Diese Arbeit wurde von einem kanadischen Institutes of Health Research Phase 1-Kliniker Scientist Award (AG) und einen Betriebskostenzuschuss aus dem Krebsforschungsgesellschaft (AG) unterstützt. Die Autoren danken Dr. John Dick für seine Unterstützung dieses Projektes.

Eine schematische Übersicht des Protokolls ist in Fig. 1 dargestellt. 1. Die Verarbeitung der Menschen HCC Proben Erhalten primären humanen HCC Proben mit schriftlicher Zustimmung des Patienten und mit Zustimmung der institutionellen Forschungsethik Bord. Diese Protokolle wurden an unserer Hochschule mit Zustimmung des University Health Network Research Ethics Board im Einklang mit allen institutionellen, nationalen und internationalen Richtlinien für die menschliche Wohlfahrt durchgeführt. Sammeln Sie frische HCC Proben so schnell wie möglich nach der Operation einmal geeignete Proben für klinische Zwecke entnommen. Idealerweise sollte dies innerhalb von 30 Minuten nach der Entnahme des Gewebes aus dem Patienten zu nehmen. Wie in Fig. 2 dargestellt, ist eine Probe von mindestens 1 cm 3 aus der Peripherie des Tumors erhalten optimal, da der zentrale Teil des Tumors Nekrose sein.Tumoren, die keine Behandlung vor der Resektion, wie Bestrahlung, Chemotherapie oder Ablation erhalten haben, um die Möglichkeit, dass die Tumorzellen lebensfähig sind, zu maximieren, bevorzugt. Griff primären menschlichen Geweben in Übereinstimmung mit Standard-Protokolle für persönliche Schutz biologisches Material. Führen Sie alle Labor Manipulationen von Tumorgewebe und Zellpräparate in einer Klasse II Biosicherheitswerkbank unter aseptischen Bedingungen. <ol><li> Legen Sie die neue HCC Probe in 10-25 ml Serum-freiem Dulbecco modifiziertem Eagle Medium / Ham &#39;s F12 bei 4 ° C und übertragen auf Eis ins Labor für die sofortige Verarbeitung und Herstellung von Gewebefragmente und / oder Zellen für xenografting in Mäuse. </li><li> Mit einer sterilen Pinzette, legen Sie das Tumorprobe in einem 100 mm x 20 mm Petrischale oder andere geeignete sterile Arbeitsfläche. Teilen Sie die Tumorprobe in Fragmente von etwa 2-3 mm 3 mit einem chirurgischen Skalpell No.10. An dieser Stelle betrachten Snap-Gefrier-oder Formalin-Fixierung some Tumorfragmente für andere Versuche oder Analysen erforderlich. </li><li> Für xenografting von Tumorfragmenten, setzen einige der HCC-Fragmenten in einen oder mehrere Mikrozentrifugenröhrchen mit Matrigel genug, damit die Fragmente untergetaucht bleiben. Bewahren Sie diese Röhrchen auf Eis. </li><li> Zur Herstellung eines Tumorzellsuspension, verwenden die chirurgische Skalpell, um die verbleibenden HCC Gewebe Hackfleisch so viel wie möglich zu mischen und mit 5-10 ml DMEM-F12 in einem 50 ml konischen Röhrchen in Abhängigkeit vom Volumen des zerkleinerten Gewebes. </li><li> Hinzufügen Collagenase Typ IV und Dispase II in Endkonzentrationen von 200 Einheiten / ml bzw. 0,8 Einheiten / ml. Pipettieren Sie die Mischung auf und ab und mit einer 25 ml Pipette. </li><li> Abdichten des Rohres und Inkubation der Mischung aus Schritt 1.6 bei 37 ° C in einer 5% Kohlendioxid-Inkubator für 30-60 min in Abhängigkeit von der Weichheit des Tumorgewebes. Pipettieren Sie die Mischung nach oben und unten ein paar Mal alle 10 min, um die Fortschritte der enzymatischen Verdauung zu beurteilen. </li><li> Nach digestion abgeschlossen ist, passieren die Tumor-Lösung durch einen 100 um Zellsieb. Brei vorsichtig das verbleibende Gewebe auf der Zell Sieb mit einer 25-ml-Pipettenspitze, die maximale Anzahl von Tumorzellen ermöglichen, passieren. Sammeln Sie die angespannte Zellsuspension in einem 15 ml konischen Röhrchen. </li><li> Zentrifugieren der Tumorzellsuspension bei 1.200 Upm für 5 Minuten bei 4 ° C. </li><li> Den Überstand vorsichtig dekantieren. Je nach Größe des Pellets, fügen Sie 2-5 ml eiskaltem 1x roten Blutkörperchen (RBC) Lysepuffer und sanft Pipette auf und ab, um das Pellet zu resuspendieren. Halten auf Eis für 5 min. </li><li> Hinzufügen DMEM-F12 auf ein Gesamtvolumen von 15 ml und zentrifugiert bei 1000 Upm für 5 Minuten bei 4 ° C zum Auswaschen des RBC-Lyse-Puffer. </li><li> Dekantieren Sie vorsichtig den Überstand und resuspendieren RBC freie Tumorzellpellet in DMEM-F12. </li><li> Zählen Sie die lebensfähigen Zellen mit Trypanblau-Ausschluss entweder manuell oder mit einem automatisierten Zellzähler. </li><li> Centrifuge Tumorzelle Aliquots, die das gewünschte number von Zellen für die Injektion, wie oben beschrieben, zu resuspendieren die resultierende Zellpellet in 30 ul eiskaltem Matrigel und auf Eis aufbewahren. </li></ol> Optional: Nach Schritt 1.11, führen wir routine humanen CD45 +-Zellen (Leukozyten) von der Haupttumorzellsuspension und / oder zu reinigen Gruppen von Tumorzellen unter Verwendung von Durchflusszytometrie oder immunmagnetische Kügelchen. Detaillierte Protokolle für diese Verfahren sind von den Herstellern der entsprechenden Antikörper, Perlen und Durchflusszytometer beschrieben. Anmerkung: Die oben beschriebene Protokoll kann auch verwendet werden, um menschliche Tumor-Xenotransplantate von Mäusen, um serielle Transplantation durchführen geerntet verarbeiten, Ersetzen des Xenotransplantatgewebe für die primären humanen HCC-Gewebe in Schritt 1.1. In diesem Fall wird nach Schritt 1.11, führen wir routineInfiltrations murine Zellen aus der Zellsuspension unter Verwendung eines Antikörpers gegen Maus-Histokompatibilitäts-Antigen H2k. 2.Xenografting Führen Sie alle Tierverfahren in Übereinstimmung mit Protokollen, die von der institutionellen Tierpflege Ausschuss genehmigt. Die hier beschriebenen Verfahren sind unter einem bestimmten Tier Verwenden Protokolls durch die University Health Network Animal Care Ausschuss nach und die Einhaltung aller relevanten rechtlichen und institutionellen Agenturen, Vorschriften und Richtlinien zugelassen ist abgeschlossen. Ausrüstung für die Lieferung von Lungen flüchtigen Anästhetika, um kleine Tiere sollten nach Standardverfahren der Tierhaltung und Forschungsinstitut genutzt werden. Führen Sie alle chirurgischen Eingriffen unter aseptischen Bedingungen und sterile Instrumente in einer Klasse II Biosicherheitswerkbank. Nutzen nicht-übergewichtigen Diabetiker schwerer kombinierter Immundefizienz (NOD / SCID) oder NOD / SCID / Interleukin-2-Rezeptor-gamma-Kette null (NSG) Stämme von Mäusen beiderlei Geschlechts bei 6-8 Wochen alt (The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME) 9,10. DieseMäuse müssen untergebracht und gehalten werden, in einer Anlage, in der Lage, pathogenfreien Bedingungen für immundefizienten Tieren. Mäuse Vorbereitung für die Operation in einer Kammer, Zuführen von 5% (v / v) eingeatmet Isofluran in 1 l / min Sauerstoff. Aufrechterhaltung einer Narkose, bis ein Verlust der Hornhaut-und Zehenreflex im Tier (en). Für die subkutane xenografting, rasieren eine oder mehrere kleine Bereiche auf dem Rücken des Tieres (n) und reinigen die Haut mit 70% Ethanol. Für intrahepatischen xenografting, rasieren ventralen Thorax und Abdomen des Tieres (n) von den Achselhöhlen bis in die Leistengegend und reinigen die Haut mit 70% Ethanol. 2.1 Die subkutane Implantation von Tumorfragmenten <ol><li> Setzen Sie den narkotisierten Maus anfällig, die Aufrechterhaltung inhalative Isofluran Anästhesie (2% (v / v) in 1 l / min O 2) mit einem Mundstück. Bewerben Reiß Gel auf die Augen des Tieres von traumatischen Verletzungen zu schützen. </li><li> Sterilisieren Sie die Rücken rasierte Fläche (n) mit Betadinechirurgischen Scheuer von 70% Ethanol, gefolgt und schließlich mit Povidon-Jod-Lösung. </li><li> Machen Sie einen 5 mm Hautschnitt unter Verwendung von sterilen scharfen Schere. </li><li> Legen Sie eine stumpfe Schere geschlossen sanft in den subkutanen Raum und verbreiten vorsichtig, um eine Tasche groß genug, um einen Tumor zu entwickeln Fragment zubringen. </li><li> Legen Sie die Tumor-Fragment in Schritt 1.3 in das subkutane Tasche mit sterilen feinen Pinzette vorbereitet. </li><li> Schließen Sie den Hautschnitt mit Nähten oder Klammern. </li><li> Bereitzustellen postoperativen Versorgung der Maus, wie nachstehend beschrieben. </li></ol> 2.2 Die subkutane Injektion von Tumorzellen <ol><li> Bereiten Sie das Tier wie in den Schritten 2.1.1 und 2.1.2 beschrieben. </li><li> Laden der Suspension der Tumorzellen in Matrigel in Schritt 1.13 in einer Insulinspritze mit einer 29 G 1/2 in Nadel hergestellt. </li><li> Legen Sie die Nadel in den subkutanen Raum und entladen Sie den Inhalt der Spritze. Vorschieben der Nadel mehrere Millimeter entlang der subkutanen Ebene weg from die Haut Einstichstelle verhindert eine Leckage des Tumorzellsuspension aus der Punktionsstelle nach dem Herausziehen der Nadel. </li><li> Bereitzustellen postoperativen Versorgung der Maus, wie nachstehend beschrieben. </li></ol> 2.3 Intrahepatische Implantation von Tumorfragmenten <ol><li> Verwendung einer 27 G 1/2 in Nadel auf eine 1 ml Spritze verabreichen 350 ul steriler physiologischer Kochsalzlösung subkutan in den Rücken des Halses des betäubten Tieres für intraoperative Flüssigkeitsverluste auszugleichen. Für Analgesie zu verabreichen 350 ul steriler normaler Salzlösung, enthaltend Buprenorphin (0,1 mg / kg) subkutan in die Flanke der Tiere unter Verwendung einer 27 G Nadel 1/2-in an einer 1 ml-Spritze. </li><li> Platzieren Sie die Maus in Rückenlage auf einem vorgewärmten Pad mit Nase und Mund innerhalb des Mundstücks positioniert, um Wartung zu liefern inhalative Isofluran Anästhesie (2% (v / v) in 1 l / min O 2). </li><li> Verlängern Sie die Gliedmaßen und sichern Sie sie mit Klebeband an der Bedienoberfläche, um die Exposition zu optimierendas ventrale Abdomen und Thorax. </li><li> Führen Sie das Verfahren unter einem Vergrößerungslampe, um die Visualisierung zu optimieren. </li><li> Sterilisieren der rasierten Haut auf der ventralen Abdomen und des Thorax mit Betadine chirurgischen Scheuer gefolgt von 70% igem Ethanol und schließlich mit Povidon-Jod-Lösung. </li><li> Mit einer sterilen scharfen Schere, einen Quer bilateralen subkostalen Hautschnitt und teilen die Muskelschichten, um die Bauchhöhle geben, um eine ausreichende Belichtung der gesamten Leber zu ermöglichen. </li><li> Legen Sie einen Stich in der Haut über dem Schwertfortsatz und sichern Sie es mit dem Mundstück mit Klebeband, um eine bessere Belichtung der Leber und der umgebenden Strukturen zu ermöglichen. </li><li> Verwenden Sie zwei Wattestäbchen neben und hinter der Leber, um es zu stabilisieren. </li><li> Einen Einschnitt von 3 mm in der Länge und Tiefe auf der Oberfläche der Leber unter Verwendung einer sterilen Skalpellklinge Nr. 10. </li><li> Unmittelbar gelten Surgicel und sanften Druck auf der Einschnittstelle zur Blutstillung zu erreichen, nach 60-90 sec entfernenund fahren nur, wenn vollständige Blutstillung erreicht worden ist. </li><li> Legen Sie eine Tumor Fragment Schritt 1.3 in die Leber Schnitt mit sterilen feinen Pinzette oder mit einem 18-G-Nadel. </li><li> Eine kleine Stück Surgicel über die Leber Einschnitt, um eine Verschiebung des Tumors Fragment zu verhindern und sicherzustellen Fortsetzung Blutstillung. </li><li> Schließen Sie den Schnitt mit Nähten oder Klammern. </li><li> Geben postoperative Betreuung, wie unten beschrieben </li></ol> 2.4 Intrahepatische Implantation von Tumorzellen durch direkte Injektion in die Leber <ol><li> Bereiten Sie die Maus wie in den Schritten 2.3.1 bis 2.3.7 oben beschrieben. </li><li> Laden der Tumorzellsuspension (hergestellt in Schritt 1.13) in einer Insulinspritze mit einer 29 G 1/2 in der Nadel. </li><li> Mit Hilfe eines Baumwollspitze Applikator stabilisiert die Leber, legen Sie die Insulin-Spritzennadel in die Leber und vorab die Spitze einige Millimeter über der Einstichstelle entlang einer subkapsuläre-Ebene. </li><li> Vorsichtig den Inhalt der Spritze und t entladenHenne entfernen Sie die Nadel aus der Leber. </li><li> Platz Surgicel über der Einstichstelle und sanften Druck mit einem Wattestäbchen, um ein Auslaufen der Tumorzellsuspension zu verhindern und die komplette Blutstillung zu erreichen. </li><li> Schließen Sie den Schnitt mit Nähten oder Klammern und bieten Nachsorge wie unten beschrieben. </li></ol> 2,5 Intrahepatische Xenografting von Tumorzellen über Injektion in die Milz <ol><li> Bereiten Sie die Maus wie in den Schritten 2.3.1 bis 2.3.5 oben beschrieben. </li><li> Mit einer sterilen scharfen Schere, stellen eine 1 cm links subkostalen Einschnitt in die Bauchhöhle gelangen. </li><li> Verwenden Sie ein Wattestäbchen, um den Magen kranial und zur rechten Seite des Tieres, um die Milz aussetzen reflektieren. </li><li> Durch den Umgang mit den umliegenden Fettgewebe mit sterilen feinen atraumatischen Pinzette, liefern die Milz in den Schnitt und setzen Sie ein Wattestäbchen hinter der Milz, um es zu stabilisieren. </li><li> Mit 5-0 Seidenfaden, Orteine lose Vor-gebundenen Knoten rund um die Milz über dem unteren Pol. </li><li> Laden der Tumorzellsuspension (hergestellt in Schritt 1.13) in einer Insulinspritze mit einer 29 G 1/2 in der Nadel. </li><li> Legen Sie die Insulin-Spritzennadel in den unteren Pol der Milz und voran es über das Niveau des Vor-lose gebundenen Knoten. </li><li> Langsam Entladen der Inhalt der Spritze, entfernen Sie die Nadel aus der Milz, und ziehen Sie die Knoten, um ein Auslaufen der injizierten Tumorzellsuspension zu verhindern. </li><li> Ersetzen Sie die Milz in die Bauchhöhle. </li><li> Schließen Sie den Schnitt mit Nähten oder Klammern und bieten Nachsorge wie unten beschrieben. </li></ol> 2.6 Teilhepatektomie zu Intrahepatische Verpflanzung von menschlichen Tumorgewebe Erleichterung <ol><li> Bereiten Sie die Maus wie in den Schritten 2.3.1 bis 2.3.7 beschrieben. </li><li> Mit sterilen scharfen Schere, teilen Sie die Lig. falciforme zur mittleren Leberlappen angebracht. </li><li> Mit einem Wattestäbchen, mobilisierender linke Leberlappen und die Position einer losen Pre-gebundenen Knoten von 5-0 Seidenfaden um den linken Leberlappen. Schieben Sie den lockeren Knoten so nah wie möglich in Richtung der bilio-Gefäßstiel des linken Lappens und ziehen Sie den Knoten. </li><li> Verbrauchsteuern die linke Lappen distal der Ligatur mit sterilen Schere, so dass eine kleine Baumstumpf, um ein Rutschen des Knotens und die anschließende Blutung zu verhindern. </li><li> Verwendung einer ähnlichen Technik, zu ligieren und zu resezieren die Mehrheit der Mittellappen der Leber, die Gallenblase zu vermeiden. </li><li> Verwenden Surgicel und sanften Druck mit einem Wattestäbchen an den Schnittflächen des Leberparenchyms, komplette Blutstillung zu erreichen. </li><li> Für intrahepatischen xenografting Fragment eines Tumors oder Tumorzellen, fahren Sie mit Schritte 2.3.8 bis 2.3.11 oder 2.4.2 auf 2.4.5 wie oben beschrieben. </li><li> Für intrahepatischen xenografting von Tumorzellen über Milz-Injektion, nutzen Wattestäbchen sanft spiegeln den Magen kranial und zur rechten Seite des Tieres, exposing der Milz. Fahren Sie mit Schritt 2.5.4 bis 2.5.9 wie oben beschrieben. </li><li> Schließen Sie den Schnitt mit Nähten oder Klammern und bieten Nachsorge wie unten beschrieben. </li></ol> 2.7 Postoperative Behandlung <ol><li> Entfernen Sie die Maus von der Inhalationsanästhesie Mundstück. </li><li> Platzieren Sie die Maus in einem Käfig unter einer Wärmelampe für ca. 20 Minuten, bis aus der Narkose erholt und voll mobilisiert. </li><li> Wiederholen Sie die Buprenorphin-Dosis alle 8 bis 12 Stunden während der ersten 2-3 Tage nach der Operation. </li></ol>

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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Wir haben eine Reihe von Techniken beschrieben, um subkutane und intrahepatische menschlichen HCC-Xenotransplantaten in immundefizienten Mäusen, die mit einer Vielzahl von experimentellen Fragen und Assays angewandt werden können herzustellen. Während subkutane Xenotransplantate wurden allgemein verwendet, um verschiedene Aspekte der Biologie HCC zu untersuchen, werden intra-Xenotransplantaten in der Literatur kaum beschrieben. Darüber hinaus haben die meisten Studien, die den Einsatz von Fremdtransplantaten diese v...

Das Leberzellkarzinom (HCC) ist die fünfthäufigste Krebserkrankung weltweit und der am schnellsten zunehmenden Krebstodesursache in Nordamerika. Die häufigste Risikofaktor für HCC ist Leberzirrhose, am häufigsten auftretenden durch chronische Virushepatitis, Alkoholmissbrauch, Autoimmunerkrankungen oder erbliche Stoffwechselstörungen ein. Trotz der schweren Krankheitslast durch HCC auf Populationen weltweit verhängt wird die Pathophysiologie der HCC relativ schlecht im Vergleich zu anderen häufigen Krebsarten wie Darm-, Brust-, oder Prostatakrebs zu verstehen. Beispielsweise spezifische molekulare und zelluläre Ereignisse Antriebs Tumorigenese bleiben klar definiert werden 2. Wie die meisten anderen soliden epithelialen Tumoren wurden genomische Ansätze Heterogenität der Aberrationen mit HCC 3 zugeordnet enthüllt. Eine Reihe von Studien haben ungeordneten Aktivität einer Vielzahl von Signalwegen im Zellproliferation beteiligt sur ergabÜberleben, Differenzierung und Angiogenese 4. Darüber hinaus bleibt die Rolle der Krebsstammzellen in HCC Pathobiologie geklärt werden 5. Mit einer begrenzten Verständnis der Pathophysiologie HCC hat das Rüstzeug von wirksamen Therapien für HCC blieb auch relativ begrenzt. Frühstadium Patienten mit Tumoren auf die Leber beschränkt sind kurative Therapie mit Tumorablation oder chirurgische Resektion, wenn Wiederholung ist üblich. Bei Patienten mit fortgeschrittener Erkrankung, Chemotherapie und Bestrahlung sind von begrenzter Wirksamkeit und sind vor allem für Krankheitskontrolle mit palliativer Absicht 6 verwendet. Hohe Qualität in-vivo-Versuchsmodellen menschlicher HCC damit eine wertvolle Plattform für die dringend benötigte Grundlagenforschung in der Pathophysiologie des menschlichen HCC sowie zur Bewertung von Therapien. Verglichen mit der Verwendung von Zell-Linien oder hoch definiert Mausmodellen Xenotransplantate primary menschlichen Tumoren in immungeschwächten Mäusen haben als wertvolle Instrumente für solche Studien entstanden, da sie in der Lage, rekapituliert die menschliche Krankheit mit hoher Wiedergabetreue, während auch die Erfassung der Heterogenität, die innerhalb und zwischen verschiedenen Patienten 7,8 vorhanden ist, sind. Zu diesem Zweck haben wir eine Vielzahl von Methoden, um menschliche HCC Xenografts in immundefizienten Mäusen zu etablieren entwickelt. Während die Mehrheit der veröffentlichten Studien mit HCC Xenografts beschreiben die Verwendung von etablierten menschlichen HCC Zelllinien zu diesem Zweck haben wir uns auf die Optimierung unserer Tests zur Heterotransplantate aus primären HCC Proben sofort nach der chirurgischen Resektion von Patienten erhalten generieren konzentriert. Verschiedene Techniken können xenografting für verschiedene Forschungsanwendungen erforderlich. Zum Beispiel sind subkutane Xenografts aus Tumor-Fragmente erzeugt schnell erzeugt werden, leicht zu überwachen, und kann mehr für die lokale Verwaltung neuartiger Therapeutika mit bequemen angemessen seinÜberwachung von Tumorantwort. Intrahepatischen Xenotransplantate kann für Studien in Bezug auf die Rolle der Lebermikro in HCC Biologie relevanter. Xenotransplantate aus Tumorzellsuspensionen erzeugt sind für die Identifizierung und Charakterisierung von Tumor-initiierende Zellen-Untergruppen oder für Experimente in vitro-Manipulationen von Tumorzellen vor der Xenotransplantation erfordern erforderlich. Damit haben wir entwickelt und validiert die folgenden Protokolle zur subkutanen oder intra-Heterotransplantate aus Zellsuspensionen oder Tumorfragmente aus primären humanen HCC Proben abgeleitet etablieren.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco's Mod. Eagle Medium/Ham's F12 50/50 Mix x1(DMEM-F12)</td>
			<td>WISENT Bioproducts</td>
			<td>319-075-CL</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase TypeIV</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C5138</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispase II</td>
			<td>Stemcell Technologies</td>
			<td>7923</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel Matrix</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>354234</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 % Buffered Formalin solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>HT501128</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9 % Saline Solution (NaCl), sterile</td>
			<td>House Brand</td>
			<td>1011-L8001</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine surgical scrub</td>
			<td>Purdue Pharma</td>
			<td>NPN 00158313</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LORIS 10% PVP-I Solution</td>
			<td>LERNA Pharma Inc.</td>
			<td>109-09</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (Temegesic) NR 0.3 mg/ml</td>
			<td>Reckitt Benckiser</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane USP, 99.9 %, inhalation anesthetic</td>
			<td>Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td>
			<td>M60302</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tear-Gel</td>
			<td>Novartis Pharmaceuticals</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frozen section compound</td>
			<td>VWR</td>
			<td>95057-838</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryomold, Tissue -Tek</td>
			<td>Sakura Finetek</td>
			<td>4566</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision Glide Needle 18G 1 &frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>305196</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision Glide Needle 27G &frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>305109</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe, 3/10 cc U-100, 29G&frac12;</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>309301</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical blade No.10</td>
			<td>Feather Safety Razor Co.</td>
			<td>08-916-5A</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#5-0 Soft silk surgical suture, 3/8" taper point needle</td>
			<td>Syneture</td>
			<td>VS-880</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transpore surgical tape</td>
			<td>3M Health care</td>
			<td>1577-1</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton applicator</td>
			<td>Medpro</td>
			<td>018-425</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgicel, oxidized regenerated cellulose</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>1951</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell strainer 100 &mu;m nylon</td>
			<td>Becton-Dickinson Biosciences</td>
			<td>352360</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnification lighting with mobile base</td>
			<td>Benson medical Industries Inc.</td>
			<td>model: RLM-CLT-120V</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petridish sterile 100x20 mm</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>821474</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue forcep, 1x2 teeth, 4-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A10-302</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adson dressing forcep 4-3/4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A10-220</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye dressing forcep, serrated, straight, 4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A19-560</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hartman Hemostatic Forceps, curved, 3-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A12-142</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissor, curved, 4-1/4"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A8-690</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissor, straight, 4-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A8-684</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olsen-Hegan needle driver, 5-1/2"</td>
			<td>Almedic</td>
			<td>A17-228</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generation of subcutaneous and intrahepatic human hepatocellular carcinoma xenografts in immunodeficient mice

In-vivo-Versuchsmodellen des hepatozellulären Karzinoms (HCC), der die menschliche Krankheit rekapitulieren eine wertvolle Plattform für die Erforschung der Krankheit Pathophysiologie und für die präklinische Evaluierung neuer Therapien. Wir stellen eine Vielzahl von Methoden zur subkutanen oder orthotopen HCC menschlichen Xenotransplantaten in immundefizienten Mäusen, die in einer Vielzahl von Forschungsanwendungen verwendet werden, erzeugen könnte. Mit einem Fokus auf der Verwendung von Primärtumorgewebe von Patienten, die sich chirurgischen Resektion als Ausgangspunkt beschreiben wir die Herstellung von Zellsuspensionen oder Tumorfragmente für xenografting. Wir beschreiben spezielle Techniken, um diese Gewebe i) subkutane Xenotransplantat oder ii) intrahepatisch, entweder durch direkte Implantation von Tumorzellen oder Fragmente in der Leber, oder indirekt durch Injektion von Zellen in der Milz der Maus. Wir beschreiben auch die Verwendung von partiellen Resektion des nativen Mausleber bei der xenografting als Strategie zurinduzieren einen Zustand der aktiven Leberregeneration in der Empfängermaus, die die intra-Transplantation von primären humanen Tumorzellen erleichtern können. Die erwarteten Ergebnisse dieser Techniken dargestellt. Die beschriebenen Protokolle wurden mit primären humanen HCC Proben und Heterotransplantate, die in der Regel weniger robust durchzuführen als die etablierten menschlichen HCC Zelllinien, die weit verbreitet sind und in der Literatur häufig zitiert validiert. Im Vergleich zu Zelllinien diskutieren wir Faktoren, die auf die relativ geringe Chance primären HCC Anwachsen der Xenotransplantation Modelle beitragen und kommentieren technischen Fragen, die die Kinetik der Xenograft Wachstum beeinflussen können. Wir empfehlen auch Methoden, die eingesetzt werden, sollten sicherstellen, dass Heterotransplantate erhalten genau ähneln Mutter HCC Gewebe werden.

Fig. 3 zeigt das typische Aussehen einer subkutanen humanen HCC Xenotransplantat und die entsprechende histologische Erscheinung des Tumors. Die Entwicklung und das Wachstum der subkutanen Heterotransplantate können leicht durch tägliche Prüfung der Empfängermäuse überwacht werden. Das Zeitintervall zwischen xenografting und die Entwicklung eines Tumors kann stark in Abhängigkeit von der Art des Gewebes (Fragment gegen Tumor-Zellsuspension), Gewebequelle (primäre Patientenprobe, agierte Xenograf...

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Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

Menschen Tumorxenotransplantaten in immundefizienten Mäusen sind wertvolle Werkzeuge, um Krebsbiologie zu studieren. Spezifische Protokolle subkutane und intra-Heterotransplantate aus menschlichen Leberzellkarzinom-Zellen oder Tumorfragmente zu erzeugen, werden beschrieben. Leberregeneration nach partieller Hepatektomie in Empfängermäuse induziert wird, als eine Strategie, um intra-Transplantation zu erleichtern präsentiert.

Generierung von subkutanen und Intrahepatische Menschenleberzellkarzinom Xenografts in immundefizienten Mäusen

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

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