Obtención de recuperación rápida pulmonar combinada con perfusión regional normatérmica abdominal en donación controlada después de la muerte circulatoria

Resumen

El protocolo combina una técnica de recuperación rápida de enfriamiento pulmonar con perfusión regional normotérmica abdominal para la obtención de injertos abdominales en donantes de asistolia controlados, que es un método seguro y útil para ampliar el grupo de donantes.

Resumen

La donación controlada después de la muerte circulatoria (DCDC) ha contribuido a aumentar el número de donantes en todo el mundo. Las experiencias publicadas en los últimos años confirman que los resultados después del trasplante de pulmón de DCD c) son similares a los de los donantes con muerte cerebral; sin embargo, la utilización de pulmones de donantes de asistolia sigue siendo baja. Varias razones pueden estar involucradas: diferentes marcos legales entre países y centros con diferentes intervenciones premortem, atención inadecuada del donante de pulmón antes de la adquisición, o incluso mala experiencia con los procedimientos y protocolos de DCDC.

Inicialmente, la técnica de recuperación rápida se empleaba comúnmente para la obtención de órganos torácicos y abdominales en DCDc, pero, en la última década, la perfusión regional normotérmica abdominal (ANRP) con dispositivos de oxigenación por membrana extracorpórea se ha convertido en un método útil para restaurar el flujo sanguíneo a los órganos abdominales, permitiendo su mejora de la calidad y su evaluación funcional antes del trasplante. Esto hace que el procedimiento de donación sea más complejo y genera dudas sobre la lesión de los injertos debido a la doble temperatura.

El objetivo de este artículo es describir un protocolo basado en una experiencia de un solo centro con donantes de Maastricht III que combina enfriamiento pulmonar de recuperación rápida en el tórax y perfusión regional normotérmica abdominal. Se explican consejos y trucos centrados en las intervenciones premortem y las técnicas de procedimiento de obtención pulmonar. Esto puede ayudar a minimizar la renuencia entre los profesionales a utilizar esta técnica combinada y alentar a otros centros donantes a utilizarla, a pesar de la mayor complejidad del procedimiento.

Introducción

La donación después de la muerte circulatoria (DCD) comenzó en España con donantes no controlados. En 1996, se publicó el primer documento de consenso nacional sobre DCD como guía para la práctica de la donación no controlada después de la muerte circulatoria¹ (uDCD), estableciendo también una moratoria sobre la donación controlada después de la muerte circulatoria (cDCD). En 2012, surgió un nuevo consenso que establece la base y el marco legislativo para la práctica de uDCD y cDCD². Actualmente, España es uno de los países más activos en DCD, alcanzando la tasa más alta de donantes después de la muerte circulatoria en el mundo³. Este tipo de donante representó casi el 35% del total de donantes en 2021 en el país, con una marcada disminución en uDCD y donantes siendo exclusivamente cDCD⁴.

La obtención de órganos en DCD se realiza comúnmente utilizando la técnica de recuperación súper rápida⁵. Después de la declaración de muerte y cuando ha transcurrido el período de no contacto, se realiza una esternotomía y laparotomía rápidas. La aorta abdominal y la arteria pulmonar se canulan y se enjuagan con soluciones de perfusión fría para preservar los órganos abdominales y torácicos, además de que el enfriamiento tópico se realiza antes de la recuperación⁶. En esta situación, el DCD se caracteriza por las consecuencias impredecibles de la isquemia caliente, después de la retirada de la terapia de soporte vital. El daño isquémico durante este período de hipotensión agónica e hipoxia progresiva, seguido por el período no táctil después del paro cardíaco, se ve agravado por el período posterior de isquemia fría⁷. Esta combinación de isquemia caliente y fría parece ser perjudicial, especialmente para los injertos abdominales 8,9,10^, generando más reticencia entre los profesionales en el uso de estos órganos de donantes de DCDc.

Para minimizar estos riesgos, se ha desarrollado con creciente interés un modelo de preservación in situ , basado en experiencias previas de equipos españoles que trabajan en uCDC¹¹. El uso de sistemas de oxigenación por membrana extracorpórea (OMEC) para restaurar el flujo sanguíneo después de la muerte y antes de la recuperación del injerto puede revertir las desviaciones metabólicas resultantes de la isquemia y restaurar la fisiología celular¹². La perfusión regional normotérmica abdominal (ANRP) puede mejorar la calidad de los órganos con daño isquémico en el DCD¹³. La función del órgano se puede evaluar y mejorar, lo que permite una mejor selección de injertos abdominales para el trasplante.

Experiencias multicéntricas internacionales recientes proporcionan evidencia de que la ANRP versus la técnica de recuperación rápida (RR) ayuda a superar las limitaciones tradicionales en la DCCc, reduciendo las tasas de complicaciones biliares postrasplante, facilitando el trasplante exitoso de hígados más viejos y mejorando la supervivencia del injerto hepático^14,15. En los riñones, parece mejorar los resultados a corto plazo con una menor función retardada del injerto y mayores tasas de supervivencia del injerto a 1 año¹⁶. Con esta evidencia, la ANRP en DCD ha ganado ventajas sobre la técnica de recuperación rápida para la obtención de injertos abdominales y ahora se aplica en varios países europeos y otras partes del mundo^17,18.

El uso de pulmones de donantes de DCDc, sin embargo, se adoptó rápidamente en todo el mundo. Un tiempo isquémico cálido funcional pulmonar de hasta 60 min no parece afectar la supervivencia¹⁹. En la última década, varios centros y experiencias multiinstitucionales han reportado resultados después del trasplante de pulmón de DCD comparables a los de DBD^20,21. La técnica RR es el método rutinario para la obtención pulmonar: los pulmones se enfrían tópicamente y se eliminan después de ser enjuagados con solución de preservación en frío²².

Las primeras experiencias combinando ANRP y RR de pulmones en DCDc fueron reportadas por dos grupos del Reino Unido^23,24. Años más tarde, se publicó una variación de esta técnica añadiendo intervenciones premortem²⁵. Los resultados presentan esta doble técnica de procuración como segura y eficaz tanto para injertos abdominales como torácicos²⁶. Obviamente, el procedimiento de donación se vuelve más complejo. Requiere recursos tecnológicos y humanos, capacidades organizativas suficientes y tiene un costo económico más alto. Todo esto puede desalentar a los profesionales de comenzar un programa. El objetivo de este estudio es presentar un protocolo especialmente centrado en las intervenciones premortem, la canulación y la colocación de balones de oclusión aórtica, con consejos y trucos aprendidos de la experiencia, y comentar los diferentes detalles técnicos a considerar durante la recuperación pulmonar cuando se utiliza ARNP. En la actualidad, en el Centro, los donantes de DCD se han convertido en la principal fuente de injertos para trasplante torácico y abdominal.

Protocolo

Estas intervenciones se realizan junto a la cama en la unidad de cuidados intensivos (UCI). Este protocolo sigue las directrices del comité de ética del Hospital Universitario Marqués de Valdecilla y está de acuerdo con el marco legal español en materia de procedimientos de donación. Se obtuvo el consentimiento informado de los familiares para la grabación en video de los procedimientos de investigación. El DCD se considera en pacientes con daño cerebral catastrófico o un corazón terminal o una enfermedad neurodegenerativa para quienes se ha tomado la decisión de retirar la terapia de soporte vital (WSLT). Los criterios de exclusión y la evaluación pulmonar son los mismos que con los donantes de muerte encefálica (Tabla 1).

1. Intervenciones premortem en el donante

1. Heparinización: administrar por vía intravenosa un bolo de 300-500 UI/kg de heparina al donante.
2. Canulación
   NOTA: La canulación es realizada por el cirujano cardiovascular y es un procedimiento estéril.
   1. Preparar una mesa de instrumentación estéril, con todo el equipo necesario (kit ECMO y herramientas quirúrgicas), así como el sistema de electrocauterio y aspiración.
   2. Prepare un campo quirúrgico en la ingle seleccionada con solución desinfectante y cortinas estériles.
   3. Realice una incisión longitudinal de 8-10 cm con una cuchilla nº 23, controlando el sangrado con electrocauterio y clips Liga. Separe los bordes de la herida con un retractor y proceda con la disección para exponer la arteria femoral y la vena. Abraza ambos vasos con bucles de vasos para controlar el sangrado.
   4. Seleccione los diámetros de cánula apropiados de acuerdo con los tamaños de los vasos y lo suficientemente grandes como para proporcionar un flujo suficiente para la perfusión de órganos y para evitar problemas de bajo flujo (generalmente 21 franceses).
   5. Canular la vena femoral, introduciendo primero un alambre metálico como guía, seguido de dilatadores progresivos para finalmente introducir la cánula. Si se observa sangrado, realice una pérula de cuerda de polipropileno 4-0 para el control.
   6. Proceder de la misma manera con la arteria femoral, utilizando en este caso una cánula de doble luz.
   7. Corte una pieza de 10 cm de la línea de entrada ECMO. Inserte un conector recto con un bloqueo Luer con una llave de paso de tres vías ensamblada en un extremo de la pieza y conecte el otro extremo de la pieza a la cánula arterial (Figura 1).
   8. Purgue las líneas ECMO. Emplee una pera de riego con solución salina para llenar las líneas mientras se conecta con cánulas. Conecte la línea ECMO de salida a la cánula venosa y la línea ECMO de entrada al conector recto con la llave de paso de tres vías previamente ensamblada a la cánula arterial. La llave de paso de tres vías se puede utilizar para purgar el sistema (Figura 2).
   9. Mantenga las líneas ECMO sujetadas. Fije ambas cánulas a la ingle con suturas de seda de tamaño 1 para evitar el desplazamiento durante la transferencia.
   10. Coloque una línea de presión monitoreada en la cánula de la arteria femoral y en la arteria radial izquierda del donante.
3. Colocación de balón de oclusión aórtica
   1. Tomar, como referencia, la distancia entre el proceso xifoide del donante y el extremo distal de la cánula arterial y determinar la longitud del catéter a insertar para llegar a la aorta descendente torácica. Coloque una marca de referencia en el globo con una sutura de seda o un marcador.
   2. Introduzca una guía de alambre metálico a través de la luz libre de la cánula de la arteria femoral. Continuar con el catéter de la misma manera, guiado por el alambre metálico, e introducirlo hasta la marca referenciada.
   3. Confirme la posición correcta del balón de oclusión con una radiografía de tórax portátil o fluoroscopia (verifique las marcas radiopacas del catéter por encima del diafragma).
   4. Compruebe el correcto funcionamiento del balón de oclusión llenándolo con una jeringa de cono de 50 cc con solución salina solo durante 4-5 s, confirmando que la presión arterial de la cánula femoral desaparece mientras se mantiene la presión de la arteria radial izquierda (Figura 3).
   5. Cuando el pulso femoral desaparezca, registre el volumen de llenado como el volumen mínimo que se utilizará para bloquear la aorta torácica durante la ARNP. Si se detecta flujo en la cánula femoral, compruebe de nuevo el posicionamiento o llenado correcto.

2. Retirada de la terapia de soporte vital (WLST) y declaración de muerte

1. Transfiera el donante conectado al sistema ECMO a la sala de operaciones. Prepare y cubra al donante de manera estéril.
2. Haga que las soluciones y líneas de preservación pulmonar y abdominal estén listas y listas. Mantenga al equipo quirúrgico fregado y estéril y listo en la sala de operaciones adyacente.
3. Use un cronómetro para registrar los tiempos isquémicos cálidos.
   NOTA: El tiempo isquémico caliente funcional (FWIT), definido como el tiempo desde la presión arterial sistólica <60 mmHg hasta ANRP, se inicia para los injertos abdominales y la administración de solución de preservación pulmonar a través de la arteria pulmonar para los pulmones (se incluye el período sin contacto de 5 minutos). Se consideran límites superiores de 30 min para el hígado y el páncreas y 60 min para los riñones y los pulmones.
4. Permita que los familiares estén con su ser querido durante WLST hasta la declaración de muerte.
5. Inicie WLST. La extubación es opcional según los deseos del familiar. Después de la declaración de muerte, saque a los familiares del área quirúrgica.
6. Después del período de 5 minutos sin contacto, llene el balón de oclusión aórtica con el volumen mínimo previamente determinado que asegura el bloqueo aórtico torácico descendente.
7. Si la presión de la arteria radial izquierda desaparece, inicie ANRP. La presión de la cánula femoral se convertirá en un flujo continuo no pulsátil proporcionado por la ECMO.
8. Si el flujo en la línea radial aumenta paralelamente a la presión femoral, detenga la ANRP y verifique la posición correcta y llene o sujete la aorta torácica después de otro período sin contacto de 5 minutos antes de restaurar la ANRP. La ANRP no se inicia hasta que la oclusión aórtica está completamente confirmada.
   NOTA: WLST se puede realizar en la sala de operaciones o en la UCI siguiendo la preferencia de familiares y seres queridos. Si se realiza en la UCI, después del período sin contacto de 5 minutos, se llena el balón y se verifica la función, se inicia la ARNP y el donante se transfiere a la sala de operaciones donde el equipo quirúrgico está listo para comenzar. Si se detecta un mal funcionamiento del balón de oclusión, se detiene el ARNP hasta que se sujeta la aorta torácica en la sala de operaciones.

3. Técnica de recuperación y obtención pulmonar

NOTA: Las técnicas de recuperación y obtención pulmonar son realizadas por el cirujano torácico y el coordinador del trasplante (Figura 4).

1. Realice una esternotomía media: proceda con una incisión vertical mediana en la piel desde la muesca supraesternal hasta la punta del proceso xifoides. Extienda la incisión a la fascia pectoral y al periostio esternal mediante electrocauterio.
2. Dividir el ligamento interclavicular y crear una disección plana por dedo detrás del esternón, tanto a nivel de la muesca supraesternal como de la apófisis xifoidea. Divida el esternón con una sierra eléctrica. Coloque un retractor esternal y ábralo con cuidado, liberando el pericardio de la superficie posterior del esternón. Controle cualquier punto de sangrado con electrocauterio.
3. Al mismo tiempo, reintubar y ventilar al donante con oxígeno al 100% y una presión positiva al final de la espiración de 5 cm_H2O.
4. Si la broncoscopia no se realizó durante la estancia en la UCI del donante como una maniobra de manejo crítico del paciente, puede ser realizada en este punto por el segundo cirujano del equipo torácico. Para la broncoscopia, introduzca un broncoscopio flexible a través del tubo endotraqueal y evalúe la anatomía, la apariencia de la mucosa y las secreciones claras.
5. Abrir ambas cavidades pleurales mediante incisiones longitudinales en la pleura mediastínica.
6. Si hay dudas o problemas sobre un bloqueo adecuado de los vasos supraaórticos con el balón de oclusión, retraiga el pulmón izquierdo medialmente para exponer y sujetar la aorta torácica lo más bajo posible bajo visión directa.
7. Examinar los pulmones realizando una evaluación visual y palpatoria. Inspeccione si hay ampollas, contusión, atelectasia, neumonía y tumores ocultos. Administrar 1 L de solución salina a 4 °C en ambas cavidades pleurales.
8. Reduzca la fracción inspirada de oxígeno al 50%. Abra el pericardio con una incisión en T invertida. Retraer lateralmente los bordes del pericardio con suturas de seda 2-0 fijadas a la piel con pinzas de mosquito para exponer las estructuras del corazón.
9. Coloque una sutura de cuerda de monedero de polipropileno 4-0 en la arteria pulmonar principal debajo de la bifurcación. Realizar una arteriotomía con una cuchilla nº 11 y dilatar con pinzas curvas para mosquitos.
10. Canular la arteria pulmonar (PA) con una cánula recta en ángulo recto pinzada al final. Conecte la cánula de la arteria pulmonar a la línea del sistema de irrigación, ensamblando un conector recto con un bloqueo Luer y una llave de paso de tres vías. Conecte el sistema de irrigación a la solución de preservación pulmonar. Purga las líneas.
11. Comience a enjuagar 50-60 ml / kg de solución de preservación en frío de manera anterógrada. Comience a enjuagar 500 μg de prostaglandina diluida en 100 ml de solución salina al mismo tiempo a través de la llave de paso de tres vías.
12. Abra el apéndice auricular izquierdo o la aurícula izquierda directamente para permitir el drenaje libre. Si se encuentran áreas de atelectasia, reclutarlas con sujeciones inspiratorias cortas a una presión de 25-30 cm_H2O.
13. Una vez finalizada la conservación, retire la cánula de PA. Anunciar al resto del equipo la intención de pinzar la vena cava y comenzar la escisión cardíaca.
14. Administrar 1-1,2 L de solución salina al donante antes de pinzar las venas cavas para evitar una disminución en el flujo de la bomba debido a la pérdida del retorno venoso sanguíneo del tórax.
15. Coloque una pinza cruzada en la vena cava inferior, asegurándose de que haya suficiente muñón para el hígado. Ligar y dividir la vena inferior de cava con hebra de seda nº 3.
16. Ata y divide la vena superior de cava caudal a ácigota con hebra de seda nº 3. Asegure el muñón distal con una abrazadera.
17. Deje las pinzas restantes en el campo quirúrgico, teniendo cuidado de no retirarlas por accidente, ya que de lo contrario ANRP se verá comprometido. Extirpe el resto del corazón de una manera estándar.
18. Después de la escisión cardíaca, extirpe los pulmones siguiendo el mismo procedimiento que con los donantes de muerte cerebral, como se describe a continuación.
    1. Divida los ligamentos pulmonares inferiores, abra el pericardio posterior y exponga el esófago. Libere las inserciones mediastínicas posteriores del pulmón con disección roma, asegurando una hemostasia cautelosa.
    2. Diseccionar las arterias pulmonares lejos de la aorta. Aísle la tráquea por encima de la carina y pase una grapadora TA.
    3. Infle los pulmones al 50%-60% del volumen corriente antes de retirar el tubo endotraqueal y dividir la tráquea. Retire cualquier accesorio restante y extraiga el bloqueo pulmonar del donante.
19. Revise cuidadosamente la cavidad torácica para detectar cualquier punto de sangrado, especialmente la ligadura de la vena ácigos y la cauterización de los vasos o capilares del mediastino posterior, las estructuras paratraqueales y los tejidos circundantes. La pérdida continua de sangre puede disminuir el flujo de la bomba.
20. Lleve el bloqueo pulmonar a la mesa trasera y proceda con la cirugía de banco. Separe los pulmones izquierdo y derecho.
21. Con un catéter de Foley con un bulbo inflado en la punta, realice secuencialmente, a través de cada vena pulmonar, un lavado retrógrado con 0.2-0.25 L de solución de preservación en frío.
22. Envasar cada pulmón en una primera bolsa estéril que contenga únicamente solución de conservación en frío, rodeada de otras dos bolsas de plástico, y conservar en una nevera portátil que contenga solución salina helada a 4 °C.
23. Cuando se indique un sistema de perfusión pulmonar ex vivo , siga los pasos a continuación para las conexiones del dispositivo a la arteria pulmonar y la tráquea durante la obtención pulmonar.
    1. Preservar el tronco principal de la arteria pulmonar y no sólo su bifurcación durante la adquisición.
    2. Si no es posible, tome una pieza de 3-4 cm de la aorta para suturarla posteriormente a la bifurcación de la arteria pulmonar para reemplazar el tronco de la arteria pulmonar.
    3. Divida la tráquea de cuatro a cinco anillos por encima de la carina para que tenga suficiente longitud para la intubación.
    4. Mantenga y almacene los pulmones en bloque.

4. Perfusión regional normotérmica abdominal

1. Iniciar ANRP después de llenar el balón de oclusión aórtica y verificar el correcto funcionamiento.
2. Establezca los siguientes puntos objetivo de monitoreo: flujo de la bomba = 2-2.5 L / min, presión continua de 60-65 mmHg en la cánula de la arteria femoral, temperatura = 37 ° C, pH = 7.35-7.45, hematocrito >25%.
3. Obtener muestras de sangre de la cánula de la arteria femoral con una jeringa de 10 ml después de iniciar ANRP y cada 30 min para análisis bioquímicos hepáticos y renales, niveles séricos de lactato, gasometría arterial y valores de hematocrito. Mantenga el ARNP durante al menos 90-120 min.
4. Deseche el hígado si los valores de alanina transaminasa (ALT) o aspartato transaminasa (AST) son más de cuatro veces el límite superior normal durante ANRP.

5. Recuperación hepática y renal

NOTA: La recuperación hepática y renal son realizadas por el cirujano hepático y el cirujano renal, respectivamente.

1. Realizar laparotomía media: proceder con una incisión vertical mediana en la piel a lo largo de la línea alba, desde el proceso xifoideo (unir a la esternotomía anterior) hasta el pubis, curvando la incisión alrededor del ombligo. Use electrocauterio para diseccionar la grasa subcutánea y las capas fasciales superficiales hasta la vaina recto.
2. Diseccionar a través de los componentes anterior y posterior de la vaina del recto y abrir el peritoneo para acceder a la cavidad peritoneal. Amplíe la incisión metiendo los dedos en el orificio creado, teniendo cuidado de no dañar las estructuras subyacentes. Coloque los retractores para tener una exposición adecuada del abdomen.
3. Evaluar la calidad macroscópica de los órganos abdominales mediante la realización de evaluaciones visuales y palpatorias. Se puede tomar una biopsia hepática si se plantea alguna preocupación, como con los donantes de muerte cerebral.
4. Si los valores químicos son correctos y el aspecto macroscópico es normal, valide los órganos.
5. Detenga el dispositivo ECMO. Enjuague la solución de preservación para los órganos abdominales a través de la cánula arterial femoral y use la cánula venosa femoral para la exanguinación.
6. Procurar órganos abdominales adecuados para trasplante de manera estándar como en DBD^27,28.

Resultados

Se realizó un análisis descriptivo de 30 trasplantes pulmonares realizados en el Hospital Universitario Marqués de Valdecilla con pulmones obtenidos de donantes de DCD cDCD en los últimos 2 años, 2020 y 2021. Aquí se presentan las características demográficas de donantes y receptores, los datos técnicos, los resultados postoperatorios y los resultados a corto plazo. Estos resultados se presentan como números absolutos y porcentajes para variables categóricas y como medidas de tendencia central y dispersión pa...

Discusión

Aunque el uso de perfusión simultánea de frío pulmonar con ARNP en DCD c) se publicó por primera vez en 2014, se han descrito muy pocas experiencias para este^25,26,29. Además, la utilización de pulmones con DCDc, independientemente de la técnica utilizada, sigue siendo baja en la mayoría de los países.

Los pasos críticos dentro de este protocolo son el uso de intervenciones premortem; una me...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Vial 5 mL Heparin 1000 UI/mL	ROVI		For donor heparinization
ECMO KIT (MATERIALS FOR CANNULATION)
Artery pressure lines	BEXEN MEDICAL	137.15	Artery pressure line por radial artery and femoral cannula
Bandage scissors	SURGIMEDIC	BC-881R	Shear to cut ECMO lines
Bio-medicus Venous cannula 21 Fr (7.0 mm) x 27.5 in (69.9 cm)	MEDTRONIC	96670-121	Venous cannula
Clhorhexidine solution 2%			Disinfectant solution
ECMO device Maquet Rotaflow	Maquet, Rasttat, Germany		ECMO system
Electrocautery handle	DEXTRO	SW12200
EndoReturn Arterial Cannula Kit  21-23F	Edwards Lifesciences	ER21B, ER23B	Arterial cannula with a doble lumen to ECMO connection and to introduce aortic oclussion balloon
Ethicon LigaClip med/short 20 titanium medium	ETHICON	MCS30	Ligaclips for control bleeding during groin dissection
Ethicon LigaClip med/short 20 titanium small	ETHICON	MCS20	Ligaclips for control bleeding during groin dissection
Insertion Kit Bio-medicus 180cm	MEDTRONIC	96551	Insertion Kit for ECMO cannulas, with catheter, metal wire guide and dilators
Irrigation pear	MEDLINE	DYNDE 20125	Pear to be filled with saline and purge ECMO lines at the site of connection with cannulas
Luer cone syringe 50cc	CARDIONATUR	60ML	Syringe filled with saline to fill occlusion balloon
Mersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cm	ETHICON	W562H	Silk curved suture for ECMO cannulas fixation
Prolene 4/0	ETHICON	W8355	polypropylene suture for purse string in femoral vessels or vascular suture
Prolene 5/0 , 60 cm	ETHICON	8325	polypropylene suture for vascular suture
Prolene 5/0, 90 cm	ETHICON	8720	polypropylene suture for vascular suture
Reliant Stent Graft Balloon Catheter 12F	Medtronic, Ireland	AB46	Aortic occlusion balloon introduced through femoral artery. It is used as an endoclamp
Scalpel blade no 11	INTRAVEN	150011
Scapel blade no 23	INTRAVEN	150023
Silicone tube	IBERHOSPITEX	0027224-P	Silicone tube to connect suction system
Sofsilk braided silk no 1 strands	COVIDIEN	L-12	Silk strand for ligation or bleeding control
Sofsilk braided silk no 3 strands	COVIDIEN	L-115	Silk strand for ligation or bleeding control
straight connector 3/8"x3/8" with Luer lock	ANDOCOR	04CS0022	Piece to connect arterial cannula with ECMO line and the three way stop-cock for pressure line and blood sampling
Surgical pads pack	TEXPOL	146500
Surgical stapler	COVIDIEN	8886803712	Stapler to close surgical wound
Three-way stopcock	BD CONNECTA	394501	Three way stop-cock to connect farterial cannula with pressure line
Vessel loop large	MEDLINE	VLMAXR	Vascular loop to embrace femoral artery and vein for bleeding control.
Vessel loop small	MEDLINE	VLMINR	Vascular loop to embrace femoral artery and vein for bleeding control.
Yankauer suction terminal 50 V	DEXTROMEDICA	349701	Suction terminal for suction while surgical dissection
SURGICAL TOOLS FOR CANNULATION
Adson retractor 20 cm adn 33 cm
Aortic clamp
Boyd Scissors 18 cm
Dissection forceps without jaws 21 cm
Farabeuf retractor small
Mayo scissors straight 14 cm and 16 cm
Metzembaum scissors 18 cm, 20 cm and 23 cm
Mosquito forceps straigth and curved
Needle holder 18 cm and 23 cm
Russ dissection forceps 15 cm
Scalpel handle no 23 and no 21,  21 cm
Surgical Dissector 23 cm
MATERIALS FOR LUNG PROCUREMENT
10 cc syringe	BD DISCARDIT	309110
Alprostadil 500 mcgs injectable solution	PFIZER		Prostaglandin injected with lung preservation solution
Disposable GIA cartridge Steril 6/Ca	MEDTRONIC	1141634
Disposable GIA stapler 60/3.8 3/Ca	MEDTRONIC	2802122	Stapler for trachea and bronquial division
Foley catheter 18 Ch Folysil	Folysil, Coloplast	AA6118	urinary catheter employed to canulated pulmonary veins for retrograde perfusion
Lung preservation solution Perfadex 1000 mL	Medisan, Uppsala, Sweeden	19811 ( box of 10 units)	Lung preservation solution
Mersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cm	ETHICON	W562H	Silk curved suture for pericardium sutures
Paediatric Venous cannula	SORIN GROUP	V132-12	Cannula used for pulmonary artery cannulation
Prolene 4/0	ETHICON	W8355	polypropylene suture for purse string in pulmonary artery
Scalpel blade no 11	INTRAVEN	150011
Sofsilk braided silk no 1 strands	COVIDIEN	L-12	Silk strand to fix arterial cannula with the tourniquet
Sofsilk braided silk no 3 strands	COVIDIEN	L-115	Silk strand for vessel ligation
Sterile bags			To keep and store lungs.
Straigth connector 1,4"/1,4" with luer lock	ANDOCOR	04CS0032	Piece to connect pulmonary artery arterial cannula with preservation line and the three way stop-cock for prostaglandin
Three-way stopcock	BD CONNECTA	394501	Three way stop-cock to connect farterial cannula with pressure line
Uromatic set for irrigation double lead	MEDISAVE	TRC4007N	Irrigation system for lung preservation solution
Uromatic set for irrigation single lead	MEDISAVE	TRC4002	Irrigation system for lung preservation solution
SURGICAL TOOLS FOR LUNG PROCUREMENT
Aortic cross- clamp
Battery-powered surgical saw
Cooley vascular clamp
Dissecting forceps 18 cm and 27,9 cm
Finochietto sternal retractor
Metzembaum scissors 20 cm and 23 cm
Mosquito forceps curved 12,5 cm
Vascular clamps
SURGICAL TOOLS FOR ABDOMINAL ORGAN PROCUREMENT
Adson articulated retractors
Allis forceps 16 cm
Aortic cross-clamps
Boyd scissors 17 cm
Castroviejo needle holder
Cooley Vascular clamps
Crile forceps curved 18 cm
Davis retractor 24.5 cm
DeBakey dissecting forceps 19.7 cm adn 24.1 cm
DeBakey vascular clamps
Dissecting forceps 18 cm and 27.9 cm
Duval forceps 23 cm
Farabeuf retractors
Kidney Trays 300 cc and 500 cc
Kocher forceps straigth 18 cm
Langenbeck retractors 21 cm and 23 cm
Mayo scissors straigth and curved , 17 cm
Mosquito forceps straigth and curved, 12.5 cm
Needle holders 15 cm, 18 cm, 23 cm and 23 cm.
Pean forceps 16 cm
Potts scissors 19cm
Rochester forceps curved 24 cm
Rochester forceps straigth 24 cm
Russ dissection forceps 15 cm and 20 cm
Scalpel handles
Senn-mueller retractor 16 cm