Esta labor fue apoyada por los Institutos Canadienses de Investigación en Salud de la Fase 1 premio Clínico Scientist (AG) de y una subvención de funcionamiento de la Sociedad de Investigación del Cáncer (AG). Los autores agradecen al Dr. John Dick por su apoyo a este proyecto.

Una visión general esquemática del protocolo se presenta en la Figura 1. 1. El procesamiento de las muestras de HCC humano Obtener muestras de HCC humano primarias con el consentimiento del paciente por escrito y con la aprobación del comité de ética de investigación institucional. Estos protocolos se han realizado en nuestra institución con la aprobación de la Junta de Ética de Investigación de la Red de Salud de la Universidad en el cumplimiento de todas las directrices institucionales, nacionales e internacionales para el bienestar humano. Obtener muestras de HCC frescos tan pronto como sea posible después del procedimiento quirúrgico muestras una vez apropiadas han sido tomadas para fines clínicos. Idealmente, esto debería tener lugar dentro de 30 min después de la eliminación del tejido del paciente. Como se ilustra en la Figura 2, una muestra de al menos 1 cm 3 obtenida a partir de la periferia del tumor es óptima, como la parte central del tumor puede ser necrótico.Los tumores que no han recibido ningún tratamiento antes de la resección, tales como radiación, quimioterapia o ablación se prefieren a fin de maximizar la probabilidad de que las células tumorales son viables. Mango tejidos humanos primarios de conformidad con los protocolos de protección personal estándar para materiales biológicamente peligrosos. Realice todas las manipulaciones de laboratorio de los tejidos tumorales y preparaciones de células en un gabinete de bioseguridad clase II usando técnicas asépticas. <ol><li> Coloque la muestra HCC fresca en 10-25 ml F12 Modificado Medio Eagle / Ham &#39;s de Dulbecco libre de suero a 4 ° C y transferir en hielo al laboratorio para su procesamiento inmediato y la preparación de fragmentos y / o células de tejido de xenoinjerto en ratones. </li><li> Usando una pinza estéril, coloque la muestra de tumor en un 100 mm x 20 mm placa de Petri u otra superficie de trabajo estéril adecuado. Dividir la muestra de tumor en fragmentos de aproximadamente 2-3 mm 3 utilizando una hoja de bisturí quirúrgico N º 10. En este punto, considere complemento de congelación o formalina fijadoras slgunos fragmentos tumorales para otros experimentos o análisis según sea necesario. </li><li> Para los xenoinjertos de fragmentos de tumor, colocar algunos de los fragmentos de HCC en uno o más tubos de microcentrífuga que contiene suficiente Matrigel para permitir que los fragmentos permanezcan sumergidos. Mantenga estos tubos en hielo. </li><li> Para la preparación de una suspensión de células tumorales, usar la hoja de bisturí quirúrgico para picar el tejido HCC restante tanto como sea posible y mezclar con 5-10 ml de DMEM-F12 en un tubo cónico de 50 ml, dependiendo del volumen de tejido picado. </li><li> Añadir colagenasa tipo IV y dispasa II a concentraciones finales de 200 unidades / ml y 0,8 unidades / ml, respectivamente. Pipetear la mezcla de arriba y abajo, así con una pipeta 25 ml. </li><li> Sellar el tubo e incubar la mezcla de la etapa 1.6 a 37 ° C en un incubador de dióxido de carbono al 5% durante 30-60 min en función de la suavidad del tejido tumoral. Pipetear la mezcla arriba y abajo un par de veces cada 10 min para evaluar la marcha de la digestión enzimática. </li><li> Después digestion es completa, pasar la solución del tumor a través de un colador de 100 micras de células. Machacar suavemente el tejido que queda en el filtro de células usando una punta de pipeta de 25 ml para que el máximo número de células tumorales que pasar a través. Recoger la suspensión de células tensa en un tubo cónico de 15 ml. </li><li> Centrifugar la suspensión de células tumorales a 1.200 rpm durante 5 min a 4 ° C. </li><li> Decantar con cuidado el sobrenadante. Dependiendo del tamaño de la pastilla, añadir 2-5 ml de hielo 1x frío de glóbulos rojos (RBC) tampón de lisis y suavemente pipetee arriba y hacia abajo para volver a suspender el sedimento. Mantener en hielo durante 5 min. </li><li> Añadir DMEM-F12 hasta un volumen total de 15 ml y centrifugar a 1000 rpm durante 5 min a 4 ° C para lavar el tampón de lisis RBC. </li><li> Decantar con cuidado el sobrenadante y resuspender el botón celular tumoral RBC-libre en DMEM-F12. </li><li> Contar las células viables mediante exclusión con azul de tripano, ya sea manualmente o con un contador de células automatizado. </li><li> Alícuotas de células tumorales de centrífuga que contiene la Numbe deseadaR de las células para inyección como se describe anteriormente, resuspender el sedimento celular resultante en 30 l de Matrigel enfriado con hielo, y almacenar en hielo. </li></ol> Opcional: Después del paso 1.11, que rutinariamente agotamos + células CD45 humanos (leucocitos) de la suspensión de células tumorales a granel y / o purificar subconjuntos de células tumorales mediante citometría de flujo o perlas inmunomagnéticas. Los protocolos detallados para estas técnicas están bien descritos por los fabricantes de los anticuerpos pertinentes, perlas, y citómetros de flujo. Nota: El protocolo descrito anteriormente también se puede utilizar para procesar xenoinjertos tumorales humanos recogidas de ratones con el fin de realizar el trasplante en serie, sustituyendo el tejido de xenoinjerto para el tejido HCC humano primario en el paso 1.1. En esta situación, después de la etapa 1.11, que rutinariamente agotamos la infiltración de células murinas de la suspensión celular utilizando un anticuerpo contra el antígeno de histocompatibilidad de ratón H2K. 2.Xenoinjertos Llevar a cabo todos los procedimientos con animales en el cumplimiento de los protocolos aprobados por el comité de cuidado de los animales institucional. Los procedimientos descritos en este documento se han cumplido en un Protocolo específico la utilización de animales aprobado por el Comité de Cuidado de Animales de la Universidad Health Network de conformidad y el cumplimiento de todos los organismos pertinentes de las normativas e institucionales, normas y directrices. Equipo para suministro de agentes anestésicos volátiles inhalatorios a los animales pequeños se debe utilizar de acuerdo con los procedimientos operativos estándar de las instalaciones de animales y el instituto de investigación. Llevar a cabo todos los procedimientos quirúrgicos complejos que requieren una técnica aséptica e instrumentos estériles en un gabinete de seguridad biológica de clase II. Utilizar los no obesos de inmunodeficiencia combinada severa diabético (NOD / SCID) o NOD / SCID / interleucina 2 cadena de nulos receptor gamma (GSN) cepas de ratones de ambos sexos en las 6-8 semanas de edad (The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME) 9,10. Estosratones debe ser alojado y mantenido en una instalación capaz de proporcionar condiciones libres de patógenos adecuados para los animales inmunodeficientes. Preparar los ratones para la cirugía en una cámara de suministro de 5% (v / v) de inhalación de isoflurano en 1 L / min de oxígeno. Mantener la anestesia hasta que haya pérdida de la córnea y la punta reflejo en el animal (s). Para xenoinjerto subcutáneo, afeitarse una o más áreas pequeñas en el dorso del animal (s) y limpiar la piel con etanol al 70%. Para los xenoinjertos intrahepática, afeitar el tórax ventral y el abdomen del animal (s) de la axila hasta la región inguinal y limpiar la piel con etanol al 70%. 2.1 Implantación subcutánea de fragmentos de tumor <ol><li> Coloque el ratón anestesiado propensos, el mantenimiento de la anestesia por inhalación de isoflurano (2% (v / v) en 1 L / min de O 2) con una boquilla. Aplicar Tear-Gel para proteger los ojos del animal de una lesión traumática. </li><li> Esterilizar el área afeitada dorsal (s) con Betadinelavado quirúrgico seguido de etanol al 70% y finalmente con solución de povidona yodada. </li><li> Haga una incisión en la piel 5 mm usando unas tijeras afiladas estériles. </li><li> Inserte una tijera romo cerrado suavemente en el espacio subcutáneo y extender suavemente para desarrollar un bolsillo lo suficientemente grande como para dar cabida a un fragmento de tumor. </li><li> Inserte el fragmento de tumor preparada en el paso 1.3 en el bolsillo subcutáneo usando unas pinzas finas estériles. </li><li> Cierre la incisión de la piel con suturas o grapas. </li><li> Proporcionar cuidados postoperatorios para el ratón, como se describe a continuación. </li></ol> 2.2 La inyección subcutánea de células tumorales <ol><li> Preparar el animal tal como se describe en los pasos 2.1.1 y 2.1.2. </li><li> Cargar la suspensión de células tumorales en Matrigel preparados en la etapa 1.13 en una jeringa de insulina con un 29 G 1/2 en la aguja. </li><li> Insertar la aguja en el espacio subcutáneo y descargar el contenido de la jeringa. Avanzar la aguja varios milímetros a lo largo del plano subcutáneo de distancia from el sitio de la punción de la piel evita la fuga de la suspensión de células del tumor fuera de la zona de punción después de la retirada de la aguja. </li><li> Proporcionar cuidados postoperatorios para el ratón, como se describe a continuación. </li></ol> 2.3 Implantación intrahepática de fragmentos de tumor <ol><li> El uso de un 27 G 1/2 en la aguja en una jeringa de 1 ml, administrar 350 l de estéril por vía subcutánea solución salina normal en el dorso del cuello del animal anestesiado para compensar las pérdidas de líquido intraoperatorias. Para la analgesia, administrar 350 l de solución salina estéril que contiene buprenorfina normal (0,1 mg / kg) por vía subcutánea en el flanco del animal, utilizando una aguja de 27 G en 1/2-in una jeringa de 1 ml. </li><li> Coloque el ratón en posición supina sobre una almohadilla de calefacción con la nariz y la boca posicionado dentro de la boquilla para entregar el mantenimiento de anestesia por inhalación de isoflurano (2% (v / v) en 1 L / min de O 2). </li><li> Extienda las extremidades y fijarlos con cinta a la superficie de operación para optimizar la exposición deel abdomen y el tórax ventral. </li><li> Lleve a cabo el procedimiento bajo una lámpara de aumento para optimizar la visualización. </li><li> Esterilizar la piel afeitada en la parte ventral del abdomen y el tórax con lavado quirúrgico Betadine seguido de etanol al 70% y finalmente con solución de povidona yodada. </li><li> Usando unas tijeras afiladas estériles, hacer una incisión en la piel subcostal bilateral transversal y dividir las capas musculares para entrar en la cavidad peritoneal para permitir una exposición adecuada de todo el hígado. </li><li> Coloque una puntada en la piel por encima de la apófisis xifoides y fijarlo a la boquilla con cinta adhesiva a fin de permitir una mejor exposición del hígado y de las estructuras circundantes. </li><li> Utilice dos hisopos adyacentes y posterior al hígado para estabilizarlo. </li><li> Hacer una incisión de 3 mm de longitud y la profundidad en la superficie del hígado utilizando una hoja de bisturí No. 10 estéril. </li><li> Aplique inmediatamente Surgicel y leve presión sobre la zona de la incisión para lograr la hemostasia, retire después de 60-90 segundosy proceder solamente si la hemostasia completa se ha logrado. </li><li> Coloque un fragmento del tumor paso 1.3 en la incisión del hígado con unas pinzas finas estériles o con una aguja de 18 G. </li><li> Aplique una pequeña pieza de Surgicel sobre la incisión del hígado para evitar el desplazamiento del fragmento del tumor y asegurar la hemostasia continuado. </li><li> Cerrar la incisión con puntos de sutura o grapas. </li><li> Proporcionar los cuidados postoperatorios, como se describe a continuación </li></ol> 2.4 Implantación intrahepática de células tumorales a través inyección directa en el hígado <ol><li> Preparar el ratón como se describe en los Pasos 2.3.1 a 2.3.7 anteriores. </li><li> Cargar la suspensión de células tumorales (preparado en la etapa 1.13) en una jeringa de insulina usando un 29 G 1/2 en la aguja. </li><li> Con el hígado estabilizado utilizando un aplicador de punta de algodón, inserte la aguja de la jeringa de insulina en el hígado y avanzar en la punta unos milímetros más allá del sitio de la punción por un plano subcapsular. </li><li> Descargar suavemente los contenidos de la jeringa y Tgallina retire la aguja del hígado. </li><li> Lugar Surgicel sobre el sitio de la punción y aplique una presión suave con un aplicador con punta de algodón para evitar la fuga de la suspensión de células tumorales y para lograr la hemostasia completa. </li><li> Cerrar la incisión con puntos de sutura o grapas y proporcionar los cuidados postoperatorios, como se describe a continuación. </li></ol> 2.5 xenotrasplante intrahepática de células tumorales a través de la inyección en el bazo <ol><li> Preparar el ratón como se describe en los pasos 2.3.1 y 2.3.5 anteriores. </li><li> Con unas tijeras afiladas estériles, hacen un 1 cm incisión subcostal izquierda para entrar en la cavidad peritoneal. </li><li> Utilice un aplicador con punta de algodón para reflejar el estómago craneal y hacia el lado derecho del animal con el fin de exponer el bazo. </li><li> Por la manipulación de los tejidos adiposos de los alrededores con pinza atraumática finas estériles, entregar el bazo en la incisión y colocar un aplicador con punta de algodón detrás del bazo para estabilizarlo. </li><li> El uso de sutura de seda 5-0, lugarun nudo flojo pre-atado alrededor del bazo por encima del polo inferior. </li><li> Cargar la suspensión de células tumorales (preparado en la etapa 1.13) en una jeringa de insulina usando un 29 G 1/2 en la aguja. </li><li> Inserte la aguja de la jeringa de insulina en el polo inferior del bazo y avanzar más allá del nivel del nudo pre-atado flojo. </li><li> Se descargan lentamente el contenido de la jeringa, retire la aguja del bazo, y apretar el nudo para evitar cualquier fuga de la suspensión de células tumorales inyectadas. </li><li> Vuelva a colocar el bazo en la cavidad peritoneal. </li><li> Cerrar la incisión con puntos de sutura o grapas y proporcionar los cuidados postoperatorios, como se describe a continuación. </li></ol> 2.6 hepatectomía parcial para Facilitar intrahepática injerto de tejido tumoral humano <ol><li> Preparar el ratón como se describe en los pasos 2.3.1 al 2.3.7. </li><li> Con unas tijeras afiladas estériles, se divide el ligamento falciforme unido al lóbulo medio del hígado. </li><li> El uso de un aplicador con punta de algodón, movilizarel lóbulo izquierdo del hígado y la posición de un nudo flojo pre-atado de sutura de seda 5-0 alrededor del lóbulo izquierdo. Avanzar el nudo flojo tan cerca como sea posible hacia el pedículo bilio-vascular del lóbulo izquierdo y apriete el nudo. </li><li> Extirpar el lóbulo izquierdo distal a la ligadura utilizando tijeras estériles, dejando un pequeño tocón para evitar el deslizamiento del nudo y posterior hemorragia. </li><li> Usando una técnica similar, ligar y resecar la mayoría de la lóbulo medio del hígado, evitando la vesícula biliar. </li><li> Uso Surgicel y una presión suave con un aplicador con punta de algodón a lo largo de las superficies de corte en el parénquima hepático para lograr la hemostasia completa. </li><li> Para los xenoinjertos intrahepática de un fragmento de tumor o células tumorales, proceder con pasos 2.3.8 a 2.3.11 o 2.4.2 a 2.4.5 como se describe anteriormente. </li><li> Para xenoinjertos intrahepática de las células tumorales a través de la inyección esplénica, utilizar bastoncillos de algodón para reflejar suavemente el estómago craneal y hacia el lado derecho del animal, exposión del bazo. Continúe con los pasos 2.5.4 al 2.5.9 como se describió anteriormente. </li><li> Cerrar la incisión con puntos de sutura o grapas y proporcionar los cuidados postoperatorios, como se describe a continuación. </li></ol> 2.7 Cuidado Postoperatorio <ol><li> Retire el ratón desde la boquilla de anestesia inhalatoria. </li><li> Coloque el ratón en una jaula bajo una lámpara de calor durante aproximadamente 20 min hasta que se recupere de la anestesia y la movilización totalmente. </li><li> Repetir la dosis de buprenorfina cada 8-12 horas durante los primeros 2 a 3 días del postoperatorio. </li></ol>

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Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Hemos descrito una variedad de técnicas para establecer subcutánea y intrahepáticos xenoinjertos de HCC humano en ratones inmunodeficientes que se pueden aplicar a una amplia variedad de preguntas experimentales y ensayos. Mientras xenoinjertos subcutáneos se han utilizado ampliamente para estudiar diversos aspectos de la biología de HCC, xenoinjertos intrahepáticos raramente se describen en la literatura. Además, la mayoría de los estudios que describen el uso de xenoinjertos han generado estos partir de línea...

El carcinoma hepatocelular (CHC) es el quinto cáncer más común en todo el mundo y el más rápido aumento de la causa de muerte por cáncer en Estados Unidos. El factor de riesgo más frecuente para el CHC es la cirrosis hepática, que ocurre con mayor frecuencia debido a la hepatitis crónica viral, el uso indebido de alcohol, enfermedades autoinmunes o trastornos metabólicos hereditarios 1. A pesar de la pesada carga de enfermedades impuesta por HCC en las poblaciones de todo el mundo, la fisiopatología de la HCC es relativamente poco conocida en comparación con otros cánceres comunes como los colorrectales, de mama o cáncer de próstata. Por ejemplo, los eventos moleculares y celulares específicos tumorigénesis de conducción aún no se han definido claramente 2. Al igual que la mayoría de los otros cánceres epiteliales sólidos, los enfoques genómicos han revelado la heterogeneidad en las aberraciones asociadas con HCC 3. Un número de estudios han puesto de manifiesto la actividad desordenada de una variedad de vías de señalización implicadas en la proliferación celular, sursupervivencia, la diferenciación, y la angiogénesis 4. Además, el papel de las células madre de cáncer en el CHC patobiología Queda por aclarar 5. Con una comprensión limitada de HCC fisiopatología, el arsenal de terapias efectivas para el CHC también ha permanecido relativamente limitada. Pacientes en etapa temprana con tumores confinados al hígado son candidatos para tratamiento curativo mediante la ablación del tumor o la resección quirúrgica, aunque la recurrencia es común. Para los pacientes con enfermedad más avanzada, la quimioterapia y la radiación son de eficacia limitada, y se utilizan principalmente para el control de la enfermedad con intención paliativa 6. Alta calidad en modelos experimentales in vivo de HCC humano por lo tanto proporciona una valiosa plataforma para la investigación básica tan necesaria en la fisiopatología de HCC humano, así como para la evaluación de nuevos enfoques terapéuticos. En comparación con el uso de líneas celulares o modelos de ratón altamente definidos, xenoinjertos de PRImary tumores humanos en ratones inmunodeficientes han surgido como herramientas valiosas para tales estudios ya que son capaces de recapitular la enfermedad humana con alta fidelidad, mientras que también la captura de la heterogeneidad que está presente dentro y entre diferentes pacientes 7,8. Para este fin, hemos desarrollado una variedad de métodos para establecer xenoinjertos de HCC humanos en ratones inmunodeficientes. Mientras que la mayoría de los estudios publicados que implican xenoinjertos de HCC describen el uso de líneas celulares de HCC humano bien establecidos para este propósito, nos hemos centrado en la optimización de nuestros ensayos para generar los xenoinjertos a partir de muestras de HCC primarios obtenidos inmediatamente después de la resección quirúrgica de pacientes. Diferentes técnicas de xenoinjertos pueden ser necesarios para diferentes aplicaciones de investigación. Por ejemplo, xenoinjertos subcutáneos generados a partir de fragmentos de tumor se generan rápidamente, se monitorizan fácilmente, y pueden ser más apropiadas para la administración local de nuevas terapias con convenienteseguimiento de la respuesta del tumor. Xenoinjertos intrahepáticos pueden ser más relevantes para los estudios relativos a la función del microambiente hepática en biología HCC. Los xenoinjertos generados a partir de suspensiones de células tumorales son necesarios para la identificación y caracterización de los subconjuntos de células iniciadoras del tumor o para experimentos que requieren en manipulaciones in vitro de células tumorales antes de los xenotrasplantes. Así, hemos desarrollado y validado los siguientes protocolos para establecer subcutánea o xenoinjertos intrahepáticas de las suspensiones de células o fragmentos tumorales derivadas de muestras de HCC humano primarios.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco's Mod. Eagle Medium/Ham's F12 50/50 Mix x1(DMEM-F12)</td>
			<td>WISENT Bioproducts</td>
			<td>319-075-CL</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase TypeIV</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5138</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispase II</td>
			<td>Stemcell Technologies</td>
			<td>7923</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel Matrix</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>354234</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 % Buffered Formalin solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>HT501128</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9 % Saline Solution (NaCl), sterile</td>
			<td>House Brand</td>
			<td>1011-L8001</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine surgical scrub</td>
			<td>Purdue Pharma</td>
			<td>NPN 00158313</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LORIS 10% PVP-I Solution</td>
			<td>LERNA Pharma Inc.</td>
			<td>109-09</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (Temegesic) NR 0.3 mg/ml</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane USP, 99.9 %, inhalation anesthetic</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td>
			<td>M60302</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tear-Gel</td>
			<td>Novartis Pharmaceuticals</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frozen section compound</td>
			<td>VWR</td>
			<td>95057-838</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryomold, Tissue -Tek</td>
			<td>Sakura Finetek</td>
			<td>4566</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision Glide Needle 18G 1 &frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>305196</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision Glide Needle 27G &frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>305109</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe, 3/10 cc U-100, 29G&frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>309301</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical blade No.10</td>
			<td>Feather Safety Razor Co.</td>
			<td>08-916-5A</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#5-0 Soft silk surgical suture, 3/8" taper point needle</td>
			<td>Syneture</td>
			<td>VS-880</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transpore surgical tape</td>
			<td>3M Health care</td>
			<td>1577-1</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton applicator</td>
			<td>Medpro</td>
			<td>018-425</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgicel, oxidized regenerated cellulose</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>1951</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell strainer 100 &mu;m nylon</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>352360</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnification lighting with mobile base</td>
			<td>Benson medical Industries Inc.</td>
			<td>model: RLM-CLT-120V</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petridish sterile 100x20 mm</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>821474</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue forcep, 1x2 teeth, 4-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A10-302</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson dressing forcep 4-3/4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A10-220</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye dressing forcep, serrated, straight, 4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A19-560</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hartman Hemostatic Forceps, curved, 3-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A12-142</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissor, curved, 4-1/4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A8-690</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissor, straight, 4-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A8-684</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olsen-Hegan needle driver, 5-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A17-228</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice

En modelos experimentales in vivo de carcinoma hepatocelular (HCC) que recapitular la enfermedad humana proporcionan una valiosa plataforma para la investigación en la fisiopatología de la enfermedad y para la evaluación preclínica de nuevas terapias. Se presenta una variedad de métodos para generar subcutánea o ortotópico xenoinjertos de HCC humano en ratones inmunodeficientes que podría ser utilizado en una variedad de aplicaciones de investigación. Con un enfoque en el uso de tejido de tumor primario de pacientes sometidos a resección quirúrgica como punto de partida, se describe la preparación de suspensiones de células o fragmentos de tumor de xenoinjerto. Se describen técnicas específicas para estos tejidos xenoinjerto i) por vía subcutánea, o ii) intrahepatically, ya sea por implantación directa de células tumorales o fragmentos en el hígado, o indirectamente mediante la inyección de células en el bazo de ratón. También describimos el uso de la resección parcial del hígado de ratón nativo en el momento de xenoinjertos como una estrategia parainducir un estado de regeneración hepática activa en el ratón receptor que pueden facilitar el injerto intrahepática de las células tumorales humanas primarias. Los resultados esperados de estas técnicas se ilustran. Los protocolos descritos se han validado utilizando muestras y xenoinjertos humanos HCC primaria, que suelen realizar menos robusta que las líneas celulares de HCC humano bien establecidos que se utilizan ampliamente y frecuentemente citados en la literatura. En comparación con las líneas celulares, se discuten los factores que pueden contribuir a la relativamente baja probabilidad de injerto HCC primaria en modelos de xenotrasplante y hacer comentarios sobre cuestiones técnicas que pueden influir en la cinética de crecimiento de xenoinjertos. También le sugerimos los métodos que deben aplicarse para garantizar que los xenoinjertos obtenidos se asemejan con exactitud HCC tejidos padres.

La Figura 3 muestra la apariencia típica de un xenoinjerto subcutáneo HCC humano y la correspondiente apariencia histopatológica del tumor. El desarrollo y el crecimiento de xenoinjertos subcutáneos pueden ser controlados fácilmente por examen diario de los ratones receptores. El intervalo de tiempo entre los xenoinjertos y el desarrollo de un tumor puede variar mucho dependiendo del tipo de tejido (fragmento de tumor vs suspensión de células), fuente de tejido (muestra primaria paciente, xenoinj...

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Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

Xenoinjertos tumorales humanos en ratones inmunodeficientes son herramientas valiosas para el estudio de la biología del cáncer. Se describen los protocolos específicos para generar los xenoinjertos subcutáneos y intrahepática de células de carcinoma hepatocelular humano o fragmentos tumorales. La regeneración hepática inducida por hepatectomía parcial en ratones receptores se presenta como una estrategia para facilitar el injerto intrahepática.

Generación de subcutánea e intrahepática hepatocelular carcinoma humano xenoinjertos en ratones inmunodeficientes

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

35.7K vistas.  University Health Network.  Xenoinjertos tumorales humanos en ratones inmunodeficientes son herramientas valiosas para el estudio de la biología del cáncer. Se describen los protocolos específicos para generar los xenoinjertos subcutáneos y intrahepática de células de carcinoma hepatocelular humano o fragmentos tumorales. La regeneración hepática inducida por hepatectomía parcial en ratones receptores se presenta como una estrategia para facilitar el injerto intrahepática. 

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Mammary Transplantation of Stromal Cells and Carcinoma Cells in C57BL/6J Mice

The influence of stromal cells, including fibroblasts on mammary tumor progression has been well documented through the use of mouse models, in particular through transplantation of stromal cells and epithelial cells in the mammary gland of mice. Current transplantation models often involve the use of immunocompromised mice due to the different genetic backgrounds of stromal cells and epithelial cells. Extracellular matrices are often used to embed the two different cell types for consistent cell-cell interactions, but involve the use of Matrigel or rat tail collagen, which are immunogenic substrates. The lack of functional T cells from immunocompromised mice prevents accurate assessment of stromal cells on mammary tumor progression in vivo, with important implications on drug development and efficacy. Moreover, immunocompromised mice are costly, hard to breed and require special care conditions. To overcome these obstacles, we have developed an approach to orthotopically transplant stromal cell and epithelial cells into mice from the same genetic background to induce consistent tumor formation. This system involves harvesting normal, carcinoma associated fibroblasts, PyVmT mammary carcinoma cells and collagen from donor C57BL/6J mice. The cells are then embedded in collagen and transplanted in the inguinal mammary glands of female C57BL/6J mice. Transplantation of PyVmT cells alone form palpable tumors 30-40 days post transplantation. Endpoint analysis at 60 days indicates that co-transplantation with fibroblasts enhances mammary tumor growth compared to PyVmT cells transplanted alone. While cells and matrix from C57BL/6J mice were used in these studies, the isolation of cells and matrix and transplantation approach may be applied towards mice from different genetic backgrounds demonstrating versatility. In summary, this system may be used to investigate molecular interactions between stromal cells and epithelial cells, and overcomes critical limitations in immunocompromised mouse models.

In this report, we demonstrate a system to isolate and culture donor cells from the mouse mammary gland, and orthotopically transplant these cells in recipient mice to analyze stromal: epithelial interactions during mammary tumor development.

El trasplante de células del estroma mamario y células de carcinoma en los ratones C57BL/6J

The influence of stromal cells, including fibroblasts on mammary tumor progression has been well documented through the use of mouse models, in particular ...

Investigación

Medicina

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts (CAFs) from Human Mammary Fibroblasts

Carcinomas are complex tissues comprised of neoplastic cells and a non-cancerous compartment referred to as the 'stroma'. The stroma consists of extracellular matrix (ECM) and a variety of mesenchymal cells, including fibroblasts, myofibroblasts, endothelial cells, pericytes and leukocytes 1-3.
The tumour-associated stroma is responsive to substantial paracrine signals released by neighbouring carcinoma cells. During the disease process, the stroma often becomes populated by carcinoma-associated fibroblasts (CAFs) including large numbers of myofibroblasts. These cells have previously been extracted from many different types of human carcinomas for their in vitro culture. A subpopulation of CAFs is distinguishable through their up-regulation of &alpha;-smooth muscle actin (&alpha;-SMA) expression4,5. These cells are a hallmark of 'activated fibroblasts' that share similar properties with myofibroblasts commonly observed in injured and fibrotic tissues 6. The presence of this myofibroblastic CAF subset is highly related to high-grade malignancies and associated with poor prognoses in patients.
Many laboratories, including our own, have shown that CAFs, when injected with carcinoma cells into immunodeficient mice, are capable of substantially promoting tumourigenesis 7-10. CAFs prepared from carcinoma patients, however, frequently undergo senescence during propagation in culture limiting the extensiveness of their use throughout ongoing experimentation. To overcome this difficulty, we developed a novel technique to experimentally generate immortalised human mammary CAF cell lines (exp-CAFs) from human mammary fibroblasts, using a coimplantation breast tumour xenograft model.
In order to generate exp-CAFs, parental human mammary fibroblasts, obtained from the reduction mammoplasty tissue, were first immortalised with hTERT, the catalytic subunit of the telomerase holoenzyme, and engineered to express GFP and a puromycin resistance gene. These cells were coimplanted with MCF-7 human breast carcinoma cells expressing an activated ras oncogene (MCF-7-ras cells) into a mouse xenograft. After a period of incubation in vivo, the initially injected human mammary fibroblasts were extracted from the tumour xenografts on the basis of their puromycin resistance 11.
We observed that the resident human mammary fibroblasts have differentiated, adopting a myofibroblastic phenotype and acquired tumour-promoting properties during the course of tumour progression. Importantly, these cells, defined as exp-CAFs, closely mimic the tumour-promoting myofibroblastic phenotype of CAFs isolated from breast carcinomas dissected from patients. Our tumour xenograft-derived exp-CAFs therefore provide an effective model to study the biology of CAFs in human breast carcinomas. The described protocol may also be extended for generating and characterising various CAF populations derived from other types of human carcinomas.

Experimental Generation of Carcinoma-Associated Fibroblasts CAFs from Human Mammary Fibroblasts

Carcinoma-associated fibroblasts (CAFs) rich in myofibroblasts present within the tumour stroma, play a major role in driving tumour progression. We developed a coimplantation tumour xengraft model for experimentally generating CAFs from human mammary fibroblasts. The protocol describes how to establish CAF myofibroblasts that acquire an ability to promote tumourigenesis.

Generación experimental de carcinoma asociada a los fibroblastos (CAF) a partir de fibroblastos humanos mamarios

Carcinomas are complex tissues comprised of neoplastic cells and a non-cancerous compartment referred to as the 'stroma'. The stroma consists of ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

La inducción de la transición de vejiga invasivo Carcinoma en inmune intacto humanos MUC1 Ratones Transgénicos: Un Modelo para el Desarrollo Inmunoterapia

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live animal &#8211;&#160;particularly in sites with unique physiological and architectural qualities such as the brain. In vitro and ectopic models cannot account for features such as vasculature, blood brain barrier, metabolism, drug delivery and toxicity, and a host of other relevant factors. Orthotopic models have their limitations too, but with proper technique tumor cells of interest can be accurately engrafted into tissue that most closely mimics conditions in the human brain. By employing methods that deliver precisely measured volumes to accurately defined locations at a consistent rate and pressure, mouse models of human brain tumors with predictable growth rates can be reproducibly created and are suitable for reliable analysis of various interventions. The protocol described here focuses on the technical details of designing and preparing for an intracranial injection, performing the surgery, and ensuring successful and reproducible tumor growth and provides starting points for a variety of conditions that can be customized for a range of different brain tumor models.

The brain is a unique site with qualities that are not well represented by in vitro or ectopic analyses. Orthotopic mouse models with reproducible location and growth characteristics can be reliably created with intracranial injections using a stereotaxic fixation instrument and a low pressure syringe pump.

Crear anatómicamente exactos y reproducibles intracraneal xenoinjertos de tumores cerebrales humanos

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

The In Ovo Chick Chorioallantoic Membrane (CAM) Assay as an Efficient Xenograft Model of Hepatocellular Carcinoma

The chick chorioallantoic membrane (CAM) begins to develop by day 7 after fertilization and matures by day 12. The CAM is naturally immunodeficient and highly vascularized, making it an ideal system for tumor implantation. Furthermore, the CAM contains extracellular matrix proteins such as fibronectin, laminin, collagen, integrin alpha(v)beta3, and MMP-2, making it an attractive model to study tumor invasion and metastasis. Scientists have long taken advantage of the physiology of the CAM by using it as a model of angiogenesis. More recently, the CAM assay has been modified to work as an in vivo xenograft model system for various cancers that bridges the gap between basic in vitro work and more complex animal cancer models. The CAM assay allows for the study of tumor growth, anti-tumor therapies, and pro-tumor molecular pathways in a biologically relevant system that is both cost- and time-effective. Here, we describe the development of CAM xenograft model of hepatocellular carcinoma (HCC) with embryonic survival rates of up to 93% and reliable tumor take leading to growth of three-dimensional, vascularized tumors.

The In Ovo Chick Chorioallantoic Membrane CAM Assay as an Efficient Xenograft Model of Hepatocellular Carcinoma

The chick chorioallantoic membrane (CAM) is immunodeficient and highly vascularized, making it a natural in vivo model of tumor growth and angiogenesis. In this protocol, we describe a reliable method of growing three-dimensional, vascularized hepatocellular carcinoma (HCC) tumors using the CAM assay.

los<em&gt; En Ovo</em&gt; Chick corioalantoidea de membrana (CAM) Ensayo como un modelo de xenoinjerto eficiente de carcinoma hepatocelular

The chick chorioallantoic membrane (CAM) begins to develop by day 7 after fertilization and matures by day 12. The CAM is naturally immunodeficient and ...

Th17 Inflammation Model of Oropharyngeal Candidiasis in Immunodeficient Mice

Oropharyngeal Candidiasis (OPC) disease is caused not only due to the lack of host immune resistance, but also the absence of appropriate regulation of infection-induced immunopathology. Although Th17 cells are implicated in antifungal defense, their role in immunopathology is unclear. This study presents a method for establishing oral Th17 immunopathology associated with oral candidal infection in immunodeficient mice. The method is based on reconstituting lymphopenic mice with in vitro cultured Th17 cells, followed by oral infection with Candida albicans (C. albicans). Results show that unrestrained Th17 cells result in inflammation and pathology, and is associated with several measurable read-outs including weight loss, pro-inflammatory cytokine production, tongue histopathology and mortality, showing that this model may be valuable in studying OPC immunopathology. Adoptive transfer of regulatory cells (Tregs) controls and reduces the inflammatory response, showing that this model can be used to test new strategies to counteract oral inflammation. This model may also be applicable in studying oral Th17 immunopathology in general in the context of other oral diseases.

Although Candida infection models are available to study host immune resistance, a model to study T cell mediated immunopathology in the context of Candida infection is absent. Here we describe a method to establish Th17 immunopathology associated with oral Candida infection in immunodeficient mice.

Th17 Inflamación Modelo de candidiasis orofaríngea en ratones inmunodeficientes

Oropharyngeal Candidiasis (OPC) disease is caused not only due to the lack of host immune resistance, but also the absence of appropriate regulation of ...

A "Patient-Like" Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis

The majority of cancer-related deaths are caused by the metastasis of the cancer rather than the primary tumor itself. Yet, the underlying mechanisms of cancer metastasis are still unclear. Animal models are essential for elucidating the mechanisms and for evaluating novel strategies for the treatment of metastatic cancers. Here, an in-depth description of a &#8220;patient-like&#8221; orthotopic syngeneic mouse model for exploring the mechanisms of metastasis of solid organ tumors is provided. The survival surgical implantation of BNL 1ME A.7R.1 mouse hepatocellular carcinoma cells directly into the liver (the organ of origin) of the inbred wild-type immune competent laboratory mouse strain, BALB/c is described. The success and reproducibility of this methodology recommends it for widespread use in elucidating the biological mechanisms of solid organ cancer metastasis.

A &quot;Patient-Like&quot; Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis

The metastatic spread of cancer is the major cause of cancer-related deaths. We provide an in-depth description of our survival surgery methodology for establishing a &#8220;patient-like&#8221; orthotopic syngeneic mouse model system for studying the mechanisms of metastasis in solid organ tumors.

Un &quot;paciente-Like&quot; ortotópico Singénico modelo de ratón de carcinoma hepatocelular Metástasis

The majority of cancer-related deaths are caused by the metastasis of the cancer rather than the primary tumor itself. Yet, the underlying mechanisms of ...

Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals. This article introduces a standard protocol used to induce aortic aneurysms via subcutaneous infusion of angiotensin II (AngII) from implanted osmotic pumps. This protocol includes calculation of AngII amount and dissolution, osmotic pump filling, implantation of osmotic pumps subcutaneously, observation after pump implantation, and harvest of aortas to visualize aortic aneurysms in mice. Subcutaneous infusion of AngII through osmotic pumps following this protocol is a reliable and reproducible technique to induce both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice. Infusion durations range from a few days to several months based on the purpose of the study. AngII 1,000 ng/kg/min is sufficient to provide maximal effects on abdominal aortic aneurysmal formation in male hypercholesterolemic mouse models such as apolipoprotein E deficient or low-density lipoprotein receptor deficient mice. Incidence of abdominal aortic aneurysms induced by AngII infusion via osmotic pumps is 5 - 10 times lower in female hypercholesterolemic mice and also lower in both genders of normocholesterolemic mice. In contrast, AngII-induced thoracic aortic aneurysms in mice are not hypercholesterolemia or gender-dependent. Importantly, multiple features of this mouse model recapitulate those of human aortic aneurysms.

Subcutaneous implantation of osmotic pumps provides a convenient approach for prolonged and consistent delivery of compounds. This approach has been used extensively to study both abdominal and thoracic aortic aneurysms in mice.

Subcutánea angiotensina II infusión usando osmótica Bombas Induce aneurismas aórticos en ratones

Osmotic pumps continuously deliver compounds at a constant rate into small animals.  This article introduces a standard protocol used to induce aortic ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

El agotamiento de las células de ratón a partir de xenoinjertos de tumores humanos mejora significativamente análisis de aguas abajo de las células diana

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Expression of Exogenous Cytokine in Patient-derived Xenografts via Injection with a Cytokine-transduced Stromal Cell Line

Patient-derived xenograft (PDX) mice are produced by transplanting human cells into immune deficient mice. These models are an important tool for studying the mechanisms of normal and malignant hematopoiesis and are the gold standard for identifying effective chemotherapies for many malignancies. PDX models are possible because many of the mouse cytokines also act on human cells. However, this is not the case for all cytokines, including many that are critical for studying normal and malignant hematopoiesis in human cells. Techniques that engineer mice to produce human cytokines (transgenic and knock-in models) require significant expense before the usefulness of the model has been demonstrated. Other techniques are labor intensive (injection of recombinant cytokine or lentivirus) and in some cases require high levels of technical expertise (hydrodynamic injection of DNA). This report describes a simple method for generating PDX mice that have exogenous human cytokine (TSLP, thymic stromal lymphopoietin) via weekly intraperitoneal injection of stroma that have been transduced to overexpress this cytokine. Use of this method provides an in vivo source of continuous cytokine production that achieves physiological levels of circulating human cytokine in the mouse. Plasma levels of human cytokine can be varied based on the number of stromal cells injected, and cytokine production can be initiated at any point in the experiment. This method also includes cytokine-negative control mice that are similarly produced, but through intraperitoneal injection of stroma transduced with a control vector. We have previously demonstrated that leukemia cells harvested from TSLP-expressing PDX, as compared to control PDX, exhibit a gene expression pattern more like the original patient sample. Together the cytokine-producing and cytokine-negative PDX mice produced by this method provide a model system that we have used successfully to study the role of TSLP in normal and malignant hematopoiesis.

Described here is a method for producing exogenous cytokine in patient-derived xenograft (PDX) mice via weekly intraperitoneal injection of a cytokine-transduced stromal cell line. This method broadens the utility of PDX and provides the option for transient or sustained exogenous cytokine delivery in a multitude of PDX models.

Expresión de citoquina exógena en los xenoinjertos derivados del paciente mediante inyección con una línea de células estromales transducidas por citoquinas

Patient-derived xenograft (PDX) mice are produced by transplanting human cells into immune deficient mice. These models are an important tool for studying ...