Los autores agradecen a Giulio Cossu, Martina Ragazzi y todo el laboratorio por su útil discusión y apoyo, y a Jeff Chamberlain por proporcionar amablemente el vector MyoD-ER. Todos los experimentos con animales vivos se completaron de conformidad y cumplimiento con todas las agencias reguladoras e institucionales pertinentes, reglamentos y directrices. El trabajo en el laboratorio de autores cuenta con el apoyo del Consejo de Investigación Médica del Reino Unido, los proyectos Optistem y Biodesign del 7º Marco de la Comunidad Europea y el Proyecto Italiano Duchenne Parent.

1. Evaluación del potencial miogénico y de injerto
<ol><li>
In vitro: Diferenciación inducida por MyoD<ol>
<li>Generar una línea celular estable de IDEMs transducidos con el vector lentiviral Tamoxifeno-inducible MyoD-ER, titulando la multiplicidad de infección (MOI; por ejemplo, 1, 5 y 50) utilizando la tinción descrita en 1.1.9 (MyHC) como resultado de la eficiencia del procedimiento.</li>
		<li>Recubrir un plato de 3,5 cm con 1 ml de Matrigel al 1% e incubar durante 30 min a 37 °C.</li>
		<li>Lavar el plato dos veces con la semilla mediana 1 x 105 IDEMs transducidas MyoD-ER en el plato de cultivo de tejidos de 3,5 cm e incubar a 37 °C en medio de crecimiento.</li>
		<li>Espere que las células alcancen la confluencia en uno o dos días y luego agregue 1 μM de 4OH-tamoxifeno en el medio de crecimiento(1ª dosis).</li>
		<li>Después de 24 horas, reemplace el medio de crecimiento con un medio de diferenciación complementado con 1 μM de 4OH-tamoxifeno(2ª y última dosis).</li>
		<li>Reemplace la mitad del medio con un medio de diferenciación fresco cada dos días.</li>
		<li>Examine diariamente las culturas para la formación del myotube.</li>
		<li>Después de una semana (5 días en medio de diferenciación), lavar las placas suavemente con PBS y fijar con paraformadehído al 4 % durante 5 min en RT.</li>
		<li>Realizar una tinción de inmunofluorescencia con anticuerpos contra la miosina de cadena pesada (MyHC) para confirmar la presencia de miotubos. Counterstain con un tinte nuclear(e.g. Hoechst).</li>
	</ol>
</li>
</ol>La eficiencia de la diferenciación se evalúa como el porcentaje de núcleos dentro de las células MyHC-positivas: proceder al siguiente paso si la eficiencia es de >50%.
<ol start="2"><li>
In vivo: engraftment en un modelo de regeneración muscular aguda Para evaluar la contribución in vivo de MyoD-ER IDEMs a la regeneración muscular, las células se etiquetan previamente con un vector que codifica para la proteína verde fluorescente (GFP) que permitirá rastrearlos dentro del tejido. Los IDEM de GFP de MyoD-ER se inyectan en los músculos murinos adultos, previamente lesionados con una miotoxina(por ejemplo, cardiotoxina). Para evitar el rechazo inmune contra xenogeneic (tal como HIDEMs) o las células genético manipuladas/corregidas se requiere utilizar ratones inmunodeficientes o immunosuppressed.<ol>
<li>Pretratar a los animales con una inyección intraperitoneal de 3,5 μl/g de 10 mg/ml de tamoxifeno (forma liposoluble) 24 horas antes del trasplante y pretratar las células añadiendo 1 μM de 4OH-tamoxifeno (forma acuosa) en el medio de crecimiento durante la noche antes del día del trasplante.</li>
		<li>Administrar anestesia y analgesia al ratón siguiendo las pautas específicas que regulan los procedimientos quirúrgicos en el centro animal.</li>
		<li>Inyectar 25 μl de cardiotoxina de 100 μM (CTX; de Naja mossambica mossambica; PRECAUCIÓN: sustancia potencialmente dañina) en los músculos tibiales anteriores (TA).</li>
		<li>24 horas después de tratar a los animales con tamoxifeno y CTX, separar las células por tripsinización y recuento.</li>
		<li>Centrifugar las células a 232 x g durante 5 min.</li>
		<li>Lave el pellet celular en PbS libre de Ca2+y Mg2+,centrífuga y luego resuspense suavemente el pellet celular en Ca2+- y PBS libre de Mg2+a una concentración final de 106 células/30 μl, que será el volumen final de cada inyección.</li>
		<li>Inyecte 30 μl de suspensión celular en los músculos previamente lesionados usando una jeringa con aguja de 29 o 30 G. Preste especial atención al retirar la aguja del músculo. Hágalo lentamente, evitando derramar la suspensión celular a través de la pista de la aguja. No trasplantar la AT contralateral y utilizarla como control, inyectando 30 μl de PBS libre de Ca2+y   Mg2+para replicar las condiciones del trasplantado.</li>
		<li>Trate a los animales con tamoxifeno durante seis días adicionales y administre analgesia(por ejemplo, carprofeno) durante dos días adicionales.</li>
		<li>Explantar los músculos a partir de 14 días después del trasplante. Procesar y analizar las muestras como se detalla en los Protocolos 4 y 5.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Trasplante en modelos de ratón de distrofia muscular
Este ensayo de trasplante permite evaluar la extensión del injerto de IDEMs en modelos mural de distrofia muscular. Los animales, tratados de la siguiente manera, también pueden ser evaluados para el mejoramiento funcional del fenotipo de la enfermedad. Las pruebas funcionales se pueden realizar a partir de dos semanas después del trasplante. Con el fin de mejorar el injerto considere la realización de ejercicios pretrasplante en cinta (como se describe en el Protocolo 3) y / o inyecciones de células en serie cada tres semanas para 3x(es decir, para un total de 3 inyecciones / músculo).
<ol><li>Trasplante intramuscular<ol>
<li>Pretratar a los animales con una inyección intraperitoneal de 3,5 μl/g de 10 mg/ml de tamoxifeno (formulación liposoluble) 24 horas antes del trasplante y pretratar las células añadiendo 1 μM de 4OH-tamoxifeno (formulación acuosa) en el medio de crecimiento durante la noche antes del día del trasplante.</li>
		<li>Separar por tripsinización, contar y centrifugar las células a 232 x g durante 5 min.</li>
		<li>Lavar el pellet celular en Ca2+- y Mg2+- PBS libre, centrífuga y luego resuspend el pellet en Ca2 +- y Mg2 +- PBS libre a una concentración de 106 células / 30 μl.</li>
		<li>Administrar analgesia y desinfectar la piel del animal (opcional) con un desinfectante a base de povidona yodada o clorexidina. Esto también ayudará a localizar los músculos tibiales anteriores (TA), gastrocnemios (GC) y cuádriceps femorales (QC; específicamente el vasto intermedius).</li>
		<li>Inyecte 30 μl de suspensión celular en los músculos usando una jeringa con aguja de 29 o 30 G. Para la AT, inserte 5 mm de la aguja 2 mm por debajo de la inserción del tendón proximal (dirección craneocaudal) con una inclinación de 15° en relación con la tibia e inyecte lentamente la suspensión celular mientras retrae la aguja (vacíe la jeringa con 2 mm de la aguja todavía dentro del músculo). Para el GC y el QC, repita el mismo procedimiento que se detalla para el TA, siendo la principal diferencia la inserción caudocranial de la aguja 2 mm por encima de la unión miotendinosa del tendón de Aquiles para el GC y 2 mm por encima del tendón distal para el QC (inclinación de 15° con respecto al fémur). Preste atención al retirar la aguja del músculo para evitar derramar la suspensión celular a través de la pista de la aguja. SOLUCIÓN DE PROBLEMAS: En caso de bajo injerto, considere la inyección de ratones juveniles (1-2 semanas de edad)7 con 3 x 105 células / 10 μl (tenga en cuenta que en este caso el tamoxifeno debe administrarse por vía subcutánea).</li>
	</ol></li>
	<li>Trasplante intrarterial Esta parte del protocolo permite evaluar la capacidad de los MIDEMs y HIDEMs para ser entregados en la circulación arterial, cruzar la pared del vaso y contribuir a la regeneración del músculo esquelético en los músculos aguas abajo hasta el sitio de inyección.<ol>
<li>Pretrabate a los animales y las células descritos anteriormente en el paso 2.1.1.</li>
		<li>Separar por tripsinización y filtro con un colador celular de 40 μm (para eliminar los grupos de la suspensión celular en el improbable caso de que la exposición nocturna al tamoxifeno pudiera impulsar la fusión y formación de miotubos de células adyacentes) contar y centrifugar las células a 232 x g durante 5 min</li>
		<li>Lavar el pellet celular en Ca2+- y Mg2+- PBS libre, centrífuga y luego resuspend el pellet en Ca2 +- y Mg2 +- PBS libre con 0.2 Internacional Unidades de heparina sódica (opcional) a una concentración celular final de 106 células/50 μl. Añadir 10% de colorante azul patente (concentración final: 1,25 mg/ml en solución salina normal o Ca2+- y Mg2+- PBS libre) a la solución con el fin de visualizar la distribución de la suspensión celular.</li>
		<li>Administrar anestesia y analgesia al ratón de acuerdo con las directrices que regulan los procedimientos quirúrgicos en el centro animal institucional específico.</li>
		<li>Afeitarse la región inguinal (también conocido como femoral o triángulo de Scarpa) y desinfectar la piel con un desinfectante a base de povidona yodada o clorhexidina.</li>
		<li>Haga una incisión de 5-7 mm y localice el haz femoral: vena, arteria y nervio (el nervio se coloca lateralmente a la arteria y la vena medialmente).</li>
		<li>Retire suavemente la fascia conectiva que cubre el haz con las fuerzas.</li>
		<li>Separe la vena femoral y el nervio de la arteria introduciendo suavemente la punta de un fórceps (o una aguja de 30 G) entre ellos y ampliando progresivamente el agujero. SOLUCIÓN DE PROBLEMAS: La vena femoral es frágil: preste atención a no pellizcarla con el fórceps durante su desprendimiento de la arteria femoral. En caso de hemorragia, drene la sangre con gasa estéril y use un micro cauterizador para facilitar la hemostasia.</li>
		<li>Levante la arteria con una punta de las pinzas y sujete la arteria con la otra punta.</li>
		<li>Perfore la arteria con una jeringa equipada con una aguja de 30 G. Inyecte 50 μl de suspensión celular aguas abajo del área sujetada, a una velocidad de infusión de aproximadamente 5 μl/seg. SOLUCIÓN DE PROBLEMAS: Resuspend cuidadosamente las células en la jeringa antes de la inyección: es vital evitar la precipitación de las células y la formación de burbujas de aire dentro de la jeringa. El diámetro de la arteria femoral es ligeramente menor que una aguja de 30 G: tenga cuidado de no truncar la arteria mientras inserta la aguja. El tinte azul patente permite reconocer la efectividad de la inyección: si se inyecta correctamente, toda la extremidad se volverá rápidamente azul claro.</li>
		<li>Retire lentamente la aguja y los pinzas de la arteria para restaurar el torrente sanguíneo en la extremidad.</li>
		<li>Aplique presión con gasa estéril para evitar sangrado y/o cauterizar según sea necesario.</li>
		<li>Suturar la herida y vigilar a los animales hasta la recuperación de la anestesia.</li>
		<li>Administre la analgesia por 3 días e inspeccione la herida diariamente (en caso de la infección de la herida discuta esto con el personal animal de la instalación y administre los antibióticos según lo requerido).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Medidas de resultado en animales distróficos trasplantados: Prueba de cinta de correr
A partir de dos semanas después del trasplante de células, es posible evaluar el mejoramiento funcional de la capacidad motora de los ratones tratados con las pruebas de cinta de correr. Esta prueba permite la evaluación de la tolerancia al ejercicio /resistencia de los ratones tratados. Un ratón se considera fatigado cuando se pone en el área de descanso durante más de 5 segundos, sin intentar volver a enganchar la cinta de correr después de una serie de 3 estímulos mecánicos consecutivos (uno cada 5 segundos). Las mediciones basales comienzan aproximadamente un mes antes del tratamiento y se utilizan para evaluar la mejoría de cada animal probado. Esta prueba puede ir seguida de ensayos adicionales para controlar la fragilidad de la fibra, la mejora de la fuerza, el injerto, la diferenciación de las células trasplantadas y el mejoramiento morfológico de los músculos trasplantados (consulte Discusión).
<ol><li>Aclimatar a los animales (generalmente tres grupos: tratados, no tratados y de tipo salvaje/ controles no distróficos) al ejercicio antes de la primera medición: establecer la cinta de correr a una velocidad de 6 m/min durante 10 min. Repita el procedimiento cada dos días durante una semana. SOLUCIÓN DE PROBLEMAS: Registre todas las mediciones a la misma hora del día para evitar sesgos debido a los ciclos circadianos.</li>
	<li>Coloque los animales en la cinta de correr, que se ha configurado previamente con una inclinación de 10 °.</li>
	<li>Encienda la cinta de correr, con una velocidad de arranque de 6 m/min (proporcione un estímulo mecánico suave en caso de que los animales no estén dispuestos a comenzar el ejercicio).</li>
	<li>Inicie el temporizador y aumente la velocidad 2 m/min cada 2 min.</li>
	<li>Tan pronto como un animal se acueste en el área de descanso durante más de 5 segundos sin intentar volver a enganchar la cinta de correr, tóquelo suavemente con un palo para estimular el reinicio del ejercicio (ver arriba).</li>
	<li>Registrar el rendimiento (tiempo y/o distancia) de cada animal.</li>
	<li>Repita las mediciones semanalmente o cada 10 días durante al menos 3 veces.</li>
	<li>Repita el mismo procedimiento después del trasplante.</li>
	<li>Analizar los datos de rendimiento comparando la medición de cada animal con su rendimiento basal. Sugerimos trazar los valores en un gráfico como un porcentaje de la capacidad motora promedio en relación con la línea de base y analizarlos mediante una prueba de ANOVA de una o dos vías seguida de una prueba posterior apropiada para comparar los grupos.</li>
</ol>SOLUCIÓN DE PROBLEMAS: use un mínimo de 5 animales/grupos de edad, genotipo y sexo y repita las mediciones durante al menos 3 veces después del trasplante.
4. Evaluación Del Injerto Celular Y Diferenciación En Los Músculos Trasplantados
Los músculos trasplantados y de control se cosechan en el momento adecuado (<2 días para el análisis de injerto a corto plazo, 2-3 semanas para el análisis a medio plazo y >1 mes para el análisis a largo plazo). Si las células trasplantadas se etiquetan con GFP, el injerto en músculos recién aislados se puede evaluar por fluorescencia directa bajo un estereomicroscopio equipado con UV.
<ol><li>Lay y orientar a lo largo del eje vertical músculos recién aislados en la goma tragachanth (6% p/v)</li>
	<li>Deshidratar las muestras en isopentano prechilled durante un minuto, congelarlas en nitrógeno líquido durante al menos 2 min y colocarlas inmediatamente a -80 °C para su almacenamiento.</li>
	<li>Procese las muestras con un criostato para obtener secciones de 7 μm de espesor en portaobjetos polarizados. Muestree la mayoría del músculo en los portaobjetos, recogiendo aproximadamente 8-10 diapositivas con 30-40 secciones / diapositiva. Es recomendable recoger una serie de secciones en un tubo de 1,5 ml para realizar ensayos de biología molecular/bioquímica.</li>
	<li>Evalúe el injerto celular con diferentes tinciones inmunofluorescentes, dependiendo de la configuración experimental. Por ejemplo, en caso de trasplante HIDEM en ratones Sgca-null/scid/bg, manche secciones con: a) un anticuerpo contra Lamin A/C para detectar núcleos de células humanas injertada; b) un anticuerpo contra Laminina para visualizar la estructura general del músculo; y c) un anticuerpo contra Sgca para detectar la restauración donante-derivada de la proteína ausente en el animal distrófico.</li>
	<li>Cuantifique, usando un microscopio de fluorescencia, el número de núcleos donantes por sección muscular dentro y fuera de las fibras musculares y el número de miofiberos esqueléticos derivados de donantes por sección.</li>
</ol>5. Histopatología muscular
Los análisis histopatológicos permiten la evaluación de la estructura morfológica del músculo trasplantado. La mejora arquitectónica en la estructura del tejido se espera como resultado del acercamiento de la terapia celular.
<ol><li>Fije los músculos recién aislados con paraformadehído al 4% durante 1 hora a 4 °C.</li>
	<li>Deshidratar las muestras con un gradiente ascendente de sacarosa(por ejemplo, 7,5-15-30% p/v).</li>
	<li>Deje los músculos durante la noche en la solución de sacarosa más alta.</li>
	<li>Incruste las muestras en Tissue Tek OCT, colóquelas en isopentano prechilled hasta que la OCT se vuelva sólida (evitando la inmersión completa de las muestras), congele en nitrógeno líquido durante al menos 2 min y colóquelas inmediatamente a -80 °C para su almacenamiento.</li>
	<li>Procese las muestras con un criostato para obtener secciones de 7 μm de espesor como se describió anteriormente.</li>
	<li>Manche las secciones con hematoxilina y eosina o tricromo de Masson de acuerdo con los protocolos estándar del fabricante.</li>
</ol>La tinción de hematoxilina y eosina permite calcular los sellos distintivos de la regeneración muscular, tales como: a) el número de miofiberos; b) área de sección transversal; c) el número de miofiberos que contienen un núcleo central. El tricromo de Masson se utiliza para calcular el índice fibrótico, haciendo restando el área total ocupada por los miofiberos esqueléticos del área total de la imagen: el área resultante refleja principalmente el infiltrado conectivo y graso del músculo. Todos los análisis de las imágenes se podían realizar utilizando el software ImageJ (NIH) con la herramienta de medición y el complemento de contador de celdas.

<ol>
	<li>Dellavalle, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pericytes+of+human+skeletal+muscle+are+myogenic+precursors+distinct+from+satellite+cells.">Pericytes of human skeletal muscle are myogenic precursors distinct from satellite cells.</a> Nat. Cell Biol. 9, 255-267 (2007).</li><li>Minasi, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+meso-angioblast:+a+multipotent,+self-renewing+cell+that+originates+from+the+dorsal+aorta+and+differentiates+into+most+mesodermal+tissues.">The meso-angioblast: a multipotent, self-renewing cell that originates from the dorsal aorta and differentiates into most mesodermal tissues.</a> Development. 129, 2773-2783 (2002).</li><li>Dellavalle, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pericytes+resident+in+postnatal+skeletal+muscle+differentiate+into+muscle+fibres+and+generate+satellite+cells.">Pericytes resident in postnatal skeletal muscle differentiate into muscle fibres and generate satellite cells.</a> Nat. Commun. 2, 499 (2011).</li><li>Tedesco, F. S., Dellavalle, A., Diaz-Manera, J., Messina, G., Cossu, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repairing+skeletal+muscle:+regenerative+potential+of+skeletal+muscle+stem+cells.">Repairing skeletal muscle: regenerative potential of skeletal muscle stem cells.</a> J. Clin. Invest. 120, 11-19 (2010).</li><li>Sampaolesi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+therapy+of+alpha-sarcoglycan+null+dystrophic+mice+through+intra-arterial+delivery+of+mesoangioblasts.">Cell therapy of alpha-sarcoglycan null dystrophic mice through intra-arterial delivery of mesoangioblasts.</a> Science. 301, 487-492 (2003).</li><li>Sampaolesi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesoangioblast+stem+cells+ameliorate+muscle+function+in+dystrophic+dogs.">Mesoangioblast stem cells ameliorate muscle function in dystrophic dogs.</a> Nature. 444, 574-579 (2006).</li><li>Tedesco, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+Genetically+Corrected+Human+iPSC-Derived+Progenitors+in+Mice+with+Limb-Girdle+Muscular+Dystrophy.">Transplantation of Genetically Corrected Human iPSC-Derived Progenitors in Mice with Limb-Girdle Muscular Dystrophy.</a> Sci. Transl. Med. 4, (2012).</li><li>Tedesco, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stem+cell-mediated+transfer+of+a+human+artificial+chromosome+ameliorates+muscular+dystrophy.">Stem cell-mediated transfer of a human artificial chromosome ameliorates muscular dystrophy.</a> Sci. Transl. Med. 3, (2011).</li><li>Lattanzi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+efficiency+myogenic+conversion+of+human+fibroblasts+by+adenoviral+vector-mediated+MyoD+gene+transfer.+An+alternative+strategy+for+ex+vivo+gene+therapy+of+primary+myopathies.">High efficiency myogenic conversion of human fibroblasts by adenoviral vector-mediated MyoD gene transfer. An alternative strategy for ex vivo gene therapy of primary myopathies.</a> J. Clin. Invest. 101, 2119-2128 (1998).</li><li>Chaouch, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immortalized+skin+fibroblasts+expressing+conditional+MyoD+as+a+renewable+and+reliable+source+of+converted+human+muscle+cells+to+assess+therapeutic+strategies+for+muscular+dystrophies:+validation+of+an+exon-skipping+approach+to+restore+dystrophin+in+Duchenne+muscular+dystrophy+cells.">Immortalized skin fibroblasts expressing conditional MyoD as a renewable and reliable source of converted human muscle cells to assess therapeutic strategies for muscular dystrophies: validation of an exon-skipping approach to restore dystrophin in Duchenne muscular dystrophy cells.</a> Hum. Gene Ther. 20, 784-790 (2009).</li><li>Kimura, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-lineage+regulated+myogenesis+for+dystrophin+replacement:+a+novel+therapeutic+approach+for+treatment+of+muscular+dystrophy.">Cell-lineage regulated myogenesis for dystrophin replacement: a novel therapeutic approach for treatment of muscular dystrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 17, 2507-2517 (2008).</li><li>Yamanaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cells:+past,+present,+and+future.">Induced pluripotent stem cells: past, present, and future.</a> Cell Stem Cell. 10, 678-684 (2012).</li><li>Wu, S. M., Hochedlinger, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Harnessing+the+potential+of+induced+pluripotent+stem+cells+for+regenerative+medicine.">Harnessing the potential of induced pluripotent stem cells for regenerative medicine.</a> Nat. Cell Biol. 13, 497-505 (2011).</li></ol>

F.S.T. ha presentado una solicitud internacional de patente (no. PCT/GB2013/050112) incluyendo parte de la estrategia descrita en este artículo. Recibió financiación de Promimetic y DWC ltd. para su investigación.

Los iPSC pueden ampliarse indefinidamente preservando su potencial de auto-renovación y, por lo tanto, ser dirigidos a diferenciarse en una amplia gama de linajes celulares12. Por esta y otras razones, las células madre/progenitoras derivadas de iPSC se consideran una fuente prometedora para los enfoques autólogos de terapia génica y celular13. Un trabajo publicado previamente de los autores informó de la generación de progenitores miógenos de ratón y humanos a partir de iPSCs con un fenotip...

Los mesoangioblastos (MABs) son progenitores musculares asociados a vasos derivados de un subconjunto de pericitos1-3. La principal ventaja de los MABs sobre los progenitores musculares canónicos, como las células satélite4, reside en su capacidad para cruzar la pared del vaso cuando se entregan intraarteriales y, por lo tanto, contribuir a la regeneración del músculo esquelético en los protocolos de terapia celular. Esta característica ha sido evaluada y confirmada tanto en modelos murinos como caninos de distrofia muscular1,5,6. Estos estudios preclínicos han sentado las bases para un primer ensayo clínico de fase I/II basado en el trasplante intraarterial de MABs HLA-idénticos al donante en niños con distrofia muscular de Duchenne (EudraCT no. 2011-000176-33; actualmente en curso en el Hospital San Raffaele de Milán, Italia). Uno de los principales obstáculos de los enfoques de terapia celular, en los que se necesitan miles de millones de células para tratar el músculo de todo un cuerpo, es el limitado potencial proliferativo del "medicamento" (las células). Por otra parte se ha demostrado recientemente que no es posible obtener MABs de pacientes afectados por algunas formas de distrofias musculares, pues ocurre en la distrofia muscular 2D de la miembro-faja (LGMD2D; OMIM #608099)7.
Para superar estas limitaciones, recientemente se ha establecido un protocolo para derivar células madre/progenitoras similares al MAB a partir de iPSCs humanas y murinas7. Este procedimiento genera poblaciones celulares fácilmente expandibles con una firma de genes vasculares e inmunofenotipos altamente similares a los MABs derivados del músculo adulto. Tras la expresión del factor regulador miogénico MyoD, tanto murino como humano IDEMs (respectivamente MIDEMs y HIDEMs) experimentan diferenciación terminal del músculo esquelético. Para lograr este objetivo, los IDEMs pueden ser transducidos con vectores capaces de impulsar la expresión de MyoD, ya sea de forma constitutiva o inducible8-10. Se utiliza un vector lentiviral que contiene AdNc MyoD fusionado con el receptor de estrógeno (MyoD-ER), lo que permite su translocación nuclear tras la administración de tamoxifeno (un análogo del estrógeno)11. Esta estrategia resulta en la formación de miotubos multinucleados hipertróficos, con alta eficiencia7. En particular, los IDEM son notumorigenic, pueden engraft y diferenciar dentro de los músculos del anfitrión sobre el trasplante y se pueden corregir genético usando diversos vectores(e.g. lentiviruses o cromosomas artificiales humanos), allanando el camino para las estrategias terapéuticas autólogas futuras. La derivación, caracterización y trasplante de IDEMs han sido descritos en la publicación anterior7. Este papel del protocolo detalla los análisis realizados para evaluar la diferenciación miógena in vitro de IDEMs y las medidas subsecuentes del resultado para probar la eficacia de su trasplante en los modelos del ratón de la regeneración del músculo.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>REAGENTS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MegaCell DMEM</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M3942</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D5671</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IMDM</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>I3390</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Horse serum</td>
			<td>Euroclone</td>
			<td>ECS0090L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foetal Bovine Serum</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>DE14801F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS Calcium/Magnesium free</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>BE17-516F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutammine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G7513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicilline/Streptomicin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P0781</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-Mercaptoethanol</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>31350-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ITS (Insulin-Transferrin-Selenium)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>51500-056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-essential amino acid solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M7145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fer-In-Sol</td>
			<td>Mead Johnson</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ferlixit</td>
			<td>Aventis</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oleic Acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>01257-10 mg</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linoleic Acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L5900-10 mg</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human bFGF</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>AA 10-155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grow factors-reduced Matrigel</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>356230</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T3924</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium heparin</td>
			<td>Mayne Pharma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan blue solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T8154</td>
			<td>HARMFUL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Patent blue dye</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>19, 821-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E-4884</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>P001</td>
			<td>HARMFUL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tamoxifen</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T5648</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-OH Tamoxifen</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H7904</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pLv-CMV-MyoD-ER(T)</td>
			<td>Addgene</td>
			<td>26809</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardiotoxin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C9759</td>
			<td>HARMFUL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone iodine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tragachant gum</td>
			<td>MP biomedicals</td>
			<td>104792</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopenthane</td>
			<td>VWR</td>
			<td>24,872,323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-tek OCT</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4583</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>VWR</td>
			<td>27,480,294</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polarized glass slides</td>
			<td>Thermo</td>
			<td>J1800AMNZ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eosin Y</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E4382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HHS32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masson&#39;s trichrome</td>
			<td>Bio-Optica</td>
			<td>04-010802</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse anti Myosin Heavy Chain antibody</td>
			<td>DSHB</td>
			<td>MF20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse anti Lamin A/C antibody</td>
			<td>Novocastra</td>
			<td>NLC-LAM-A/C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4/11/13</td>
			<td>Cappel</td>
			<td>559762</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst 33342</td>
			<td>Sigma fluka</td>
			<td>B2261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti Laminin antibody</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L9393</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>MATERIALS AND EQUIPMENT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adsorbable antibacteric suture 4-0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>vcp310h</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G needle syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Treadmill</td>
			<td>Columbus instrument</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steromicroscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>DMIL LED</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane unit</td>
			<td>Harvad Apparatus</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber optics</td>
			<td>Euromecs (Holland)</td>
			<td>EK1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Vet Tech</td>
			<td>C17A1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpels</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>11REF050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical forceps</td>
			<td>Fine Scientific Tools</td>
			<td></td>
			<td>5/45</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High temperature cauteriser</td>
			<td>Bovie Medical</td>
			<td>AA01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>MEDIA COMPOSITION</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Media composition is detailed below. 
			HIDEMs growth medium:
			<ul>
				<li>MegaCell Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium (MegaCell DMEM)</li>
				<li>5% fetal bovine serum (FBS)</li>
				<li>2 mM glutamine</li>
				<li>0.1 mM &#946;-mercaptoethanol</li>
				<li>1% non essential amino acids</li>
				<li>5 ng / ml human basic fibroblast growth factor (bFGF)</li>
				<li>100 IU ml penicillin</li>
				<li>100 mg / ml streptomycin</li>
			</ul>
			Alternatively, if some of the above reagents are not available, HIDEMs can be grown in:
			<ul>
				<li>Iscove&#39;s Modified Dulbecco&#39;s Medium (IMDM)</li>
				<li>10 % FBS</li>
				<li>2 mM glutamine</li>
				<li>0.1 mM &#946;-mercaptoethanol</li>
				<li>1% Non essential amino acids (NEAA)</li>
				<li>1% ITS (insulin / transferrin / selenium)</li>
				<li>5 ng / ml human bFGF</li>
				<li>100 IU ml penicillin</li>
				<li>100 mg / ml streptomycin</li>
				<li>0.5 &#956;M oleic and linoleic acids</li>
				<li>1.5 &#956;M Fe2+ (Fer-In-Sol)</li>
				<li>0.12 &#956;M Fe3+ (Ferlixit)</li>
			</ul>
			MIDEMs growth medium:
			<ul>
				<li>DMEM</li>
				<li>20 % FBS</li>
				<li>2 mM glutamine</li>
				<li>5 ng / ml human bFGF</li>
				<li>100 IU ml penicillin</li>
				<li>100 mg / ml streptomycin</li>
			</ul>
			Differentiation medium:
			<ul>
				<li>DMEM</li>
				<li>2 % Horse Serum (HS)</li>
				<li>100 IU ml penicillin</li>
				<li>100 mg / ml streptomycin</li>
				<li>2 mM glutamine</li>
			</ul>
			 
			 
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Table 1. List of Reagents, Materials, Equipment, and Media.

transplantation of induced pluripotent stem cell-derived mesoangioblast-like myogenic progenitors in mouse models of muscle regeneration

los iPSCs Paciente-derivados podían ser una fuente inestimable de células para los protocolos autólogos futuros de la terapia celular. Las células madre/progenitoras miógenas derivadas de iPSC similares a los mesoangioblastos derivados del pericito (células madre/progenitoras similares a mesoangioblastos derivadas de iPSC: IDEMs) se pueden establecer a partir de iPSCs generadas a partir de pacientes afectados por diferentes formas de distrofia muscular. Los IDEM específicos del paciente pueden corregirse genéticamente con diferentes estrategias(por ejemplo, vectores lentivirales, cromosomas artificiales humanos) y mejorarse en su potencial de diferenciación miogénica tras la sobreexpresión del regulador de la miogénesis MyoD. Este potencial miógeno se evalúa in vitro con ensayos específicos de diferenciación y se analiza por inmunofluorescencia. El potencial regenerativo de IDEMs se evalúa más a fondo in vivo,sobre el trasplante intramuscular e intrarterial en dos modelos representativos del ratón que exhiben la regeneración aguda y crónica del músculo. La contribución de idems al músculo esquelético del anfitrión entonces es confirmada por diversas pruebas funcionales en ratones trasplantados. En particular, el mejoramiento de la capacidad motora de los animales se estudia con pruebas en cinta de correr. El engraftment y la diferenciación de la célula entonces son evaluados por un número de análisis histológicos y de la inmunofluorescencia en los músculos trasplantados. En general, este trabajo describe los ensayos y herramientas utilizados actualmente para evaluar la capacidad de diferenciación de los IDEMs, centrándose en los métodos de trasplante y las medidas de resultado posteriores para analizar la eficacia del trasplante de células.

Los resultados representativos reportados siguen los principales ensayos in vitro/in vivo representados en el flujo de trabajo en la Figura 1. 48 horas después de la administración de 4OH-tamoxifeno Los núcleos MyoD-positivos son identificables dentro de los IDEMs transducidos por MyoD-ER en cultivo(Figura 2A). A continuación, las células se fusionan y se diferencian en miotubos multinucleados(Figura 2B). Cuando se trasplantan por vía intramuscular a un mo...

Watch this Scientific Journal Video about Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration at JoVE.com

Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration

Células madre pluripotentes inducidas (iPSC)-progenitores miógenos derivados son candidatos prometedores para las estrategias de terapia celular para tratar las distrofias musculares. Este protocolo describe el trasplante y las medidas funcionales necesarias para evaluar el injerto y la diferenciación de mesoangioblastos derivados de iPSC (un tipo de progenitores musculares) en modelos de ratón de regeneración muscular aguda y crónica.

Trasplante De InducidaS Pluripotentes Derivadas De Células Madre Mesoangioblastos Como Progenitores Miógenos En Modelos De Ratón De La Regeneración Muscular

Patient-derived iPSCs could be an invaluable source of cells for future autologous cell therapy protocols. iPSC-derived myogenic stem/progenitor cells ...

transplantation-induced-pluripotent-stem-cell-derived-mesoangioblast

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.4K vistas.  University College London. Células madre pluripotentes inducidas (iPSC)-progenitores miógenos derivados son candidatos prometedores para las estrategias de terapia celular para tratar las distrofias musculares. Este protocolo describe el trasplante y las medidas funcionales necesarias para evaluar el injerto y la diferenciación de mesoangioblastos derivados de iPSC (un tipo de progenitores musculares) en modelos de ratón de regeneración muscular aguda y crónica.

Video: Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration

Use of Human Perivascular Stem Cells for Bone Regeneration

Human perivascular stem cells (PSCs) can be isolated in sufficient numbers from multiple tissues for purposes of skeletal tissue engineering1-3. PSCs are a FACS-sorted population of 'pericytes' (CD146+CD34-CD45-) and 'adventitial cells' (CD146-CD34+CD45-), each of which we have previously reported to have properties of mesenchymal stem cells. PSCs, like MSCs, are able to undergo osteogenic differentiation, as well as secrete pro-osteogenic cytokines1,2. In the present protocol, we demonstrate the osteogenicity of PSCs in several animal models including a muscle pouch implantation in SCID (severe combined immunodeficient) mice, a SCID mouse calvarial defect and a femoral segmental defect (FSD) in athymic rats. The thigh muscle pouch model is used to assess ectopic bone formation. Calvarial defects are centered on the parietal bone and are standardly 4 mm in diameter (critically sized)8. FSDs are bicortical and are stabilized with a polyethylene bar and K-wires4. The FSD described is also a critical size defect, which does not significantly heal on its own4. In contrast, if stem cells or growth factors are added to the defect site, significant bone regeneration can be appreciated. The overall goal of PSC xenografting is to demonstrate the osteogenic capability of this cell type in both ectopic and orthotopic bone regeneration models.

Human perivascular stem cells (PSCs) are a novel stem cell class for skeletal tissue regeneration similar to mesenchymal stem cells (MSCs). PSCs can be isolated by FACS (fluorescence activated cell sorting) from adipose tissue procured during standard liposuction procedures, then combined with an osteoinductive scaffold to achieve bone formation in vivo.

El uso de las células estaminales perivasculares para la regeneración ósea

Human perivascular stem cells (PSCs) can be isolated in sufficient numbers from multiple tissues for purposes of skeletal tissue engineering1-3. PSCs are ...

Investigación

Bioingeniería

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells (hESCs) and Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs)

We present a method for deriving natural killer (NK) cells from undifferentiated hESCs and iPSCs using a feeder-free approach. This method gives rise to high levels of NK cells after 4 weeks culture and can undergo further 2-log expansion with artificial antigen presenting cells. hESC- and iPSC-derived NK cells developed in this system have a mature phenotype and function. The production of large numbers of genetically modifiable NK cells is applicable for both basic mechanistic as well as anti-tumor studies. Expression of firefly luciferase in hESC-derived NK cells allows a non-invasive approach to follow NK cell engraftment, distribution, and function. We also describe a dual-imaging scheme that allows separate monitoring of two different cell populations to more distinctly characterize their interactions in vivo. This method of derivation, expansion, and dual in vivo imaging provides a reliable approach for producing NK cells and their evaluation which is necessary to improve current NK cell adoptive therapies.

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells hESCs and Induced Pluripotent Stem Cells iPSCs

This protocol describes the development, expansion, and in vivo imaging of NK cells derived from hESCs and iPSCs.

Desarrollo, la expansión y<em&gt; En vivo</em&gt; Monitoreo de las células NK humanas a partir de células madre embrionarias humanas (hESCs) y y células madre pluripotentes inducidas (iPSCs)

We present a method for deriving natural killer (NK) cells from undifferentiated hESCs and iPSCs using a feeder-free approach. This method gives rise to ...

Patterning the Geometry of Human Embryonic Stem Cell Colonies on Compliant Substrates to Control Tissue-Level Mechanics

Human embryonic stem cells demonstrate a unique ability to respond to morphogens in vitro by self-organizing patterns of cell fate specification that correspond to primary germ layer formation during embryogenesis. Thus, these cells represent a powerful tool with which to examine the mechanisms that drive early human development. We have developed a method to culture human embryonic stem cells in confined colonies on compliant substrates that provides control over both the geometry of the colonies and their mechanical environment in order to recapitulate the physical parameters that underlie embryogenesis. The key feature of this method is the ability to generate polyacrylamide hydrogels with defined patterns of extracellular matrix ligand at the surface to promote cell attachment. This is achieved by fabricating stencils with the desired geometric patterns, using these stencils to create patterns of extracellular matrix ligand on glass coverslips, and transferring these patterns to polyacrylamide hydrogels during polymerization. This method is also compatible with traction force microscopy, allowing the user to measure and map the distribution of cell-generated forces within the confined colonies. In combination with standard biochemical assays, these measurements can be used to examine the role mechanical cues play in fate specification and morphogenesis during early human development.

Extracellular matrix ligands can be patterned onto polyacrylamide hydrogels to enable the culture of human embryonic stem cells in confined colonies on compliant substrates. This method can be combined with traction force microscopy and biochemical assays to examine the interplay between tissue geometry, cell-generated forces, and fate specification.

Patrón de la geometría de las colonias de células madre embrionarias humanas en sustratos compatibles para controlar la mecánica de nivel de tejido

Human embryonic stem cells demonstrate a unique ability to respond to morphogens in vitro by self-organizing patterns of cell fate specification that ...

Isolation of Adult Human Dermal Fibroblasts from Abdominal Skin and Generation of Induced Pluripotent Stem Cells Using a Non-Integrating Method

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) could be considered, to date, a promising source of pluripotent cells for the management of currently untreatable diseases, for the reconstitution and regeneration of injured tissues and for the development of new drugs. Despite all the advantages related to the use of iPSCs, such as the low risk of rejection, the lessened ethical issues, and the possibility to obtain them from both young and old patients without any difference in their reprogramming potential, problems to overcome are still numerous. In fact, cell reprogramming conducted with viral and integrating viruses can cause infections and the introduction of required genes can induce a genomic instability of the recipient cell, impairing their use in clinic. In particular, there are many concerns about the use of c-Myc gene, well-known from several studies for its mutation-inducing activity. Fibroblasts have emerged as the suitable cell population for cellular reprogramming as they are easy to isolate and culture and are harvested by a minimally invasive skin punch biopsy. The protocol described here provides a detailed step-by-step description of the whole procedure, from sample processing to obtain cell cultures, choice of reagents and supplies, cleaning and preparation, to cell reprogramming by the means of a commercial non-modified RNAs (NM-RNAs)-based reprogramming kit. The chosen reprogramming kit allows an effective reprogramming of human dermal fibroblast to iPSCs and small colonies can be seen as early as 24 h after the first transfection, even with modifications with the respect to the standard datasheet. The reprogramming procedure used in this protocol offers the advantage of a safe reprogramming, without the risk of infections caused by viral vector-based methods, reduces the cellular defense mechanisms, and allows the generation of xeno-free iPSCs, all critical features that are mandatory for further clinical applications.

Cell reprogramming requires the introduction of key genes, which regulate and maintain the pluripotent cell state. The protocol described enables the formation of induced pluripotent stem cells (iPSCs) colonies from human dermal fibroblasts without viral/integrating methods but using non-modified RNAs (NM-RNAs) combined with immune evasion factors reducing cellular defense mechanisms.

Aislamiento de fibroblastos dérmicos humanos adultos de la piel abdominal y generación de células madre pluripotentes inducidas utilizando un método no integrador

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) could be considered, to date, a promising source of pluripotent cells for the management of currently untreatable ...

Guided Differentiation of Mature Kidney Podocytes from Human Induced Pluripotent Stem Cells Under Chemically Defined Conditions

Kidney disease affects more than 10% of the global population and costs billions of dollars in federal expenditures. The most severe forms of kidney disease and eventual end-stage renal failure are often caused by the damage to the glomerular podocytes, which are the highly specialized epithelial cells that function together with endothelial cells and the glomerular basement membrane to form the kidney&#8217;s filtration barrier. Advances in renal medicine have been hindered by the limited availability of primary tissues and the lack of robust methods for the derivation of functional human kidney cells, such as podocytes. The ability to derive podocytes from renewable sources, such as stem cells, could help advance current understanding of the mechanisms of human kidney development and disease, as well as provide new tools for therapeutic discovery. The goal of this protocol was to develop a method to derive mature, post-mitotic podocytes from human induced pluripotent stem (hiPS) cells with high efficiency and specificity, and under chemically defined conditions. The hiPS cell-derived podocytes produced by this method express lineage-specific markers (including nephrin, podocin, and Wilm&#8217;s Tumor 1) and exhibit the specialized morphological characteristics (including primary and secondary foot processes) associated with mature and functional podocytes. Intriguingly, these specialized features are notably absent in the immortalized podocyte cell line widely used in the field, which suggests that the protocol described herein produces human kidney podocytes that have a developmentally more mature phenotype than the existing podocyte cell lines typically used to study human kidney biology.

Presented here is a chemically defined protocol for the derivation of human kidney podocytes from induced pluripotent stem cells with high efficiency (&#62;90%) and independent of genetic manipulations or subpopulation selection. This protocol produces the desired cell type within 26 days and could be useful for nephrotoxicity testing and disease modeling.

Diferenciación guiada de podocitos renales maduros de células madre pluripotentes inducidas por humanos en condiciones químicamente definidas

Kidney disease affects more than 10% of the global population and costs billions of dollars in federal expenditures. The most severe forms of kidney ...

Single-Cell Optical Action Potential Measurement in Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically carried out in low throughput. Rapid and ongoing expansion of induced pluripotent stem cell (iPSC) technology presents a new standard in cardiovascular research and alternate methods are now necessary to increase throughput of electrophysiological data at a single cell level. VF2.1Cl is a recently derived voltage sensitive dye which provides a rapid single channel, high magnitude response to fluctuations in membrane potential. It possesses kinetics superior to those of other existing voltage indicators and makes available functional data equivalent to that of traditional microelectrode techniques. Here, we demonstrate simplified, non-invasive action potential characterization in externally paced human iPSC derived cardiomyocytes using a modular and highly affordable photometry system.

Here we describe optical acquisition and characterization of action potentials from induced pluripotent stem cell derived cardiomyocytes using a high-speed modular photometry system.

Medición del potencial de acción óptica unicelular en cardiomiocitos derivados de células madre pluripotentes inducidas por humanos

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically ...

Isogenic Kidney Glomerulus Chip Engineered from Human Induced Pluripotent Stem Cells

Chronic kidney disease (CKD) affects 15% of the U.S. adult population, but the establishment of targeted therapies has been limited by the lack of functional models that can accurately predict human biological responses and nephrotoxicity. Advancements in kidney precision medicine could help overcome these limitations. However, previously established in vitro models of the human kidney glomerulus-the primary site for blood filtration and a key target of many diseases and drug toxicities-typically employ heterogeneous cell populations with limited functional characteristics and unmatched genetic backgrounds. These characteristics significantly limit their application for patient-specific disease modeling and therapeutic discovery. 
This paper presents a protocol that integrates human induced pluripotent stem (iPS) cell-derived glomerular epithelium (podocytes) and vascular endothelium from a single patient to engineer an isogenic and vascularized microfluidic kidney glomerulus chip. The resulting glomerulus chip is comprised of stem cell-derived endothelial and epithelial cell layers that express lineage-specific markers, produce basement membrane proteins, and form a tissue-tissue interface resembling the kidney's glomerular filtration barrier. The engineered glomerulus chip selectively filters molecules and recapitulates drug-induced kidney injury. The ability to reconstitute the structure and function of the kidney glomerulus using isogenic cell types creates the opportunity to model kidney disease with patient specificity and advance the utility of organs-on-chips for kidney precision medicine and related applications.

Presented here is a protocol to engineer a personalized organ-on-a-chip system that recapitulates the structure and function of the kidney glomerular filtration barrier by integrating genetically matched epithelial and vascular endothelial cells differentiated from human induced pluripotent stem cells. This bioengineered system can advance kidney precision medicine and related applications.

Chip de glomérulo renal isogénico diseñado a partir de células madre pluripotentes inducidas por humanos

Chronic kidney disease (CKD) affects 15% of the U.S. adult population, but the establishment of targeted therapies has been limited by the lack of ...

Evaluation of Cardiac Contractility Modulation Therapy in 2D Human Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are currently being explored for multiple in vitro applications and have been used in regulatory submissions. Here, we extend their use to cardiac medical device safety or performance assessments. We developed a novel method to evaluate cardiac medical device contractile properties in robustly contracting 2D hiPSC-CMs monolayers plated on a flexible extracellular matrix (ECM)-based hydrogel substrate. This tool enables the quantification of the effects of cardiac electrophysiology device signals on human cardiac function (e.g., contractile properties) with standard laboratory equipment. The 2D hiPSC-CM monolayers were cultured for 2-4 days on a flexible hydrogel substrate in a 48-well format.
The hiPSC-CMs were exposed to standard cardiac contractility modulation (CCM) medical device electrical signals and compared to control (i.e., pacing only) hiPSC-CMs. The baseline contractile properties of the 2D hiPSC-CMs were quantified by video-based detection analysis based on pixel displacement. The CCM-stimulated 2D hiPSC-CMs plated on the flexible hydrogel substrate displayed significantly enhanced contractile properties relative to baseline (i.e., before CCM stimulation), including an increased peak contraction amplitude and accelerated contraction and relaxation kinetics. Furthermore, the utilization of the flexible hydrogel substrate enables the multiplexing of the video-based cardiac-excitation contraction coupling readouts (i.e., electrophysiology, calcium handling, and contraction) in healthy and diseased hiPSC-CMs. The accurate detection and quantification of the effects of cardiac electrophysiological signals on human cardiac contraction is vital for cardiac medical device development, optimization, and de-risking. This method enables the robust visualization and quantification of the contractile properties of the cardiac syncytium, which should be valuable for nonclinical cardiac medical device safety or effectiveness testing. This paper describes, in detail, the methodology to generate 2D hiPSC-CM hydrogel substrate monolayers.

Here, we demonstrate a non-invasive cardiac medical device contractility evaluation method using 2D human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocyte (hiPSC-CM) monolayers, plated on a flexible substrate, coupled with video-based microscopy. This tool will be useful for the in vitro evaluation of the contractile properties of cardiac electrophysiology devices.

Evaluación de la terapia de modulación de la contractilidad cardíaca en cardiomiocitos derivados de células madre humanas 2D

Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are currently being explored for multiple in vitro applications and have been used ...

Generation of Human Blood Vessel Organoids from Pluripotent Stem Cells

An organoid is defined as an engineered multicellular in vitro tissue that mimics its corresponding in vivo organ such that it can be used to study defined aspects of that organ in a tissue culture dish. The breadth and application of human pluripotent stem cell (hPSC)-derived organoid research have advanced significantly to include the brain, retina, tear duct, heart, lung, intestine, pancreas, kidney, and blood vessels, among several other tissues. The development of methods for the generation of human microvessels, specifically, has opened the way for modeling human blood vessel development and disease in vitro and for the testing and analysis of new drugs or tissue tropism in virus infections, including SARS-CoV-2. Complex and lengthy protocols lacking visual guidance hamper the reproducibility of many stem cell-derived organoids. Additionally, the inherent stochasticity of organoid formation processes and self-organization necessitates the generation of optical protocols to advance the understanding of cell fate acquisition and programming. Here, a visually guided protocol is presented for the generation of 3D human blood vessel organoids (BVOs) engineered from hPSCs. Presenting a continuous basement membrane, vascular endothelial cells, and organized articulation with mural cells, BVOs exhibit the functional, morphological, and molecular features of human microvasculature. BVO formation is initiated through aggregate formation, followed by mesoderm and vascular induction. Vascular maturation and network formation are initiated and supported by embedding aggregates in a 3D collagen and solubilized basement membrane matrix. Human vessel networks form within 2-3 weeks and can be further grown in scalable culture systems. Importantly, BVOs transplanted into immunocompromised mice anastomose with the endogenous mouse circulation and specify into functional arteries, veins, and arterioles. The present visually guided protocol will advance human organoid research, particularly in relation to blood vessels in normal development, tissue vascularization, and disease.

This protocol describes the generation of self-organizing blood vessels from human pluripotent and induced pluripotent stem cells. These blood vessel networks exhibit an extensive and connected endothelial network surrounded by pericytes, smooth muscle actin, and a continuous basement membrane.

Generación de organoides de vasos sanguíneos humanos a partir de células madre pluripotentes

An organoid is defined as an engineered multicellular in vitro tissue that mimics its corresponding in vivo organ such that it can be used to study ...

Generation, High-Throughput Screening, and Biobanking of Human-Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiac Spheroids

Human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are of paramount importance for human cardiac disease modeling and therapeutics. We recently published a cost-effective strategy for the massive expansion of hiPSC-CMs in two dimensions (2D). Two major limitations are cell immaturity and a lack of three-dimensional (3D) arrangement and scalability in high-throughput screening (HTS) platforms. To overcome these limitations, the expanded cardiomyocytes form an ideal cell source for the generation of 3D cardiac cell culture and tissue engineering techniques. The latter holds great potential in the cardiovascular field, providing more advanced and physiologically relevant HTS. Here, we describe an HTS-compatible workflow with easy scalability for the generation, maintenance, and optical analysis of cardiac spheroids (CSs) in a 96-well-format. These small CSs are essential to fill the gap present in current in vitro disease models and/or generation for 3D tissue engineering platforms. The CSs present a highly structured morphology, size, and cellular composition. Furthermore, hiPSC-CMs cultured as CSs display increased maturation and several functional features of the human heart, such as spontaneous calcium handling and contractile activity. By automatization of the complete workflow, from the generation of CSs to functional analysis, we increase intra- and inter-batch reproducibility as demonstrated by high-throughput (HT) imaging and calcium handling analysis. The described protocol allows modeling of cardiac diseases and assessing drug/therapeutic effects at the single-cell level within a complex 3D cell environment in a fully automated HTS workflow. In addition, the study describes a straightforward procedure for long-term preservation and biobanking of whole-spheroids, thereby providing researchers the opportunity to create next-generation functional tissue storage. HTS combined with long-term storage will substantially contribute to translational research in a wide range of areas, including drug discovery and testing, regenerative medicine, and the development of personalized therapies.

Presented here is a set of protocols for the generation and cryopreservation of cardiac spheroids (CSs) from human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes cultured in a high-throughput, multidimensional format. This three-dimensional model functions as a robust platform for disease modeling, high-throughput screenings, and maintains its functionality after cryopreservation.

Generación, detección de alto rendimiento y biobancos de esferoides cardíacos derivados de células madre pluripotentes inducidos por humanos

Human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are of paramount importance for human cardiac disease modeling and therapeutics. We ...