con sus dianas deARNm 4. Por lo tanto, un solo miRNA puede regular decenas a cientos de objetivos distintos de ARNm e impactar funcionalmente en una amplia gama de vías biológicas. Para aumentar la complejidad de los mecanismos basados en miRNA, un solo ARNm puede ser regulado por múltiples miRNAs distintos. Por lo tanto, es un desafío investigar cómo la desregulación de miRNA interrumpe el equilibrio homeostático del cuerpo y conduce a la malignidad humana.

La mayoría de los estudios publicados se han centrado en un solo miRNA al caracterizar su papel en los eventos de la enfermedad. Sin embargo, ~ 30% de los genes de miARN humanos están organizados en unidades agrupadas (típicamente ~ 10 kilobases [kb]) que a menudo se transcriben en la misma orientación y se coexpresan, lo que indica un sistema coordinado y complejo de regulación de ARN no codificante6. El grupo de miARN humano policistrónico más grande es el grupo 14q32 que comprende 54 precursores de miARN. Una de las unidades de miARN agrupadas más estudiadas asociadas con los cánceres humanos es el grupo policistrónico miR-17-92 compuesto por miR-17, miR-18a, miR-19a, miR-20a, miR-19b-1 y miR-92-1 que residen dentro del intrón 3 del ARN no codificante, c13orf25. El grupo miR-17-92 se amplifica con frecuencia en neoplasias malignas hematopoyéticas y se sobreexpresa en tumores sólidos y ha establecido funciones oncogénicas en la promoción de la progresión del ciclo celular, la apoptosis y la angiogénesis7. Además, el grupo supresor de tumores miR-15a y miR-16-1 ubicado dentro del intrón del gen no codificante Leu2 a menudo se elimina en leucemias y se regula a la baja en una amplia gama de cánceres, funcionando para bloquear el crecimiento tumoral dirigiéndose al gen antiapoptótico BCL2 y genes adicionales de progresión del ciclo celular8. El grupo miR-888 está elevado en pacientes con cáncer de próstata de alto grado y consta de siete genes miRNA (miR-892c, -890, -888, -892a, -892b, -891b y -891a) localizados en el cromosoma humano Xq27.3 9,10.

El grupo miR-888 se mapea dentro del locus HPCX1 (Hereditary Prostate Cancer, X-linked 1) que abarca Xq27-2, que se identificó mediante el análisis de vinculación de pedigríes familiares de cáncer de próstata hereditario 11,12,13,14,15,29. La caracterización funcional de los miembros agrupados individuales de miR-888 utilizando herramientas convencionales de expresión errónea de miRNA (imitadores de miRNA e inhibidores antisentido) indicó que estos miRNAs desempeñan funciones superpuestas en la regulación del crecimiento y la invasión del tumor de próstata 9,10. Sin embargo, estos métodos experimentales no se prestan fácilmente para estudiar cómo múltiples miembros agrupados de miR-888 actúan sinérgica o antagónicamente en una red de ARN no codificante para controlar la homeostasis tisular y la progresión del cáncer. Este protocolo simplificado descrito utilizando la tecnología de edición de genes CRISPR de alto rendimiento se modifica para diseccionar molecularmente los grupos de miRNA asociados con cánceres humanos (por ejemplo, el grupo miR-888) para cerrar esta brecha de conocimiento.

Los genes crispr bacteriano y crispr asociado (cas) median la inmunidad adaptativa contra bacteriófagos16. El descubrimiento de este antiguo sistema de vigilancia procariota se adaptó rápidamente como una herramienta científica eficiente para atacar fácilmente cualquier locus genómico deseado y realizar alteraciones en la secuencia de ADN dentro de una amplia gama de sistemas animales y tipos de células, tanto in vitro como in vivo16,17. Esta técnica es muy prometedora como un método eficaz para interrogar las redes de miRNA en el contexto de la enfermedad humana. Con este fin, este protocolo de edición de genes CRISPR de alto rendimiento para estudiar el grupo miR-888 que abarca ~ 35 kb en el cromosoma X humano en líneas celulares de cáncer de próstata humano inmortalizadas (LNCaP, PC3-ML) se construye para interrogar cómo los miembros del grupo coordinan las vías de progresión del cáncer. Este enfoque se puede aplicar a la caracterización de cualquier grupo de miRNA y permite a los investigadores generar rápidamente líneas celulares humanas que transportan toda la deleción del grupo de miRNA y las deleciones de grupos de genes de miRNA individuales y combinadas dentro de un solo experimento.

En este procedimiento, se establecen líneas celulares estables que llevan un sistema de expresión lentiviral inducible por doxiciclina (DOX) que permite al investigador controlar la expresión del gen endonucleasa Asociada a Streptococcus pyogenes CRISPR Cas9 (csn1) a través del promotor constitutivo INDUCIBLE POR DOX TRE3G. El sistema bipartito Tet-On 3G implica un promotor constitutivo del factor de elongación humana 1 alfa (hEF1alpha) para impulsar la transcripción tanto del gen Tet-On 3G como del gen de resistencia a la blasticidina (BlastR) como una transcripción bicistrónica. La proteína transactivadora Tet-On 3G solo se une al promotor TRE3G en presencia de DOX, lo que resulta en una transcripción Robusta de Cas9. En ausencia de DOX, no hay o hay una expresión basal de Cas9 muy mínima. Por lo tanto, el investigador puede inducir una alta producción de proteína Cas9 en células cultivadas en medios suplementados con DOX durante los pasos de edición del gen CRISPR y controlar el aclaramiento rápido de la proteína CAS9 tras la retirada de DOX.

Este protocolo también describe el diseño de oligonucleótidos sintéticos de ARN CRISPR (arncr) dirigidos a regiones que flanquean todo el grupo de miARN, regiones individuales de horquilla de miARN (premiRNA) y / o subconjuntos de genes de miARN dentro del grupo. Cada CRRNA diseñado contiene una secuencia guía única de 5'-terminal de 20 nt (complementaria a la secuencia genómica de interés a dirigir), seguida de una secuencia de repetición invariante de 22 nt S. pyogenes (5'-XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX-GUUUUAGAGCUAUGCUGUUUUG-3') que permite el emparejamiento de bases con los oligonucleótidos universales de ARN CRISPR (tracrRNA)18. Juntos, el crRNA recocido y el tracrRNA (relación mixta 1:1) funcionan como el ARN guía para este protocolo (Figura 1A). En cada experimento, dos ARN guía sintéticos se transfectan en células inducidas por DOX para asociar y escoltar la proteína Cas9 bacteriana a los sitios de ADN genómico (5' y 3') que flanquean la región del grupo de miRNA objetivo de eliminación (Figura 1B).

Una secuencia de motivos adyacentes protoespaciadores (PAM) (5'-NGG-3' para el tipo salvaje S. pyogenes Cas9) debe estar presente en el genoma celular y ubicarse inmediatamente adyacente a la secuencia de ADN de 20 nt a la que se dirige el ARN guía17. La secuencia PAM sirve como una señal de unión y posiciona la región catalítica de la enzima endonucleasa Cas9 en el sitio de ADN genómico objetivo, lo que posteriormente conduce a una escisión de ADN dirigida de doble cadena (ds) ubicada ~ 3 nt aguas arriba de la PAM. La maquinaria de reparación del ADN de la célula repara los extremos del ADN escindido, lo que puede resultar en una ligadura perfecta, pero a menudo se produce una unión final no homóloga (NHEJ), causando pequeñas inserciones o deleciones (indels) en el sitio de reparación. Dado que los miRNAs son genes no codificantes que a menudo se encuentran dentro de regiones intergénicas e intrónicas, estos indels conllevan un bajo riesgo de crear mutaciones no deseadas sin sentido / sin sentido.

Al emplear oligonucleótidos de ARN sintéticos (ARNcr recocido y ARNtra, relación molar 1:1) que codifican para el complejo de ARN guía en estos experimentos, esta estrategia de eliminación de genes evita la subclonación de vectores de ADN que consume mucho tiempo y permite una gran flexibilidad para transfectar combinaciones únicas de ARN guía a las células en un formato de 24 pocillos. La preparación de lisados celulares crudos para la detección de genotipos de PCR también evita métodos de purificación de ADN costosos y lentos, al tiempo que permite la generación simplificada de líneas celulares de una sola colonia y el análisis fenotípico. De hecho, este protocolo de edición de genes CRISPR de alto rendimiento se ha utilizado con éxito para transfectar líneas celulares de cáncer de próstata cultivadas (LNCaP, PC3-ML) con 32 combinaciones únicas de ARN guía en un solo experimento y generar líneas eliminatorias que llevan deleciones para toda la región del grupo miR-888 de ~ 35 kb; combinaciones de deleción más pequeñas para los miembros del grupo miR-888 pertenecientes a las familias miR-743 y miR-891a; así como deleciones para miembros individuales de miRNA dentro del grupo miR-888. Estudios como estos proporcionarán una subestimación más clara de cómo los miRNAs agrupados funcionan cooperativamente para regular el crecimiento tumoral, la agresividad y la resistencia a los medicamentos antes de traducir los miRNAs a la clínica como herramientas terapéuticas y de diagnóstico.

Protocolo

1. Preparación para la edición de genes CRISPR y diseño de ARN guía para generar líneas celulares knockout de grupos de miRNA

  1. Cree un archivo de ADN que contenga la secuencia genómica completa de la región del grupo de miRNA de interés (intergénica, intrónica) y al menos 1 kB de las regiones genómicas circundantes utilizando un programa de software de anotación de secuenciade ADN 19.
    1. Utilice una herramienta de edición de características en el archivo de ADN creado para marcar el locus del cúmulo de miRNA objetivo (intergénico, intrónico) y cada secuencia de horquilla de miRNA individual que pertenezca al grupo de miRNA, así como anotar otros genes codificantes y no codificantes cercanos y / o características reguladoras 5,20,21,22.
    2. Asegúrese de que las regiones de miRNA a las que se dirige la deleción no interrumpan inadvertidamente los genes codificantes de proteínas cercanos, los genes no codificantes o los elementos reguladores importantes del ADN.
      NOTA: Considere la complejidad genómica (por ejemplo, duplicaciones/fusiones cromosómicas) de la línea celular utilizada en este protocolo.
  2. Diseñar crRNAs sintéticos dirigidos a 20 nt de secuencia de ADN genómico que flanquea todo el grupo de miRNA, regiones individuales de horquilla de miRNA (pre-miRNA) y / o subconjuntos de genes de miRNA dentro del grupo utilizando una herramienta de software de diseño de ARN de guía bioinformática (por ejemplo,23). Asegúrese de que la enzima Cas9 adecuada esté anotada en la herramienta de diseño de ARN guía (es decir, S. pyogenes Cas9).
    NOTA: El ARNcr sintetizado contendrá esta secuencia guía única de 5'-terminal de 20 nt (complementaria al objetivo de ADN) seguida de un invariante de 22 nt S. pyogenes repetir secuencia para permitir el emparejamiento de bases con el oligonucleótido de ARNtra universal sintetizado. Recocidos juntos, funcionarán como el ARN guía en este protocolo.
    1. Haciendo referencia al archivo de ADN creado (Paso 1.1.), ingrese ~ 150 nt de secuencia de ADN que reside inmediatamente aguas arriba (5') o aguas abajo (3') del locus de horquilla / clúster de miRNA destinado a la eliminación en la herramienta de software de diseño de ARN de guía bioinformática23.
      NOTA: La herramienta de diseño identificará secuencias únicas de 20 nt para el diseño de oligonucleótidos de ARNcr que residen inmediatamente adyacentes a la secuencia PAM (en la cadena de ADN no dirigida) (por ejemplo, S. pyogenes Cas9 PAM secuencia NGG). A continuación se proporciona un ejemplo de diseño de ARNcr dirigido a un sitio inmediatamente aguas arriba (5') del locus del gen mir-891a (específicamente 5A (891a) discutido en la sección de resultados representativos y la Tabla 1).
      1. Abra la herramienta de software de diseño de ARN guía23.
      2. Escriba el nombre 5A(891a) en la ventana Introducir nombre .
      3. En la ventana Introducir una secuencia de ADN , introduzca 150 nt de secuencia genómica que residen inmediatamente aguas arriba (5') del gen precursor mir-891a : 5'-AAGAAAATACATGCTGATAGTTACACAGG
        TTGTGAATAGTAAATTAGTATGTCATTTATTT
        TAGGTATTCAATGTTGCATAGTCATATTATA
        ATTACGTAGCTTCTTTGTTTTTTTCTAGGTT
        CCCAAAGAGTCTACAAATGTTGTCT-3'
      4. Marque la casilla Habilitar comprobación de especificidad para excluir los sitios fuera de destino detectados computacionalmente por el programa. Elija el organismo apropiado (es decir, humano [Homo sapiens]).
      5. Especifique la enzima Cas9 PAM correcta empleada para los estudios, en este caso, Streptococcus pyogenes Cas9-PAM:NGG, para generar la siguiente configuración predeterminada: PAM relativa al objetivo: Después; Repetir secuencia: GUUUUAGAGCUAUGCUGUUUUG; Relativo a la guía: 3; Longitud de la secuencia objetivo: 20; Corte en relación con el objetivo 5' inicio: Sentido 17 Anti-sentido 17.
      6. Haga clic en el botón Siguiente para ver los resultados de la síntesis sintética de crRNA.
        NOTA: En este ejemplo, el crRNA sugerido a sintetizar reconocerá el objetivo de ADN ATACATGCTGATAGTTACAC y se ubicará adyacente a PAM:AGG.
    2. Haga referencia al archivo de ADN (creado en el paso 1.1.) para determinar las mejores secuencias diana de CRRNA 20 NT candidatas que residen más cerca del locus de miRNA que se eliminará y poseen la mayor especificidad para el objetivo genómico previsto.
      1. Utilice herramientas de análisis computacional fuera de la orientación para evaluar la especificidad del ARNcr candidato y predecir posibles sitios fuera de la orientación en loci genómicos no relacionados con la región de interés del grupo de miRNA objetivo (por ejemplo, 24,25,26,27).
      2. Registre los posibles resultados fuera del objetivo para su posterior referencia al genotipar líneas celulares clonales CRISPR de una sola colonia mediante PCR (Paso 4.2.6.).
        NOTA: El grado de complementariedad de la secuencia compartida entre el oligonucleótido de ARNcr diseñado y la secuencia diana genómica dictará qué tan selectivamente la enzima Cas9 escinde el genoma en ese locus. Dado que el ARN guía se redirige al objetivo genómico en una dirección de 3' a 5', los desajustes en el extremo 5' de la secuencia diana de ADN (las primeras 8-10 bases) a menudo bloquearán la escisión mediada por Cas9. Si la secuencia diana genómica comparte homología con otro locus genómico, excepto dentro de las primeras ocho bases de la secuencia de ADN, se predice que este ARN guía tiene una baja probabilidad de desobjecimiento en este sitio.
      3. Diseñe cuatro CRRNA únicos para cada locus de miRNA dirigido: dos crRNAs diseñados para dirigirse a secuencias de ADN complementarias inmediatamente 5' de la horquilla/grupo de miRNA (5'A, 5'B) y dos crRNAs diseñados para apuntar a secuencias de ADN complementarias inmediatamente 3' de la horquilla/cluster de miRNA (3'A, 3'B).
        NOTA: Al realizar las transfecciones CRISPR (en la Sección 3), se probarán cuatro posibles combinaciones de pares de ARN guía de 5' y 3' (5'A + 3'A; 5'A + 3'B; 5'B + 3'A; 5'B + 3'B) para cada locus de miRNA dirigido para aumentar la probabilidad de generar deleciones exitosas de locus de miRNA en un solo experimento.
      4. Utilice una herramienta de edición de características en el archivo de ADN creado (Paso 1.1.) para marcar la secuencia objetivo de ADN (con PAM adyacente) para cada CRRNA diseñado que se va a sintetizar.
  3. Diseñar y sintetizar cebadores de PCR (hacia adelante, hacia atrás) que flanqueen las regiones de clúster de miRNA objetivo para genotipar líneas celulares CRISPR (y etiquetar los cebadores en el archivo de ADN creado).
    1. Para el genotipado de líneas celulares que transportan pequeñas deleciones genómicas para miRNAs estrechamente agrupados o individuales, diseñe cebadores de PCR (hacia adelante, hacia atrás) que residan aproximadamente 150 pb a cada lado del sitio de escisión Cas9 / región de knockout que permitirán la detección de fragmentos de ADN de tipo salvaje (~ 600 pb) y knockout (~ 300 pb) en una sola reacción de PCR a través de electroforesis en gel.
    2. Para genotipar líneas celulares que llevan grandes deleciones genómicas para combinaciones de precursores de miRNA o todo el grupo de miRNA, nuevamente diseñe cebadores de PCR (hacia adelante, hacia atrás) que residan aproximadamente 150 pb a cada lado del sitio de escisión / knockout de Cas9. Tenga en cuenta que, si la deleción del grupo de miRNA dirigida abarca >4 kb de longitud, la reacción de PCR probablemente solo detectará el fragmento de ADN knockout más pequeño (~ 300 pb), pero no el fragmento de ADN de tipo salvaje. Por lo tanto, diseñe cebadores de PCR adicionales (hacia adelante, hacia atrás) que puedan detectar la presencia o ausencia de genes internos del grupo de miRNA para ayudar al proceso de detección y validar las líneas celulares knockout homocigotas.

2. Generación de líneas celulares lentivirales estables que llevan el casete de expresión Cas9 inducible por DOX

NOTA: Realice todo el trabajo de cultivo celular y virus en una campana de bioseguridad certificada utilizando procedimientos BSL2 y técnica aséptica.

  1. Determinar el tipo de línea celular apropiado para los estudios CRISPR y los medios de crecimiento preferidos.
    NOTA: Este protocolo fue desarrollado para las líneas celulares de cáncer de próstata humano LNCaP (medio preferido: RPMI, 10% de suero fetal bovino [FBS]) y PC3-ML (medio preferido: DMEM, 10% FBS).
  2. Realizar una curva de "muerte" de blasticidina para determinar la concentración óptima del fármaco para seleccionar las células infectadas por lentivirus que portan el cassette del gen de resistencia a la blasticidina (Paso 2.3.).
    1. Placa de células en 11 pocillos de una placa de 24 pocillos y crecen a 37 °C, 5% DE CO2 en el medio preferido hasta aproximadamente un 75% de confluente.
    2. Diluir la blasticidina (material de trabajo 1 mg/ml) en el medio preferido con una concentración final que oscile entre 0, 1 y 10 μg/ml y diluirla en incrementos de 1 μg/ml.
    3. Etiquete los pocillos de la placa de 24 pocillos sembrados del 1 al 11. Retire el medio de crecimiento de los pozos y reemplácelo con las concentraciones apropiadas de blasticidina.
    4. Cambie el medio con las concentraciones apropiadas de blasticidina cada dos días durante 7-10 días.
    5. Examine las células diariamente durante el curso de tiempo y determine la concentración mínima de blasticidina requerida para matar todas las células dentro de 5-7 días.
      NOTA: Se deberá realizar una curva de "muerte" de blasticidina para cada línea celular específica empleada para los experimentos de edición de genes CRISPR.
  3. Infectar las células con lentivirus portadores del casete de expresión Cas9 inducible por DOX y realizar la selección de blasticidina utilizando la concentración óptima determinada en el Paso 2.2.
    1. En tres pocillos de una placa de 6 pocillos, sembra 5 × 104 células por pozo y crece en el medio preferido a 37 °C, 5% CO2 durante la noche (ON).
    2. Al día siguiente, descongele el vector de expresión de lentivirus para Cas9 inducible por DOX (Lenti-iCas9) en hielo. Mezcle suavemente (no vórtice las partículas del virus).
      NOTA: Guarde el lentivirus en alícuotas a -80 °C para evitar múltiples ciclos de congelación/descongelación, lo que disminuirá los títulos virales y la eficiencia de la infección.
    3. Calcular el volumen necesario para transducir 5 × 104 células con virus a una multiplicidad de infección de 0,3 (MOI = 0,3) en función de la concentración del título viral.
    4. Pipetear el volumen apropiado del virus en 250 μL (por pocillo) de medio preferido libre de suero y antibiótico suplementado con bromuro de hexadimetrina de 0,8 μg/ml. Mezclar suavemente.
      NOTA: El bromuro de hexadimethrine es un polímero catiónico que se encuentra para aumentar la adsorción viral y la eficiencia de la infección.
    5. Retire el medio. Añadir los 250 μL de medio de transducción preparado con el virus Lenti-iCas9 (MOI = 0,3) a las células e incubar ON a 37 °C, 5% CO2. (Acorte el tiempo de incubación a 4-6 h si las células exhiben efectos tóxicos relacionados con el virus).
    6. Reemplace el medio con el medio preferido fresco y permita que las células se recuperen durante 1-2 días.
    7. Realice la selección de blasticidina en las células infectadas durante 10-14 días utilizando la concentración óptima de blasticidina derivada de la curva de "muerte" descrita en el Paso 2.2.
      1. Paralelamente, cultivar las células no infectadas en medio con la concentración óptima de blasticidina para ser utilizadas como control positivo para la selección viral.
    8. Cambie el medio suplementado con la concentración óptima de blasticidina cada 3 días durante el curso de tiempo de selección para eliminar las células muertas.
      NOTA: Sólo las células que sobrevivan a la selección de blasticidina habrán integrado el vector lentiviral.
    9. Expanda las líneas celulares Lenti-iCas9 seleccionadas con blasticidina.
      NOTA: Registre el número de paso de celda en cada expansión.
      1. Congele una porción de las células Lenti-iCas9 en el medio preferido suplementado con sulfóxido de dimetilo al 10% (DMSO) para el almacenamiento criovial a largo plazo.
      2. Analizar una porción de las células Lenti-iCas9 por western blot9 para identificar la línea celular que exhibe los niveles más robustos de proteína Cas9 inducible por DOX (ver Paso 2.3.).
  4. Realizar una curva de concentración de doxiciclina en líneas celulares Lenti-iCas9 recién establecidas para determinar las condiciones óptimas para la inducción de la proteína Cas9.
    1. Configure cuatro placas independientes de 6 pocillos para cada línea celular probada para realizar este curso de tiempo de concentración DOX. Placa 5 × 104 células por pocillo de cada placa de 6 pocillos y crecen a 37 °C, 5% CO2 en el medio preferido durante 24 h.
    2. Diluir DOX (material de trabajo 1 mg/ml) en el medio preferido con una curva de concentración de DOX final que oscila entre 0, 50, 100, 150, 250 a 500 ng/mL.
    3. Etiquete los pocillos de cada placa de 6 pocillos sembrados del 1 al 6. Retire el medio y reemplácelo con las concentraciones dox apropiadas. Cultivar placas 1-4 hasta los siguientes puntos de tiempo: 24 h, 48 h y 72 h de inducción DOX; y 120 h después de la retirada de DOX (inicialmente inducida por DOX de 72 h).
    4. Cosechar los pocillos de la placa en cada punto de tiempo utilizando métodos apropiados (por ejemplo, tripsinización). Almacene los gránulos celulares a -80 °C. Procese los gránulos celulares en tampón RIPA para el aislamiento de lisado y el análisis de western blot Cas9.
      1. Ejecute 40 μg de lisado celular para cada muestra del curso de tiempo de inducción DOX utilizando un gel Bis-Tris desnaturalizante al 4% -12% y transfiera las proteínas a una membrana inmunoblot.
      2. Hibridar la membrana inmunoblot con un anticuerpo primario contra Cas9 para detectar la proteína de 160 kDa. Normalice los niveles de Cas9 utilizando un gen de limpieza como GAPDH (37 kDa).
    5. Sobre la base de los resultados de Western Blot, determinar la concentración óptima de DOX para inducir Cas9 en las líneas celulares Lenti-iCas9.
      NOTA: Este curso de tiempo también revelará cuán estrictamente se regula la expresión de Cas9 después de la eliminación de DOX 120 h.
    6. Establecer colonias unicelulares para las líneas celulares Lenti-iCas9 que muestren una expresión robusta de la proteína Cas9 para optimizar las transfecciones CRISPR (en la Sección 3).

3. Realización de reacciones CRISPR mediante inducción Cas9 y transfección de ARN guía sintética de células utilizando un formato de alto rendimiento

NOTA: En la figura 1 se muestra un diagrama de flujo de trabajo.

  1. En el papel, mapee las combinaciones de pares de crRNA que se transfectarán en cada pocillo de una placa de 24 pocillos dirigida a todo el grupo de miRNA, varias combinaciones de genes de miRNA agrupados, así como miembros individuales del grupo de miRNA.
    1. En el mapa, etiquete cuatro pozos por locus de miRNA objetivo. Haga que cada uno represente bien una reacción de transfección, con dos arncr únicos colocados a 5' y 3' del locus genómico knockout de miRNA deseado y el tracrRNA (relación molar recocida 1: 1).
    2. Asegúrese de que cada uno de los cuatro pocillos etiquetados represente un par único de ARNcr para la transfección (por ejemplo, 5'A + 3'A; 5'A + 3'B; 5'B + 3'A; 5'B + 3'B).
      NOTA: El diseño de dos crRNAs de 5' y dos crRNAs de 3' flanqueando cada locus de miRNA dirigido (Sección 1) permite la generación de cuatro posibles pares de ARN guía de 5' y 3' en la reacción de transfección.
  2. Coloque la línea celular Lenti-iCas9 en 5 x 104 celdas/pocillo de una placa de 24 pocillos en el medio preferido que contenga la concentración doX optimizada (determinada en el paso 2.4.). Cultive las células durante 24-48 h a 37 °C, 5% CO2 para inducir la expresión de la proteína Cas9.
  3. Transfecta las células Lenti-iCas9 con los ARN guía preparados de 5' y 3'.
    1. Reconstituir los oligonucleótidos sintetizados de arncr y arhorrRNA con agua libre de nucleasa a una concentración de stock de 10 μM. Almacenar a -80 °C a largo plazo.
    2. Etiquete cuatro tubos de microcentrífuga de 1,5 ml por locus de miRNA objetivo basado en el mapa experimental diseñado en el Paso 3.1., que representa las cuatro combinaciones posibles de pares de arNcr de 5' y 3' (5'A + 3'A; 5'A + 3'B; 5'B + 3'A; 5'B + 3'B).
    3. En cada tubo, mezcle una relación molar de 1:1 de ARNtracr y arNcr únicos (5' y 3') para formar el complejo de ARN guía de 2 μM utilizando la siguiente reacción (volumen final de 10 μL):
      1. Añadir 2,5 μL de artrantr (stock de 10 μM), 1,25 μL del crRNA posicionado 5' (stock de 10 μM), 1,25 μL del crRNA posicionado 3' (stock de 10 μM) y 5 μL de 10 mM TRIS-HCL pH 7,5 a un tubo centrífugo de 1,5 mL. Microcentrífuga para 30 s a 16.000 × g para mezclar. Incubar a temperatura ambiente (RT) durante 5 min.
    4. A cada tubo, agregue 40 μL de medio sérico reducido (por ejemplo, Opti-MEM) a los 10 μL de reacción del complejo de ARN guía (volumen total de 50 μL). Mezclar suavemente pipeteando hacia arriba y hacia abajo.
    5. En un tubo de centrífuga limpio de 1,5 ml, mezcle 2 μL del reactivo de transfección28 (véase NOTA 3.3.5.1.) y 48 μL de medio sérico reducido (por ejemplo, Opti-MEM, volumen final de 50 μL) suavemente mediante el pipeteo hacia arriba y hacia abajo. Incubar en RT durante 5 min.
      1. Prepare una mezcla maestra del reactivo de transfección multiplicando las cantidades de reactivo (2 μL) y medio sérico reducido (por ejemplo, Opti-MEM, 48 μL) por el número de pocillos a transfectar, más un 10% de volumen adicional para tener en cuenta las ligeras imprecisiones de pipeteo.
        NOTA: Seleccione un reactivo de transfección que esté optimizado para transfecciones de oligonucleótidos de ARN pequeño y ARN CRISPR, así como para la línea celular tipo28.
    6. A cada tubo que contenga los 50 μL de mezcla de ARN guía (de la etapa 3.3.4.), añádase los 50 μL del reactivo de transfección diluido (de la etapa 3.3.5.). Pipetee la mezcla lentamente hacia arriba y hacia abajo una vez para mezclar. Incubar en RT durante 20 min.
    7. Añadir 400 μL de medio libre de antibióticos suplementado con DOX (concentración óptima) a cada tubo que contenga los 100 μL de la mezcla guía de ARN/transfección. Pipetear suavemente para mezclar.
  4. Retire el medio de las células Lenti-iCas9 inducidas por DOX (paso 3.2.). Añadir 500 μL de mezcla media/DOX/ARN guía/transfección basada en el mapa experimental de placas de 24 pocillos (Paso 3.1.). Incubar las células transfectadas durante 48 h a 37 °C, 5% CO2.
  5. Reemplace el medio con el medio fresco preferido sin DOX (para eliminar la proteína Cas9 de las células). Permita que las células se recuperen durante otras 24-48 h a 37 °C, 5% CO2.
  6. Cosechar las células transfectadas (tripsinización) y prepararse para el genotipado y las diluciones unicelulares.
    NOTA: Las células representan una población mixta que contiene células transfectadas editadas por genes CRISPR y no transfectadas de tipo salvaje. Este paso determinará la eficiencia de la edición CRISPR antes de invertir tiempo / recursos en la expansión de colonias de una sola célula.
    1. Lave las células 1x con 1 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS). Incubar las células en 100 μL de tripsina durante 5 min a 37 °C, 5% CO2 y transferir las células a un tubo de centrífuga limpio de 1,5 ml que contenga 1 ml de medio.
    2. Invierta para mezclar y microcentrífugo las células durante 5 min a 200 × g a 20 °C. Retire el medio y vuelva a suspender el pellet celular en 1 ml de PBS.
    3. Microcentrífugo de las células lavadas durante 5 min a 200 × g a 20 °C. Retire el PBS y vuelva a suspender el pellet celular en 150 μL del medio preferido.
  7. Determine el número de células por microlitro de los 150 μL de células resuspendidas utilizando un hemocitómetro o un instrumento automatizado de conteo de células.
  8. Separe los 150 μL de células resuspendidas en tres partes.
    1. Congelar 1/3 de células transfectadas (50 μL) en medio más 10% de DMSO (volumen final de 150 μL) en crioviales para futuras expansiones/almacenamiento a largo plazo.
    2. Transfiera 1/3 de las células transfectadas (50 μL) a un tubo pcr limpio de 0,2 ml para el genotipado.
      1. Microcentrífugo las células durante 5 min a 200 × g a 4 °C y retira el medio.
      2. Resuspend el pellet celular en 100 μL de PBS.
      3. Microcentrífugo las células durante 5 min a 200 × g a 4 °C y retire el PBS. Almacene los pellets de células de población mixta a largo plazo a -80 °C.
      4. Procese el pellet de celda para el genotipado utilizando el flujo de trabajo de la Sección 4.
    3. Preparar el 1/3 final de las células (50 μL) para dilución y chapado en un formato de placa de 96 pocillos para generar colonias de una sola célula.
      1. Sobre la base del recuento de células en el Paso 3.7., calcule las diluciones requeridas para lograr 10, 5, 2 y 1 celda (s) en 100 μL de medio por pocillo de una placa de 96 pocillos.
      2. Usando un multipipeteador de 12 canales y un depósito de reactivo estéril, agregue 100 μL de células diluidas por pozo a dos filas de la placa (24 pocillos en total) por cada dilución (10, 5, 2 o 1 celda por pozo). Espere de 4 a 6 semanas para que las células crezcan hasta la confluencia para la expansión de colonias unicelulares. Observe las células semanalmente bajo un microscopio de luz y observe si las colonias representan colonias de una o varias células.
      3. Recolectar ~10-15 colonias unicelulares para genotipado (Sección 4). Identifique al menos tres líneas de colonias independientes, knockout y unicelulares para cada locus de miRNA dirigido. Conserve las líneas de una sola celda de tipo salvaje como controles.
        NOTA: El número de exámenes dependerá del tipo de línea celular y del impacto del fenotipo de eliminación de miARN en el crecimiento/viabilidad celular.

4. Genotipado por PCR de líneas celulares CRISPR utilizando lisados celulares crudos

  1. Cosecha colonias individuales de una sola célula de pozos casi confluentes de una placa de 96 pocillos.
    NOTA: La eliminación del medio/PBS descrita en estos pasos se puede realizar manualmente utilizando un aspirador de vacío en el gabinete de bioseguridad, pero tenga cuidado de evitar la contaminación cruzada. Use una nueva punta de tubería "amarilla" estéril de 200 μL para cada pozo de la placa de 96 pocillos al aspirar, en la que cada punta amarilla intercambiada se coloca firmemente al final de una pipeta de pasto de vidrio estéril unida al aspirador de vacío.
    1. Lavar los pocillos 1x con 100 μL de PBS. Aspirar el PBS.
    2. Añadir 50 μL de tripsina e incubar durante 2-5 min a 37 °C, 5% CO2.
    3. Pipetee suavemente hacia arriba y hacia abajo y transfiera las células resuspendidas a un tubo centrífugo de 1,5 ml que contenga 1 ml de medio.
    4. Invierta para mezclar y ginete suavemente las células en una microcentrífuga durante 5 min a 200 × g a 20 °C.
    5. Retire el medio y agregue 1 ml de PBS. Mueva suavemente el tubo para interrumpir el pellet e invierta varias veces para mezclar.
    6. Microcentrífuga durante 5 min a 200 × g a 20 °C para granular las células.
    7. Retire el PBS y vuelva a suspender el pellet en 300 μL de PBS fresco.
    8. Divida la muestra de 300 μL en dos partes.
      1. Transfiera 200 μL de las células (2/3 del pellet) a un pozo de una placa de 24 pocillos que contenga 1 ml del medio preferido. Una vez validado el genotipo, utilice estas células para expandir las líneas celulares knockout mediadas por CRISPR para el análisis funcional.
      2. Transfiera 100 μL de las células (1/3 del pellet) a un tubo de PCR de 0,2 ml. Microcentrífuga durante 5 min a 3.000 x g a 4 °C. Retire el PBS. Conservar el pellet a -80 °C.
  2. Preparar lisados de células crudas para el genotipado y el análisis de secuencia utilizando los cebadores de PCR diseñados en el paso 1.3. Incluya los lisados celulares preparados a partir de células no transfectadas en estos experimentos para usarlos como controles positivos de tipo salvaje.
    1. Resuspender el pellet celular en 4 μL de tampón de 5x ADN polimerasa (ver la Tabla de Materiales, concentración final 1x), 1 μL de Proteinasa K (20 ng/mL de stock), 1 μL de RNasa A (10 ng/mL de stock) y agua libre de nucleasa hasta un volumen total de 20 μL.
    2. Lisar las células en un termociclador utilizando un programa de PCR: 56 °C durante 30 min y 96 °C durante 5 min. Conservar los lisados celulares a -20 °C.
    3. Realizar una reacción de PCR utilizando los cebadores de PCR diseñados (adelante, atrás) que flanquean el ARN guía 5' y 3' guía de los sitios dirigidos al ARN (Tabla 1).
      NOTA: Las condiciones del tampón y termociclador de la ADN polimerasa dependerán de la enzima ADN polimerasa Taq utilizada para la reacción de PCR. Este protocolo fue optimizado para una Phusion HF DNA Polimerasa.
      1. Configure la mezcla de reacción de PCR en hielo: 5 μL de tampón de ADN polimerasa 5x, 0,5 μL de imprimación de PCR hacia adelante (stock de 10 μM), 0,5 μL de imprimación de PCR inversa (10 μM de stock), 0,5 μL de 10 mM de dNTP, 0,25 μL de ADN polimerasa, 1-4 μL de lisado celular y agua libre de nucleasa hasta un volumen total de 25 μL.
      2. Ejecute la reacción de PCR en un termociclador utilizando el programa: 98 °C durante 3 min, y 35 ciclos de 98 °C durante 10 s, 62 °C durante 15 s, 72 °C durante 15 s y luego 72 °C durante 10 min. Mantener durante 4 °C. Véase la NOTA 4.2.3. encima.
    4. Cargue los productos de PCR en un gel de agarosa al 1% para el análisis de electroforesis.
    5. Extraer ADN de los fragmentos aislados de PCR del tamaño molecular previsto para los genotipos knockout (y de tipo salvaje). Prepare las muestras para la secuenciación del ADN.
    6. Validar que la reacción CRISPR fue exitosa y realizar la secuenciación de ADN de los fragmentos aislados de PCR para identificar el sitio de escisión cas9 y confirmar la deleción del locus miRNA.
      1. Aísle al menos tres líneas celulares knockout independientes para cada locus de miRNA dirigido por CRISPR. Conservar líneas celulares de tipo salvaje (y heterocigotas) para usarlas como controles en estudios funcionales posteriores.
      2. Realizar análisis qRT-PCR o northern blot para confirmar que las líneas celulares knockout no expresan miRNA maduro para el locus eliminado.
        NOTA: La secuenciación del genoma completo (WGS) es el método más definitivo para validar la edición de genes CRISPR y la derivación.
      3. Prueba de efectos CRISPR fuera de la orientación mediante PCR, que se predijeron computacionalmente (Paso 1.2.3). 24,25,26,27.
      4. Si el cribado extensivo de colonias unicelulares solo da como resultado genotipos heterocigotos, repita la transfección de ARN guía en las líneas heterocigotas unicelulares.
        NOTA: La incapacidad de obtener líneas celulares homocigotas knockout podría indicar efectos letales debido a la pérdida de miRNA o la complejidad genómica inherente (por ejemplo, duplicaciones / fusiones cromosómicas) de la línea celular parental que requieren un análisis más detallado.

Resultados

Este protocolo de deleción CRISPR de alto rendimiento se empleó con éxito utilizando la transfección de líneas celulares de cáncer humano LNCaP e PC3-ML inducibles por Cas9 con ARN guía de oligonucleótidos sintéticos dirigidos al grupo miR-888, que se estudiaron en el contexto del cáncer de próstata. El grupo miR-888 se identificó inicialmente en una prueba de perfil de expresión como elevado en pacientes con cáncer de próstata con enfermedad de alto grado en comparación con pacientes de bajo grado y no

Discusión

Este procedimiento de edición de genes CRISPR permite al investigador generar rápidamente un panel completo de líneas celulares que llevan combinaciones únicas de deleción de grupos de miRNA. La transfección de ARN guía sintéticos compuestos por ARNcr genómicos específicos del sitio 5' y 3' recocidos con arNN trazado sintético (relación molar 1:1) en este protocolo evita la subclonación vectorial de plásmidos que consume mucho tiempo y permite un diseño experimental más flexible y de alto rendimiento util...

Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Agradecimientos

Las líneas celulares PC3-ML fueron amablemente proporcionadas por Mark Stearn (Facultad de Medicina de la Universidad de Drexel). Justin Toxey ayudó en el genotipado de PCR. Este trabajo fue apoyado por una subvención de la Fundación Breedan Adams, un Fondo de Investigación Traslacional Ryan y una Subvención de la Junta de Investigación de Salud de la Commonwealth (CHRB-274-11-20) a AE-K.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
0.2 mL PCR tubes, flat capFisher14-230-225Plasticware
1.5 mL Microcentrifuge TubesSeal-Rite1615-5500Plasticware
24-well tissue culture plateCorning Costar 09761146Plasticware
5x Phusion HF BufferThermo ScientificF-518LPCR reagent, genotyping
6-well tissue culture plateFisherFB012927Plasticware
96-well tissue culture plateFalcon08-772-2CPlasticware
Anti-CRISPR-Cas9 antibody [7A9-3A3], Mouse monoclonalAbCamab191468Western blot reagent; 160 kDa; dilution 1:200
Antibiotic-Antimycotic (100x)Gibco15240062Tisuue culture reagent
BLAST nucleotide search engineNational Center for Biotechnology InformationNAFreeware; website: blast.ncbi.nlm.nih.gov
Blasticidin S, Hydrochloride, Streptomyces griseochromogenesCalbiochemCAS 589205CRISPR reagent; Chemical, Working stock = 1 mg/mL in water
Countess 3 Automated Cell CounterInvitrogenA50298Equipment; Cell counter
Cryogenic tubesThermo Scientific50001012Plasticware
Dharmacon CRISPR Design ToolHorizon Discovery Ltd.NAFreeware; website: horizondiscovery.com/en/ordering-and-calculation-tools/crispr-dna-region-designer
DharmaFECT siRNA Transfection Reagent #2Dharmacon, Inc.T-2002-02Transfection reagent; LNCaP and PC3-ML cell lines
Dimethyl sulfoxide (DMSO)Fisher BP231100Tisuue culture reagent
DMEM Medium with L-Glutamine, 4.5g/L Glucose and Sodium PyruvateCorningMT10013CVTisuue culture reagent; Media for PC3-ML cells
Doxycycline Hydrochloride, Ready Made SolutionSigma-AldrichD3072-1MLCRISPR reagent; Chemical, Working stock = 1 mg/mL stock in water
DPBS, no calcium, no magnesiumGibco14190144Tisuue culture reagent
Edit-R CRISPR-Cas9 Synthetic tracrRNA, 20 nmol, designedDharmacon, Inc.U-002005-20CRISPR reagent; Universal tracrRNA oligonucleotides
Edit-R Modified Synthetic crRNA,
desalted/deprotected, 2 nmol		Dharmacon, Inc.crRNA-460XXXCRISPR reagent; Designed crRNA oligonucleotides
EditR Inducible Lentiviral hEF1aBlastCas9 Nuclease Particles, 50 μL, 107 TU/mLDharmacon, Inc.VCAS11227CRISPR reagent; Lenti-iCas9; Doxycycline-inducible lentiviral Streptococcus pyogenes Cas9 vector system
Ensembl genomic viewerEnsemblNAFreeware; website: [ensembl.org] Use: Genome browser to identify a nucleotide seuqnces containing the miRNA cluster and surrounding gene/regulatory sequences.
GAPDH Antibody (FL-335), rabbit polyclonalSanta Cruz Biotechnologysc25778Western blot reagent; 37 kDa; dilution 1:500
Gel/PCR DNA Fragment Extraction KitIBI ScientificIB47010Nucleic acid gel electrophoresis reagent
Gibco Fetal Bovine Serum, certifiedGibco16000044Tisuue culture reagent
Hexadimethrine bromideMilliporeSigmaH9268CRISPR reagent; Chemical, Working stock = 0.8 mg/mL
Immobilon-FL PVDF MembraneMilliporeSigmaIPFL10100Western blot reagent; nitrocellulose
Intercept (TBS) Blocking BufferLI-COR927-60001Western blot reagent
IRDye 680RD Goat anti-Mouse IgG Secondary AntibodyLI-COR926-68070Western blot reagent
IRDye 800CW Goat anti-Rabbit IgG Secondary AntibodyLI-COR926-32211Western blot reagent
MicrocentrifugeEppendorf 5425 RPlasticware
miRBase microRNA viewermiRBaseNAFreeware; website: [mirbase.org] Use: Borowser lists all annotated miRNA hairpins, mature miRNA sequences and associated clustered miRNAs mapping within 10 kb.
NuPAGE 4 to 12%, Bis-Tris, 1.0 mm, Mini Protein Gel, 10-wellInvitrogenNP0321BOXWestern blot reagent
Odyssey CLx Imaging SystemLI-CORCLxEquipment; Western blot imaging
Opti-MEM Reduced Serum MediumGibco31985062Transfection reagent
Owl D2 Wide-Gel Electrophoresis SystemOwlD2-BPEquipment; Nucleic acid gel electrophoresis system
PCR Primers, designed (single-stranded DNA oligonucleotides)Integrated DNA TechnologyNAPCR reagent, genotyping
Phusion High-Fidelity DNA Polymerase (2 U/µL)Thermo ScientificF530SPCR reagent, genotyping
RIPA Lysis Buffer 10xMilliporeSigma20-188Western blot reagent
Proteinase K Solution (20 mg/mL), RNA gradeInvitrogen25530049PCR reagent, genotyping
RNase A, DNase and protease-free (10 mg/mL)Thermo ScientificEN0531PCR reagent, genotyping
RPMI 1640 MediumGibcoMT10041CVTisuue culture reagent; Media for LNCaP cells
SnapGene ViewerSnap GeneNAFreeware; website: [snapgene.com] Use: DNA sequence annotation software program to create a DNA file for gRNA design and which  highlights the miRNA cluster locus (intergenic, intronic), each individual miRNA hairpin sequence belonging to the miRNA cluster, and other nearby coding and non-coding genes and/or regulatory features
TrypLE Select Enzyme (1x), no phenol redGibco12563029Tisuue culture reagent; Recombinant trypsin
UltraPure AgaroseInvitrogen16500100Nucleic acid gel electrophoresis reagent
Veriti 96-Well Fast Thermal CyclerThermoFisher Scientific4375305Equipment
XCell SureLock Mini-Cell Electrophoresis SystemInvitrogenEI0001Equipment; Protein gel electrophoresis system

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