Un modelo mínimamente invasivo de estenosis aórtica en cerdos

Resumen

Este protocolo describe un procedimiento quirúrgico mínimamente invasivo para la banda aórtica ascendente en cerdos.

Resumen

Los modelos animales grandes de insuficiencia cardíaca juegan un papel esencial en el desarrollo de nuevas intervenciones terapéuticas debido a su tamaño y similitudes fisiológicas con los humanos. Los esfuerzos se han dedicado a crear un modelo de insuficiencia cardíaca inducida por sobrecarga de presión y banda aórtica ascendente mientras aún es supracoronaria y no es una imitación perfecta de la estenosis aórtica en humanos, que se asemeja mucho a la condición humana.

El propósito de este estudio es demostrar un enfoque mínimamente invasivo para inducir sobrecarga de presión ventricular izquierda mediante la colocación de una banda aórtica, calibrada con precisión con sensores de presión de alta fidelidad introducidos percutáneamente. Este método representa un refinamiento del procedimiento quirúrgico (3R), lo que resulta en gradientes transestenóticos homogéneos y una menor variabilidad intragrupo. Además, permite una recuperación rápida y sin incidentes de los animales, lo que conduce a tasas de mortalidad mínimas. A lo largo del estudio, los animales fueron seguidos hasta 2 meses después de la cirugía, empleando ecocardiografía transtorácica y análisis de asa presión-volumen. Sin embargo, se pueden lograr períodos de seguimiento más largos si se desea. Este modelo animal de gran tamaño resulta valioso para probar nuevos fármacos, en particular los dirigidos a la hipertrofia y a las alteraciones estructurales y funcionales asociadas a la sobrecarga de presión del ventrículo izquierdo.

Introducción

La insuficiencia cardíaca (IC) es una enfermedad potencialmente mortal que afecta a millones de personas en todo el mundo, causando^{importantes impactos sociales} y económicos. Una de sus etiologías significativas es la valvulopatía aórtica o estenosis aórtica (EA). La estenosis aórtica es más prevalente en edades avanzadas y se ubica como la segunda lesión valvular más común en los Estados Unidos. La mortalidad relacionada con la EA también ha aumentado en Europa, especialmente en los países que no tienen acceso a procedimientos intervencionistas recientes². Dada la complejidad de la IC y la escasez de innovaciones terapéuticas, existe una necesidad apremiante de modelos animales fiables que puedan replicar la condición humana y facilitar la prueba de nuevas intervenciones³. Si bien los modelos de roedores superan en número a los modelos de animales grandes, estos últimos ofrecen varias ventajas debido a su tamaño y similitudes fisiológicas, lo que permite probar dosis de medicamentos y dispositivos médicos destinados al uso humano.

El objetivo de este método es establecer un modelo reproducible de banda aórtica ascendente (AAB) aplicable a la mayoría de las especies animales de gran tamaño utilizadas en la investigación biomédica. En este estudio, el procedimiento se demuestra en cerdos utilizando un enfoque mínimamente invasivo, adhiriéndose a los principios de las 3R (reemplazo, reducción y refinamiento⁴). Este enfoque garantiza la creación de un gradiente de presión preciso, lo que resulta en una alta reproducibilidad (lo que podría reducir el número de animales necesarios). Además, la pequeña incisión quirúrgica (2-3 cm) minimiza la agresión quirúrgica, mejorando el bienestar de los animales en comparación con abordajes más agresivos como la esternotomía y las toracotomías más grandes⁵ (refinamiento). Además, proporcionar una demostración en video del método, junto con descripciones detalladas en la literatura, podría reducir la necesidad de animales utilizados únicamente con fines de entrenamiento (reemplazo), disminuyendo aún más el uso de animales. Este modelo se puede adaptar para diferentes cepas/razas porcinas con distintas tasas de crecimiento e induce una sobrecarga de presión sostenida, lo que conduce a una hipertrofia significativa después de 1 o 2 meses de seguimiento.

Los métodos actuales emplean la estenosis^{fija 6}, sin tener en cuenta la variabilidad del tamaño de los animales, o calculan el gradiente utilizando lecturas de presión llenas de fluido⁷, que son menos fiables que los sensores de presión de alta fidelidad y son susceptibles a la amortiguación de la señal⁸. Otro enfoque utiliza una sola medición de presión distal a la estenosis⁵. Sin embargo, la calibración de la estenosis a través de señales simultáneas de presión proximal y distal utilizando sensores de presión de alta fidelidad administrados percutáneamente representa una optimización sustancial del protocolo, lo que resulta en una mejor homogeneidad del grupo. Al demostrar visualmente este método, otros investigadores deberían ser capaces de replicarlo sin obstáculos significativos, aumentando la disponibilidad de este modelo y promoviendo la aplicación de los principios de las 3R.

Protocolo

Los experimentos con animales se realizaron en el laboratorio de Cirugía Experimental de la Universidad de Oporto, Centro de Investigación y Desarrollo Cardiovascular (UnIC, Oporto, Portugal). El comité institucional de ética animal aprobó el estudio de acuerdo con la Dirección General de Alimentación y Veterinaria (DGAV, Ref: 2021-07-30 011706 0421/000/000/2021). Los experimentadores tenían licencia (autorización equivalente a FELASA en Ciencias de Animales de Laboratorio) o eran cirujanos cardiotorácicos o anestesiólogos. Los animales utilizados en este trabajo fueron machos de origen Landrace x Pietrain y fueron adquiridos de un criador autorizado por DGAV (PTAH03). El peso inicial de los animales fue de 20-25 kg, lo que permitió un seguimiento máximo de 2 meses (70-80 kg, Figura 1). Los períodos de seguimiento más largos se ven comprometidos debido al importante crecimiento de los animales, que nuestras infraestructuras no pudieron manejar.

1. Anestesia y monitorización de signos vitales

1. Ayunar el animal seleccionado durante la noche con agua ad libitum.
2. Pesa al animal consciente (déjalo caminar en una báscula para animales) o usa una estimación basada en el peso de llegada y la tasa de crecimiento esperada.
3. Prepare un cóctel de ketamina (15 mg/kg), midazolam (0,5 mg/kg) y azaperona (4 mg/kg) en una jeringa Luer lock de 20 ml conectada a una línea de extensión (100 cm) seguida de una aguja de 21 g (ver Tabla de materiales). Asegúrese de tener suficiente anestesia para tener en cuenta el volumen muerto del tubo de inyección.
4. Aislar al cerdo en un ambiente tranquilo y seguro (generalmente una sala de mantenimiento de animales vacía, si es posible) y anestesiar al animal mediante una inyección intramuscular en el músculo del cuello o de la pata trasera (siguiendo el protocolo institucional). Asegúrese de que el animal esté en un lugar tranquilo y oscuro y asegúrese de que no pueda lastimarse mientras pierde la decúbito, lo que debe tomar de 10 a 15 minutos.
   NOTA: El uso de una línea de extensión evita la necesidad de sujetar al animal.
5. Una vez que el animal esté en decúbito, coloque al animal anestesiado en una camilla y transfiéralo al quirófano (mida el peso del animal en este punto si el pesaje consciente no era una opción).
6. Colocar al animal en decúbito lateral derecho o izquierdo dependiendo de la oreja a canular. Limpie el oído varias veces con clorhexidina y alcohol con movimientos circulares. A continuación, canular la vena marginal del oído con un catéter intravenoso de 20 G y asegurarla con adhesivo no tejido (ver Tabla de materiales). Conecte el catéter intravenoso a un colector de llave de paso de 3 puertos previamente lavado con solución salina.
   NOTA: Alternativamente, en comparación con una línea de infusión intravenosa estándar (línea de goteo), una bomba de infusión permite un ajuste preciso del caudal (2 ml/kg/h).
7. Colocar un parche transdérmico de fentanilo (50 μg/h) (ver Tabla de materiales) en el oído contralateral.
8. Coloque al animal en una mesa quirúrgica radiotransparente, en decúbito dorsal, encima de un colchón cálido, y asegúrelo en su lugar (correas que sujetan las patas a la mesa quirúrgica).
9. Conecte una línea de perfusión de propofol al colector de llave de paso de 3 puertos. El mantenimiento de la anestesia se realizará mediante propofol administrado a través de una jeringa de 50 mL montada en una bomba de perfusión de jeringa (ver Tabla de Materiales) a razón de 10-20 mg/kg/h.
10. Administrar un bolo de propofol (4 mg/kg) y fentanilo (10 μg/kg) (ver Tabla de Materiales) para inducir la apnea y permitir la intubación.
    NOTA: El animal estará en apnea a partir de este momento, debiendo establecerse ventilación mecánica. Antes de continuar, asegúrese de que la fuente de oxígeno esté disponible y de que el ventilador (consulte la Tabla de materiales) esté calibrado y listo para la ventilación.
11. Después de asegurar la pérdida de reactividad, y con un usuario sosteniendo la boca del cerdo abierta mientras simultáneamente tira de la lengua hacia afuera, use un laringoscopio con una hoja Miller número 4 (ver Tabla de Materiales) para identificar y movilizar suavemente la epiglotis, obteniendo una vista de las cuerdas vocales. Introduzca el tubo endotraqueal directamente o avance primero un tubo y el tubo endotraqueal sobre él. Algunas pinzas intestinales atraumáticas pueden ayudar a movilizar el paladar blando y acceder a la epiglotis.
12. Infle el manguito del tubo endotraqueal y conéctelo a la máquina de anestesia/ventilador. Ajustar los parámetros ventilatorios a 8-10 mL/kg de volumen corriente, frecuencia respiratoria de 15-25 respiraciones por minuto y 5 cm_H2O de PEEP (presión positiva al final de la espiración). Ajustar los parámetros ventilatorios para mantener el CO₂ al final de la espiración entre 35 y 45 mmHg.
13. Coloque el sensor de SpO₂ en la lengua o el oído (donde se obtiene la mejor señal), coloque la sonda de temperatura esofágica y coloque los electrodos de ECG (consulte la tabla de materiales).
14. Aplique un ungüento lubricante oftálmico estéril para prevenir lesiones en la córnea.

2. Canulación arterial

1. Después de asegurar la profundidad anestésica adecuada por la ausencia de reflejo palpebral y la frecuencia cardíaca y la presión arterial constantes, limpie y desinfecte a fondo el área de la ingle con clorhexidina y alcohol con movimientos circulares. Cubrir al animal con paños estériles fenestrados (ver Tabla de Materiales), con el orificio colocado en la zona de la arteria femoral (previamente confirmado por palpación o ecografía). Administrar cefazolina (25 mg/kg) como profilaxis antibiótica.
2. Si el procedimiento implica la recuperación del animal (banda aórtica), utilice la técnica aséptica a partir de este momento.
   NOTA: No se requiere una técnica aséptica estricta si se trata de un procedimiento terminal (análisis de bucle fotovoltaico). Sin embargo, trabajar de forma estéril es ventajoso para evitar infecciones que puedan afectar a las mediciones hemodinámicas.
3. Identificar el lugar de la punción e infiltrar la zona con lidocaína subcutánea al 1%.
4. Identificar la arteria femoral común con la sonda vascular (ver Tabla de materiales) y confirmar la posición del marcador ecográfico y la profundidad correcta.
   NOTA: La punción de la arteria femoral se puede realizar utilizando un eje corto, un eje largo o una combinación de ambas técnicas, utilizando una modalidad biplana en ciertos sistemas. Sin embargo, nuestro equipo emplea con mayor frecuencia el enfoque de eje corto.
5. Prepare la vaina introductora (ver Tabla de Materiales) enjuagando el introductor y el dilatador con solución salina heparinizada antes de montarlo. Asegúrese de que la llave de paso de 3 vías en el puerto lateral del introductor esté en la posición de apagado hacia el animal para evitar la pérdida de sangre al retirar el dilatador.
6. Introducir una aguja arterial (preferiblemente ecogénica, ver Tabla de materiales) en la arteria femoral mientras se controla su trayectoria mediante ecografía. Una vez que se alcanza la luz arterial, lo que se puede confirmar mediante la sangre arterial pulsante que sale del centro de la aguja, avance una guía en forma de J hacia la arteria. La correcta introducción de la guía se puede confirmar con ecografía.
7. Retire la aguja, mantenga la presión en el sitio de punción para evitar sangrado adicional y avance el conjunto introductor + dilatador (tamaño 6 Fr, 10 cm de longitud) en la arteria. Retire el dilatador y confirme la posición del introductor aspirando desde su puerto lateral y enjuagando secuencialmente con solución salina estéril.
8. Conecte una línea de presión arterial al puerto lateral del introductor de la arteria femoral para controlar la presión arterial. Asegúrese de que la altura del transductor de presión esté al nivel de las aurículas derechas y que la presión atmosférica sea cero.
9. Cubra el introductor con un paño estéril hasta el cateterismo ventricular izquierdo.

3. Banda aórtica ascendente (preparación)

1. Ajuste la posición del animal a un ligero decúbito lateral derecho y eleve la pata delantera izquierda.
2. Localice la posición de la aorta ascendente con el transductor de ultrasonido cardíaco (ver Tabla de materiales) y marque el sitio de la incisión antes de desinfectar completamente el tórax del animal con clorhexidina y alcohol con movimientos circulares.
3. Cubra al animal con cortinas estériles.
4. Administrar un bolo de fentanilo (10 μg/kg) para asegurar una analgesia suficiente. Para confirmar la profundidad de la anestesia y la analgesia, observe la ausencia de reflejos palpebrales y la ausencia de cambios en la frecuencia cardíaca o la presión arterial al realizar la primera incisión.
5. Hacer una incisión en la piel de 2-3 cm a nivel de los 3/4 del^{espacio intercostal} y diseccionar la fascia subyacente y las capas musculares hasta alcanzar el espacio intercostal.
6. Entrar en el tórax con unas tijeras romas mientras el animal está en espiración forzada sin PEEP para evitar dañar el pulmón.
7. Aumente la incisión para permitir la colocación de las cuchillas retractoras hasta un máximo de 3 cm.
8. Retrae las costillas y visualiza las estructuras subyacentes. Si la incisión se realiza en el lugar correcto, la arteria pulmonar debe ser fácilmente visible. La aorta será posterior a ella.
9. Con pinzas y tijeras mínimas para cirugía cardíaca invasiva, abra el pericardio y retraiga las aurículas izquierdas y cualquier tejido pulmonar que cubra la vista de la aorta con una gasa estéril húmeda.
   NOTA: Evite manipular demasiado las aurículas izquierdas, ya que provocará fibrilación auricular. Si eso ocurre y no se resuelve espontáneamente, aplique cardioversión eléctrica.
10. Separe cuidadosamente la aorta de la arteria pulmonar hasta llegar al seno pericárdico transverso. Este será el canal por el que pasará el material de bandas.
    NOTA: Para el anillamiento de la aorta ascendente, se pueden utilizar varios materiales, dependiendo del tamaño del animal y del período de seguimiento. Para animales con crecimiento limitado y/o un período de seguimiento corto, se puede utilizar una brida de cable de nailon (opción más económica), mientras que para animales de crecimiento más rápido y/o un período de seguimiento más largo, se puede usar un injerto de prótesis vascular fijado con clips de titanio (opción más costosa), evitando la internalización de la banda (discutida en detalle en las secciones siguientes) (ver Tabla de Materiales).
11. Opción 1 (brida de cable de nylon):
    1. Corte un segmento de ~10 cm de tubo de plástico estéril con un lumen lo suficientemente pequeño como para ajustarse cómodamente a la punta de la banda de nailon.
       NOTA: El tubo estéril y la banda de nylon se esterilizan previamente mediante esterilización por óxido de etileno o inmersión en formaldehído durante al menos 24 h.
    2. Utilice pinzas curvadas de 90° para pasar el tubo de plástico (que sirve como guía atraumática a la banda de nylon) alrededor de la aorta, a través de la vía previamente creada, desde el espacio entre la aorta y la arteria pulmonar (proximal) hacia el espacio entre la aorta y las aurículas derechas (distal). La palpación con el dedo puede ayudar a guiar las pinzas por el camino correcto.
    3. Tenga cuidado de no aplicar demasiada tensión en la arteria pulmonar o en las aurículas derechas, ya que esto puede provocar inestabilidad hemodinámica. Preste mucha atención a los signos vitales durante este paso para evitar períodos prolongados de hipotensión sistémica.
    4. Una vez que se vea la guía de plástico en el lado distal, agárrela con pinzas de tejido y tire con cuidado alrededor de la aorta, llevando consigo la banda de nailon. Conecte los dos extremos de la banda de nailon sin contraer la aorta.
12. Opción 2 (injerto de ePTFE)
    1. Cortar un injerto estéril de ePTFE de ~10 cm de un injerto de 5 mm y 40 cm de largo.
    2. Use una pinza curvada de 90° para manipular el injerto y pasarlo alrededor de la aorta. Véanse los pasos 3.11.2 y 3.11.3.
13. Coloque un marcador radiopaco (ver Tabla de materiales) en el área de colocación de bandas para facilitar el cateterismo de la aorta.
14. Cubra el espacio intercostal con gasas húmedas y paños estériles.

4. Cateterismo del ventrículo izquierdo (VI)/aorta

1. Administrar heparina (200 ^U.kg-1).
   NOTA: Los procedimientos endovasculares se asocian con un riesgo de formación de coágulos y embolización distal, mientras que la administración de heparina conduciría a un sangrado excesivo durante el acceso quirúrgico a la aorta. Por lo tanto, el cateterismo VI/aorta se realiza después de acceder a la aorta y colocar la banda.
2. Conecte un adaptador de válvula de hemostasia doble o una válvula de hemostasia en forma de estrella a un catéter guía MP1 de 6 Fr (consulte la tabla de materiales) y enjuague con solución salina heparinizada. Precargue el catéter guía con una guía de punta en J de 260 cm de 0,035 pulgadas. Introducir este conjunto a través de la vaina arterial femoral.
   NOTA: Puede haber un riesgo de sangrado al avanzar dos sensores de presión de alta fidelidad (HFPS) a través de una válvula de hemostasia de corte transversal estándar. Un enfoque alternativo podría ser el uso de dos catéteres guía separados, pero esto requeriría un segundo sitio de acceso arterial. Para abordar tanto el problema de sangrado como la necesidad de sitios de acceso adicionales, se puede optar por una válvula de hemostasia de doble puerto o una válvula de hemostasia en forma de estrella. Estas alternativas resuelven el problema de sangrado y eliminan la necesidad de puntos de acceso adicionales. Una vez que el catéter guía avanza a través de la vaina arterial, es importante tener en cuenta que el puerto lateral de la vaina no permitirá la medición de la presión arterial. Para medir la presión arterial, es necesario conectar la vía arterial al puerto lateral del adaptador de la válvula de hemostasia del catéter guía.
3. Avance la guía y guíe el catéter hacia la aorta ascendente bajo guía fluoroscópica. Cuando se identifique la válvula aórtica, crúcela con cuidado con la guía e introduzca el catéter guía en el VI. Si es necesario, use contraste para facilitar el posicionamiento anatómico. Verifique las trazas de presión para confirmar el posicionamiento del VI.
4. Retire la guía mientras deja el catéter guía en el VI. Enjuague el catéter después de aspirar y asegúrese de que no haya burbujas de aire en el catéter.
5. Avance un HFPS ya calibrado, a través de uno de los puertos de la válvula de hemostasia doble, en el VI. Se puede colocar una marca con una pluma estéril en el cuerpo del catéter para saber cuándo sale de la punta guía del catéter. Alternativamente, la confirmación de una señal clara de presión ventricular es una señal de salida del catéter guía (se observa interferencia de la señal mientras el HFPS está dentro del catéter guía).
6. Avance un segundo HFPS a través del otro puerto de la válvula de hemostasia doble y dentro del VI.
7. Tire del catéter guía hacia la aorta ascendente distalmente hasta el marcador radiopaco colocado en el sitio de la banda mientras deja uno de los HFPS en el VI. Confirme la posición del catéter usando trazas de presión.
   NOTA: El HFPS debe conectarse al sistema de registro y colocarse en solución salina estéril durante al menos 30 minutos antes de su uso para permitir que el sensor de presión se equilibre. Antes de introducir el HFPS en el catéter guía, asegúrese de poner a cero la presión colocando el sensor en la superficie de solución salina estéril.
8. Cubra el sitio de acceso vascular con un paño estéril y muévase hacia el tórax para contraer la aorta.

5. Banda aórtica ascendente (constricción)

1. Tire ligeramente de la banda de nailon (opción 1) o del injerto de ePTFE (opción 2) para asegurarse de que el HFPS esté correctamente colocado: la presión del VI debe aumentar, mientras que la presión aórtica distal a la banda (marcador radiopaco) no debe aumentar.
2. Si la posición del catéter es incorrecta, ajuste la posición del HFPS para asegurarse de que la presión proximal y distal en el sitio de constricción se registre claramente.
3. Opción 1: cierre la banda de nailon hasta que quede ajustada alrededor de la aorta.
   1. Cierre la banda de nailon con un clic a la vez mientras controla de cerca las presiones. Después de cada clic, permita que las presiones se estabilicen.
   2. Cierre la banda de nailon gradualmente hasta alcanzar el gradiente de presión deseado. El objetivo es un gradiente de aproximadamente 100 mmHg, al tiempo que se garantiza que las presiones telediastólicas del ventrículo izquierdo no superen los 25 mmHg.
      NOTA: Si el gradiente alcanzado es de poco menos de 100 mmHg (es decir, entre 90-95 mmHg), absténgase de apretar más la banda de nailon. Es crucial no apretar demasiado en esta situación. Sin embargo, si la banda de nailon se aprieta accidentalmente excesivamente durante el procedimiento o después de la estabilización, se pueden usar cortadores de huesos (ver Tabla de materiales) para cortar la banda de nailon y luego repetir los procedimientos anteriores (paso 3.11 y paso 5.3) para reajustar y lograr el gradiente de presión adecuado.
   3. Coloque un trozo de tubo de plástico estéril en el extremo de la banda de nailon para evitar daños accidentales a las estructuras circundantes.
4. Opción 2: aproximar los extremos del ePTFE y constreñir la banda con pinzas de 45°, mientras se controlan las presiones, para estimar la ubicación relativa de la constricción.
   1. Coloque un hemoclip de titanio en la posición del fórceps (la sujeción de los dos extremos del injerto de ePTFE dejará una marca en él, que servirá para guiar la posición del hemoclip).
   2. Compruebe el gradiente de presión. Si el gradiente es óptimo, confirme la posición anterior del hemoclip colocando un segundo hemoclip inmediatamente encima del anterior (esto no aumentará la constricción pero evitará cualquier deslizamiento distal del clip).
   3. Si el gradiente no es suficiente, coloque un clip adicional debajo del clip anterior (constriñendo aún más la aorta). Haga esto hasta que el gradiente sea óptimo. Si el degradado es demasiado grande, utilice el aplicador de clip para eliminar el clip y colocar otro más distalmente.
   4. Recorte los extremos del injerto de ePTFE para evitar tener demasiado material de injerto en el tórax y suture el injerto al lado proximal de la aorta utilizando una sutura 5.0 (consulte la Tabla de materiales) para evitar el movimiento distal del injerto.
5. Espere 15 minutos después de colocar las bandas para estabilizar las presiones y determinar si el gradiente sigue siendo óptimo o si se instalará una descompensación y una falla aguda. Si la hipotensión se produce sin resolución espontánea, es muy probable que el VI se esté descompensando y se requiera un alivio de las bandas.
6. Cerrar el pericardio con una sutura 3-0 PDS II (ver Tabla de Materiales).
7. Coloque un drenaje torácico y conéctelo a un aspirador quirúrgico. Aumentar la PEEP a 10_cmH2O para comenzar a reclutar cualquier pulmón que haya sufrido atelectasia.
8. Cierre la pared torácica en capas con una sutura 3-0 PDS II.
9. Cerrar el último punto muscular mientras se retira el drenaje torácico y con la ventilación detenida al final de la espiración con alta presión (ajustada manualmente a 20-30 cmH₂O).
10. Reanudar la ventilación normal y cerrar la piel con una sutura 3-0 PDS II con un patrón intradérmico después de enjuagar la herida quirúrgica con yodo-povidona.
11. Retire los caterismos Mikro (consulte la Tabla de materiales) y verifique la presión de la superficie para tener en cuenta la deriva de presión durante el procedimiento.
12. Retire el catéter guía.
13. Retire la vaina introductora y aplique compresión manual para cerrar la arteriotomía. Aplique compresión al sitio de acceso durante al menos 10 minutos. Evalúe el sitio para la hemostasia eliminando lentamente la presión y confirmando la ausencia de sangrado o formación de hematomas.
14. Coloque un punto de sutura en el sitio de la punción usando una sutura absorbible si es necesario.
    NOTA: Si es necesario, en este momento, un ecocardiograma transtorácico rápido puede ayudar a determinar si la función cardíaca es buena y permitir la estimación del gradiente de presión aórtica. Si bien no es necesario (ya que el gradiente de presión se midió con sensores de presión de alta fidelidad), se puede usar un gradiente derivado del eco para comparar el modelo con los datos clínicos. Tenga en cuenta que debido a la cirugía, la calidad de la imagen se verá comprometida.
15. Detener la anestesia y extubar al animal una vez que se detecte ventilación espontánea. Desconecte al animal del ventilador y asegúrese de que se sienta el flujo de aire adecuado a través del tubo endotraqueal y de que la oxigenación periférica no se vea comprometida.
16. Extubar y colocar un Guedel si es necesario.
17. Retire el catéter de la vena periférica.
18. Monitorizar al animal durante al menos 15 minutos mientras se monitoriza el ECG/frecuencia cardíaca y la oxigenación periférica.
19. Si está estable, lleve al animal a un corral de recuperación limpio con temperatura ambiente aumentada. Use un dispositivo portátil de signos vitales (ver Tabla de materiales) para monitorear continuamente la frecuencia cardíaca y la saturación hasta que el animal recupere el conocimiento.
20. Siga a los animales durante el período deseado y realice una ecocardiografía transtorácica o un análisis de asa presión-volumen para determinar la función cardíaca.

Resultados

Durante el desarrollo inicial del modelo, la tasa de mortalidad fue de aproximadamente el 30%, y los animales murieron de insuficiencia cardíaca aguda después de la colocación de bandas y complicaciones quirúrgicas. Sin embargo, después de que se estableció el modelo, las complicaciones quirúrgicas se volvieron menos comunes y la tasa de mortalidad se redujo a alrededor del 15%. Las dos muertes ocurridas se debieron a la rotura de la aorta durante la disección.

El uso de sensores de pr...

Discusión

En los últimos años, varios estudios han utilizado la banda aórtica quirúrgica como modelo para la sobrecarga de presión del ventrículo izquierdo y la insuficiencia cardíaca (descendente⁹ a la aorta ascendente¹⁰), lo que permite a los investigadores obtener varios fenotipos adaptados a sus necesidades específicas. Aunque el uso de estos modelos requiere equipos costosos y conocimientos especializados, la información que proporcionan es invaluable. El cerdo, debido ...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-0 PDS II suture	Ethicon	Z683G	Aorta banding
5-0 prolene	Ethicon	7472H	Aorta banding
ACUSON NX2 Ultrasound System	Siemens	(240)11284381	Vascular Access and Echocardiography
Arterial Extension 200 cm	PMH	303.0666	Anesthesia Maintenance
Atlan A300 Ventilator	Draeger	8621300	Ventilation
Bone cutters	Fehling	AMP 367.00	Aorta banding
Cefazolin 1000 mg	Labesfal	100063	Antibiotic
Chlorhexidine 4% Wash Solution	AGA	19110008	Cleaning
Doyen Intestinal Forceps	Aesculap	EA121R	Intubation
Echogenic Introducer Needle	Teleflex	AN-04318	Vascular Access
Endotracheal tube	Intersurgical	8040070	Intubation
ePTFE vascular graft (5 mm x 40 cm)	GORE-TEX	S0504	Aorta banding
Extension line 100 cm	PMH	303.0394	Anesthesia Induction
F.O. Laryngoscope	Luxamed	E1.317.012	Intubation
F.O. Miller Blade 4 204 x 17 mm	Luxamed	3	Intubation
Fenestrated Sterile Drape	Bastos Viegas	4882-256	Aseptic Technique
Fentanyl 0.5 mg/10 mL	B.Braun	5758883	Anesthesia / Analgesia
Guidewire 260 cm J-tip	B.Braun	J3 FC-FS 260-035	Left Ventricle catheterization
Infusomat Space Infusion Pump	B.Braun	24101800	Fluids / Drug administration
Intercostal retractor	Fehling Surgical	MRP-1	Thoracotomy
Introcan Certo IV Catheter 20G	B.Braun	4251326	Fluids / Drug administration
Isotonic Saline Solution 0.9%	B.Braun	5/44929/1/0918	Fluids / Drug administration
Ketamidor 100 mg/mL	Richter pharma	1121908AB	Anesthesia Induction
L10-5v Linear Transducer	Siemens	11284481	Vascular Access
Midazolam 15 mg/3 mL	Labesfal	PLB762-POR/2	Anesthesia Induction
Mikro-cath	Millar	63405(1)	Pressure recording
MP1 guide catheter 6 Fr	Cordis	67027000	Left Ventricle catheterization
Needle Holder	Fehling Surgical	ZYY-5	Aorta banding
Non-woven adhesive	Bastos Viegas	442-002	Fluids / Drug administration
P4-2 Phased Array Transducer	Siemens	11284467	Echocardiography
Perfusor Compact Syringe Perfusion Pump	B.Braun	8717030	Fluids / Drug administration
Pressure Signal Conditioner	ADinstruments	PCU-2000	Pressure recording
Propofol Lipuro 2%	B.Braun	357410	Anesthesia Maintenance
Radifocus Introducer II Standard Kit B - Introducer Sheath	Terumo	RS+B60K10MQ	Vascular Access
Radiopaque marker	Scanlan	1001-83	Aorta banding
Scissors	Fehling Surgical		Thoracotomy
Skinprep (Chlorhexidine 2% / 70% Isopropyl alcohol)	Vygon	SKPC015ES	Disinfection
Stopcock manifold (3 ports)	PMH	310.0489	Fluids / Drug administration
Straight forceps	Fehling Surgical	ZYY-1	Thoracotomy
Stresnil 40 mg/mL	ecuphar	572184.2	Anesthesia Induction
Syringe Luer Lock 20 cc	Omnifix B.Braun	4617207V	Anesthesia Induction
Syringe Luer Lock 50 cc	Omnifix B.Braun	4617509F	Anesthesia Maintenance
Transdermal fentanyl Patch 50 mcg/h	Mylan	5022153	Analgesia
Ultravist	Bayer	KT0B019	Angiography
Universal Hemostasis Valve Adapter	Merit Medical	UHVA08	Left Ventricle catheterization
Velcro Limb Immobilizer	PMH	SU-211	Animal stabilization
Venofix A, 21 G	B.Braun	4056337	Anesthesia Induction
Vista 120S Patient Monitor	Draeger	MS32997	Monitoring
Weck titanium clip	Teleflex	523760	Aorta banding
Weck titanium clip applier	Teleflex	523166	Aorta banding
Zhiem Vision	Iberdata	N/A	Fluoroscopy