Un modèle mini-invasif de sténose aortique chez le porc

Résumé

Ce protocole décrit une intervention chirurgicale mini-invasive pour le baguage aortique ascendant chez le porc.

Résumé

Les grands modèles animaux d’insuffisance cardiaque jouent un rôle essentiel dans le développement de nouvelles interventions thérapeutiques en raison de leur taille et de leurs similitudes physiologiques avec les humains. Des efforts ont été consacrés à la création d’un modèle d’insuffisance cardiaque induite par une surcharge de pression et à l’anneau aortique ascendant tout en restant supra-coronaire et non une imitation parfaite de la sténose aortique chez l’homme, ressemblant étroitement à la condition humaine.

Le but de cette étude est de démontrer une approche mini-invasive pour induire une surcharge de pression ventriculaire gauche en plaçant une bande aortique, calibrée avec précision avec des capteurs de pression haute-fidélité introduits par voie percutanée. Cette méthode représente un raffinement de l’intervention chirurgicale (3R), ce qui permet d’obtenir des gradients trans-sténosés homogènes et une variabilité intragroupe réduite. De plus, il permet un rétablissement rapide et sans incident des animaux, ce qui entraîne des taux de mortalité minimes. Tout au long de l’étude, les animaux ont été suivis jusqu’à 2 mois après la chirurgie, en utilisant l’échocardiographie transthoracique et l’analyse de la boucle pression-volume. Cependant, des périodes de suivi plus longues peuvent être obtenues si vous le souhaitez. Ce modèle animal de grande taille s’avère précieux pour tester de nouveaux médicaments, en particulier ceux ciblant l’hypertrophie et les altérations structurelles et fonctionnelles associées à la surcharge de pression ventriculaire gauche.

Introduction

L’insuffisance cardiaque (IC) est une maladie potentiellement mortelle qui touche des millions de personnes dans le monde, entraînant des impacts sociaux et économiques majeurs¹. L’une de ses étiologies significatives est la valvulopathie aortique ou sténose aortique (SA). La sténose aortique est plus fréquente à un âge avancé et se classe comme la deuxième lésion valvulaire la plus fréquente aux États-Unis. La mortalité liée à la SA a également augmenté en Europe, en particulier dans les pays qui n’ont pas accès aux procédures interventionnelles récentes². Compte tenu de la complexité de l’IC et de la rareté des innovations thérapeutiques, il existe un besoin urgent de modèles animaux fiables capables de reproduire la condition humaine et de faciliter l’expérimentation de nouvelles interventions³. Alors que les modèles de rongeurs sont plus nombreux que les modèles de grands animaux, ces derniers offrent plusieurs avantages en raison de leur taille et de leurs similitudes physiologiques, permettant de tester des doses de médicaments et des dispositifs médicaux destinés à un usage humain.

L’objectif de cette méthode est d’établir un modèle reproductible de rubanement aortique ascendant (AAB) applicable à la plupart des grandes espèces animales utilisées dans la recherche biomédicale. Dans cette étude, la procédure est démontrée chez les porcs à l’aide d’une approche mini-invasive, adhérant aux principes des 3R (remplacement, réduction et raffinement⁴). Cette approche garantit la création d’un gradient de pression précis, ce qui se traduit par une reproductibilité élevée (réduisant potentiellement le nombre d’animaux requis). De plus, la petite incision chirurgicale (2-3 cm) minimise les agressions chirurgicales, améliorant ainsi le bien-être de l’animal par rapport aux approches plus agressives comme la sternotomie et les thoracotomies plus grandes⁵ (raffinement). De plus, la fourniture d’une démonstration vidéo de la méthode, ainsi que de descriptions détaillées dans la littérature, pourrait potentiellement réduire le besoin d’animaux utilisés uniquement à des fins de dressage (remplacement), ce qui diminuerait davantage l’utilisation des animaux. Ce modèle peut être adapté à différentes souches/races porcines avec des taux de croissance distincts et induit une surcharge de pression soutenue, conduisant à une hypertrophie significative après 1 ou 2 mois de suivi.

Les méthodes actuelles utilisent la sténose fixe⁶, sans tenir compte de la variabilité de la taille des animaux, ou calculent le gradient à l’aide de lectures de pression remplies de liquide⁷, qui sont moins fiables que les capteurs de pression haute-fidélité et sont sensibles à l’amortissement du signal⁸. Une autre approche utilise une seule mesure de pression distale par rapport à la sténose⁵. Cependant, l’étalonnage de la sténose par des signaux de pression proximaux et distaux simultanés à l’aide de capteurs de pression haute-fidélité délivrés par voie percutanée représente une optimisation substantielle du protocole, ce qui permet d’améliorer l’homogénéité des groupes. En faisant une démonstration visuelle de cette méthode, d’autres chercheurs devraient être en mesure de la reproduire sans obstacles significatifs, augmentant ainsi la disponibilité de ce modèle tout en favorisant l’application des principes des 3R.

Protocole

Les expériences sur les animaux ont été réalisées au laboratoire de chirurgie expérimentale de l’Université de Porto, Centre de recherche et de développement cardiovasculaires (UnIC, Porto, Portugal). Le comité d’éthique animale de l’établissement a approuvé l’étude conformément à l’Autorité nationale de santé animale (Direcção-Geral de Alimentação e Veterinária, DGAV, Réf : 2021-07-30 011706 0421/000/000/2021). Les expérimentateurs étaient soit agréés (autorisation de sciences animales de laboratoire équivalente à la FELASA), soit chirurgiens cardiothoraciques ou anesthésistes. Les animaux utilisés dans ce travail étaient des mâles issus d’un élevage Landrace x Pietrain et ont été acquis auprès d’un éleveur agréé par la DGAV (PTAH03). Le poids de départ des animaux était de 20 à 25 kg, ce qui a permis un suivi maximal de 2 mois (70 à 80 kg, figure 1). Des périodes de suivi plus longues sont compromises en raison de la croissance importante des animaux, que nos infrastructures n’ont pas pu gérer.

1. Anesthésie et surveillance des signes vitaux

1. Jeûnez l’animal sélectionné pendant la nuit avec de l’eau ad libitum.
2. Pesez l’animal conscient (laissez-le marcher sur une balance pour animaux) ou utilisez une estimation basée sur le poids à l’arrivée et le taux de croissance prévu.
3. Préparer un cocktail de kétamine (15 mg/kg), de midazolam (0,5 mg/kg) et d’azapérone (4 mg/kg) dans une seringue Luer lock de 20 ml reliée à une rallonge (100 cm) suivie d’une aiguille de 21 g (voir le tableau des matériaux). Assurez-vous d’avoir suffisamment d’anesthésique pour tenir compte du volume mort de la tubulure d’injection.
4. Isolez le porc dans un environnement calme et sécuritaire (habituellement une salle d’entretien des animaux vide, si possible) et anesthésiez l’animal par injection intramusculaire dans le muscle du cou ou de la patte arrière (selon le protocole institutionnel). Assurez-vous que l’animal est dans un endroit calme et sombre et assurez-vous qu’il ne peut pas se blesser tout en perdant son décubitusion, ce qui devrait prendre 10 à 15 minutes.
   REMARQUE : L’utilisation d’une rallonge évite d’avoir à retenir l’animal.
5. Une fois que l’animal est en position couchée, placez l’animal anesthésié sur une civière et transportez-le à la salle d’opération (mesurez le poids de l’animal à ce stade si la pesée consciente n’était pas une option).
6. Positionner l’animal dans un décubitus latéral droit ou gauche en fonction de l’oreille à canuler. Nettoyez l’oreille plusieurs fois avec de la chlorhexidine et de l’alcool dans un mouvement circulaire. Ensuite, canuulez la veine marginale de l’oreille à l’aide d’un cathéter intraveineux de 20 G et fixez-la à l’aide d’un adhésif non tissé (voir le tableau des matériaux). Connectez le cathéter IV à un collecteur de robinet d’arrêt à 3 orifices pré-rincé avec du sérum physiologique.
   REMARQUE : Alternativement, par rapport à une ligne de perfusion IV standard (ligne de goutte à goutte), une pompe à perfusion permet un réglage précis du débit (2 mL/kg/h).
7. Placez un timbre transdermique de fentanyl (50 μg/h) (voir le tableau des matériaux) dans l’oreille controlatérale.
8. Placez l’animal sur une table d’opération radiotransparente, en décubitus dorsal, au-dessus d’un matelas chauffant, et fixez-le en place (sangles fixant les pattes à la table d’opération).
9. Connectez une ligne de perfusion de propofol au collecteur de robinet d’arrêt à 3 orifices. L’entretien de l’anesthésie sera assuré par du propofol administré à l’aide d’une seringue de 50 mL montée sur une pompe à perfusion à seringue (voir le tableau des matériaux) à un taux de 10 à 20 mg/kg/h.
10. Administrer un bolus de propofol (4 mg/kg) et de fentanyl (10 μg/kg) (voir le tableau des matériaux) pour induire l’apnée et permettre l’intubation.
    NOTE : L’animal sera en apnée à partir de ce moment, et une ventilation mécanique doit être mise en place. Avant de continuer, assurez-vous que la source d’oxygène est disponible et que le ventilateur (voir le tableau des matériaux) est calibré et prêt pour la ventilation.
11. Après s’être assuré de la perte de réactivité, et avec un utilisateur tenant la bouche du porc ouverte tout en tirant simultanément la langue vers l’extérieur, utilisez un laryngoscope avec une lame Miller numéro 4 (voir le tableau des matériaux) pour identifier et mobiliser doucement l’épiglotte, en obtenant une vue des cordes vocales. Introduisez directement la sonde endotrachéale ou faites passer une bougie et la sonde endotrachéale par-dessus en premier. Certaines pinces intestinales atraumatiques peuvent aider à mobiliser le palais mou et à accéder à l’épiglotte.
12. Gonflez le brassard de la sonde endotrachéale et connectez-le à l’appareil d’anesthésie/ventilateur. Ajustez les paramètres ventilatoires à 8-10 mL/kg de volume courant, une fréquence respiratoire de 15-25 respirations par minute et 5 cm H₂O de PEEP (pression expiratoire positive). Ajustez les paramètres ventilatoires pour maintenir le CO₂ en fin de marée entre 35 et 45 mmHg.
13. Positionnez le capteur SpO₂ sur la langue ou l’oreille (là où le meilleur signal est obtenu), placez la sonde de température œsophagienne et fixez les électrodes ECG (voir le tableau des matériaux).
14. Appliquez une pommade lubrifiante ophtalmique stérile pour prévenir les lésions cornéennes.

2. Canulation artérielle

1. Après s’être assuré de la profondeur de l’anesthésie par l’absence de réflexe palpébral et la fréquence cardiaque et la pression artérielle stables, nettoyez et désinfectez soigneusement la région de l’aine avec de la chlorhexidine et de l’alcool dans un mouvement circulaire. Recouvrez l’animal de champs stériles fenêtrés (voir Tableau des matériaux), avec le trou positionné dans la région de l’artère fémorale (préalablement confirmé par palpation ou échographie). Administrer de la céfazoline (25 mg/kg) comme antibioprophylaxie.
2. S’il s’agit d’une récupération de l’animal (bagage aortique), utilisez la technique aseptique à partir de ce moment.
   REMARQUE : Une technique d’asepsie stricte n’est pas requise s’il s’agit d’une procédure terminale (analyse de boucle PV). Cependant, il est avantageux de travailler de manière stérile pour éviter une infection qui pourrait affecter les mesures hémodynamiques.
3. Identifiez le site de ponction et infiltrez la zone avec de la lidocaïne sous-cutanée à 1 %.
4. Identifiez l’artère fémorale commune à l’aide de la sonde vasculaire (voir le tableau des matériaux) et confirmez la position du marqueur échographique et la profondeur correcte.
   REMARQUE : La ponction de l’artère fémorale peut être réalisée à l’aide d’un axe court, d’un axe long ou d’une combinaison des deux techniques, en utilisant une modalité biplan dans certains systèmes. Cependant, notre équipe utilise plus fréquemment l’approche de l’axe court.
5. Préparez la gaine de l’introducteur (voir le tableau des matériaux) en rinçant l’introducteur et le dilatateur avec une solution saline héparinée avant de l’assembler. Assurez-vous que le robinet d’arrêt à 3 voies dans l’orifice latéral de l’introducteur est en position d’arrêt vers l’animal pour éviter la perte de sang lors du retrait du dilatateur.
6. Introduire une aiguille artérielle (de préférence une aiguille échogogène, voir le tableau des matériaux) dans l’artère fémorale tout en surveillant sa trajectoire à l’aide d’ultrasons. Une fois que la lumière artérielle est atteinte, ce qui peut être confirmé par des pulsations de sang artériel sortant du moyeu de l’aiguille, faites avancer un fil-guide en J dans l’artère. L’introduction correcte du fil-guide peut être confirmée par ultrasons.
7. Retirez l’aiguille, maintenez la pression sur le site de ponction pour éviter des saignements supplémentaires, et avancez l’ensemble introducteur + dilatateur (taille 6 Fr, longueur 10 cm) dans l’artère. Retirez le dilatateur et confirmez la position de l’introducteur en aspirant par son orifice latéral et en rinçant séquentiellement avec une solution saline stérile.
8. Connectez une ligne de pression artérielle à l’orifice latéral de l’introducteur de l’artère fémorale pour la surveillance de la pression artérielle. Assurez-vous que la hauteur du transducteur de pression est au niveau des oreillettes droites et que la pression atmosphérique est nulle.
9. Couvrir l’introducteur avec un champ stérile jusqu’à ce qu’il soit cathétérisme ventriculaire gauche.

3. Banding aortique ascendant (préparation)

1. Ajustez la position de l’animal à un léger décubitus latéral droit et surélevez la patte avant gauche.
2. Localisez la position de l’aorte ascendante à l’aide du transducteur à ultrasons cardiaques (voir tableau des matériaux) et marquez le site de l’incision avant de désinfecter soigneusement la poitrine de l’animal avec de la chlorhexidine et de l’alcool dans un mouvement circulaire.
3. Couvrez l’animal avec des rideaux stériles.
4. Administrer un bolus de fentanyl (10 μg/kg) pour assurer une analgésie suffisante. Pour confirmer la profondeur de l’anesthésie et de l’analgésie, observez l’absence de réflexes palpébraux et l’absence de changements dans la fréquence cardiaque ou la pression artérielle lors de la première incision.
5. Faites une incision cutanée de 2 à 3 cm au niveau des 3/^{4 de} l’espace intercostal et disséquez les couches sous-jacentes du fascia et des muscles jusqu’à ce que l’espace intercostal soit atteint.
6. Entrez dans le thorax à l’aide de ciseaux émoussés pendant que l’animal est en expiration forcée sans PEEP pour éviter d’endommager le poumon.
7. Augmentez l’incision pour permettre le placement des lames de l’écarteur jusqu’à un maximum de 3 cm.
8. Rétractez les nervures et visualisez les structures sous-jacentes. Si l’incision est faite au bon endroit, l’artère pulmonaire doit être facilement visible. L’aorte sera postérieure à celle-ci.
9. À l’aide d’une pince et de ciseaux de chirurgie cardiaque mini-invasive, ouvrez le péricarde et rétractez les oreillettes gauches et tout tissu pulmonaire recouvrant la vue de l’aorte à l’aide d’une gaze stérile humide.
   REMARQUE : Évitez de trop manipuler les oreillettes gauches, car cela entraînerait une fibrillation auriculaire. Si cela se produit et ne se résout pas spontanément, appliquez une cardioversion électrique.
10. Séparez soigneusement l’aorte de l’artère pulmonaire jusqu’à ce que le sinus péricardique transverse soit atteint. Ce sera le canal par lequel le matériel de banderolage sera passé.
    REMARQUE : Pour le baguage de l’aorte ascendante, plusieurs matériaux peuvent être utilisés, en fonction de la taille de l’animal et de la période de suivi. Pour les animaux dont la croissance est limitée et/ou dont la période de suivi est courte, un collier de serrage en nylon peut être utilisé (option moins chère), tandis que pour les animaux à croissance plus rapide et/ou une période de suivi plus longue, une greffe de prothèses vasculaires fixée avec des clips en titane peut être utilisée (option plus coûteuse), évitant ainsi l’internalisation de l’anneau (discutée en détail dans les sections ci-dessous) (voir le tableau des matériaux).
11. Option 1 (collier de serrage en nylon) :
    1. Coupez un segment de ~10 cm de tube en plastique stérile avec une lumière suffisamment petite pour s’adapter parfaitement à l’extrémité de la bande de nylon.
       REMARQUE : La tubulure stérile et la bande de nylon sont préalablement stérilisées par stérilisation à l’oxyde d’éthylène ou par immersion dans le formaldéhyde pendant au moins 24 h.
    2. Utilisez une pince courbée à 90° pour faire passer le tube en plastique (qui sert de guide atraumatique à la bande de nylon) autour de l’aorte, à travers le chemin précédemment créé, de l’espace entre l’aorte et l’artère pulmonaire (proximale) vers l’espace entre l’aorte et l’oreillette droite (distale). La palpation avec le doigt peut aider à guider la pince sur le bon chemin.
    3. Veillez à ne pas exercer trop de pression sur l’artère pulmonaire ou les oreillettes droites, car cela peut entraîner une instabilité hémodynamique. Portez une attention particulière aux signes vitaux pendant cette étape pour éviter des périodes prolongées d’hypotension systémique.
    4. Une fois que le guide en plastique est visible sur le côté distal, saisissez-le avec une pince à tissu et tirez-le soigneusement autour de l’aorte, en apportant la bande de nylon avec elle. Reliez les deux extrémités de la bande de nylon sans comprimer l’aorte.
12. Option 2 (greffe d’ePTFE)
    1. Coupez un greffon d’ePTFE stérile de ~10 cm d’un greffon de 5 mm et 40 cm de long.
    2. Utilisez une pince courbée à 90° pour manipuler le greffon et faites-le passer autour de l’aorte. Reportez-vous aux étapes 3.11.2 et 3.11.3.
13. Placez un marqueur radio-opaque (voir le tableau des matériaux) dans la zone de cerclage pour faciliter le cathétérisme de l’aorte.
14. Couvrez l’espace intercostal avec de la gaze humide et des rideaux stériles.

4. Ventricule gauche (VG)/cathétérisme de l’aorte

1. Administrer de l’héparine (200 ^U.kg-1).
   REMARQUE : Les procédures endovasculaires sont associées à un risque de formation de caillots et d’embolisation distale, tandis que l’administration d’héparine entraînerait des saignements excessifs lors de l’accès chirurgical à l’aorte. Par conséquent, le cathétérisme VG/aorte est effectué après l’accès à l’aorte et la mise en place du cerclage.
2. Connectez un adaptateur de valve d’hémostase double ou une valve d’hémostase en forme d’étoile à un cathéter de guidage MP1 de 6 Fr (voir le tableau des matériaux) et rincez avec une solution saline héparinisée. Préchargez le cathéter guide à l’aide d’un fil-guide de 260 cm à embout J de 0,035 po. Introduisez cet assemblage à travers la gaine artérielle fémorale.
   REMARQUE : Il peut y avoir un risque de saignement lors de l’avancement de deux capteurs de pression haute fidélité (HFPS) à travers une vanne d’hémostase à coupe transversale standard. Une autre approche pourrait être d’utiliser deux cathéters guides distincts, mais cela nécessiterait un deuxième site d’accès artériel. Pour résoudre à la fois le problème de saignement et le besoin de sites d’accès supplémentaires, on peut opter pour une valve d’hémostase à double orifice ou une valve d’hémostase en forme d’étoile. Ces alternatives résolvent le problème de saignement et éliminent le besoin de points d’accès supplémentaires. Une fois que le cathéter guide est avancé dans la gaine artérielle, il est important de noter que l’orifice latéral de la gaine ne permettra pas de mesurer la pression artérielle. Pour mesurer la pression artérielle, il est nécessaire de connecter la ligne artérielle à l’orifice latéral de l’adaptateur de valve d’hémostase du cathéter guide.
3. Avancez le fil-guide et guidez le cathéter dans l’aorte ascendante sous guidage fluoroscopique. Lorsque la valve aortique est identifiée, croisez-la soigneusement avec le fil-guide et introduisez le cathéter guide dans le VG. Si nécessaire, utilisez le produit de contraste pour faciliter le positionnement anatomique. Vérifiez les traces de pression pour confirmer le positionnement BT.
4. Retirez le fil-guide tout en laissant le cathéter guide dans le VG. Rincez le cathéter après l’aspiration et assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le cathéter.
5. Faites avancer un HFPS déjà calibré, à travers l’un des orifices de la vanne d’hémostase double, dans le BT. Une marque avec un stylo stérile peut être placée sur le corps du cathéter pour savoir quand il sort de l’extrémité du cathéter guide. Alternativement, la confirmation d’un signal de pression ventriculaire clair est un signe de sortie du cathéter guide (des interférences de signal sont observées lorsque le HFPS est à l’intérieur du cathéter guide).
6. Faites passer un deuxième HFPS à travers l’autre orifice de la vanne d’hémostase double et dans le BT.
7. Tirez le cathéter guide dans l’aorte ascendante distalement jusqu’au marqueur radio-opaque placé sur le site de cerclage tout en laissant l’un des HFPS dans le VG. Confirmez la position du cathéter à l’aide de traces de pression.
   REMARQUE : Le HFPS doit être connecté au système d’enregistrement et placé dans une solution saline stérile pendant au moins 30 minutes avant utilisation pour permettre au capteur de pression de s’équilibrer. Avant d’introduire le HFPS dans le cathéter de guidage, assurez-vous de mettre la pression à zéro en plaçant le capteur à la surface d’une solution saline stérile.
8. Couvrez le site d’accès vasculaire avec un champ stérile et déplacez-vous vers le thorax pour resserrer l’aorte.

5. Bande aortique ascendante (constriction)

1. Tirez légèrement sur la bande de nylon (option 1) ou le greffon d’ePTFE (option 2) pour vous assurer que le HFPS est correctement positionné - la pression BT doit augmenter, tandis que la pression aortique distale par rapport à la bande (marqueur radio-opaque) ne doit pas augmenter.
2. Si le positionnement du cathéter est incorrect, ajustez la position du HFPS pour vous assurer que la pression proximale et distale sur le site de constriction est clairement enregistrée.
3. Option 1 : fermez la bande de nylon jusqu’à ce qu’elle soit bien ajustée autour de l’aorte.
   1. Fermez la bande de nylon un clic à la fois tout en surveillant de près les pressions. Après chaque clic, laissez les pressions se stabiliser.
   2. Fermez progressivement la bande de nylon jusqu’à ce que le gradient de pression souhaité soit atteint. L’objectif est un gradient d’environ 100 mmHg, tout en veillant à ce que les pressions ventriculaires gauches ne dépassent pas 25 mmHg.
      REMARQUE : Si le gradient obtenu est légèrement inférieur à 100 mmHg (c’est-à-dire entre 90 et 95 mmHg), évitez de serrer davantage la bande de nylon. Il est crucial de ne pas trop serrer dans cette situation. Cependant, si la bande de nylon est accidentellement trop serrée pendant la procédure ou après la stabilisation, on peut utiliser des coupe-os (voir le tableau des matériaux) pour couper la bande de nylon, puis répéter les procédures précédentes (étape 3.11 et étape 5.3) pour réajuster et obtenir le gradient de pression approprié.
   3. Placez un morceau de tube en plastique stérile sur l’extrémité de la bande de nylon pour éviter tout dommage accidentel aux structures environnantes.
4. Option 2 : approximation des extrémités de l’ePTFE et resserrement de la bande à l’aide d’une pince à 45°, tout en surveillant les pressions, pour estimer l’emplacement relatif de la constriction.
   1. Placez un hémoclip en titane sur la position de la pince (le serrage des deux extrémités du greffon d’ePTFE laissera une marque sur celui-ci, servant à guider la position de l’hémoclip).
   2. Vérifiez le gradient de pression. Si le gradient est optimal, confirmez la position de l’hémoclip précédent en plaçant un deuxième hémoclip immédiatement au-dessus du précédent (cela n’augmentera pas la constriction mais évitera tout glissement distal du clip).
   3. Si la pente n’est pas suffisante, placez un clip supplémentaire sous le clip précédent (en resserrant davantage l’aorte). Faites-le jusqu’à ce que le gradient soit optimal. Si le dégradé est trop grand, utilisez l’applicateur de clip pour retirer le clip et en placer un autre plus distalement.
   4. Coupez les extrémités du greffon en ePTFE pour éviter d’avoir trop de matériel de greffe dans la poitrine et suturez le greffon sur le côté proximal de l’aorte à l’aide d’une suture 5.0 (voir le tableau des matériaux) pour éviter le mouvement distal du greffon.
5. Attendez 15 minutes après la mise en place du cerclage pour stabiliser les pressions et déterminer si le gradient reste optimal ou si une décompensation et une défaillance aiguë s’installeront. Si l’hypotension survient sans résolution spontanée, il est très probable que le VG soit en train de se décompenser, et un soulagement des bandes est nécessaire.
6. Fermez le péricarde à l’aide d’une suture 3-0 PDS II (voir tableau des matériaux).
7. Placez un drain thoracique et connectez-le à un aspirateur chirurgical. Augmenter la PEEP à 10 cmH₂O pour commencer à recruter tout poumon qui a souffert d’atélectasie.
8. Fermez la paroi thoracique en couches à l’aide d’une suture 3-0 PDS II.
9. Fermer le dernier point de suture musculaire en retirant le drain thoracique et avec la ventilation arrêtée à la fin de l’expiration avec une pression élevée (ajustée manuellement à 20-30 cmH₂O).
10. Reprenez une ventilation normale et fermez la peau à l’aide d’une suture 3-0 PDS II avec un schéma intradermique après avoir rincé la plaie chirurgicale avec de l’iode-povidone.
11. Retirez les cathétéristes Mikro (voir le tableau des matériaux) et vérifiez la pression de surface pour tenir compte de la dérive de pression pendant la procédure.
12. Retirez le cathéter guide.
13. Retirez la gaine d’introduction et appliquez une compression manuelle pour fermer l’artériotomie. Appliquez une compression sur le site d’accès pendant au moins 10 minutes. Évaluez le site de l’hémostase en retirant lentement la pression et en confirmant l’absence de saignement ou de formation d’hématome.
14. Placez un point de suture sur le site de ponction à l’aide d’une suture résorbable si nécessaire.
    REMARQUE : Si nécessaire, à ce moment-là, un échocardiogramme transthoracique rapide peut aider à déterminer si la fonction cardiaque est bonne et permettre d’estimer le gradient de pression aortique. Bien que cela ne soit pas nécessaire (car le gradient de pression a été mesuré avec des capteurs de pression haute fidélité), un gradient dérivé de l’écho peut être utilisé pour comparer le modèle avec les données cliniques. Notez qu’en raison de la chirurgie, la qualité de l’image sera compromise.
15. Arrêter l’anesthésie et extuber l’animal une fois qu’une ventilation spontanée est détectée. Débranchez l’animal du ventilateur et assurez-vous qu’une bonne circulation d’air est ressentie à travers le tube endotrachéal et que l’oxygénation périphérique n’est pas compromise.
16. Extubez et placez un Guedel si nécessaire.
17. Retirez le cathéter de la veine périphérique.
18. Surveillez l’animal pendant au moins 15 minutes tout en surveillant l’ECG/la fréquence cardiaque et l’oxygénation périphérique.
19. S’il est stable, emmenez l’animal dans un enclos de récupération propre avec une température ambiante élevée. Utilisez un appareil portatif de signes vitaux (voir le tableau des matériaux) pour surveiller en permanence la fréquence cardiaque et la saturation jusqu’à ce que l’animal reprenne conscience.
20. Suivez les animaux pendant la période souhaitée et effectuez une échocardiographie transthoracique ou une analyse de la boucle pression-volume pour déterminer la fonction cardiaque.

Résultats

Au cours du développement initial du modèle, le taux de mortalité était d’environ 30 %, les animaux mourant d’insuffisance cardiaque aiguë après baguage et complications chirurgicales. Cependant, après l’établissement du modèle, les complications chirurgicales sont devenues moins fréquentes et le taux de mortalité a chuté à environ 15 %. Les deux décès survenus étaient dus à une rupture aortique lors d’une dissection.

L’utilisation de capteurs de pression haute-fidé...

Discussion

Au cours des dernières années, plusieurs études ont utilisé l’anneau aortique chirurgical comme modèle pour la surcharge de pression ventriculaire gauche et l’insuffisance cardiaque^{(de 9} à¹⁰ de l’aorte ascendante), ce qui a permis aux chercheurs d’obtenir divers phénotypes adaptés à leurs besoins spécifiques. Bien que l’utilisation de tels modèles nécessite un équipement coûteux et des connaissances spécialisées, les informations qu’ils fournisse...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-0 PDS II suture	Ethicon	Z683G	Aorta banding
5-0 prolene	Ethicon	7472H	Aorta banding
ACUSON NX2 Ultrasound System	Siemens	(240)11284381	Vascular Access and Echocardiography
Arterial Extension 200 cm	PMH	303.0666	Anesthesia Maintenance
Atlan A300 Ventilator	Draeger	8621300	Ventilation
Bone cutters	Fehling	AMP 367.00	Aorta banding
Cefazolin 1000 mg	Labesfal	100063	Antibiotic
Chlorhexidine 4% Wash Solution	AGA	19110008	Cleaning
Doyen Intestinal Forceps	Aesculap	EA121R	Intubation
Echogenic Introducer Needle	Teleflex	AN-04318	Vascular Access
Endotracheal tube	Intersurgical	8040070	Intubation
ePTFE vascular graft (5 mm x 40 cm)	GORE-TEX	S0504	Aorta banding
Extension line 100 cm	PMH	303.0394	Anesthesia Induction
F.O. Laryngoscope	Luxamed	E1.317.012	Intubation
F.O. Miller Blade 4 204 x 17 mm	Luxamed	3	Intubation
Fenestrated Sterile Drape	Bastos Viegas	4882-256	Aseptic Technique
Fentanyl 0.5 mg/10 mL	B.Braun	5758883	Anesthesia / Analgesia
Guidewire 260 cm J-tip	B.Braun	J3 FC-FS 260-035	Left Ventricle catheterization
Infusomat Space Infusion Pump	B.Braun	24101800	Fluids / Drug administration
Intercostal retractor	Fehling Surgical	MRP-1	Thoracotomy
Introcan Certo IV Catheter 20G	B.Braun	4251326	Fluids / Drug administration
Isotonic Saline Solution 0.9%	B.Braun	5/44929/1/0918	Fluids / Drug administration
Ketamidor 100 mg/mL	Richter pharma	1121908AB	Anesthesia Induction
L10-5v Linear Transducer	Siemens	11284481	Vascular Access
Midazolam 15 mg/3 mL	Labesfal	PLB762-POR/2	Anesthesia Induction
Mikro-cath	Millar	63405(1)	Pressure recording
MP1 guide catheter 6 Fr	Cordis	67027000	Left Ventricle catheterization
Needle Holder	Fehling Surgical	ZYY-5	Aorta banding
Non-woven adhesive	Bastos Viegas	442-002	Fluids / Drug administration
P4-2 Phased Array Transducer	Siemens	11284467	Echocardiography
Perfusor Compact Syringe Perfusion Pump	B.Braun	8717030	Fluids / Drug administration
Pressure Signal Conditioner	ADinstruments	PCU-2000	Pressure recording
Propofol Lipuro 2%	B.Braun	357410	Anesthesia Maintenance
Radifocus Introducer II Standard Kit B - Introducer Sheath	Terumo	RS+B60K10MQ	Vascular Access
Radiopaque marker	Scanlan	1001-83	Aorta banding
Scissors	Fehling Surgical		Thoracotomy
Skinprep (Chlorhexidine 2% / 70% Isopropyl alcohol)	Vygon	SKPC015ES	Disinfection
Stopcock manifold (3 ports)	PMH	310.0489	Fluids / Drug administration
Straight forceps	Fehling Surgical	ZYY-1	Thoracotomy
Stresnil 40 mg/mL	ecuphar	572184.2	Anesthesia Induction
Syringe Luer Lock 20 cc	Omnifix B.Braun	4617207V	Anesthesia Induction
Syringe Luer Lock 50 cc	Omnifix B.Braun	4617509F	Anesthesia Maintenance
Transdermal fentanyl Patch 50 mcg/h	Mylan	5022153	Analgesia
Ultravist	Bayer	KT0B019	Angiography
Universal Hemostasis Valve Adapter	Merit Medical	UHVA08	Left Ventricle catheterization
Velcro Limb Immobilizer	PMH	SU-211	Animal stabilization
Venofix A, 21 G	B.Braun	4056337	Anesthesia Induction
Vista 120S Patient Monitor	Draeger	MS32997	Monitoring
Weck titanium clip	Teleflex	523760	Aorta banding
Weck titanium clip applier	Teleflex	523166	Aorta banding
Zhiem Vision	Iberdata	N/A	Fluoroscopy