Ein minimal-invasives Modell der Aortenstenose beim Schwein

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein minimal-invasives chirurgisches Verfahren zur aufsteigenden Aortenbänder beim Schwein.

Zusammenfassung

Großtiermodelle der Herzinsuffizienz spielen aufgrund ihrer Größe und physiologischen Ähnlichkeiten mit dem Menschen eine wesentliche Rolle bei der Entwicklung neuer therapeutischer Interventionen. Es wurden Anstrengungen unternommen, um ein Modell der durch Drucküberlastung induzierten Herzinsuffizienz und des aufsteigenden Aortenbandes zu erstellen, während es noch suprakoronar ist und keine perfekte Nachahmung der Aortenstenose beim Menschen darstellt, die dem menschlichen Zustand sehr ähnlich ist.

Das Ziel dieser Studie ist es, einen minimal-invasiven Ansatz zur Induktion einer linksventrikulären Drucküberlastung zu demonstrieren, indem ein Aortenband platziert wird, das mit perkutan eingeführten High-Fidelity-Drucksensoren präzise kalibriert ist. Diese Methode stellt eine Verfeinerung des chirurgischen Eingriffs (3R) dar, was zu homogenen transstenotischen Gradienten und einer reduzierten Variabilität innerhalb der Gruppe führt. Darüber hinaus ermöglicht es eine schnelle und ereignislose Genesung der Tiere, was zu minimalen Sterblichkeitsraten führt. Während der gesamten Studie wurden die Tiere bis zu 2 Monate nach der Operation beobachtet, wobei transthorakale Echokardiographie und Druck-Volumen-Schleifenanalyse eingesetzt wurden. Auf Wunsch können jedoch längere Nachbeobachtungszeiträume erreicht werden. Dieses Großtiermodell erweist sich als wertvoll für die Erprobung neuer Medikamente, insbesondere solcher, die auf Hypertrophie und die strukturellen und funktionellen Veränderungen abzielen, die mit einer linksventrikulären Drucküberlastung verbunden sind.

Einleitung

Herzinsuffizienz (HF) ist eine lebensbedrohliche Krankheit, von der Millionen von Menschen weltweit betroffen sind und die erhebliche soziale und wirtschaftliche Auswirkungen hat¹. Eine der wichtigsten Ursachen ist die Aortenklappenerkrankung oder Aortenklappenstenose (AS). Die Aortenklappenstenose tritt häufiger im fortgeschrittenen Alter auf und ist die zweithäufigste Herzklappenläsion in den Vereinigten Staaten. Auch in Europa ist die AS-bedingte Mortalität gestiegen, insbesondere in Ländern, die keinen Zugang zu neueren interventionellen Verfahren haben². Angesichts der Komplexität der Herzinsuffizienz und des Mangels an therapeutischen Innovationen besteht ein dringender Bedarf an zuverlässigen Tiermodellen, die den menschlichen Zustand replizieren und die Erprobung neuer Interventionen erleichtern^{können 3}. Während Nagetiermodelle den Großtiermodellen zahlenmäßig überlegen sind, bieten letztere aufgrund ihrer Größe und physiologischen Ähnlichkeiten mehrere Vorteile und ermöglichen die Prüfung von Medikamentendosen und Medizinprodukten, die für den menschlichen Gebrauch bestimmt sind.

Das Ziel dieser Methode ist es, ein reproduzierbares Modell der aufsteigenden Aortenbänder (AAB) zu erstellen, das auf die meisten großen Tierarten anwendbar ist, die in der biomedizinischen Forschung verwendet werden. In dieser Studie wird das Verfahren am Schwein mit einem minimal-invasiven Ansatz unter Einhaltung der 3R-Prinzipien (Replacement, Reduction, and Refinement⁴) demonstriert. Dieser Ansatz gewährleistet die Erzeugung eines genauen Druckgradienten, was zu einer hohen Reproduzierbarkeit führt (wodurch die Anzahl der benötigten Tiere reduziert werden kann). Darüber hinaus minimiert der kleine chirurgische Schnitt (2-3 cm) die chirurgische Beleidigung und verbessert das Wohlbefinden der Tiere im Vergleich zu aggressiveren Ansätzen wie Sternotomie und größeren Thorakotomien⁵ (Verfeinerung). Darüber hinaus könnte die Bereitstellung einer Videodemonstration der Methode zusammen mit detaillierten Beschreibungen in der Literatur möglicherweise den Bedarf an Tieren, die ausschließlich zu Trainingszwecken verwendet werden (Ersatz), verringern und den Einsatz von Tieren weiter verringern. Dieses Modell kann für verschiedene Schweinestämme/-rassen mit unterschiedlichen Wachstumsraten angepasst werden und induziert eine anhaltende Drucküberlastung, die nach 1 oder 2 Monaten Nachbeobachtung zu einer signifikanten Hypertrophie führt.

Derzeitige Methoden verwenden eine fixierte Stenose⁶, wobei die Variabilität der Tiergröße außer Acht gelassen wird, oder berechnen den Gradienten unter Verwendung von flüssigkeitsgefüllten Druckmesswerten⁷, die weniger zuverlässig sind als High-Fidelity-Drucksensoren und anfällig für Signaldämpfung⁸ sind. Ein anderer Ansatz verwendet eine einzelne Druckmessung distal der Stenose⁵. Die Kalibrierung der Stenose durch gleichzeitige proximale und distale Drucksignale unter Verwendung von perkutan zugeführten High-Fidelity-Drucksensoren stellt jedoch eine wesentliche Optimierung des Protokolls dar, was zu einer verbesserten Gruppenhomogenität führt. Durch die visuelle Demonstration dieser Methode sollten andere Forscher in der Lage sein, sie ohne nennenswerte Hindernisse zu replizieren, die Verfügbarkeit dieses Modells zu erhöhen und gleichzeitig die Anwendung der 3R-Prinzipien zu fördern.

Protokoll

Die Tierversuche wurden im Labor für experimentelle Chirurgie der Universität Porto, Zentrum für kardiovaskuläre Forschung und Entwicklung (UnIC, Porto, Portugal) durchgeführt. Die institutionelle Tierethikkommission genehmigte die Studie in Übereinstimmung mit der Nationalen Behörde für Tiergesundheit (Direcção-Geral de Alimentação e Veterinária, DGAV, Ref: 2021-07-30 011706 0421/000/000/2021). Die Versuchsleiter waren entweder lizenziert (FELASA-äquivalente Zulassung für Labortierwissenschaften) oder Herz-Thorax-Chirurgen oder Anästhesisten. Bei den in dieser Arbeit verwendeten Tieren handelte es sich um Männchen mit einem Landrassen-/Pietrain-Hintergrund, der von einem von der DGAV lizenzierten Züchter (PTAH03) erworben wurde. Das Ausgangsgewicht der Tiere betrug 20-25 kg, was eine maximale Nachbeobachtung von 2 Monaten ermöglichte (70-80 kg, Abbildung 1). Längere Nachbeobachtungszeiträume sind aufgrund des erheblichen Tierwachstums beeinträchtigt, das unsere Infrastrukturen nicht bewältigen konnten.

1. Anästhesie und Überwachung der Vitalparameter

1. Das ausgewählte Tier über Nacht mit Wasser ad libitum fasten.
2. Wiegen Sie das bewusste Tier (lassen Sie es auf einer Tierwaage laufen) oder verwenden Sie eine Schätzung, die auf dem Ankunftsgewicht und der erwarteten Wachstumsrate basiert.
3. Bereiten Sie einen Cocktail aus Ketamin (15 mg/kg), Midazolam (0,5 mg/kg) und Azaperon (4 mg/kg) in einer 20-ml-Luer-Lock-Spritze zu, die an eine Verlängerungsleitung (100 cm) angeschlossen ist, gefolgt von einer 21-G-Nadel (siehe Materialtabelle). Stellen Sie sicher, dass genügend Anästhetikum vorhanden ist, um das Totvolumen des Injektionsschlauchs zu berücksichtigen.
4. Isolieren Sie das Schwein in einer ruhigen und sicheren Umgebung (in der Regel in einem leeren Tierpflegeraum, wenn möglich) und betäuben Sie das Tier durch eine intramuskuläre Injektion in den Hals- oder Hinterbeinmuskel (gemäß dem institutionellen Protokoll). Stellen Sie sicher, dass sich das Tier an einem ruhigen und dunklen Ort befindet, und stellen Sie sicher, dass es sich nicht verletzen kann, während es das Liegen verliert, was 10-15 Minuten dauern sollte.
   HINWEIS: Durch die Verwendung einer Verlängerungsleine muss das Tier nicht zurückgehalten werden.
5. Sobald das Tier in Liegelage liegt, legen Sie das betäubte Tier auf eine Trage und transportieren Sie das Tier in den Operationssaal (messen Sie an dieser Stelle das Gewicht des Tieres, wenn bewusstes Wiegen nicht möglich war).
6. Positionieren Sie das Tier in einem rechten oder linken seitlichen Dekubitus, je nachdem, welches Ohr kanüliert werden soll. Reinigen Sie das Ohr mehrmals mit Chlorhexidin und Alkohol in kreisenden Bewegungen. Anschließend wird die marginale Ohrvene mit einem 20 g intravenösen Katheter kanüliert und mit Vlieskleber fixiert (siehe Materialtabelle). Schließen Sie den IV-Katheter an einen 3-Port-Absperrhahn an, der mit Kochsalzlösung vorgespült ist.
   HINWEIS: Alternativ ermöglicht eine Infusionspumpe im Vergleich zu einer Standard-IV-Infusionsleitung (Tropfleitung) eine präzise Einstellung der Durchflussrate (2 ml/kg/h).
7. Platzieren Sie ein transdermales Fentanyl-Pflaster (50 μg/h) (siehe Materialtabelle) in das kontralaterale Ohr.
8. Legen Sie das Tier auf einen radiotransparenten Operationstisch, in Rückenlage, auf eine wärmende Matratze und befestigen Sie es an Ort und Stelle (Gurte, mit denen die Pfoten am Operationstisch befestigt werden).
9. Schließen Sie eine Propofol-Perfusionsleitung an den 3-Port-Absperrhahn an. Die Aufrechterhaltung der Anästhesie erfolgt durch Propofol, das über eine 50-ml-Spritze verabreicht wird, die an einer Spritzenperfusionspumpe montiert ist (siehe Materialtabelle) mit einer Rate von 10-20 mg/kg/h.
10. Verabreichen Sie einen Bolus aus Propofol (4 mg/kg) und Fentanyl (10 μg/kg) (siehe Materialtabelle), um Apnoe zu induzieren und eine Intubation zu ermöglichen.
    HINWEIS: Das Tier befindet sich ab diesem Zeitpunkt in Apnoe und es muss eine mechanische Beatmung eingerichtet werden. Bevor Sie fortfahren, stellen Sie sicher, dass die Sauerstoffquelle verfügbar ist und das Beatmungsgerät (siehe Materialtabelle) kalibriert und für die Beatmung bereit ist.
11. Nachdem Sie den Verlust der Reaktivität sichergestellt haben und ein Benutzer das Maul des Schweins offen hält und gleichzeitig die Zunge nach außen zieht, verwenden Sie ein Laryngoskop mit einer Miller-Klinge der Nummer 4 (siehe Materialtabelle), um die Epiglottis zu identifizieren und sanft zu mobilisieren, um einen Blick auf die Stimmbänder zu erhalten. Führen Sie entweder den Endotrachealtubus direkt ein oder schieben Sie zuerst einen Bougie und den Endotrachealtubus darüber. Einige atraumatische Darmzangen können helfen, das Gaumensegel zu mobilisieren und Zugang zur Epiglottis zu erhalten.
12. Blasen Sie die Endotrachealtubusmanschette auf und schließen Sie sie an das Anästhesiegerät/Beatmungsgerät an. Stellen Sie die Beatmungsparameter auf 8-10 ml/kg Tidalvolumen, Atemfrequenz von 15-25 Atemzügen pro Minute und 5 cm H₂O PEEP (positiver end-exspiratorischer Druck) ein. Passen Sie die Beatmungsparameter an, um das endtidale CO_{2 zwischen} 35 und 45 mmHg zu halten.
13. Positionieren Sie den SpO_2-Sensor auf der Zunge oder am Ohr (wo das beste Signal empfangen wird), platzieren Sie die Ösophagustemperatursonde und bringen Sie die EKG-Elektroden an (siehe Materialtabelle).
14. Tragen Sie eine sterile ophthalmologische Gleitsalbe auf, um Hornhautverletzungen zu vermeiden.

2. Arterielle Kanülierung

1. Nachdem Sie die richtige Anästhesietiefe durch das Fehlen des Lidreflexes und eine gleichmäßige Herzfrequenz und einen gleichmäßigen Blutdruck sichergestellt haben, reinigen und desinfizieren Sie die Leistengegend gründlich mit Chlorhexidin und Alkohol in kreisenden Bewegungen. Decken Sie das Tier mit sterilen Abdecktüchern ab (siehe Materialtabelle), wobei sich das Loch im Bereich der Oberschenkelarterie befindet (zuvor durch Abtasten oder Ultraschall bestätigt). Verabreichen Sie Cefazolin (25 mg/kg) als Antibiotika-Prophylaxe.
2. Wenn das Verfahren eine Genesung des Tieres (Aortenband) beinhaltet, wenden Sie ab diesem Zeitpunkt die aseptische Technik an.
   HINWEIS: Eine strenge aseptische Technik ist nicht erforderlich, wenn es sich um ein terminales Verfahren (PV-Loop-Analyse) handelt. Es ist jedoch von Vorteil, steril zu arbeiten, um Infektionen zu vermeiden, die die hämodynamischen Messungen beeinträchtigen könnten.
3. Identifizieren Sie die Einstichstelle und infiltrieren Sie den Bereich mit subkutanem 1%igem Lidocain.
4. Identifizieren Sie die Arteria femoralis communis mit der Gefäßsonde (siehe Materialtabelle) und bestätigen Sie die Position des Ultraschallmarkers und die richtige Tiefe.
   HINWEIS: Die Punktion der Oberschenkelarterie kann mit einer kurzen Achse, einer langen Achse oder einer Kombination beider Techniken durchgeführt werden, wobei in bestimmten Systemen eine Bi-Plane-Modalität verwendet wird. Unser Team wendet jedoch häufiger den Ansatz der kurzen Achse an.
5. Bereiten Sie die Einführschleuse (siehe Materialtabelle) vor, indem Sie den Einführer und den Dilatator vor dem Zusammenbau mit heparinisierter Kochsalzlösung spülen. Stellen Sie sicher, dass sich der 3-Wege-Absperrhahn in der seitlichen Einführungsöffnung in der Aus-Position zum Tier befindet, um Blutverlust beim Entfernen des Dilatators zu vermeiden.
6. Führen Sie eine arterielle Nadel (vorzugsweise eine echogene, siehe Materialtabelle) in die Oberschenkelarterie ein, während Sie ihre Flugbahn mit Ultraschall überwachen. Sobald das arterielle Lumen erreicht ist, was durch pulsierendes arterielles Blut bestätigt werden kann, das aus der Nadel austritt, führen Sie einen Führungsdraht mit J-Spitze in die Arterie ein. Das korrekte Einführen des Führungsdrahtes kann mit Ultraschall bestätigt werden.
7. Entfernen Sie die Nadel, halten Sie den Druck auf die Einstichstelle, um zusätzliche Blutungen zu vermeiden, und schieben Sie die Einführhilfe + Dilatator (Größe 6 Fr, 10 cm Länge) in die Arterie vor. Entfernen Sie den Dilatator und bestätigen Sie die Position des Einführgeräts, indem Sie von seinem seitlichen Anschluss absaugen und nacheinander mit steriler Kochsalzlösung spülen.
8. Schließen Sie eine arterielle Druckleitung an den Seitenanschluss der Oberschenkelarterie an, um den Blutdruck zu überwachen. Stellen Sie sicher, dass sich die Höhe des Druckaufnehmers auf Höhe der rechten Vorhöfe befindet und dass der atmosphärische Druck Null ist.
9. Decken Sie die Einführhilfe bis zur linksventrikulären Katheterisierung mit einem sterilen Tuch ab.

3. Aufsteigendes Aortenband (Präparation)

1. Stellen Sie die Position des Tieres auf einen leichten rechten seitlichen Dekubitus ein und heben Sie die linke Vorderpfote an.
2. Lokalisieren Sie die Position der aufsteigenden Aorta mit dem Herzultraschallkopf (siehe Materialtabelle) und markieren Sie die Inzisionsstelle, bevor Sie die Brust des Tieres gründlich mit Chlorhexidin und Alkohol in kreisenden Bewegungen desinfizieren.
3. Decken Sie das Tier mit sterilen Abdeckungen ab.
4. Verabreichen Sie einen Fentanyl-Bolus (10 μg/kg), um eine ausreichende Analgesie zu gewährleisten. Um die Tiefe der Anästhesie und Analgesie zu bestätigen, achten Sie auf das Fehlen von Lidreflexen und keine Veränderungen der Herzfrequenz oder des Blutdrucks beim ersten Schnitt.
5. Machen Sie einen 2-3 cm langen Hautschnitt auf Höhe des 3/4^. Zwischenrippenraums und präparieren Sie die darunter liegenden Faszien- und Muskelschichten, bis der Zwischenrippenraum erreicht ist.
6. Führen Sie den Thorax mit einer stumpfen Schere ein, während sich das Tier in einer erzwungenen Ausatmung ohne PEEP befindet, um eine Schädigung der Lunge zu vermeiden.
7. Vergrößern Sie den Einschnitt, um die Platzierung der Retraktorblätter auf maximal 3 cm zu ermöglichen.
8. Ziehen Sie die Rippen zurück und visualisieren Sie die darunter liegenden Strukturen. Wenn der Schnitt an der richtigen Stelle gemacht wird, sollte die Lungenarterie gut sichtbar sein. Die Aorta befindet sich hinter ihr.
9. Öffnen Sie mit einer minimalinvasiven Zange und Schere für die Herzchirurgie den Herzbeutel und ziehen Sie die linken Vorhöfe und das Lungengewebe, das die Sicht auf die Aorta verdeckt, mit nasser steriler Gaze zurück.
   HINWEIS: Vermeiden Sie es, den linken Vorhof zu stark zu manipulieren, da dies zu Vorhofflimmern führt. Wenn dies auftritt und sich nicht spontan auflöst, wenden Sie eine elektrische Kardioversion an.
10. Trennen Sie vorsichtig die Aorta von der Lungenarterie, bis der transversale Perikardsinus erreicht ist. Dies ist der Kanal, durch den das Banderoliermaterial geleitet wird.
    HINWEIS: Für die Beringung der aufsteigenden Aorta können je nach Tiergröße und Nachbeobachtungszeit verschiedene Materialien verwendet werden. Für Tiere mit begrenztem Wachstum und/oder kurzer Nachbeobachtungszeit kann ein Kabelbinder aus Nylon verwendet werden (billigere Option), während für schneller wachsende Tiere und/oder eine längere Nachbeobachtungszeit ein mit Titanklammern befestigtes Gefäßprothesentransplantat verwendet werden kann (teurere Option), um eine Internalisierung des Bandes zu vermeiden (siehe Materialtabelle).
11. Option 1 (Kabelbinder aus Nylon):
    1. Schneiden Sie ein ~10 cm langes Segment eines sterilen Kunststoffschlauchs mit einem Lumen, das klein genug ist, um genau auf die Spitze des Nylonbandes zu passen.
       HINWEIS: Der sterile Schlauch und das Nylonband wurden zuvor durch Ethylenoxid-Sterilisation oder Eintauchen in Formaldehyd für mindestens 24 Stunden sterilisiert.
    2. Verwenden Sie eine um 90° gebogene Pinzette, um den Kunststoffschlauch (der als atraumatische Führung für das Nylonband dient) um die Aorta herum zu führen, durch den zuvor geschaffenen Weg, vom Raum zwischen der Aorta und der Pulmonalarterie (proximal) in Richtung des Raums zwischen der Aorta und dem rechten Vorhof (distal). Das Abtasten mit dem Finger kann helfen, die Zange durch den richtigen Weg zu führen.
    3. Achten Sie darauf, die Lungenarterie oder den rechten Vorhof nicht zu stark zu belasten, da dies zu einer hämodynamischen Instabilität führen kann. Achten Sie bei diesem Schritt genau auf die Vitalparameter, um längere Phasen der systemischen Hypotonie zu vermeiden.
    4. Sobald die Kunststoffführung auf der distalen Seite zu sehen ist, fassen Sie sie mit einer Gewebezange und ziehen Sie sie vorsichtig um die Aorta, wobei Sie das Nylonband mitnehmen. Verbinden Sie die beiden Enden des Nylonbandes, ohne die Aorta einzuengen.
12. Option 2 (ePTFE-Transplantat)
    1. Schneiden Sie ein ~10 cm langes steriles ePTFE-Transplantat eines 5 mm 40 cm langen Transplantats ab.
    2. Verwenden Sie eine um 90° gekrümmte Pinzette, um das Transplantat zu handhaben und es um die Aorta herum zu führen. Siehe Schritte 3.11.2 und 3.11.3.
13. Platzieren Sie einen röntgendichten Marker (siehe Materialtabelle) im Banding-Bereich, um die Katheterisierung der Aorta zu erleichtern.
14. Decken Sie den Zwischenrippenraum mit nasser Gaze und sterilen Abdeckungen ab.

4. Katheterisierung der linken Herzkammer (LV)/Aorta

1. Verabreichen Sie Heparin (200 ^U.kg-1).
   HINWEIS: Endovaskuläre Verfahren sind mit einem Risiko der Gerinnselbildung und distalen Embolisation verbunden, während die Verabreichung von Heparin zu übermäßigen Blutungen während des chirurgischen Zugangs zur Aorta führen würde. Daher wird eine LV/Aorta-Katheterisierung durchgeführt, nachdem die Aorta zugänglich ist und das Band angelegt wurde.
2. Schließen Sie einen doppelten Hämostaseventiladapter oder ein sternförmiges Hämostaseventil an einen 6 Fr MP1-Führungskatheter an (siehe Materialtabelle) und spülen Sie ihn mit heparinisierter Kochsalzlösung. Den Führungskatheter mit einem 260 cm langen 0,035-Zoll-J-Spitzen-Führungsdraht vorspannen. Führen Sie diese Baugruppe durch die Oberschenkelarterienscheide ein.
   HINWEIS: Es kann Blutungsgefahr bestehen, wenn zwei High-Fidelity-Drucksensoren (HFPS) durch ein Standard-Gitterschnitt-Hämostaseventil geführt werden. Ein alternativer Ansatz könnte die Verwendung von zwei separaten Führungskathetern sein, was jedoch eine zweite arterielle Zugangsstelle erfordern würde. Um sowohl das Blutungsproblem als auch den Bedarf an zusätzlichen Zugangsstellen zu lösen, kann man sich entweder für ein Zweikanal-Hämostaseventil oder ein sternförmiges Hämostaseventil entscheiden. Diese Alternativen lösen das Problem der Blutung und machen zusätzliche Zugangspunkte überflüssig. Sobald der Führungskatheter durch die arterielle Schleuse vorgeschoben ist, ist es wichtig zu beachten, dass der seitliche Port der Schleuse keine Blutdruckmessung zulässt. Um den Blutdruck zu messen, ist es notwendig, den arteriellen Zugang stattdessen an den Seitenanschluss des Hämostaseventiladapters des Führungskatheters anzuschließen.
3. Schieben Sie den Führungsdraht vor und führen Sie den Katheter unter fluoroskopischer Kontrolle in die aufsteigende Aorta ein. Wenn die Aortenklappe identifiziert ist, kreuzen Sie sie vorsichtig mit dem Führungsdraht und führen Sie den Führungskatheter in das LV ein. Verwenden Sie bei Bedarf Kontrastmittel, um die anatomische Positionierung zu erleichtern. Überprüfen Sie die Druckspuren, um die NS-Positionierung zu bestätigen.
4. Entfernen Sie den Führungsdraht, während Sie den Führungskatheter im LV belassen. Spülen Sie den Katheter nach dem Absaugen und stellen Sie sicher, dass keine Luftblasen im Katheter vorhanden sind.
5. Schieben Sie ein bereits kalibriertes HFPS durch einen der Anschlüsse des dualen Hämostaseventils in das LV. Eine Markierung mit einem sterilen Pen kann auf dem Katheterkörper angebracht werden, um zu wissen, wann er aus der Führungskatheterspitze herauskommt. Alternativ ist die Bestätigung eines eindeutigen Ventrikeldrucksignals ein Zeichen für den Austritt aus dem Führungskatheter (Signalinterferenzen werden beobachtet, während sich das HFPS im Führungskatheter befindet).
6. Schieben Sie ein zweites HFPS durch den anderen Anschluss des dualen Hämostaseventils in den LV.
7. Ziehen Sie den Führungskatheter zurück in die aufsteigende Aorta distal zu der röntgendichten Markierung an der Banding-Stelle, während Sie einen der HFPS im LV belassen. Bestätigen Sie die Katheterposition anhand von Druckspuren.
   HINWEIS: Das HFPS sollte an das Aufzeichnungssystem angeschlossen und vor der Verwendung mindestens 30 Minuten lang in sterile Kochsalzlösung gelegt werden, damit sich der Drucksensor ausgleichen kann. Bevor Sie den HFPS in den Führungskatheter einführen, stellen Sie sicher, dass der Druck auf Null gesetzt wird, indem Sie den Sensor auf die Oberfläche der sterilen Kochsalzlösung legen.
8. Decken Sie die Gefäßzugangsstelle mit einem sterilen Tuch ab und bewegen Sie sich zum Thorax, um die Aorta zu verengen.

5. Aufsteigendes Aortenband (Verengung)

1. Ziehen Sie leicht am Nylonband (Option 1) oder am ePTFE-Transplantat (Option 2), um sicherzustellen, dass das HFPS richtig positioniert ist - der LV-Druck sollte steigen, während der Aortendruck distal des Bandes (röntgendichter Marker) nicht ansteigen sollte.
2. Wenn die Katheterpositionierung falsch ist, passen Sie die Position des HFPS an, um sicherzustellen, dass der proximale und distale Druck zur Verengungsstelle eindeutig aufgezeichnet wird.
3. Option 1: Schließen Sie das Nylonband, bis es eng an der Aorta anliegt.
   1. Schließen Sie das Nylonband mit einem Klick nach dem anderen, während Sie den Druck genau überwachen. Warten Sie nach jedem Klick, bis sich der Druck stabilisiert hat.
   2. Schließen Sie das Nylonband nach und nach, bis der gewünschte Druckgradient erreicht ist. Das Ziel ist ein Gradient von ca. 100 mmHg, wobei sichergestellt werden muss, dass der linksventrikuläre enddiastolische Druck 25 mmHg nicht überschreitet.
      HINWEIS: Wenn die erreichte Steigung knapp unter 100 mmHg liegt (d. h. zwischen 90-95 mmHg), sehen Sie davon ab, das Nylonband weiter anzuziehen. Es ist entscheidend, in dieser Situation nicht zu straffen. Wenn das Nylonband jedoch während des Eingriffs oder nach der Stabilisierung versehentlich zu stark angezogen wird, kann man das Nylonband mit einem Knochenschneider (siehe Materialtabelle) durchtrennen und dann die vorherigen Vorgänge (Schritt 3.11 und Schritt 5.3) wiederholen, um den entsprechenden Druckgradienten nachzujustieren und zu erreichen.
   3. Legen Sie ein Stück sterilen Kunststoffschlauch auf das Ende des Nylonbandes, um eine versehentliche Beschädigung der umgebenden Strukturen zu vermeiden.
4. Option 2: Approximieren Sie die ePTFE-Enden und schnüren Sie das Band mit einer 45°-Pinzette ein, während Sie den Druck überwachen, um die relative Position der Einschnürung abzuschätzen.
   1. Platzieren Sie einen Titan-Hämoclip auf der Pinzettenposition (das Einklemmen der beiden Enden des ePTFE-Transplantats hinterlässt eine Markierung, die dazu dient, die Hämoclip-Position zu führen).
   2. Prüfen Sie den Druckgradienten. Wenn der Farbverlauf optimal ist, bestätigen Sie die vorherige Hämoclip-Position, indem Sie einen zweiten Hämoclip direkt über dem vorherigen platzieren (dies erhöht nicht die Einschnürung, vermeidet aber ein distales Verrutschen des Clips).
   3. Wenn der Farbverlauf nicht ausreicht, platzieren Sie einen zusätzlichen Clip unter dem vorherigen Clip (wodurch die Aorta weiter eingeengt wird). Wiederholen Sie dies, bis der Farbverlauf optimal ist. Wenn der Verlauf zu groß ist, verwenden Sie den Clip-Applikator, um den Clip zu entfernen und einen anderen weiter distal zu platzieren.
   4. Kürzen Sie die Enden des ePTFE-Transplantats, um zu vermeiden, dass sich zu viel Transplantatmaterial in der Brust befindet, und nähen Sie das Transplantat mit einer 5,0-Naht (siehe Materialtabelle) an der proximalen Seite der Aorta an, um eine distale Bewegung des Transplantats zu vermeiden.
5. Warten Sie 15 Minuten nach dem Anbringen des Bandes, um den Druck zu stabilisieren und festzustellen, ob der Gradient optimal bleibt oder ob Dekompensation und akutes Versagen auftreten. Wenn eine Hypotonie ohne spontane Auflösung auftritt, ist es sehr wahrscheinlich, dass der LV dekompensiert wird und eine Linderung des Bandes erforderlich ist.
6. Verschließen Sie den Herzbeutel mit einer 3-0 PDS II-Naht (siehe Materialtabelle).
7. Legen Sie eine Thoraxdrainage an und schließen Sie sie an einen chirurgischen Sauger an. Erhöhen Sie den PEEP auf 10 cmH₂O, um mit der Rekrutierung von Lungen zu beginnen, die an Atelektase litten.
8. Verschließen Sie die Brustwand schichtweise mit einer 3-0 PDS II-Naht.
9. Schließen Sie den letzten Muskelstich, während Sie die Thoraxdrainage entfernen und die Beatmung am Ende der Ausatmung mit hohem Druck stoppen (manuell auf 20-30 cmH₂O einstellen).
10. Nehmen Sie die normale Beatmung wieder auf und schließen Sie die Haut mit einer 3-0 PDS II-Naht mit einem intradermalen Muster, nachdem die Operationswunde mit Jod-Povidon gespült wurde.
11. Entfernen Sie die Mikrokatheter (siehe Materialtabelle) und überprüfen Sie die Oberflächenpressung, um die Druckdrift während des Eingriffs zu berücksichtigen.
12. Entfernen Sie den Führungskatheter.
13. Entfernen Sie die Einführschleuse und wenden Sie eine manuelle Kompression an, um die Arteriotomie zu verschließen. Komprimieren Sie die Zugangsstelle mindestens 10 Minuten lang. Beurteilen Sie die Stelle für eine Hämostase, indem Sie den Druck langsam entfernen und das Fehlen von Blutungen oder Hämatombildung bestätigen.
14. Platzieren Sie bei Bedarf einen Stich an der Einstichstelle mit einer resorbierbaren Naht.
    HINWEIS: Bei Bedarf kann zu diesem Zeitpunkt ein schnelles transthorakales Echokardiogramm helfen, festzustellen, ob die Herzfunktion gut ist, und eine Abschätzung des Aortendruckgradienten ermöglichen. Obwohl dies nicht notwendig ist (da der Druckgradient mit High-Fidelity-Drucksensoren gemessen wurde), kann ein echoabgeleiteter Gradient verwendet werden, um das Modell mit klinischen Daten zu vergleichen. Beachten Sie, dass durch die Operation die Bildqualität beeinträchtigt wird.
15. Beenden Sie die Anästhesie und extubieren Sie das Tier, sobald eine spontane Beatmung festgestellt wird. Trennen Sie das Tier vom Beatmungsgerät und stellen Sie sicher, dass ein ordnungsgemäßer Luftstrom durch den Endotrachealtubus zu spüren ist und die periphere Sauerstoffversorgung nicht beeinträchtigt wird.
16. Extubieren und legen Sie bei Bedarf einen Guedel auf.
17. Entfernen Sie den peripheren Venenkatheter.
18. Überwachen Sie das Tier mindestens 15 Minuten lang, während Sie das EKG/die Herzfrequenz und die periphere Sauerstoffversorgung überwachen.
19. Wenn es stabil ist, bringen Sie das Tier in einen sauberen Auffangstall mit erhöhter Umgebungstemperatur. Verwenden Sie ein tragbares Vitalparametergerät (siehe Materialtabelle), um Herzfrequenz und Sättigung kontinuierlich zu überwachen, bis das Tier wieder zu Bewusstsein kommt.
20. Beobachten Sie die Tiere für den gewünschten Zeitraum und führen Sie eine transthorakale Echokardiographie oder eine Druck-Volumen-Schleifenanalyse durch, um die Herzfunktion zu bestimmen.

Ergebnisse

Während der anfänglichen Entwicklung des Modells lag die Sterblichkeitsrate bei etwa 30 %, wobei die Tiere nach Banding und chirurgischen Komplikationen an akuter Herzinsuffizienz starben. Nach der Etablierung des Modells traten chirurgische Komplikationen jedoch seltener auf und die Sterblichkeitsrate sank auf etwa 15 %. Die beiden Todesfälle, die auftraten, waren auf eine Aortenruptur während der Sektion zurückzuführen.

Die Verwendung von High-Fidelity-Drucksensoren ermöglicht die Gew...

Diskussion

In den letzten Jahren wurde in mehreren Studien das chirurgische Aortenband als Modell für linksventrikuläre Drucküberlastung und Herzinsuffizienz (absteigend^{von 9} bis zur aufsteigenden Aorta¹⁰) verwendet, so dass die Forscher verschiedene Phänotypen erhalten konnten, die auf ihre spezifischen Bedürfnisse zugeschnitten sind. Obwohl die Verwendung solcher Modelle kostspielige Geräte und Fachwissen erfordert, sind die Informationen, die sie liefern, von unschätzbarem W...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-0 PDS II suture	Ethicon	Z683G	Aorta banding
5-0 prolene	Ethicon	7472H	Aorta banding
ACUSON NX2 Ultrasound System	Siemens	(240)11284381	Vascular Access and Echocardiography
Arterial Extension 200 cm	PMH	303.0666	Anesthesia Maintenance
Atlan A300 Ventilator	Draeger	8621300	Ventilation
Bone cutters	Fehling	AMP 367.00	Aorta banding
Cefazolin 1000 mg	Labesfal	100063	Antibiotic
Chlorhexidine 4% Wash Solution	AGA	19110008	Cleaning
Doyen Intestinal Forceps	Aesculap	EA121R	Intubation
Echogenic Introducer Needle	Teleflex	AN-04318	Vascular Access
Endotracheal tube	Intersurgical	8040070	Intubation
ePTFE vascular graft (5 mm x 40 cm)	GORE-TEX	S0504	Aorta banding
Extension line 100 cm	PMH	303.0394	Anesthesia Induction
F.O. Laryngoscope	Luxamed	E1.317.012	Intubation
F.O. Miller Blade 4 204 x 17 mm	Luxamed	3	Intubation
Fenestrated Sterile Drape	Bastos Viegas	4882-256	Aseptic Technique
Fentanyl 0.5 mg/10 mL	B.Braun	5758883	Anesthesia / Analgesia
Guidewire 260 cm J-tip	B.Braun	J3 FC-FS 260-035	Left Ventricle catheterization
Infusomat Space Infusion Pump	B.Braun	24101800	Fluids / Drug administration
Intercostal retractor	Fehling Surgical	MRP-1	Thoracotomy
Introcan Certo IV Catheter 20G	B.Braun	4251326	Fluids / Drug administration
Isotonic Saline Solution 0.9%	B.Braun	5/44929/1/0918	Fluids / Drug administration
Ketamidor 100 mg/mL	Richter pharma	1121908AB	Anesthesia Induction
L10-5v Linear Transducer	Siemens	11284481	Vascular Access
Midazolam 15 mg/3 mL	Labesfal	PLB762-POR/2	Anesthesia Induction
Mikro-cath	Millar	63405(1)	Pressure recording
MP1 guide catheter 6 Fr	Cordis	67027000	Left Ventricle catheterization
Needle Holder	Fehling Surgical	ZYY-5	Aorta banding
Non-woven adhesive	Bastos Viegas	442-002	Fluids / Drug administration
P4-2 Phased Array Transducer	Siemens	11284467	Echocardiography
Perfusor Compact Syringe Perfusion Pump	B.Braun	8717030	Fluids / Drug administration
Pressure Signal Conditioner	ADinstruments	PCU-2000	Pressure recording
Propofol Lipuro 2%	B.Braun	357410	Anesthesia Maintenance
Radifocus Introducer II Standard Kit B - Introducer Sheath	Terumo	RS+B60K10MQ	Vascular Access
Radiopaque marker	Scanlan	1001-83	Aorta banding
Scissors	Fehling Surgical		Thoracotomy
Skinprep (Chlorhexidine 2% / 70% Isopropyl alcohol)	Vygon	SKPC015ES	Disinfection
Stopcock manifold (3 ports)	PMH	310.0489	Fluids / Drug administration
Straight forceps	Fehling Surgical	ZYY-1	Thoracotomy
Stresnil 40 mg/mL	ecuphar	572184.2	Anesthesia Induction
Syringe Luer Lock 20 cc	Omnifix B.Braun	4617207V	Anesthesia Induction
Syringe Luer Lock 50 cc	Omnifix B.Braun	4617509F	Anesthesia Maintenance
Transdermal fentanyl Patch 50 mcg/h	Mylan	5022153	Analgesia
Ultravist	Bayer	KT0B019	Angiography
Universal Hemostasis Valve Adapter	Merit Medical	UHVA08	Left Ventricle catheterization
Velcro Limb Immobilizer	PMH	SU-211	Animal stabilization
Venofix A, 21 G	B.Braun	4056337	Anesthesia Induction
Vista 120S Patient Monitor	Draeger	MS32997	Monitoring
Weck titanium clip	Teleflex	523760	Aorta banding
Weck titanium clip applier	Teleflex	523166	Aorta banding
Zhiem Vision	Iberdata	N/A	Fluoroscopy