Medición transdérmica de la tasa de filtración glomerular en lechones ventilados mecánicamente

Resumen

La tasa de filtración glomerular (TFG) es el marcador ideal para evaluar la función renal. Sin embargo, el método de medición estándar que utiliza la inyección de inulina con análisis seriados de sangre y orina no es práctico. Este artículo describe un método práctico para medir la TFG transdérmica en lechones.

Resumen

La medición transdérmica de la tasa de filtración glomerular (TFG) se ha utilizado para evaluar la función renal en animales conscientes. Esta técnica está bien establecida en roedores para estudiar la lesión renal aguda y la enfermedad renal crónica. Sin embargo, la medición de la TFG utilizando el sistema transdérmico no se ha validado en cerdos, una especie con un sistema renal similar al de los humanos. Por lo tanto, investigamos el efecto de la sepsis sobre la TFG transdérmica en cerdos neonatos anestesiados y ventilados mecánicamente. La sepsis polimicrobiana fue inducida por ligadura y punción cecal (CLP). El sistema de medición transdérmica de TFG que consiste en un sensor de fluorescencia miniaturizado se conectó a la piel afeitada del cerdo para determinar el aclaramiento de sinistrina conjugada con fluoresceína-isotiocianato (FITC), un trazador de TFG inyectado por vía intravenosa. Nuestros resultados muestran que a las 12 h post-CLP, la creatinina sérica aumentó con una disminución de la TFG. Este estudio demuestra, por primera vez, la utilidad del enfoque transdérmico de TFG para determinar la función renal en cerdos neonatales con ventilación mecánica.

Introducción

Una evaluación práctica y cuantitativa de la función renal es la medición de la tasa de filtración glomerular (TFG), que indica qué tan bien los riñones filtran la sangre según el principio de aclaramiento¹. Un método anterior de medición de la TFG implica la inyección intravenosa de compuestos exógenos como la inulina o la sinistrina, realizando mediciones seriadas de los niveles plasmáticos/urinarios para detectar su aclaramiento ^2,3. Este método es engorroso y requiere la recolección en serie de muestras de plasma y orina⁴. Una alternativa es la medición de productos finales metabólicos endógenos como la creatinina. Sin embargo, esto consume mucho tiempo y, a veces, es inexacto, ya que no solo es filtrado por el glomérulo sino también secretado por los túbulos ^5,6. Además, el nivel de creatinina está influenciado por el sexo, la edad, la dieta y la masa muscular ^7,8,9.

Una medida más precisa, mínimamente invasiva y ampliamente utilizada de la TFG es el uso de monitores transdérmicos de TFG, que miden la TFG en tiempo real^en animales ^4,10. Sinistrin, un marcador renal exógeno altamente soluble y filtrado libremente, está marcado con isotiocianato de fluoresceína (FITC). Este compuesto conjugado se inyecta por vía intravenosa, y la función renal en tiempo real puede ser evaluada sin recoger muestras de sangre y orina¹¹. El uso de la medición transdérmica de la TFG se ha validado en roedores 12, perros¹³ y gatos¹⁴, pero no en cerdos.

Las especies porcinas comparten varias características anatómicas y fisiológicas con los humanos, lo que las convierte en animales ideales para el estudio de diversas enfermedades humanas¹⁵. El uso de cerdos en la investigación biomédica traslacional se ha vuelto cada vez más popular y preferido sobre los modelos de roedores porque imita la fisiología y fisiopatología humana¹⁶. Los cerdos neonatos son de interés en la comprensión de los mecanismos de las enfermedades exclusivas de los pacientes pediátricos¹⁷. Además, el reciente avance en el trasplante de órganos de cerdo a humano pone en urgencia la ampliación de las herramientas de diagnóstico para ensayos preclínicos y clínicos 18,19,20,21. Este documento, por primera vez, proporciona una guía para el uso del dispositivo transdérmico en la medición de la TFG en cerdos neonatos.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

Los procedimientos están escritos de acuerdo con los estándares nacionales para el cuidado y uso de animales de laboratorio y fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) del Centro de Ciencias de la Salud de la Universidad de Tennessee (UTHSC).

NOTA: Los lechones en el grupo experimental son sometidos a ligadura cecal y punción, mientras que el grupo simulado sólo se somete a la apertura del abdomen sin ligadura cecal o punción. Los lechones en ambos grupos se mantienen bajo anestesia durante 12 h después del procedimiento para permitir suficiente tiempo para que se produzca sepsis y lesión renal aguda (LRA) en el grupo experimental. La medición transdérmica de la TFG se producirá a las 8 h después del procedimiento durante un total de 12 h.

1. Suministro y alojamiento de lechones

1. Identifique una granja local de cerdos que pueda proporcionar lechones neonatales de 3 a 5 días. Programe la entrega a principios de la semana para completar la experimentación antes de que los lechones tengan más de 7 días.
   NOTA: El proveedor proporcionó de tres a cinco lechones los lunes para este experimento; para el viernes, los lechones se habrían sometido al experimento. Usar el mismo sexo y casi una edad similar es esencial para evitar factores de confusión.
2. A la llegada del lechón, asegúrese de que tenga una identificación individual (por ejemplo, una marca auricular y un registro que incluya el peso y la edad).
3. Aloje a los lechones en una unidad de cuidado de animales de laboratorio (LACU) bajo el cuidado de un veterinario con licencia. Los animales se alojan como grupo en un corral espacioso con un piso de concreto sólido que se lava fácilmente con agua para mantener un buen saneamiento.
4. Agregue un mueble como una bola pesada para permitir el enriquecimiento y la estimulación ambiental.
5. Asegúrese de que la LACU proporcione condiciones ambientales óptimas, incluidos los siguientes elementos clave: saneamiento, nutrición, control de temperatura, ventilación y ciclo día-noche mediante el control de la iluminación.
6. Haga que el veterinario revise el lechón diariamente, incluida la medición del peso, para informar al investigador si algún lechón parece enfermo, lo que puede requerir la exclusión del experimento.
7. Deje a los lechones durante al menos 1 día para aclimatarse al medio ambiente, lo que ayuda a minimizar el estrés.

2. Preparación preoperatoria

1. Prepare la estación quirúrgica antes de iniciar el experimento. Esto incluye una almohadilla térmica, catéteres, un ventilador, un tubo endotraqueal, solución salina heparinizada y una bolsa de líquido de lactato de timbre.
   NOTA: Los lechones tienen mala capacitancia termorreguladora y son propensos a la hipotermia que altera la hemodinámica^22,23. Por lo tanto, es esencial dejar suficiente tiempo para que la almohadilla térmica se caliente.
2. Preparar 10 mg/ml de α-cloralosa mezclándola con solución salina a 60 °C hasta que la mezcla esté clara. No sobrecaliente la solución para evitar la cristalización del medicamento al enfriarlo. Filtrar con un filtro de jeringa (tamaño 0,22 μm) antes de administrarlo a los lechones.
3. Elaborar medicación anestésica basada en el peso animal: ketamina: 20 mg/kg y xilazina: 2,2 mg/kg. Use α -cloralosa (5 mL/kg) para mantener la anestesia.
   NOTA: α -cloralosa se utiliza debido a la facilidad de administración IV en comparación con inhalada
   anestésicos, ya que estos últimos requieren una máquina anestésica y un sistema de barrido apropiado que se administrará a través de un tubo endotraqueal.

3. Anestesia

1. Realizar la inducción de la anestesia en el corral de cerdos, un ambiente familiar para los lechones, para evitar el estrés indebido.
2. Recoger suavemente el lechón por las patas traseras y administrar ketamina: 20 mg/kg y xilazina: 2,2 mg/kg en la pata trasera en el músculo semimembranoso/semitendinoso, utilizando una aguja de 23 G 3/4.
3. Espere unos minutos para que los medicamentos surtan efecto. Verifique el nivel de anestesia adecuado asegurándose de que el animal esté lo suficientemente relajado como para estar inmóvil, con pérdida del reflejo palpebral y el tono de la mandíbula para permitir un transporte fácil y seguro a la estación quirúrgica. Evaluar el reflejo palpebral tocando la esquina interna del ojo; La ausencia de parpadeo indica una anestesia adecuada.

4. Traqueotomía

NOTA: Este experimento no es de supervivencia, por lo que se realiza una traqueotomía para establecer una vía aérea para la ventilación mecánica. La traqueotomía es un procedimiento rápido y fácil, a diferencia de la intubación endotraqueal, que es un desafío en lechones dada la anatomía de su cabeza y vías respiratorias superiores^24,25. Además, el laringoespasmo es comúnmente relatado durante la intubación, resultando en un período prolongado de hipoxia e hipercapnia que puede comprometer los resultados²⁶.

1. Coloque el lechón en decúbito dorsal. Identifique el cartílago cricotiroideo palpando la prominencia del cartílago tiroides que se siente firme. Esterilice el área con povidona yodada y etanol al 70% antes de aplicar una cortina estéril.
2. Usando una cuchilla quirúrgica, haga una incisión ventral de 2-3 cm en la línea media inferior al extremo caudal del cartílago tiroides.
3. Usando un hemostático de mosquito curvo, diseccione sin rodeos los tejidos y músculos subcutáneos suprayacentes (esternohioides y coli cutáneos) hasta que se visualicen la membrana cricotiroidea y los primeros anillos traqueales. Al diseccionar, tenga cuidado de evitar lesionar los vasos sanguíneos.
4. Obtenga una visión clara de la membrana cricotiroidea y los anillos traqueales²⁴, luego use un par de pinzas de ángulo recto mezclador largo para elevar las estructuras.
   1. Con un par de tijeras pequeñas, haga un pequeño corte en la membrana cricotiroidea o en el primer anillo traqueal. Extienda el corte horizontalmente a ~0.5 cm para pasar un tubo endotraqueal de 3.0 mm.
   2. Inserte el tubo en la marca de 5 cm. Asegúrese de la expansión bilateral del pecho y los ruidos respiratorios antes de asegurar el tubo.
5. Pase cinta umbilical alrededor de la tráquea para asegurarla en su lugar. Se utiliza cinta adhesiva adicional para asegurar el tubo a la base de la mandíbula.
6. Encienda el ventilador, conecte el tubo endotraqueal y gire las perillas específicas (p. ej. Perillas SIMV, perillas PEEP, etc.) para seleccionar la siguiente configuración de línea base. Modo de control de presión: ventilación mecánica intermitente sincronizada (SIMV); presión inspiratoria máxima (PIP) - 15; presión positiva al final de la espiración (PEEP) - 5; Tasa- 20; I-tiempo - 0.6. Después del primer análisis de gases en sangre, ajuste la configuración del ventilador de acuerdo con los resultados de gases en sangre, con el objetivo de mantener una oxigenación y ventilación adecuadas.

5. Canulación del vaso femoral

1. Establezca la vía aérea y la ventilación, antes de cambiar la atención a los vasos femorales para el acceso venoso y el monitoreo invasivo de la presión arterial. La arteria femoral se identifica sintiendo un pulso en el surco entre los músculos sartorio y gracilis, y la vena se puede encontrar justo medial a la arteria.
2. Mientras el lechón está acostado en una posición dorsal reclinada, esterilice el área de la ingle con povidona yodada y etanol, y aplique una cortina del tamaño adecuado.
3. Use una cuchilla quirúrgica para crear una incisión longitudinal de 3-4 cm, comenzando cranealmente en el pliegue inguinal y extendiéndose distalmente a lo largo del canal femoral.
4. Aplique una disección roma y aguda, usando pinzas curvas de mosquito y tijeras, respectivamente, para diseccionar hasta el nivel del haz neurovascular femoral. El paquete se puede encontrar en lo profundo del cuerpo del músculo gracilis²⁷. Diseccionar circunferencialmente la arteria femoral y la vena en el transcurso de 2-3 cm para permitir la canulación . Ligate pequeñas ramas laterales si es necesario.
5. Aplique una corbata de seda 3.0 tanto en la arteria como en los extremos proximal y distal de la vena para aplicar tracción. Ate la sutura de seda distal tanto en la vena como en la arteria, ligando los vasos.
6. Comenzando con la vena femoral, mantenga la tracción distal y proximal en los lazos de seda y luego use un par de micro tijeras para crear una venotomía.
7. A continuación, use un introductor de catéter de selección de venas para abrir el vaso mientras inserta un catéter de poliuretano premedido con un diámetro interno x diámetro exterior de 0.86 mm x 1.32 mm. Una vez insertado, ate la sutura de seda proximal 3.0 para fijar el catéter. Enjuague el catéter con 3 ml de solución salina heparinizada (1 U/ml). Esta solución se puede hacer agregando 0.5 ml de heparina a 50 ml de solución salina normal.
8. Inserte un catéter de presión arterial invasivo utilizando el mismo enfoque anterior para crear una arteriotomía y pasar el catéter.
   NOTA: Mantener la tracción distal y proximal es esencial para minimizar la pérdida de sangre al acceder a la arteria.
9. Una vez que los catéteres estén asegurados, cubra el sitio con una gasa empapada en solución salina y, si es necesario, se puede suturar la piel con una sutura de seda 3.0 para prevenir la infección.

6. Mantenimiento de anestesia, líquidos y gases en sangre

1. Controle la profundidad de la anestesia durante todo el experimento, utilizando el tono de la mandíbula y el reflejo palpebral, y administre α-cloralosa, por vía intravenosa, según sea necesario para mantener al animal bajo anestesia profunda. Utilice una dosis de carga inicial de 50 mg/kg y de 20 mg/kg para bolos adicionales.
2. Infundir lactato de timbre a una velocidad de 4 ml / kg / h durante todo el experimento como líquido de mantenimiento. Por ejemplo, si el peso del lechón es de 3 kg, entonces la velocidad de infusión de líquidos es de 12 ml / h.
3. Para el análisis de gases junto a la cama, extraiga una muestra de sangre arterial en una jeringa de gases en sangre heparinizada y presente la muestra a la máquina analizadora. Seleccione la opción gasometría arterial y espere ~2-3 s para que el analizador presente la aguja de extracción de sangre.
   1. Inserte cuidadosamente la aguja en el extremo de la jeringa que contiene la muestra de sangre. Espere a que el analizador aspire la muestra requerida y retire la jeringa. Permita que la máquina analice la gasometría y presente los resultados.
   2. Según los resultados, ajuste el ventilador para mantener el pH entre 7.35--7.45, la presión parcial de dióxido de carbono (PCO2) entre 35-45 mmHg y la presión parcial de oxígeno (PaO2) entre 80-150 mmHg. La configuración difiere según el tipo de ventilador, pero en gran medida implica aumentar o reducir la frecuencia respiratoria utilizando perillas apropiadas para compensar la hipoxia y / o hipercapnia.
4. Extraiga 3 ml de sangre en un tubo verde claro (heparina de litio). Centrifugar la muestra a 2000 xg durante 15 min, mantenida a 4 °C para extraer plasma. Una vez completado, el plasma puede analizarse inmediatamente para determinar el nivel de creatinina sérica con el analizador químico de cabecera o almacenarse a -80 °C para su posterior análisis.
5. Controle la temperatura continuamente con un termómetro de sonda rectal y ajuste la temperatura de la almohadilla térmica para mantener la temperatura del lechón entre 101 y 103 ° F.

7. Grupo de experimentación; ligadura y perforación cecal (CLP) ^25,28,29

NOTA: Para los lechones en el grupo de experimento, realice CLP para inducir sepsis polimicrobiana²⁸ y monitoree al animal durante 12 h después de la cirugía para permitir suficiente tiempo para que se produzca una sepsis grave. El registro transdérmico de la TFG comienza a las 8 h después de la ligadura cecal para permitir 4 h de grabación.

1. Use una cuchilla quirúrgica para crear una incisión vertical paramediana izquierda de 5-6 cm, ya que el ciego en cerdos se encuentra en la fosa paralumbar izquierda³⁰. Diseccionar las capas de la pared abdominal, evitando lesiones en los vasos epigástricos superficiales.
2. Una vez que se incide la capa peritoneal, use un retractor para mejorar el acceso a las estructuras intrabdominales.
3. Identificar el colon espiral en el cuadrante superior izquierdo del abdomen. Traza el colon espiral, caudal y dorsalmente, para localizar el ciego. El íleon se ve uniéndose al colon espiral en la base del ciego.
4. Ligate el ciego justo distal a la unión ileocecal (Figura 1).
5. Con una aguja de 18 G, haga siete punciones en el ciego y extruya las heces en el área peritoneal.
6. Cierre el abdomen en capas con una sutura de seda 3.0 usando puntos simples interrumpidos o continuos. También se puede usar una grapadora para cerrar la capa de piel si está disponible.

8. Grupo falso

1. Siga los pasos 7.2-7.4 como se indica arriba. Después de identificar el ciego, colóquelo intacto y cierre la pared abdominal de manera similar.
2. Monitoree los lechones en el grupo simulado durante 12 h para eliminar cualquier sesgo de confusión atribuido a la exposición prolongada a la anestesia.

9. Configuración del dispositivo de TFG transdérmica

1. Después de 8 h de ligadura cecal, prepárese para iniciar la medición transdérmica de la TFG.
2. Utilice la versión 3.0 del software de servicio MB para ajustar la frecuencia de muestreo en el dispositivo GFR. Brevemente, conecte el dispositivo transdérmico de TFG al software de la computadora mediante el conector USB. Abra el software, haga clic en conectar y ajuste el tiempo a 4000 ms. Haga clic en escribir para guardar la configuración.
   NOTA: Esto da hasta 6 h de tiempo total de muestreo. En los cerdos, la TFG transdérmica se completa en 4 h. Para experimentos que requieren muestreo de hasta 12 h, elija la opción de 8000 ms.
3. Fije los parches adhesivos de doble cara con una ventana transparente al dispositivo. Conecte el dispositivo a un lado, asegurándose de que el diodo emisor de luz se superponga a la ventana transparente para permitir la detección del trazador.
4. Afeite el área que recubre la pared torácica lateral. Conecte la batería al dispositivo e inmediatamente pegue el parche adhesivo con el dispositivo en su lugar y asegúrese de que esté bien asegurado (Figura 2). Dado que los lechones están profundamente anestesiados, la cinta puede ser innecesaria para mantener el dispositivo en su lugar.
   NOTA: El parche adhesivo solo es suficiente para asegurarlo. Sin embargo, en procedimientos donde el animal sería manipulado, se activaría, o donde la anestesia podría ser interrumpida, podría ser importante aplicar una cinta. Un vendaje también podría ser un enfoque alternativo³¹.
5. Se requiere un registro basal de 3-5 min antes de administrar FITC-sinistrin.

10. Preparación e inyección de FITC-sinistrin

1. Preparar una mezcla de FITC-sinistrin con solución salina hasta una concentración final de 50 mg/ml. La dosis administrada al lechón es de 20 mg/kg. FITC-sinistrin se suministra en forma de polvo.
   NOTA: La FITC-sinistrina también se puede administrar a través de un catéter venoso periférico insertado en la vena auricular. Es esencial alcanzar un nivel máximo alto mediante la administración de FITC-sinistrin como un bolo de empuje a través del catéter venoso de la vena femoral.
2. Coloque la jeringa con medicamento en un lado de una llave de parada de tres vías y una descarga salina en el otro lado de la llave de parada. Empuje el FITC-sinistrin e inmediatamente siga con un bolo salino de 5 ml antes de cerrar la llave de parada de tres vías a la vena del lechón.

11. Registro transdérmico de TFG

1. Mantenga el dispositivo conectado al lechón durante 4 h. Durante este tiempo, mantenga el lechón bajo anestesia usando dosis intermitentes de α-cloralosa a una concentración de 20 mg / kg para evitar cualquier artefacto de movimiento.
2. Al final de las 4 h, retire el dispositivo y desconecte inmediatamente la batería.

12. Medición de la TFG

1. Conecte el dispositivo transdérmico de TFG al ordenador mediante el conector USB proporcionado por el proveedor.
2. Abra el software de lectura para recuperar datos del dispositivo. Guarde los datos sin procesar haciendo clic en la secuencia: conectar, leer, cambiar el nombre y guardar. Como se indica en el manual, procese y evalúe los datos guardados en el software de análisis.
3. Brevemente, abra la versión 3.0 del software e importe los datos. Ajuste las posiciones de desplazamiento, inicio y fin utilizando los marcadores automatizados. Quite los artefactos si es necesario y haga clic en Ajustar. Esto proporciona una lectura que muestra el aclaramiento de FITC-sinistrina en minutos (t1/2). El t1/2 se utiliza posteriormente para calcular la TFGt^32,33 de la siguiente manera:
   
   NOTA: En consulta con el fabricante, el factor de conversión utilizado para los cerdos es 20 (lo que indica que el 20% del peso corporal es espacio extracelular), en comparación con 21,33 en ratas (TFGt en ml / min) y 14.616,8 en ratones (TFGt en μL / min). Esto se debe a que la TFG se mide con precisión en función del líquido extracelular 34,35^, que a su vez depende del peso corporal³⁶.

13. Eutanasia de lechones

1. Recolectar 3 ml de sangre después de 12 h de CLP para un análisis bioquímico adicional.
2. Eutanasia del lechón administrando 0,2 mL/kg de mezcla premezclada de pentobarbital sódico al 20% y fenitoína sódica por vía intravenosa.
3. Cosechar el riñón derecho para el estudio histopatológico antes de llevar al lechón a la morgue.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

En esta sección, presentamos por primera vez, los datos representativos del uso de TFG transdérmica en cerdos neonatales. Se utilizó un modelo de ligadura y punción cecal que previamente ha demostrado disminuir la función renal²⁸. En consecuencia, planteamos la hipótesis de que en nuestros cerdos CLP, debería haber una caída aguda de la TFG correspondiente a la LRA, y esto debería detectarse en el dispositivo transdérmico de TFG como un aumento del tiempo de aclaramiento (t_1/2...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discusión

Este documento describe los pasos prácticos para determinar la función renal en cerdos utilizando los monitores de TFG transdérmicos miniaturizados y FITC-sinistrin en un modelo de cerdo neonatal anestesiado con ventilación mecánica. Artículos anteriores han establecido protocolos experimentales de TFG transdérmica en roedores^11,12,14, pero no existen protocolos en cerdos.

Recientemente, ha hab...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Alpha - Chloralose	Sigma-Aldrich	C0128-25G	Used for maintanining anesthesia
Black braided silk  3-0	Surgical Specialties	SP117	Silk tie for blood vessel traction and ligation
Centrifugation machine AccuSpin 8C	Fischer Scientific	75-008-821	Used to extract plasma from whole blood sample
Endotracheal Tube 3.0 uncuffed	Progressive Medical International	1109021995	Inserted through tracheostomy
FITC-Sinistrin 1.0 g	MediBeacon Inc.	FTCF S001	Store at room temp and protect from light
GEM Premier 3000 Blood gas analyzer	Instrumentation Laboratory	5700	For bedside blood gas analysis
Heating Pad medium size 20 in x 29 in	Adroit Medical Systems	V029	Connects to heat therapy pump
HTP-Heat Therapy Pump	Adroit Medical Systems	HTP	Allows you to set temperature as needed.
IDEXX Catalyst One	IDEXX Laboratories	89-92525-00	Plasma creatinine analysis
Invasive blood pressure catheter 3.5Fr	Millar	SPR-524	Inserted in femoral artery
IV adminstration set with flow regulator	True Care	TCRTCBINF033G	Used to connect IV fluid bag to vein catheter
Ketamine	Covetrus	68317	Used for induction of Anesthesia
MediBeacon analysis software version 3.0	MediBeacon Inc.	N/A	Software program used for analysing data to obtain sinistrin clearance half life and curve
Millex-GV Syringe Filter Unit 0.22 µm	Millipore Sigma	SLGVR33RS	Syringe filter for chloralose injection
Neonate/Infant Ventilator	Sechrist Millennium	20409	Connected to air supply to provide ventilation through endotracheal tube
Phenobarbital Sodium + Phenytoin Sodium (Euthasol)	Covetrus	72934	Used for euthanasia
Ringer Lactate 500 mL bag	Baxter	2B2323Q	Maintanence fluid infusion
Sterile Gloves	Henry Schein	104-5920	Used by operator during surgery
Sterile Gown	Halyard Health	95021	Used by operator during surgery
Steril Towel	Medline	42131704	Used as drape to maintaine sterile field when operating
Suture 3-0 silk reverse cutting needle	Ethicon	NC1842168	Used for suturing abdominal wall layers
Transdermal Mini GFR Monitor	MediBeacon Inc.	TDM004	Battery and USB connector included in package
Transdermal monitor adhesive patch	MediBeacon Inc.	PTC-SM001	Doubl sided adhesive patch for GFR probe
Umbilical Tape 1/8 in x 20 yds	Fisher Scientific	NC9303017	To secure endotracheal tube
Venous Catheter size PE/5	Micro medical tubing	BB31695	For femoral vein cannulation
Xylazine	Covetrus	61035	Used for induction of anesthesia