Mesure transdermique du débit de filtration glomérulaire chez les porcelets ventilés mécaniquement

Résumé

Le débit de filtration glomérulaire (DFG) est le marqueur idéal pour évaluer la fonction rénale. Cependant, la méthode de mesure standard utilisant l’injection d’inuline avec analyse de sang et d’urine en série n’est pas pratique. Cet article décrit une méthode pratique pour mesurer le DFG par voie transdermique chez les porcelets.

Résumé

La mesure transdermique du débit de filtration glomérulaire (DFG) a été utilisée pour évaluer la fonction rénale chez les animaux conscients. Cette technique est bien établie chez les rongeurs pour étudier les lésions rénales aiguës et les maladies rénales chroniques. Cependant, la mesure du DFG à l’aide du système transdermique n’a pas été validée chez les porcs, une espèce ayant un système rénal similaire à celui des humains. Par conséquent, nous avons étudié l’effet de la septicémie sur le DFG transdermique chez des porcs nouveau-nés anesthésiés et ventilés mécaniquement. La septicémie polymicrobienne a été induite par ligature et ponction (CLP). Le système de mesure du DFG transdermique consistant en un capteur de fluorescence miniaturisé a été fixé à la peau rasée du porc pour déterminer la clairance de la sinistrone conjuguée à l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC), un traceur de DFG injecté par voie intraveineuse. Nos résultats montrent qu’à 12 h post-CLP, la créatinine sérique augmentait avec une diminution du DFG. Cette étude démontre, pour la première fois, l’utilité de l’approche DFG transdermique dans la détermination de la fonction rénale chez les porcs néonatals ventilés mécaniquement.

Introduction

Une évaluation pratique et quantitative de la fonction rénale est la mesure du débit de filtration glomérulaire (DFG), qui indique dans quelle mesure les reins filtrent le sang sur la base du principe de clairance¹. Une méthode antérieure de mesure du DFG implique l’injection intraveineuse de composés exogènes tels que l’inuline ou la sinistrine, en effectuant des mesures en série des niveaux plasmatiques/urinaires pour détecter leur clairance ^2,3. Cette méthode est lourde et nécessite la collecte en série d’échantillons de plasma et d’urine⁴. Une alternative est la mesure des produits finaux métaboliques endogènes tels que la créatinine. Cependant, cela prend du temps et, parfois, est imprécis, car il est non seulement filtré par le glomérule mais également sécrété par les tubules ^5,6. De plus, le taux de créatinine est influencé par le sexe, l’âge, l’alimentation et la masse musculaire ^7,8,9.

Une mesure plus précise, peu invasive et largement utilisée du DFG est l’utilisation de moniteurs de DFG transdermiques, qui mesurent le DFG en temps réel chez les animaux ^4,10. La sinistrine, un marqueur rénal exogène hautement soluble et librement filtré, est marquée avec de l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC). Ce composé conjugué est injecté par voie intraveineuse et la fonction rénale en temps réel peut être évaluée sans prélèvement d’échantillons de sang et^{d’urine 11}. L’utilisation de la mesure du DFG transdermique a été validée chez les rongeurs¹², les chiens 13 et les chats¹⁴, mais pas chez les porcs.

Les espèces porcines partagent plusieurs caractéristiques anatomiques et physiologiques avec les humains, ce qui en fait des animaux idéaux pour l’étude de diverses maladies humaines¹⁵. L’utilisation de porcs dans la recherche biomédicale translationnelle est devenue de plus en plus populaire et préférée aux modèles de rongeurs parce qu’elle imite la physiologie humaine et la physiopathologie¹⁶. Les porcs néonatals sont intéressants pour comprendre les mécanismes des maladies propres aux patients pédiatriques¹⁷. En outre, les progrès récents de la transplantation de porcs à organes humains incitent à élargir les outils de diagnostic pour les essais précliniques et cliniques 18,19,20,21. Cet article, pour la première fois, fournit un guide pour l’utilisation du dispositif transdermique dans la mesure du DFG chez les porcs nouveau-nés.

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Protocole

Les procédures sont rédigées conformément aux normes nationales pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) du Centre des sciences de la santé de l’Université du Tennessee (UTHSC).

REMARQUE: Les porcelets du groupe expérimental sont soumis à une ligature et à une ponction des cæcales, tandis que le groupe simulé ne subit qu’une ouverture de l’abdomen sans ligature ou ponction des cæcales. Les porcelets des deux groupes sont maintenus sous anesthésie pendant 12 heures après l’intervention afin de laisser suffisamment de temps pour que la septicémie et les lésions rénales aiguës (IRA) s’ensuivent dans le groupe expérimental. La mesure transdermique du DFG suivra 8 h après l’intervention pour un total de 12 h.

1. Approvisionnement et logement des porcelets

1. Identifiez une ferme porcine locale qui peut fournir des porcelets néonatals âgés de 3 à 5 jours. Planifiez l’accouchement au début de la semaine pour terminer l’expérimentation avant que les porcelets aient plus de 7 jours.
   REMARQUE : Le fournisseur a fourni de trois à cinq porcelets le lundi pour cette expérience; vendredi, les porcelets auraient subi l’expérience. L’utilisation du même sexe et du même âge est essentielle pour éviter les facteurs de confusion.
2. À l’arrivée du porcelet, assurez-vous qu’il a une pièce d’identité individuelle (p. ex., une étiquette auriculaire et un registre indiquant le poids et l’âge).
3. Hébergez les porcelets dans une unité de soins pour animaux de laboratoire (ULAT) sous les soins d’un vétérinaire agréé. Les animaux sont logés en groupe dans un enclos spacieux avec un sol en béton massif qui se lave facilement à l’eau pour maintenir un bon assainissement.
4. Ajoutez un meuble tel qu’une balle lourde pour permettre l’enrichissement et la stimulation de l’environnement.
5. S’assurer que le LACU offre des conditions environnementales optimales, y compris les éléments clés suivants: assainissement, nutrition, contrôle de la température, ventilation et cycle jour-nuit en contrôlant l’éclairage.
6. Demandez au vétérinaire de vérifier quotidiennement le porcelet, y compris la mesure du poids, pour informer l’investigateur si un porcelet semble malade, ce qui peut nécessiter une exclusion de l’expérience.
7. Laissez les porcelets pendant au moins 1 jour pour s’acclimater à l’environnement, ce qui aide à minimiser le stress.

2. Préparation préopératoire

1. Préparez la station chirurgicale avant de commencer l’expérience. Cela comprend un coussin chauffant, des cathéters, un ventilateur, un tube endotrachéal, une solution saline héparinée et un sac de liquide de lactate de sonnerie.
   REMARQUE: Les porcelets ont une faible capacité de thermorégulation et sont sujets à l’hypothermie qui altère l’hémodynamique^22,23. Par conséquent, il est essentiel de prévoir suffisamment de temps pour que le coussin chauffant se réchauffe.
2. Préparer 10 mg/mL de α-chloralose en le mélangeant avec une solution saline à 60 °C jusqu’à ce que le mélange soit limpide. Ne pas surchauffer la solution pour éviter la cristallisation du médicament lors du refroidissement. Filtrer avec un filtre à seringue (taille 0,22 μm) avant l’administration aux porcelets.
3. Établir un médicament anesthésique basé sur le poids de l’animal - Kétamine: 20 mg / kg et Xylazine: 2,2 mg / kg. Utilisez α chloralose (5 mL/kg) pour maintenir l’anesthésie.
   REMARQUE: α-chloralose est utilisé en raison de la facilité d’administration IV par rapport à inhalé
   Les anesthésiques, car ces derniers nécessitent une machine anesthésique et un système de récupération approprié à administrer via un tube endotrachéal.

3. Anesthésie

1. Effectuer l’induction de l’anesthésie dans l’enclos à porcs, un environnement familier pour les porcelets, afin d’éviter un stress excessif.
2. Cueillez délicatement le porcelet par les pattes arrière et administrez de la kétamine: 20 mg / kg et de la xylazine: 2,2 mg / kg dans la patte arrière au niveau du muscle semimembranosus/semitendinosus, à l’aide d’une aiguille de 23 G 3/4.
3. Attendez quelques minutes pour que les médicaments fassent effet. Vérifiez le niveau d’anesthésie adéquat en vous assurant que l’animal est suffisamment détendu pour être immobile, avec perte du réflexe palpébral et du tonus de la mâchoire pour permettre un transport facile et sûr au poste chirurgical. Évaluer le réflexe palpébral en touchant le coin interne de l’œil; L’absence de clignement des yeux indique une anesthésie adéquate.

4. Trachéostomie

REMARQUE: Cette expérience est la non-survie, donc une trachéotomie est effectuée pour établir une voie respiratoire pour la ventilation mécanique. La trachéostomie est une procédure rapide et facile, par opposition à l’intubation endotrachéale, qui est difficile chez les porcelets compte tenu de l’anatomie de leur tête et de leurs voies respiratoires supérieures^24,25. De plus, un laryngospasme est fréquemment signalé pendant l’intubation, entraînant une période prolongée d’hypoxie et d’hypercarbie pouvant compromettre les résultats²⁶.

1. Placez le porcelet en position couchée dorsale. Identifier le cartilage cricothyroïdien en palpant la proéminence du cartilage thyroïdien qui se sent ferme. Stériliser la zone avec de la povidone iodée et de l’éthanol à 70% avant d’appliquer un champ stérile.
2. À l’aide d’une lame chirurgicale, faites une incision médiane ventrale de 2-3 cm inférieure à l’extrémité caudale du cartilage thyroïdien.
3. À l’aide d’un hémostatique de moustique incurvé, disséquez carrément les tissus et les muscles sous-cutanés sus-jacents (sternohyoideus et coli cutané) jusqu’à ce que la membrane cricothyroïdienne et les premiers anneaux trachéaux soient visualisés. Lors de la dissection, soyez prudent pour éviter de blesser les vaisseaux sanguins.
4. Obtenez une vue dégagée de la membrane cricothyroïdienne et des anneaux trachéaux²⁴, puis utilisez une paire de pinces à angle droit mixter longues pour élever les structures.
   1. Avec une paire de petits ciseaux, faites une petite incision au niveau de la membrane cricothyroïdienne ou du premier anneau trachéal. Étendre la coupe horizontalement à ~0,5 cm pour passer un tube endotrachéal de 3,0 mm.
   2. Insérez le tube jusqu’à la marque de 5 cm. Assurez-vous de l’expansion thoracique bilatérale et des bruits respiratoires avant de fixer le tube.
5. Passez du ruban ombilical autour de la trachée pour la fixer en place. Du ruban adhésif supplémentaire est utilisé pour fixer le tube à la base de la mâchoire.
6. Allumez le ventilateur, connectez le tube endotrachéal et roulez les boutons spécifiques (par exemple. Boutons SIMV, boutons PEEP, etc.) pour sélectionner les paramètres de base suivants. Mode de contrôle de la pression: ventilation mécanique intermittente synchronisée (SIMV); pression inspiratoire de pointe (PIP) - 15; pression expiratoire positive (PEP) - 5; Taux- 20; I-temps - 0,6. Après la première analyse des gaz du sang, ajuster les réglages du ventilateur en fonction des résultats des gaz du sang, dans le but de maintenir une oxygénation et une ventilation adéquates.

5. Canulation des vaisseaux fémoraux

1. Établir les voies respiratoires et la ventilation, avant de porter l’attention sur les vaisseaux fémoraux pour l’accès veineux et la surveillance invasive de la pression artérielle. L’artère fémorale est identifiée en sentant un pouls au sillon entre les muscles sartorius et gracilis, et la veine peut être trouvée juste médiale à l’artère.
2. Pendant que le porcelet est couché en position couchée dorsale, stérilisez la région de l’aine à l’aide de povidone iodée et d’éthanol et appliquez un champ de taille appropriée.
3. Utilisez une lame chirurgicale pour créer une incision longitudinale de 3-4 cm, commençant crânienne au niveau du pli inguinal et s’étendant distalement le long du canal fémoral.
4. Appliquer une dissection émoussée et nette, en utilisant des pinces et des ciseaux incurvés par les moustiques, respectivement, pour disséquer jusqu’au niveau du faisceau neurovasculaire fémoral. Le faisceau se trouve profondément dans le corps du muscle gracillis²⁷. Disséquer circonférentiellement l’artère fémorale et la veine sur une distance de 2 à 3 cm pour permettre la canulation. Ligate petites branches latérales si nécessaire.
5. Appliquez une cravate en soie 3.0 aux extrémités proximales et distales de l’artère et de la veine pour appliquer la traction. Attachez la suture de soie distale sur la veine et l’artère, en ligaturant les vaisseaux.
6. En commençant par la veine fémorale, maintenez une traction distale et proximale sur les liens de soie, puis utilisez une paire de micro-ciseaux pour créer une veinotomie.
7. Ensuite, utilisez un introducteur de cathéter de prélèvement veineux pour ouvrir le vaisseau tout en insérant un cathéter en polyuréthane prémesuré d’un diamètre interne x diamètre extérieur de 0,86 mm x 1,32 mm. Une fois inséré, attachez la suture de soie proximale 3.0 pour fixer le cathéter. Rincer le cathéter avec 3 mL de solution saline héparinée (1 U/mL). Cette solution peut être obtenue en ajoutant 0,5 mL d’héparine à 50 mL de solution saline normale.
8. Insérez un cathéter de pression artérielle invasif en utilisant la même approche ci-dessus pour créer une artériotomie et passer le cathéter.
   REMARQUE: Le maintien de la traction distale et proximale est essentiel pour minimiser la perte de sang lors de l’accès à l’artère.
9. Une fois les cathéters fixés, couvrez le site avec de la gaze imbibée de solution saline et, si nécessaire, la peau peut être suturée à l’aide d’une suture en soie 3.0 pour prévenir l’infection.

6. Maintien de l’anesthésie, des liquides et des gaz du sang

1. Surveiller la profondeur de l’anesthésie tout au long de l’expérience, en utilisant le tonus de la mâchoire et le réflexe palpébral, et administrer α-chloralose, par voie intraveineuse, au besoin pour maintenir l’animal sous anesthésie profonde. Utilisez une dose de charge initiale de 50 mg / kg et 20 mg / kg pour les autres bolus.
2. Infuser le lactate de sonnerie à un débit de 4 mL/kg/h tout au long de l’expérience comme fluide d’entretien. Par exemple, si le poids du porcelet est de 3 kg, le débit de perfusion de liquide est de 12 mL/h.
3. Pour l’analyse des gaz au chevet du patient, prélever un échantillon de sang artériel dans une seringue héparinée et présenter l’échantillon à l’analyseur. Sélectionnez l’option gaz du sang artériel et attendez ~2-3 s que l’analyseur présente l’aiguille de prélèvement sanguin.
   1. Insérez délicatement l’aiguille dans l’extrémité de la seringue contenant l’échantillon de sang. Attendez que l’analyseur aspire l’échantillon requis et retirez la seringue. Laissez la machine analyser les gaz du sang et présenter les résultats.
   2. En fonction des résultats, ajuster le ventilateur pour maintenir le pH entre 7,35 et 7,45, la pression partielle de dioxyde de carbone (PCO2) entre 35 et 45 mmHg et la pression partielle d’oxygène (PaO2) entre 80 et 150 mmHg. Les réglages diffèrent en fonction du type de ventilateur, mais impliquent en grande partie l’augmentation ou la réduction de la fréquence respiratoire à l’aide de boutons appropriés pour compenser l’hypoxie et / ou l’hypercapnie.
4. Prélever 3 mL de sang dans un tube vert clair (héparine au lithium). Centrifuger l’échantillon à 2000 xg pendant 15 min, maintenu à 4 °C pour extraire le plasma. Une fois terminé, le plasma peut être analysé immédiatement pour le taux de créatinine sérique avec l’analyseur chimique de chevet ou stocké à -80 ° C pour une analyse ultérieure.
5. Surveillez la température en continu à l’aide d’un thermomètre à sonde rectale et ajustez la température du coussin chauffant pour maintenir la température du porcelet entre 101 et 103 °F.

7. Groupe expérimental; ligature et perforation des cæcaux (CLP) ^25,28,29

REMARQUE : Pour les porcelets du groupe expérimental, effectuer une CLP pour induire une septicémie polymicrobienne²⁸ et surveiller l’animal pendant 12 heures après la chirurgie afin de laisser suffisamment de temps pour qu’une septicémie sévère s’ensuive. L’enregistrement transdermique du DFG commence à 8 h après la ligature des cæcaux pour permettre 4 h d’enregistrement.

1. Utilisez une lame chirurgicale pour créer une incision verticale paramédiane gauche de 5 à 6 cm, car le caecum chez les porcs se trouve dans la fosse paralombaire^{gauche 30}. Disséquer les couches de la paroi abdominale, en évitant de blesser les vaisseaux épigastriques superficiels.
2. Une fois la couche péritonéale incisée, utilisez un rétracteur pour améliorer l’accès aux structures intra-abdominales.
3. Identifiez le côlon spiralé dans le quadrant supérieur gauche de l’abdomen. Tracez le côlon en spirale, caudale et dorsale, pour localiser le caecum. L’iléon est vu rejoignant le côlon spiralé à la base du caecum.
4. Litérez le caecum juste distal à la jonction iléo-cæcale (Figure 1).
5. À l’aide d’une aiguille de 18 G, faire sept ponctions dans le caecum et extruder les matières fécales dans la région péritonéale.
6. Fermez l’abdomen en couches avec une suture en soie 3.0 à l’aide de points de suture simples interrompus ou continus. Une agrafeuse peut également être utilisée pour fermer la couche de peau si disponible.

8. Groupe Sham

1. Suivez les étapes 7.2-7.4 comme ci-dessus. Après avoir identifié le caecum, replacez-le intact et fermez la paroi abdominale de la même manière.
2. Surveiller les porcelets dans le groupe simulé pendant 12 heures pour éliminer tout biais de confusion attribué à une exposition prolongée à l’anesthésie.

9. Configuration du dispositif de DFG transdermique

1. Après 8 h de ligature des selles, préparez-vous à initier la mesure transdermique du DFG.
2. Utilisez la version 3.0 du logiciel de service MB pour ajuster la fréquence d’échantillonnage sur le périphérique GFR. Brièvement, connectez le dispositif DFG transdermique au logiciel de l’ordinateur à l’aide du connecteur USB. Ouvrez le logiciel, cliquez sur connecter et réglez la synchronisation à 4000 ms. Cliquez sur Écrire pour enregistrer les paramètres.
   NOTE: Cela donne jusqu’à 6 h de temps d’échantillonnage total. Chez les porcs, le DFG transdermique est complété en 4 h. Pour les expériences nécessitant un échantillonnage jusqu’à 12 h, choisissez l’option 8000 ms.
3. Fixez les patchs adhésifs double face avec une fenêtre transparente à l’appareil. Fixez l’appareil d’un côté, en veillant à ce que la diode électroluminescente recouvre la fenêtre transparente pour permettre la détection du traceur.
4. Rasez la zone recouvrant la paroi thoracique latérale. Fixez la batterie à l’appareil et collez immédiatement le patch adhésif avec l’appareil en place et assurez-vous qu’il est bien fixé (Figure 2). Étant donné que les porcelets sont profondément anesthésiés, le ruban adhésif peut être inutile pour maintenir l’appareil en place.
   REMARQUE: Le patch adhésif seul suffit à fixer. Cependant, dans les procédures où l’animal serait manipulé, deviendrait actif ou où l’anesthésie pourrait être perturbée, il pourrait être important d’appliquer un ruban. Un pansement pourrait également être une approche alternative³¹.
5. Un enregistrement de base de 3 à 5 minutes est requis avant l’administration de FITC-sinistrin.

10. Préparation et injection de FITC-sinistrin

1. Préparer un mélange de FITC-sinistrin avec une solution saline jusqu’à une concentration finale de 50 mg/mL. La dose administrée au porcelet est de 20 mg/kg. FITC-sinistrin est fourni sous forme de poudre.
   NOTE: La FITC-sinistrin peut également être administrée par un cathéter veineux périphérique inséré dans la veine auriculaire. Il est essentiel d’atteindre un niveau maximal élevé en administrant FITC-sinistrin comme bolus de poussée à travers le cathéter veineux de la veine fémorale.
2. Fixez la seringue avec le médicament à un côté d’un robinet d’arrêt à trois voies et une chasse d’eau saline de l’autre côté du robinet d’arrêt. Poussez la FITC-sinistrin et suivez immédiatement avec un bolus salin de 5 ml avant de fermer le robinet d’arrêt à trois voies sur la veine du porcelet.

11. Enregistrement transdermique du DFG

1. Gardez l’appareil attaché au porcelet pendant 4 h. Pendant ce temps, gardez le porcelet sous anesthésie en utilisant des doses intermittentes de α-chloralose à une concentration de 20 mg / kg pour éviter tout artefact de mouvement.
2. À la fin des 4 h, retirez l’appareil et débranchez immédiatement la batterie.

12. Mesure du DFG

1. Connectez le dispositif de DFG transdermique à l’ordinateur à l’aide du connecteur USB fourni par le fournisseur.
2. Ouvrez le logiciel de lecture pour récupérer les données de l’appareil. Enregistrez les données brutes en cliquant sur la séquence : connexion, lecture, renommage et enregistrement. Comme indiqué dans le manuel, traiter et évaluer les données enregistrées dans le logiciel d’analyse.
3. En bref, ouvrez le logiciel version 3.0 et importez les données. Ajustez les positions de décalage, de début et de fin à l’aide des marqueurs automatisés. Supprimez les artefacts si nécessaire, puis cliquez sur Adapter. Cela donne une lecture qui montre la clairance FITC-sinistrin en minutes (t1/2). Le t1/2 est ensuite utilisé pour calculer le DFGt^32,33 comme suit:
   
   NOTA : En consultation avec le fabricant, le facteur de conversion utilisé pour les porcs est de 20 (ce qui indique que 20 % du poids corporel est constitué d’espace extracellulaire), comparativement à 21,33 chez le rat (DFGt en mL/min) et à 14 616,8 chez la souris (DFGt en μL/min). En effet, le DFG est mesuré avec précision en fonction du liquide extracellulaire 34,35^, qui dépend à son tour du poids corporel³⁶.

13. Euthanasie des porcelets

1. Prélever 3 mL de sang après 12 h de CLP pour une analyse biochimique plus approfondie.
2. Euthanasier le porcelet en administrant 0,2 mL/kg de mélange prémélangé de pentobarbital sodique à 20 % et de phénytoïne sodique par voie intraveineuse.
3. Prélevez le bon rein pour l’étude histopathologique avant d’emmener le porcelet à la morgue.

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Résultats

Dans cette section, nous présentons pour la première fois les données représentatives de l’utilisation du DFG transdermique chez les porcs nouveau-nés. Nous avons utilisé un modèle de ligature et de ponction des cæcaux dont il a déjà été démontré qu’il diminuait la fonction rénale²⁸. En conséquence, nous avons émis l’hypothèse que chez nos porcs CLP, il devrait y avoir une baisse aiguë du DFG correspondant à l’IRA, ce qui devrait être détecté sur le dispositif de DFG...

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Discussion

Cet article décrit les étapes pratiques pour déterminer la fonction rénale chez les porcs à l’aide des moniteurs de DFG transdermique miniaturisés et de la FITC-sinistrin dans un modèle de porc néonatal anesthésié et ventilé mécaniquement. Des articles antérieurs ont établi des protocoles expérimentaux de DFG transdermique chez les rongeurs^11,12,14, mais aucun protocole n’existe chez les porcs.

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Alpha - Chloralose	Sigma-Aldrich	C0128-25G	Used for maintanining anesthesia
Black braided silk  3-0	Surgical Specialties	SP117	Silk tie for blood vessel traction and ligation
Centrifugation machine AccuSpin 8C	Fischer Scientific	75-008-821	Used to extract plasma from whole blood sample
Endotracheal Tube 3.0 uncuffed	Progressive Medical International	1109021995	Inserted through tracheostomy
FITC-Sinistrin 1.0 g	MediBeacon Inc.	FTCF S001	Store at room temp and protect from light
GEM Premier 3000 Blood gas analyzer	Instrumentation Laboratory	5700	For bedside blood gas analysis
Heating Pad medium size 20 in x 29 in	Adroit Medical Systems	V029	Connects to heat therapy pump
HTP-Heat Therapy Pump	Adroit Medical Systems	HTP	Allows you to set temperature as needed.
IDEXX Catalyst One	IDEXX Laboratories	89-92525-00	Plasma creatinine analysis
Invasive blood pressure catheter 3.5Fr	Millar	SPR-524	Inserted in femoral artery
IV adminstration set with flow regulator	True Care	TCRTCBINF033G	Used to connect IV fluid bag to vein catheter
Ketamine	Covetrus	68317	Used for induction of Anesthesia
MediBeacon analysis software version 3.0	MediBeacon Inc.	N/A	Software program used for analysing data to obtain sinistrin clearance half life and curve
Millex-GV Syringe Filter Unit 0.22 µm	Millipore Sigma	SLGVR33RS	Syringe filter for chloralose injection
Neonate/Infant Ventilator	Sechrist Millennium	20409	Connected to air supply to provide ventilation through endotracheal tube
Phenobarbital Sodium + Phenytoin Sodium (Euthasol)	Covetrus	72934	Used for euthanasia
Ringer Lactate 500 mL bag	Baxter	2B2323Q	Maintanence fluid infusion
Sterile Gloves	Henry Schein	104-5920	Used by operator during surgery
Sterile Gown	Halyard Health	95021	Used by operator during surgery
Steril Towel	Medline	42131704	Used as drape to maintaine sterile field when operating
Suture 3-0 silk reverse cutting needle	Ethicon	NC1842168	Used for suturing abdominal wall layers
Transdermal Mini GFR Monitor	MediBeacon Inc.	TDM004	Battery and USB connector included in package
Transdermal monitor adhesive patch	MediBeacon Inc.	PTC-SM001	Doubl sided adhesive patch for GFR probe
Umbilical Tape 1/8 in x 20 yds	Fisher Scientific	NC9303017	To secure endotracheal tube
Venous Catheter size PE/5	Micro medical tubing	BB31695	For femoral vein cannulation
Xylazine	Covetrus	61035	Used for induction of anesthesia