This work was supported by the National Institutes of Health Grants R01 DK091526 (JO), NSF 0852416(DTE), and Chicago Diabetes Project.

1. Preparing the Mouse Islets
<ol>
	<li>Dissect C57BL/6 mice and isolate islets by collagenase digestion and Ficoll density gradient separation. (Refer to JOVE articles referenced in2,3).</li>
	<li>Incubate islets in RPMI-1640 medium containing 10% FBS, 1% penicillin/streptomycin, and 20 mM HEPES in Petri&#160;dishes (37 &#176;C, 5% CO2). Post-isolation, culture islets for 24 hr prior to use in experiments. Use the islets within 1-2 days to ensure consistent results.</li>
</ol>
2. Making the Microfluidic Platform
<ol>
	<li>Generate the microstructure geometries on transparency photomasks for each device layer: 1) inlet and outlet, 2) Glucose microfluidic layer with perifusion chamber (8 mm diameter x 3 mm, 150 &#956;l), 3) 200 &#956;m membrane with microwells (500 &#956;m diameter, 100 &#956;m deep), and 4) gas microfluidic layers.</li>
	<li>To fabricate the Inlet and outlet layer, pour degassed, premixed PDMS to a height of 1.5 mm in a blank Petri dish and cure at 80 &#176;C for 2 hr. Punch 2 mm diameter input/out ports.</li>
	<li>To fabricate the glucose microfluidic layer, spin two 350 &#956;m layers of SU8-2150 to form a single 700 &#956;m layer on a 4 in&#160;silicon wafer.
	<ol>
		<li>Expose UV light through the appropriate photomask to transfer microchannel pattern onto the SU8 after development, producing a 700 &#956;m tall master.</li>
		<li>Pour degassed, premixed PDMS onto this master to a height of 3 mm and cure at 80 &#176;C for 2 hr. Cut this PDMS to shape with a razor blade.</li>
		<li>Punch 2 mm diameter input/output ports as well as the 8 mm diameter chamber.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>To fabricate the 200 &#956;m membrane with microwells, spin SU8-2100 to 100 &#956;m. Apply the same UV-lithography to transfer microwell patterns onto this 100 &#956;m tall master.
	<ol>
		<li>Spin degassed, premixed PDMS onto this master at 900 rpm for 30 sec and cure at 80 &#176;C for 10 min. Spin a second layer on top of the first using the same conditions, resulting in a 200 &#956;m PDMS membrane containing microwell patterns.</li>
		<li>Punch 2 mm diameter input/output ports through this membrane</li>
	</ol>
	</li>
	<li>To fabricate the gas microfluidic layer, spin SU8-2100 to 100 &#956;m. Apply the same UV-lithography to transfer gas microfluidic patterns onto this 100 &#956;m tall master.
	<ol>
		<li>Pour degassed, premixed PDMS onto this master to a height of 1.5 mm and cure at 80 &#176;C for 2 hr. Cut the PDMS to shape with a razor blade.</li>
		<li>Punch 2 mm diameter input/output ports through this layer</li>
	</ol>
	</li>
	<li>To bond the multiple layers, prepare them by cleaning with scotch tape, exposing to corona arc, and then aligning by hand in the following order.
	<ol>
		<li>Bond the membrane to the bottom gas layer with microwells facing up.</li>
		<li>Bond the glucose microfluidic on top of the microwell membrane.</li>
		<li>Bond the inlet and outlet layer on the very top, encapsulating the whole assembly.</li>
		<li>Reinforce the bonding by adding 1 kg weight on top and baking at 100 &#176;C for 3 hr.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Leak-test the completed device by loading water into the aqueous layer, then submerging the entire device under water. Then, flow air through the gas layer with an empty syringe.</li>
	<li>Sterilize leak-free devices with 70% ethanol through the aqueous layer then flush with PBS buffer, in which the device is stored at 4 &#176;C until use.</li>
</ol>
3. Microdispenser Setup
<ol>
	<li>Obtain 2 microdispensers, 5 V and 20 V DC power supplies, and a digital I/O board to construct the oxygen mixing and delivery setup.
	<ol>
		<li>Connect the microdispensers&#39; control leads to the included driver units.</li>
		<li>Connect the drivers to the digital I/O board at ports corresponding to Labview controls.</li>
		<li>Connect the 5 V and 20 V power supplies to corresponding contacts on the drive units.</li>
		<li>Connect the digital I/O to a laptop to execute Labview codes for gas control (Appendix).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Connect one microdispenser to nitrogen while another to compressed air, both with 5% CO2. Set both gases to 2 psi. Hook up the dispensers&#39; outputs in a T-junction prior to entering the microfluidic device.</li>
	<li>Using a leak-tested device, characterize the transient response of oxygen modulation by cycling the microdispensers between 5-21% oxygen, while measuring dissolved oxygen in water with a fiber optic oxygen sensor (see equipment list and representative results).</li>
</ol>
4. Setting Up at the Microscopy
<ol>
	<li>Mount the device to the heated stage on the inverted microscope.</li>
	<li>Connect 0% and 21% O2 gases to the device and calibrate with the oxygen sensor.</li>
	<li>Connect the output port of the glucose microfluidics to a fraction collector.</li>
	<li>Prepare the Krebs Ringer bicarbonate buffer (KRB): 129 mM NaCl, 5 mM NaHCO3, 4.7 mM KCl, 1.2 mM KH2PO4, 1 mM CaCl2&#183;2H2O, 1.2 mM MgSO4&#183;7H2O, 10 mM HEPES pH 7.35-7.40, 2 mM basal glucose, and 5% FBS.</li>
	<li>Prepare two buffer solutions containing 2 mM and 14 mM glucose respectively in 50 ml conical tubes bathed in 37 &#176;C water bath.</li>
	<li>Connect a peristaltic pump to draw buffer at 250 &#956;l/min into tubing. Flow the tubing over a 37 &#176;C hotplate before entering the microfluidic device.</li>
	<li>To stain the islets, add Fura-2 AM in DMSO and Rh123 in 100% ethanol to 2 ml of KRB to reach final dye concentrations of 5 &#956;M and 2.5 &#956;M, respectively.</li>
	<li>Pick up islets with a 10 &#956;l pipette and incubate in dyes for 30 min at 37 &#176;C.</li>
	<li>Load approximately 20 islets into the device via the glucose microchannel inlet. Direct the islets into the chamber by priming buffer from the outlet back into the inlet.</li>
	<li>Perfuse the islets in buffer for 10 min to wash away excess dyes.</li>
</ol>
5. Running the Simultaneous Oxygen and Glucose Stimulation
<ol>
	<li>Deliver a glucose stimulation pulse with 5 min of baseline established by KRB2, followed by 15 min of 14 mM stimulation, then wash for 15 min in KRB2.</li>
	<li>Record 340/380 nm excitation wavelength for Fura-2 and 534 emission for Rh123.</li>
	<li>Make measurements of a normal pulse (14 mM normoxic) before each experiment.</li>
	<li>For oxygen modulation (hypoxia/intermittent hypoxia), only apply buffer flow during stimulation and washing steps and no flow in other steps, to minimize convective disturbances.</li>
	<li>Collect effluents from glucose outlet at 1 min intervals for ELISA insulin assay.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Lo, J. F., Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+Preconditioning+via+Multimodal+Microfluidic+Modulation+of+Intermittent+Hypoxia.">Islet Preconditioning via Multimodal Microfluidic Modulation of Intermittent Hypoxia.</a> Anal. Chem. 84 (4), 1987-1993 (2012).</li><li>Qi, M., Barbaro, B., Wang, S., Wang, Y., Hansen, M., Oberholzer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Pancreatic+Islet+Isolation:+Part+I:+Digestion+and+Collection+of+Pancreatic+Tissue.">Human Pancreatic Islet Isolation: Part I: Digestion and Collection of Pancreatic Tissue.</a> J. Vis. Exp.. , e1125 (2009).</li><li>Qi, M., Barbaro, B., Wang, S., Wang, Y., Hansen, M., Oberholzer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Pancreatic+Islet+Isolation:+Part+II:+Purification+and+Culture+of+Human+Islets.">Human Pancreatic Islet Isolation: Part II: Purification and Culture of Human Islets.</a> J. Vis. Exp.. , e1343 (2009).</li><li>Shapiro, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Islet+Transplantation+in+Seven+Patients+with+Type+1+Diabetes+Mellitus+Using+a+Glucocorticoid-Free+Immunosuppressive+Regimen.">Islet Transplantation in Seven Patients with Type 1 Diabetes Mellitus Using a Glucocorticoid-Free Immunosuppressive Regimen.</a> N. Engl. J. Med. 343 (4), 230-238 (2000).</li><li>Adewola, A. F., Wang, Y., Harvat, T., Eddington, D. T., Lee, D., Oberholzer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Multi-Parametric+Islet+Perifusion+System+within+a+Microfluidic+Perifusion+Device.">A Multi-Parametric Islet Perifusion System within a Microfluidic Perifusion Device.</a> J. Vis. Exp.. , e1649 (2010).</li><li>Mohammed, J. S., Wang, Y., Harvat, T. A., Oberholzer, J., Eddington, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+device+for+multimodal+characterization+of+pancreatic+islets.">Microfluidic device for multimodal characterization of pancreatic islets.</a> Lab Chip. 9, 97-106 (2009).</li><li>Carreras, A., Kayali, F., Zhang, J., Hirotsu, C., Wang, Y., Gozal, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic+Effects+Of+Intermittent+Hypoxia+In+Mice:+Steady+Versus+High+Frequency+Applied+Hypoxia+Daily+During+The+Rest+Period.">Metabolic Effects Of Intermittent Hypoxia In Mice: Steady Versus High Frequency Applied Hypoxia Daily During The Rest Period.</a> AJP - Regu Physiol. 303 (7), 700-709 (2012).</li><li>Lee, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-dependent+changes+in+glucose+and+insulin+regulation+during+intermittent+hypoxia+and+continuous+hypoxia.">Time-dependent changes in glucose and insulin regulation during intermittent hypoxia and continuous hypoxia.</a> Eur. J. Appl. Physiol. , (2012).</li><li>Kane, B. J., Zinner, M. J., Yarmush, M. L., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver-specific+functional+studies+in+a+microfluidic+array+of+primary+mammalian+hepatocytes.">Liver-specific functional studies in a microfluidic array of primary mammalian hepatocytes.</a> Anal. Chem. 78, 4291-4298 (2006).</li><li>Lam, R. H. W., Kim, M. C., Thorsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culturing+aerobic+and+anaerobic+bacteria+and+mammalian+cells+with+a+microfluidic+differential+oxygenator.">Culturing aerobic and anaerobic bacteria and mammalian cells with a microfluidic differential oxygenator.</a> Anal. Chem. 81, 5918-5924 (2009).</li><li>Polinkovsky, M., Gutierrez, E., Levchenko, A., Groisman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fine+temporal+control+of+the+medium+gas+content+and+acidity+and+on-chip+generation+of+series+of+oxygen+concentrations+for+cell+cultures.">Fine temporal control of the medium gas content and acidity and on-chip generation of series of oxygen concentrations for cell cultures.</a> Lab Chip. 9, 1073-1084 (2009).</li><li>Mehta, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+measurement+and+control+of+oxygen+levels+in+microfluidic+poly(dimethylsiloxane)+bioreactors+during+cell+culture.">Quantitative measurement and control of oxygen levels in microfluidic poly(dimethylsiloxane) bioreactors during cell culture.</a> Biomed. Microdev. 9 (2), 123-134 (2007).</li><li>Vollmer, A. P., Probstein, R. F., Gilbert, R., Thorsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+an+integrated+microfluidic+platform+for+dynamic+oxygen+sensing+and+delivery+in+a+flowing+medium.">Development of an integrated microfluidic platform for dynamic oxygen sensing and delivery in a flowing medium.</a> Lab Chip. 5, 1059-1066 (2005).</li><li>Chen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+oxygen+gradients+in+microfluidic+devices+for+cell+culture+using+spatially+confined+chemical+reactions.">Generation of oxygen gradients in microfluidic devices for cell culture using spatially confined chemical reactions.</a> Lab Chip. 11, 3626-3633 (2011).</li><li>Lo, J. F., Sinkala, E., Eddington, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxygen+gradients+for+open+well+cellular+cultures+via+microfluidic+substrates.">Oxygen gradients for open well cellular cultures via microfluidic substrates.</a> Lab Chip. 10, 2394-2401 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

The multiple modalities integrated in this islet hypoxia technique present several points noted here for troubleshooting. First the isolated islets continue to degrade and disintegrate in culture due to digestive enzymes from acinar cells. Standardizing experiments to 1-2 days after islet isolation is thus critical in obtaining consistent results. Second, the aqueous flow was stopped during hypoxia and intermittent hypoxia to prevent convective clearance at the boundary between laminar flow and diffusion. This seems to l...

Hipoxia dinámica es importante en la biología, especialmente para los trasplantes de islotes Hipoxia dinámica es una fisiológico importante, así como parámetro fisiopatológico en muchos tejidos biológicos. Cambio en oxígeno, por ejemplo, es una señal potente del desarrollo en la angiogénesis. Por otra parte, los patrones espaciales y temporales de la hipoxia modulan HIF1-alfa y juegan un papel en enfermedades como el cáncer de páncreas. La hipoxia es también un factor de confusión que afectan los resultados del trasplante de islotes. Recientemente, temporalmente, las oscilaciones de la hipoxia, o hipoxia intermitente (IH) han demostrado beneficios en los islotes &quot;de preacondicionamiento&quot; 1. Sin embargo, los efectos de la hipoxia estáticos y transitorios sobre la fisiología del islote aún no han sido bien entendidas o estudiadas, sobre todo debido a la falta de herramientas adecuadas para controlar el microambiente de los islotes. Los islotes están bien vascularizados in vivo Islotes pancreáticos son 50-400<html> Agregados esferoidales m de células endocrinas, incluyendo las células beta y alfa-células que son responsables de la homeostasis de la glucosa; 56. Cuando los islotes se exponen a la glucosa estimulador en la sangre, la absorción y la glucólisis plomo para la producción de ATP, que se abre de potasio sensibles a ATP (KATP) canales y los resultados en el influjo de calcio que desencadena la exocitosis de los gránulos de insulina. El oxígeno es importante para conducir este proceso en gran medida metabólica y la secreción de insulina está influenciada significativamente por la dinámica del flujo de sangre y el suministro de oxígeno además de los gradientes de glucosa. Islotes realizar fácilmente esta respuesta de la glucosa de la insulina in vivo, ya que son altamente perfundidos en el páncreas, cada uno dentro de una longitud de la célula de un vaso capilar. Sin embargo, la densa red de capilares intraislet se elimina por la colagenasa durante islote aislamiento 2,3. En consecuencia, los suministros de oxígeno y de nutrientes se ven limitados a un perímetro de 100 m debido a las limitaciones de difusión. paso éxito &quot;&gt; Las técnicas actuales han limitado en la recreación microambiente islote Dinámica de oxígeno y de glucosa nativos Recreating de los islotes, clave para el modelado de condiciones fisiológicas y fisiopatológicas, es difícil de lograr con cámaras hipóxicas estándar que requieren flujo elaborada y carecen de un seguimiento continuo de las funciones de los islotes. Por otra parte, las terapias de trasplante para la diabetes Tipo I exponen islotes aislados a la hipoxia en el sistema portal hepático 4 que tiene pO mucho más bajo 2 (&lt;2%, 5-15 mm de Hg) en comparación con el páncreas fisiológica (5,6%, 40 mmHg). Post-trasplante, los injertos de islotes tomar dos semanas o más para ser revascularizado. Se ha demostrado que la exposición hipóxica deteriora la glucosa-insulina mecanismo de acoplamiento de los islotes. Entre los factores de acoplamiento estímulo-secreción, señalización de calcio, potenciales mitocondriales, y la cinética de la insulina puede ser fácilmente monitoreada usando microfluidos. Nuestra técnica de microfluidos anterior demostró esta reseguimiento de al-tiempo con una modulación precisa del microambiente acuosa alrededor solo islote 5,6. Sin embargo, la cuantificación de deterioro hipóxico del islote está obstaculizado por la falta de técnicas de estimulación y la monitorización simultánea. Por lo tanto, la combinación de control de microfluidos de oxígeno y monitoreo de los islotes puede mejorar estudios de hipoxia de los islotes. Microfluídica pueden recrear y modular el microambiente acuosa y oxígeno La técnica estándar para estudios de tejidos y la cultura de hipoxia se ha basado en cámaras de hipoxia. En general, las cámaras de hipoxia proporcionan concentraciones individuales de oxígeno con tiempos de equilibrio en ~ 10-30 min, incompatibles con la hipoxia dinámico minutos en escala. Dos estudios recientes utilizan pequeñas cámaras personalizadas para exposición a la hipoxia intermitente en ratones enteros, con resultados contradictorios sobre la respuesta a la insulina inducida por glucosa 7,8. Tenga en cuenta que en todo el nivel animal, el oxígeno respirado no es directamente tranprogramado para islotes capilar pO 2, debido a los controles en el sistema respiratorio. Además, estos estudios no tienen los niveles de oxígeno estandarizados, ni prevén medidas en tiempo real a nivel de tejido de los islotes. Por otro lado, la microfluídica de oxígeno pueden superar estas limitaciones mediante el control de oxígeno a través de redes de canales de gas. Por otra parte, la microfluídica es compatible con imágenes en vivo durante la modulación de oxígeno, una hazaña en la actualidad no es posible con cámaras hipóxicas estándar. Un número de estos nuevos enfoques de microfluidos utilizar la permeabilidad a los gases de polidimetilsiloxano para disolver las concentraciones de oxígeno en microcanales que fluyen los medios de comunicación sobre las células diana 9-14. Estos dispositivos también se han integrado varias concentraciones discretas de oxígeno, sensores de oxígeno basados ​​en fluorescencia, e incluso la generación química de oxígeno en el chip. Microfluidos basada en solvatación líquidos tienen dificultades para mantener, gradientes continuos estables como iT depende de mezcla convectiva que es sensible a las condiciones de flujo. En comparación, la técnica que usamos aquí se centra en la disminución de la trayectoria de difusión de la entrega de oxígeno. La solvatación de gas y el flujo de cizallamiento se eliminan mediante la difusión de oxígeno directamente a través de una membrana sembrada con células o tejidos de los islotes. Esto elimina los microfluidos adicionales necesarios para el control de solvatación y evita el estrés de cizalla innecesarios a los islotes, que a su vez puede desencadenar la liberación de insulina. Esta plataforma se ha utilizado para demostrar las especies reactivas del oxígeno (ROS) sobre regulación en los extremos tanto hiperóxicas e hipóxicas (2-97% O 2) en el cultivo de células 1,15. Debido a la prestación directa de oxígeno y la eliminación del flujo de tensiones, nuestra plataforma basada en la difusión proporciona la solución óptima de microfluidos para el estudio de la hipoxia de los islotes. Estimulación y monitoreo multimodal Microfluidos basada en la difusión también aporta beneficios adicionales cuando se adapta para el estudio de millas del islotecrophysiology. Mediante el uso de una membrana como barrera de difusión, el líquido puede ser aislado de las modulaciones de oxígeno, lo que permite controles de estimulaciones acuosas de glucosa independientemente de estímulos hipóxicos. Esto crea una estimulación simultánea de sándwich que espacialmente pin-puntos de entrega a los islotes. Además, como el gas es modulada temporalmente a través de microinyectores computarizados, que pueden modular la concentración de oxígeno 21 a 0% digitalmente con el tiempo transitorio menos de 60 seg. Los controles dinámicos de oxígeno y el microambiente de la glucosa en el microscopio permiten un protocolo multimodal en tiempo real que no sería posible o extraordinariamente engorroso el uso de cámaras de hipoxia estándar. El uso de este dispositivo, la señalización de calcio (Fura-AM), los potenciales mitocondriales (rodamina 123), y la cinética de insulina (ELISA) fueron monitorizados para proporcionar una imagen completa de la respuesta dinámica de la glucosa de la insulina en condiciones de hipoxia.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Reagent/Material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spinner</td>
			<td>Laurell</td>
			<td>WS-400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SU8</td>
			<td>MicroChem</td>
			<td>SU8-2150/SU8-2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Hotplate</td>
			<td>PMC Dataplate</td>
			<td>722A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV Curing Lamp</td>
			<td>OmniCure</td>
			<td>S1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PMDS</td>
			<td>Dow Chemical</td>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corona Wand</td>
			<td>ETP</td>
			<td>BD-20AC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Chamber</td>
			<td>Bel-Art</td>
			<td>420220000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdispensers</td>
			<td>The Lee Company</td>
			<td>IKTX0322000A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 V and 20 V DC Power</td>
			<td>Radio Shack</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NI USB</td>
			<td>National Instrument</td>
			<td>NI USB-6501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermometer</td>
			<td>Omega Engineering, Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic Pump</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>Minipulse 2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Sensor</td>
			<td>Ocean Optics</td>
			<td>NeoFox</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fraction Collector</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pippette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>Finnpipette II 100&#956;l</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Epifluorescence Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>DMI 4000B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml Conical Tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fura-2 Fluorescence Dye</td>
			<td>Molecular Probes, Life Technologies</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rhodamine 123 Fluorescence Dye</td>
			<td>Molecular Probes, Life Technologies</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Culture Media</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>RPMI-1640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 in Silicone Tubings</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>1/16 in x 1/8 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 ml Eppendorf Tubes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Y-connectors</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>1/16 in and 4 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Connectors</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>female Luer plug 1/16 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Connectors</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>1/16 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elbow Connector</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>1/16 in</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

quantitative and temporal control of oxygen microenvironment at the single islet level

Oxigenación simultánea y seguimiento de los factores de acoplamiento estímulo-secreción de glucosa en una sola técnica es crítico para el modelado de estados fisiopatológicos de la hipoxia de los islotes, especialmente en entornos de trasplante. Técnicas de cámara de hipoxia estándar no pueden modular ambas estimulaciones al mismo tiempo ni proporcionar supervisión en tiempo real de los factores de acoplamiento estímulo-secreción de glucosa. Para hacer frente a estas dificultades, hemos aplicado una técnica de microfluidos de capas múltiples para integrar tanto acuosas como modulaciones de fase de gas a través de una membrana de difusión. Esto crea un sándwich de estimulación alrededor de los islotes microscaled dentro de la polidimetilsiloxano transparente (PDMS) de dispositivo, que permita el control de los factores de acoplamiento antes mencionados a través de microscopía de fluorescencia. Además, la entrada de gas es controlado por un par de Microdosificador, proporcionando, modulaciones cuantitativos sub-minuto de oxígeno entre 0-21%. Esta hipoxia intermitente se aplica para investigar un nuevo fenómeno de la islat preacondicionamiento. Por otra parte, armado con microscopía multimodal, hemos sido capaces de mirar calcio detallada y dinámica del canal K ATP durante estos eventos de hipoxia. Tenemos la visión de la hipoxia de microfluidos, especialmente esta técnica de fase dual simultáneo, como una herramienta valiosa en el estudio de los islotes, así como muchos tejidos in vivo ex.

Central to this islet hypoxia technique is the ability to modulate aqueous and gaseous phase stimulation in the same microfluidic chamber with minute-scale transients. Figure 1 is a representative result of the a) dual stimulations and b) fast modulations measured within the islet chamber. Aqueous modulation, shown by introduction of fluorescein into the chamber, achieves equilibrium in three to four minutes of mixing. Furthermore, oxygen can be stepped from 5-21% with fast transients, enabling cycling o...

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Quantitative and Temporal Control of Oxygen Microenvironment at the Single Islet Level

Microfluidic oxygen control confers more than just convenience and speed over hypoxic chambers for biological experiments. Especially when implemented via diffusion through a membrane, microfluidic oxygen can provide simultaneous liquid and gas phase modulations at the microscale-level. This technique enables dynamic multi-parametric experiments critical for studying islet pathophysiology.

Control cuantitativo y temporal del Microambiente oxígeno en el Islote de un solo nivel

Simultaneous oxygenation and monitoring of glucose stimulus-secretion coupling factors in a single technique is critical for modeling pathophysiological ...

quantitative-temporal-control-oxygen-microenvironment-at-single-islet

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.1K vistas.  University of Michigan-Dearborn. Microfluidic oxygen control confers more than just convenience and speed over hypoxic chambers for biological experiments. Especially when implemented via diffusion through a membrane, microfluidic oxygen can provide simultaneous liquid and gas phase modulations at the microscale-level. This technique enables dynamic multi-parametric experiments critical for studying islet pathophysiology.