Captação de Recuperação Rápida Pulmonar Combinada com Perfusão Regional Nornormômica Abdominal em Doação Controlada após Morte Circulatória

Resumo

O protocolo combina uma técnica de recuperação rápida de resfriamento pulmonar com perfusão regional normotérmica abdominal para obtenção de enxertos abdominais em doadores controlados de assistolia, que é um método seguro e útil para expandir o pool de doadores.

Resumo

A doação controlada após morte circulatória (DCCc) tem contribuído para o aumento do número de doadores em todo o mundo. Experiências publicadas nos últimos anos confirmam que os resultados após o transplante pulmonar com DCDCc são semelhantes aos de doadores em morte encefálica; entretanto, a utilização de pulmões de doadores de assistolia permanece baixa. Várias razões podem estar envolvidas: diferentes marcos legais entre países e centros com diferentes intervenções premortem, cuidados inadequados aos doadores de pulmão antes da obtenção ou mesmo pouca experiência com procedimentos e protocolos de DCCc.

Inicialmente, a técnica de recuperação rápida era comumente empregada para a captação de órgãos torácicos e abdominais no DCDCc, mas, na última década, a perfusão regional normotérmica abdominal (PNAN) com dispositivos de oxigenação por membrana extracorpórea tornou-se um método útil para restaurar o fluxo sanguíneo para os órgãos abdominais, permitindo a melhora da qualidade dos mesmos e sua avaliação funcional antes do transplante. Isso torna o procedimento de doação mais complexo e gera dúvidas sobre lesões nos enxertos devido à dupla temperatura.

O objetivo deste artigo é descrever um protocolo baseado na experiência de um único centro com doadores de Maastricht III, combinando resfriamento pulmonar, rápida recuperação no tórax e perfusão regional normotérmica abdominal. Dicas e truques focados em intervenções premortem e técnicas de procedimentos de aquisição pulmonar são explicados. Isso pode ajudar a minimizar a relutância dos profissionais em utilizar essa técnica combinada e incentivar outros centros doadores a utilizá-la, apesar do aumento da complexidade do procedimento.

Introdução

A doação após morte circulatória (DCD) iniciou-se na Espanha com doadores não controlados. Em 1996, foi publicado o primeiro documento de consenso nacional sobre DCD como um guia para a prática da doação descontrolada após morte circulatória¹ (DCu), estabelecendo também uma moratória sobre a doação controlada após morte circulatória (DCc). Em 2012, um novo consenso emergiu estabelecendo a base e o quadro legislativo para a prática de uDCD e cDCD². Atualmente, a Espanha é um dos países mais ativos no TDC, atingindo a maior taxa de doadores após morte circulatória no^mundo3. Esse tipo de doador representou quase 35% do total de doadores em 2021 no país, com uma diminuição acentuada no uDCD e os doadores sendo exclusivamente cDCD⁴.

A captação de órgãos no DCDCc é comumente realizada pela técnica de recuperação^{super-rápida5}. Após a declaração do óbito e decorrido o período sem toque, realiza-se uma rápida esternotomia e laparotomia. A aorta abdominal e a artéria pulmonar são canuladas e lavadas com soluções de perfusão frias para preservar os órgãos abdominais e torácicos, além de resfriamento tópico antes da recuperação⁶. Nessa situação, o DCc é caracterizado pelas consequências imprevisíveis da isquemia quente, após a suspensão da terapia mantenedora da vida. O dano isquêmico durante esse período de hipotensão agonica e hipóxia progressiva, seguido pelo período sem contato após a parada cardíaca, é ainda exacerbado pelo período mais tardio de isquemia fria⁷. Essa combinação de isquemia quente e fria parece ser prejudicial, principalmente para os enxertos abdominais8,9,10^, gerando maior relutância dos profissionais na utilização desses órgãos de doadores de DCCc.

Para minimizar esses riscos, um modelo de preservação in situ , baseado em experiências anteriores de equipes espanholas que trabalham no uCDC¹¹, tem sido desenvolvido com crescente interesse. O uso de sistemas de oxigenação por membrana extracorpórea (ECMO) para restaurar o fluxo sanguíneo após a morte e antes da recuperação do enxerto pode reverter os desvios metabólicos decorrentes da isquemia e restaurar a fisiologia celular¹². A perfusão regional normotérmica abdominal (PNA) pode melhorar a qualidade dos órgãos lesados por isquêmicos no^{DCDCc 13}. A função do órgão pode ser avaliada e melhorada, permitindo uma melhor seleção de enxertos abdominais para transplante.

Experiências multicêntricas internacionais recentes fornecem evidências de que a ANRP versus a técnica de recuperação rápida (RR) ajuda a superar as limitações tradicionais no DCDC, reduzindo as taxas de complicações biliares pós-transplante, facilitando o transplante bem-sucedido de fígados mais velhos e melhorando a sobrevida do enxerto hepático^14,15. Nos rins, parece melhorar os resultados em curto prazo, com menor função tardia do enxerto e maiores taxas de sobrevida do enxerto em 1 ano¹⁶. Com essas evidências, a ANRP no DCDCc ganhou vantagens sobre a técnica de recuperação rápida para obtenção de enxertos abdominais e agora é aplicada em vários países europeus e em outras partes do mundo^17,18.

O uso de pulmões de doadores de DCCc, no entanto, foi prontamente adotado em todo o mundo. Um tempo de isquemia quente funcional pulmonar de até 60 min parece não afetar a sobrevida¹⁹. Na última década, vários centros e experiências multi-institucionais relataram resultados após o transplante pulmonar de DCDCc comparáveis aos da^DBD20,21. A técnica RR é o método rotineiro de captação pulmonar: os pulmões são resfriados topicamente e removidos após lavagem com solução de preservação a frio²².

As primeiras experiências combinando PNRP e FR dos pulmões na DCDCc foram relatadas por dois grupos do Reino Unido^23,24. Anos mais tarde, uma variação dessa técnica adicionando intervenções premortem foi publicada²⁵. Os resultados apresentam essa técnica de dupla captação como segura e eficaz tanto para enxertos abdominais quanto torácicos26. Obviamente, o procedimento de doação torna-se mais complexo. Requer recursos tecnológicos e humanos, capacidade organizacional suficiente e tem um custo econômico mais elevado. Tudo isso pode desestimular os profissionais a iniciarem um programa. O objetivo deste estudo é apresentar um protocolo especialmente focado em intervenções premortem, canulação e colocação de balão de oclusão aórtica, com dicas e truques aprendidos com a experiência, e comentar os diferentes detalhes técnicos a serem considerados durante a recuperação pulmonar quando ARNP é usado. Atualmente, no Centro, os doadores de DCCc tornaram-se a principal fonte de enxertos para transplante torácico e abdominal.

Protocolo

Essas intervenções são realizadas à beira do leito, na unidade de terapia intensiva (UTI). Este protocolo segue as diretrizes do comitê de ética do Hospital Universitário Marqués de Valdecilla e está de acordo com o marco legal espanhol sobre procedimentos de doação. Consentimento informado foi obtido dos parentes mais próximos para videogravação dos procedimentos da pesquisa. O DCDCc é considerado em pacientes com danos cerebrais catastróficos ou um coração terminal ou uma doença neurodegenerativa para os quais a decisão de suspender a terapia de manutenção da vida (WSLT) foi tomada. Os critérios de exclusão e avaliação pulmonar são os mesmos dos doadores em morte encefálica (Tabela 1).

1. Intervenções premortem no doador

1. Heparinização: administrar por via intravenosa um bolus de 300-500 UI/kg de heparina ao doador.
2. Canulação
   NOTA: A canulação é realizada pelo cirurgião cardiovascular e é um procedimento estéril.
   1. Preparar uma mesa de instrumentação estéril, com todos os equipamentos necessários (kit de ECMO e ferramentas cirúrgicas), bem como o eletrocautério e sistema de sucção.
   2. Prepare um campo cirúrgico na virilha selecionada com solução desinfetante e campos estéreis.
   3. Faça uma incisão longitudinal de 8 a 10 cm com lâmina nº 23, controlando o sangramento com eletrocautério e clipes de liga. Separe as bordas da ferida com um afastador e proceda à dissecção para expor a artéria e veia femoral. Abrace ambos os vasos com alças vasculares para controle do sangramento.
   4. Selecionar os diâmetros apropriados da cânula de acordo com o tamanho do vaso e grande o suficiente para fornecer um fluxo suficiente para a perfusão do órgão e evitar problemas de baixo fluxo (geralmente 21 French).
   5. Canular a veia femoral, introduzindo primeiramente um fio metálico como guia, seguido de dilatadores progressivos para, finalmente, introduzir a cânula. Se houver sangramento, realizar sutura em bolsa de polipropileno 4-0 pericânula para controle.
   6. Proceder da mesma forma com a artéria femoral, utilizando-se, neste caso, uma cânula de duplo lúmen.
   7. Corte um pedaço de 10 cm da linha de entrada de ECMO. Inserir um conector reto com trava Luer com torneira de três vias montada em uma extremidade da peça e conectar a outra extremidade da peça à cânula arterial (Figura 1).
   8. Limpe as linhas de ECMO. Utilize uma pera de irrigação com soro fisiológico para preencher as linhas enquanto conecta com cânulas. Conecte a linha de saída de ECMO à cânula venosa e a linha de entrada de ECMO ao conector reto com a torneira de três vias previamente montada na cânula arterial. A torneira de três vias pode ser usada para purgar o sistema (Figura 2).
   9. Mantenha as linhas de ECMO presas. Fixe ambas as cânulas na virilha com suturas de seda tamanho 1 para evitar deslocamento durante a transferência.
   10. Colocar uma linha de pressão monitorada na cânula da artéria femoral e na artéria radial esquerda do doador.
3. Colocação de balão de oclusão aórtica
   1. Tome-se, como referência, a distância entre o processo xifoide do doador e a extremidade distal da cânula arterial e determine o comprimento do cateter a ser inserido para alcançar a aorta torácica descendente. Coloque uma marca de referência no balão com uma sutura de seda ou um marcador.
   2. Introduzir um guia de fio metálico através da luz livre da cânula da artéria femoral. Continuar com o cateter da mesma forma, guiado pelo fio metálico, e introduzi-lo até a marca referenciada.
   3. Confirmar a posição correta do balão de oclusão com radiografia de tórax portátil ou fluoroscopia (verificar marcas radiopacas do cateter acima do diafragma).
   4. Verificar a função correta do balão de oclusão preenchendo-o com seringa cônica de 50 cc com soro fisiológico apenas por 4-5 s, confirmando que a pressão arterial da cânula femoral desaparece enquanto a pressão da artéria radial esquerda é mantida (Figura 3).
   5. Quando o pulso femoral desaparecer, registre o volume de enchimento como o volume mínimo a ser usado para bloquear a aorta torácica durante a PAR. Se for detectado fluxo na cânula femoral, verifique novamente o posicionamento ou preenchimento correto.

2. Retirada da terapia mantenedora da vida (TSV) e declaração de óbito

1. Transfira o doador conectado ao sistema de ECMO para a sala de cirurgia. Prepare e esfregue o doador de forma estéril.
2. Tenha as soluções e linhas de preservação pulmonar e abdominal definidas e prontas. Manter a equipe cirúrgica esfregada, estéril e pronta na sala cirúrgica adjacente.
3. Use um cronômetro para registrar os tempos de isquêmica quente.
   NOTA: Tempo de isquemia quente funcional (FWIT), definido como o tempo desde a pressão arterial sistólica <60 mmHg até a ANRP é iniciado para enxertos abdominais e a administração de solução de preservação pulmonar através da artéria pulmonar para os pulmões (5 min sem contato está incluído). Limites superiores de 30 min para o fígado e pâncreas e 60 min para os rins e pulmões são considerados.
4. Permitir que os parentes estejam com seu ente querido durante o WLST até a declaração do óbito.
5. Inicie o WLST. A extubação é opcional de acordo com a vontade do familiar. Após a declaração do óbito, conduzir os familiares para fora da área cirúrgica.
6. Após o período de 5 min sem toque, preencher o balão de oclusão aórtica com o volume mínimo previamente determinado que assegure o bloqueio da aorta torácica descendente.
7. Se a pressão da artéria radial esquerda desaparecer, inicie a ANRP. A pressão da cânula femoral se transformará em um fluxo contínuo não pulsátil proporcionado pela ECMO.
8. Se o fluxo na linha radial aumentar paralelamente à pressão femoral, interromper a PNRP e verificar a posição correta e preencher ou pinçar a aorta torácica após mais 5 minutos sem contato antes de restaurar a PNRP. A PNA não é iniciada até que a oclusão aórtica seja totalmente confirmada.
   OBS: O TSL pode ser realizado no centro cirúrgico ou na UTI seguindo a preferência de familiares e entes queridos. Se for realizada na UTI, após o período de 5 min sem contato, o balão é preenchido e a função verificada, o PRRA é iniciado e o doador é transferido para a sala de operação onde a equipe cirúrgica está pronta para iniciar. Se for detectado mau funcionamento do balão de oclusão, a RNA é interrompida até que a aorta torácica seja pinçada na sala de operação.

3. Recuperação pulmonar e técnica de captação

OBS: As técnicas de recuperação e captação pulmonar são realizadas pelo cirurgião torácico e pelo coordenador do transplante (Figura 4).

1. Realizar esternotomia média: proceder a uma incisão vertical mediana da pele desde a incisura supraesternal até a ponta do processo xifoide. Estender a incisão para a fáscia peitoral e periósteo esternal com eletrocautério.
2. Divida o ligamento interclavicular e crie um plano por dissecção dedo atrás do esterno, tanto ao nível da fúrcula esternal quanto do processo xifoide. Divida o esterno com uma serra elétrica. Coloque um afastador esternal e abra cuidadosamente, liberando o pericárdio da superfície posterior do esterno. Controle qualquer ponto de sangramento com eletrocautério.
3. Ao mesmo tempo, reintubar e ventilar o doador com oxigênio a 100% e pressão expiratória final positiva de 5 cm H₂O.
4. Se a broncoscopia não foi realizada durante a internação do doador na UTI como manobra de manejo do paciente crítico, ela pode ser realizada neste momento pelo segundo cirurgião da equipe torácica. Para a broncoscopia, introduzir um broncoscópio flexível através do tubo endotraqueal e avaliar a anatomia, a aparência da mucosa e as secreções claras.
5. Abrir ambas as cavidades pleurais por incisões longitudinais na pleura mediastinal.
6. Se houver dúvidas ou problemas sobre um bloqueio adequado dos vasos supra-aórticos com o balão de oclusão, retrair o pulmão esquerdo medialmente para expor e pinçar a aorta torácica o mais baixo possível sob visão direta.
7. Examinar os pulmões realizando avaliação visual e palpatória. Inspecione a presença de bolhas, contusão, atelectasias, pneumonia e tumores ocultos. Administrar 1 L de solução salina a 4 °C em ambas as cavidades pleurais.
8. Reduzir a fração inspirada de oxigênio para 50%. Abra o pericárdio com incisão em T invertido. Retrair lateralmente as bordas do pericárdio com pontos de seda 2-0 fixados à pele com pinça de mosquito para expor as estruturas cardíacas.
9. Coloque uma sutura em bolsa de polipropileno 4-0 no tronco da artéria pulmonar abaixo da bifurcação. Realizar uma arteriotomia com lâmina nº 11 e dilatar com pinça de mosquito curva.
10. Canular a artéria pulmonar (AP) com uma cânula reta angulada à direita pinçada na extremidade. Conecte a cânula da artéria pulmonar à linha do sistema de irrigação, montando um conector reto com uma trava Luer e uma torneira de três vias. Conecte o sistema de irrigação à solução de preservação pulmonar. Limpe as linhas.
11. Comece a lavar 50-60 mL/kg de solução de conservação a frio de forma anterógrada. Iniciar a lavagem de 500 μg de prostaglandina diluída em 100 mL de soro fisiológico ao mesmo tempo através da torneira de três vias.
12. Abra o apêndice atrial esquerdo ou o átrio esquerdo diretamente para permitir a drenagem livre. Se forem encontradas áreas de atelectasia, recrute-as com sustentações inspiratórias curtas a 25-30 cm H₂O de pressão.
13. Terminada a preservação, remova a cânula PA. Anuncie ao restante da equipe a intenção de apertar a veia cava e iniciar a excisão cardíaca.
14. Administrar 1-1,2 L de solução salina ao doador antes de clampear as veias cavas para evitar uma diminuição do fluxo da bomba devido à perda do retorno venoso do sangue do tórax.
15. Coloque uma pinça cruzada na veia cava inferior, certificando-se de que há coto suficiente para o fígado. Ligate e dividir a veia cava inferior com o fio de seda nº 3.
16. Amarre e divida a veia cava superior caudal a ázigos com fio de seda nº 3. Fixe o coto distal com uma pinça.
17. Deixar as pinças remanescentes no campo cirúrgico, tomando cuidado para não retirá-las acidentalmente, pois caso contrário a PNRA ficará comprometida. Excise o resto do coração de uma forma padrão.
18. Após a excisão do coração, remova os pulmões seguindo o mesmo procedimento que com doadores de morte encefálica, conforme descrito abaixo.
    1. Divida os ligamentos pulmonares inferiores, abra o pericárdio posterior e exponha o esôfago. Libere os anexos mediastinais posteriores do pulmão com dissecção romba, garantindo hemostasia cautelosa.
    2. Dissecar as artérias pulmonares para longe da aorta. Isole a traqueia acima da carina e passe um grampeador TA ao redor.
    3. Inflar os pulmões a 50%-60% do volume corrente antes de retirar o tubo endotraqueal e dividir a traqueia. Remova qualquer acessório restante e extraia o bloqueio pulmonar do doador.
19. Verifique cuidadosamente a cavidade torácica para detectar qualquer ponto de sangramento, especialmente ligadura da veia ázigos e cauterização dos vasos ou capilares do mediastino posterior, estruturas paratraqueais e tecidos circundantes. A perda contínua de sangue pode diminuir o fluxo da bomba.
20. Leve o bloco pulmonar para a mesa de trás e prossiga com a cirurgia de bancada. Separe os pulmões esquerdo e direito.
21. Com sonda de Foley com bulbo insuflado na ponta, realizar sequencialmente, através de cada veia pulmonar, um flush retrógrado com 0,2-0,25 L de solução de preservação a frio.
22. Embale cada pulmão num primeiro saco estéril contendo apenas solução de conservação a frio, rodeado por dois outros sacos de plástico, e guarde num frigorífico portátil contendo soro fisiológico gelado a 4 °C.
23. Quando um sistema de perfusão pulmonar ex vivo for indicado, siga as etapas abaixo para conexões do dispositivo com a artéria pulmonar e a traqueia durante a obtenção pulmonar.
    1. Preservar o tronco principal da artéria pulmonar e não apenas sua bifurcação durante a captação.
    2. Se não for possível, pegue um pedaço de 3-4 cm da aorta para suturá-lo posteriormente à bifurcação da artéria pulmonar para substituir o tronco da artéria pulmonar.
    3. Divida a traqueia de quatro a cinco anéis acima da carina para ter comprimento suficiente para intubação.
    4. Mantenha e armazene os pulmões em bloco.

4. Perfusão regional normotérmica abdominal

1. Iniciar ANRP após o preenchimento do balão de oclusão aórtica e verificação da função correta.
2. Definir os seguintes pontos-alvo de monitorização: fluxo da bomba = 2-2,5 L/min, pressão contínua de 60-65 mmHg na cânula da artéria femoral, temperatura = 37 °C, pH = 7,35-7,45, hematócrito >25%.
3. Obter amostras de sangue da cânula da artéria femoral com uma seringa de 10 mL após o início da PNRP e a cada 30 min para análise bioquímica hepática e renal, níveis séricos de lactato, gasometria arterial e hematócrito. Mantenha o ARNP por pelo menos 90-120 min.
4. Descarte o fígado se os valores de alanina transaminase (ALT) ou aspartato transaminase (AST) forem mais de quatro vezes o limite superior normal durante a PNA.

5. Recuperação hepática e renal

NOTA: A recuperação hepática e renal são realizadas pelo cirurgião hepático e pelo cirurgião renal, respectivamente.

1. Realizar laparotomia mediana: proceder com uma incisão vertical mediana da pele ao longo da linha alba, desde o processo xifoide (junção à esternotomia anterior) até o púbis, curvando a incisão ao redor da cicatriz umbilical. Utilizar o eletrocautério para dissecar a gordura subcutânea e as camadas fasciais superficiais até a bainha do reto.
2. Dissecar através dos componentes anterior e posterior da bainha do reto e abrir o peritônio para acessar a cavidade peritoneal. Amplie a incisão enfiando os dedos no orifício criado, tomando cuidado para não ferir as estruturas subjacentes. Coloque afastadores para ter exposição adequada do abdômen.
3. Avaliar a qualidade macroscópica dos órgãos abdominais através de avaliações visuais e palpatórias. Uma biópsia hepática pode ser feita se alguma preocupação for levantada, como acontece com doadores de morte encefálica.
4. Se os valores químicos estiverem corretos e a aparência macroscópica estiver normal, valide os órgãos.
5. Pare o dispositivo ECMO. Flush solução de preservação para os órgãos abdominais através da cânula arterial femoral e usar a cânula venosa femoral para exsanguinação.
6. Procure órgãos abdominais adequados para transplante de forma padronizada como na DBD^27,28.

Resultados

Realizamos uma análise descritiva de 30 transplantes pulmonares realizados no Hospital Universitário Marqués de Valdecilla com pulmões obtidos de doadores de DCDC nos últimos 2 anos, 2020 e 2021. Características demográficas do doador e do receptor, dados técnicos, resultados pós-operatórios e resultados a curto prazo são apresentados aqui. Esses resultados são apresentados como números absolutos e percentuais para variáveis categóricas e como medidas de tendência central e dispersão para variáveis cont...

Discussão

Embora o uso simultâneo de perfusão pulmonar fria com ARNP em DCc tenha sido publicado pela primeira vez em 2014, poucas experiências foram descritas para isso^25,26,29. Além disso, a utilização de pulmões com DCCc, independentemente da técnica utilizada, permanece baixa na maioria dos países.

As etapas críticas dentro deste protocolo são o uso de intervenções premortem; uma metodologia es...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Vial 5 mL Heparin 1000 UI/mL	ROVI		For donor heparinization
ECMO KIT (MATERIALS FOR CANNULATION)
Artery pressure lines	BEXEN MEDICAL	137.15	Artery pressure line por radial artery and femoral cannula
Bandage scissors	SURGIMEDIC	BC-881R	Shear to cut ECMO lines
Bio-medicus Venous cannula 21 Fr (7.0 mm) x 27.5 in (69.9 cm)	MEDTRONIC	96670-121	Venous cannula
Clhorhexidine solution 2%			Disinfectant solution
ECMO device Maquet Rotaflow	Maquet, Rasttat, Germany		ECMO system
Electrocautery handle	DEXTRO	SW12200
EndoReturn Arterial Cannula Kit  21-23F	Edwards Lifesciences	ER21B, ER23B	Arterial cannula with a doble lumen to ECMO connection and to introduce aortic oclussion balloon
Ethicon LigaClip med/short 20 titanium medium	ETHICON	MCS30	Ligaclips for control bleeding during groin dissection
Ethicon LigaClip med/short 20 titanium small	ETHICON	MCS20	Ligaclips for control bleeding during groin dissection
Insertion Kit Bio-medicus 180cm	MEDTRONIC	96551	Insertion Kit for ECMO cannulas, with catheter, metal wire guide and dilators
Irrigation pear	MEDLINE	DYNDE 20125	Pear to be filled with saline and purge ECMO lines at the site of connection with cannulas
Luer cone syringe 50cc	CARDIONATUR	60ML	Syringe filled with saline to fill occlusion balloon
Mersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cm	ETHICON	W562H	Silk curved suture for ECMO cannulas fixation
Prolene 4/0	ETHICON	W8355	polypropylene suture for purse string in femoral vessels or vascular suture
Prolene 5/0 , 60 cm	ETHICON	8325	polypropylene suture for vascular suture
Prolene 5/0, 90 cm	ETHICON	8720	polypropylene suture for vascular suture
Reliant Stent Graft Balloon Catheter 12F	Medtronic, Ireland	AB46	Aortic occlusion balloon introduced through femoral artery. It is used as an endoclamp
Scalpel blade no 11	INTRAVEN	150011
Scapel blade no 23	INTRAVEN	150023
Silicone tube	IBERHOSPITEX	0027224-P	Silicone tube to connect suction system
Sofsilk braided silk no 1 strands	COVIDIEN	L-12	Silk strand for ligation or bleeding control
Sofsilk braided silk no 3 strands	COVIDIEN	L-115	Silk strand for ligation or bleeding control
straight connector 3/8"x3/8" with Luer lock	ANDOCOR	04CS0022	Piece to connect arterial cannula with ECMO line and the three way stop-cock for pressure line and blood sampling
Surgical pads pack	TEXPOL	146500
Surgical stapler	COVIDIEN	8886803712	Stapler to close surgical wound
Three-way stopcock	BD CONNECTA	394501	Three way stop-cock to connect farterial cannula with pressure line
Vessel loop large	MEDLINE	VLMAXR	Vascular loop to embrace femoral artery and vein for bleeding control.
Vessel loop small	MEDLINE	VLMINR	Vascular loop to embrace femoral artery and vein for bleeding control.
Yankauer suction terminal 50 V	DEXTROMEDICA	349701	Suction terminal for suction while surgical dissection
SURGICAL TOOLS FOR CANNULATION
Adson retractor 20 cm adn 33 cm
Aortic clamp
Boyd Scissors 18 cm
Dissection forceps without jaws 21 cm
Farabeuf retractor small
Mayo scissors straight 14 cm and 16 cm
Metzembaum scissors 18 cm, 20 cm and 23 cm
Mosquito forceps straigth and curved
Needle holder 18 cm and 23 cm
Russ dissection forceps 15 cm
Scalpel handle no 23 and no 21,  21 cm
Surgical Dissector 23 cm
MATERIALS FOR LUNG PROCUREMENT
10 cc syringe	BD DISCARDIT	309110
Alprostadil 500 mcgs injectable solution	PFIZER		Prostaglandin injected with lung preservation solution
Disposable GIA cartridge Steril 6/Ca	MEDTRONIC	1141634
Disposable GIA stapler 60/3.8 3/Ca	MEDTRONIC	2802122	Stapler for trachea and bronquial division
Foley catheter 18 Ch Folysil	Folysil, Coloplast	AA6118	urinary catheter employed to canulated pulmonary veins for retrograde perfusion
Lung preservation solution Perfadex 1000 mL	Medisan, Uppsala, Sweeden	19811 ( box of 10 units)	Lung preservation solution
Mersilk no 1, LR-60 CONV , 75 cm	ETHICON	W562H	Silk curved suture for pericardium sutures
Paediatric Venous cannula	SORIN GROUP	V132-12	Cannula used for pulmonary artery cannulation
Prolene 4/0	ETHICON	W8355	polypropylene suture for purse string in pulmonary artery
Scalpel blade no 11	INTRAVEN	150011
Sofsilk braided silk no 1 strands	COVIDIEN	L-12	Silk strand to fix arterial cannula with the tourniquet
Sofsilk braided silk no 3 strands	COVIDIEN	L-115	Silk strand for vessel ligation
Sterile bags			To keep and store lungs.
Straigth connector 1,4"/1,4" with luer lock	ANDOCOR	04CS0032	Piece to connect pulmonary artery arterial cannula with preservation line and the three way stop-cock for prostaglandin
Three-way stopcock	BD CONNECTA	394501	Three way stop-cock to connect farterial cannula with pressure line
Uromatic set for irrigation double lead	MEDISAVE	TRC4007N	Irrigation system for lung preservation solution
Uromatic set for irrigation single lead	MEDISAVE	TRC4002	Irrigation system for lung preservation solution
SURGICAL TOOLS FOR LUNG PROCUREMENT
Aortic cross- clamp
Battery-powered surgical saw
Cooley vascular clamp
Dissecting forceps 18 cm and 27,9 cm
Finochietto sternal retractor
Metzembaum scissors 20 cm and 23 cm
Mosquito forceps curved 12,5 cm
Vascular clamps
SURGICAL TOOLS FOR ABDOMINAL ORGAN PROCUREMENT
Adson articulated retractors
Allis forceps 16 cm
Aortic cross-clamps
Boyd scissors 17 cm
Castroviejo needle holder
Cooley Vascular clamps
Crile forceps curved 18 cm
Davis retractor 24.5 cm
DeBakey dissecting forceps 19.7 cm adn 24.1 cm
DeBakey vascular clamps
Dissecting forceps 18 cm and 27.9 cm
Duval forceps 23 cm
Farabeuf retractors
Kidney Trays 300 cc and 500 cc
Kocher forceps straigth 18 cm
Langenbeck retractors 21 cm and 23 cm
Mayo scissors straigth and curved , 17 cm
Mosquito forceps straigth and curved, 12.5 cm
Needle holders 15 cm, 18 cm, 23 cm and 23 cm.
Pean forceps 16 cm
Potts scissors 19cm
Rochester forceps curved 24 cm
Rochester forceps straigth 24 cm
Russ dissection forceps 15 cm and 20 cm
Scalpel handles
Senn-mueller retractor 16 cm