Los autores agradecen al Dr. Wolf-Dieter Stalz, al Dr. Arnaud Remy, al Dr. Anton Posch, a la Dra. Patricia Piatti, a Tom Davies, a Kris Simonyi y a Jeff Durban por su revisión crítica y edición de este manuscrito. Los autores también agradecen a Allison Schwartz por su apoyo técnico.

1. Preparación de muestras de proteínas
(Se describe un procedimiento típico para extraer proteínas del cultivo celular)
<ol><li>Coloque el plato de cultivo celular HeLa en hielo y lave las células con solución salina tamponada tris helada (TBS; 20 mM Tris-HCl, pH 7.5, 150 mM NaCl).</li>
	<li>Aspirar el TBS, luego añadir 1 ml por tampón RIPA helado de 100 mm (50 mM Tris-HCl pH 8.0, 150 mM NaCl, 1% NP-40, 0.5% desoxicolato de sodio, 0.1% SDS) complementado con inhibidores de fosfatasa y proteasa.</li>
	<li>Raspe las células adherentes del plato usando un raspador de células de plástico frío; transfiera suavemente la suspensión celular a un tubo microcentrífuga preenfriado.</li>
	<li>Mantenga la agitación constante durante 30 minutos a 4 °C en un rotador.</li>
	<li>Girar a 16.000 x g durante 20 min en una centrífuga preenfriada de 4 °C.</li>
	<li>Retire suavemente el tubo de la centrífuga y colóquelo sobre hielo. Transfiera el sobrenadante a un tubo fresco mantenido en hielo y deseche el pellet.</li>
	<li>Retire un pequeño volumen (10-20 μl) de lisato para realizar un ensayo de proteínas. Determine la concentración de proteínas para cada muestra utilizando el kit de ensayo RC DC.</li>
	<li>Si es necesario, alícuota las muestras de proteína para su almacenamiento a largo plazo a -20 °C. Repetir los ciclos de congelación y descongelación causa degradación de proteínas y debe evitarse.</li>
	<li>Tome aproximadamente 20 μg de cada muestra, agregue un volumen igual de 2x Laemmli Sample Buffer (4% SDS, 10% 2-mercaptoetanol, 20% glicerol, 0.004% bromofenol azul, 125 mM Tris-HCl, pH 6.8).</li>
	<li>Calentar cada celda de lisiar en tampón de muestra a 95 °C durante 5 min.</li>
	<li>Centrífuga a 16.000 x g en una microcentrífuga durante 1 min.</li>
</ol>2. Electroforesis en gel con geles sin manchas (~ 30 min)
<ol><li>Tome un criterio TGX Cualquier gel prefabricado sin manchas KD (un gel de formato midi), retire el peine y la cinta de la parte inferior del cassette.</li>
	<li>Coloque el cassette en la celda Criterion y llene la cámara tampón superior integrada con un tampón de 60 ml (25 mM Tris, 190 mM de glicina, 0,1% de SDS, pH 8,3). Enjuague los pozos con un búfer en funcionamiento.</li>
	<li>Llene cada mitad del tanque de búfer inferior con un tampón de 400 ml en funcionamiento hasta la línea de llenado marcada.</li>
	<li>Cargue las muestras de proteína y los marcadores de proteína apropiados.</li>
	<li>Coloque la tapa en el tanque, alineando los tapones de plátano codificados por colores con los gatos correspondientes en la tapa.</li>
	<li>Ejecute el gel durante ~ 30 minutos a 200 V o 20 minutos a 300 V.</li>
</ol>3. Imágenes de gel sin manchas utilizando el sistema Chemidoc MP para verificar la calidad de separación de proteínas (~ 5 min)
<ol><li>Retire el cassette de gel de la célula. Utilice la herramienta de apertura de cassette de gel en la tapa de Criterion Cell para abrir el cassette y soltar el gel.</li>
	<li>Aplique un par de mililitros de agua en el centro de la bandeja de muestras UV del captador de imágenes ChemiDoc MP. Levante cuidadosamente el gel del cassette y colómelo en la bandeja.</li>
	<li>Inicie el software Image Lab y capture la imagen de gel sin manchas (Figura 1A) con los siguientes ajustes: Aplicación: gel sin manchas Tiempo de activación del gel: 1 min Área de imagen: gel criterio Tiempo de exposición de la imagen: optimizado automáticamente para las bandas más intensas</li>
	<li>Retire el gel de la bandeja de muestra y proceda inmediatamente a la transferencia paso.</li>
</ol>4. Transferencia de proteínas con el sistema Trans-Blot Turbo (~ 10 min)
<ol><li>Abra un paquete de transferencia Trans-Blot Turbo Midi PVDF; coloque la pila inferior (que incluye la membrana) en la base del cassette de transferencia.</li>
	<li>Coloque el gel en la parte superior de la membrana, coloque la pila superior en el gel y despliegue burbujas.</li>
	<li>Coloque la tapa sobre la base del cassette y gire el dial para bloquearlo.</li>
	<li>Inserte el cassette en la bahía de blotter.</li>
	<li>Inicie la transferencia seleccionando un programa Turbo preestablecido y eligiendo el tamaño del gel Criterion (midi) y, a continuación, presione EJECUTAR. Una carrera típica toma sólo 7 minutos.</li>
	<li>Cuando termine la transferencia, desmonte el sándwich secante y coloque tanto la mancha blanca /negra como el gel en un recipiente con agua desionizada.</li>
</ol>5. Gel sin manchas e imágenes de manchas usando el sistema Chemidoc MP para verificar la eficiencia y calidad de la transferencia de proteínas (~ 5 min)
<ol><li>Coloque el gel posterior a la transferencia en la bandeja de muestra del imager ChemiDoc MP.</li>
	<li>Inicie el software Image Lab y capture la imagen libre de manchas del gel posterior a la transferencia (Figura 1B) con los siguientes ajustes: Aplicación: gel sin manchas Tiempo de activación del gel: ninguno Área de imagen: gel criterio Tiempo de exposición de la imagen: igual al tiempo de exposición para la imagen de gel pretransferible</li>
	<li>Retire el gel de la bandeja de muestra y, a continuación, la imagen de la mancha blanca /negra (Figura 1C) con los siguientes ajustes. Mantenga la mancha blanca /negra mojada con unas gotas de agua o TBST al realizar la toma de imágenes. Aplicación: mancha libre de manchas Área de imagen: gel criterio Tiempo de exposición de la imagen: optimizado automáticamente para las bandas más intensas</li>
	<li>Retire la membrana secante de la bandeja de muestra y colóquela en un recipiente con TBST (0,1% Tween 20 en TBS).</li>
</ol>6. Incubación de anticuerpos
<ol><li>Bloquee colocando la mancha blanca /negra en una solución de la albúmina de suero bovino del 3% (BSA) en TBST en la temperatura ambiente por 1 hora.</li>
	<li>Incubar la mancha blanca /negra durante la noche a 4 °C en la solución que contiene anticuerpo primario de ratón levantado contra la primera proteína diana y anticuerpo primario de conejo levantado contra la segunda proteína diana.</li>
	<li>Vierta la solución que contiene el anticuerpo primario. A continuación, lave la mancha agitando en 20 ml de TBST durante 5 min. Repetir 4x para un total de 5 lavados.</li>
	<li>Incubar durante 1 hora a temperatura ambiente en la solución de anticuerpos secundarios que contiene un anticuerpo conjugado de cabra-anti-ratón Dylight 650 y un anticuerpo conjugado de cabra-anti-conejo Dylight 549.</li>
	<li>Vierta la solución que contiene el anticuerpo primario. A continuación, lave la mancha agitando en 20 ml de TBST durante 5 min. Repetir 4x para un total de 5 lavados.</li>
</ol>7. Imágenes y análisis de datos por software de laboratorio de imágenes- Normalización de proteínas totales (~ 5 min)
<ol><li>Adquirir una imagen fluorescente multiplexante de la mancha blanca /negra (Figura 1E) abriendo un nuevo protocolo multicanal, configurar tres canales fluorescentes y ejecutar el protocolo. Canal 1: Aplicación: blot Dylight 650 Área de imagen: gel criterio Tiempo de exposición de la imagen: optimizado automáticamente para las bandas más intensas Canal 2: Aplicación: blot Dylight 549 Área de imagen: gel criterio Tiempo de exposición de la imagen: optimizado automáticamente para las bandas más intensas Canal 3: Aplicación: mancha libre de manchas Área de imagen: gel criterio Tiempo de exposición de la imagen: optimizado automáticamente para las bandas más intensas</li>
	<li>Haga clic en el icono Normalización del Cuadro de herramientas Análisis y haga clic en Sí para detectar carriles y bandas.</li>
	<li>Seleccione y utilice "Herramientas de carriles y bandas" para realizar ajustes en los carriles y bandas si es necesario.</li>
	<li>Seleccione imagen libre de manchas como canal de normalización.</li>
	<li>Seleccione Herramientas de análisis de MW y asigne los carriles estándar de MW marcando las casillas debajo de ellos.</li>
	<li>Para ver los volúmenes normalizados, haga clic en la Tabla de análisis de la barra de herramientas. Todos los cálculos serán realizados automáticamente por el software, incluyendo el factor de normalización y volúmenes normalizados. Los valores de intensidad de la banda de la proteína objetivo ahora se ajustan para la variación en la carga de proteínas. Esto permitirá comparaciones precisas de proteínas diana entre las muestras.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Aldridge, G. M., Podrebarac, D. M., Greenough, W. T., Weiler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+total+protein+stains+as+loading+controls:+an+alternative+to+high-abundance+single-protein+controls+in+semi-quantitative+immunoblotting.">The use of total protein stains as loading controls: an alternative to high-abundance single-protein controls in semi-quantitative immunoblotting.</a> J. Neurosci. Methods. 172 (2), 250-254 (2008).</li><li>Bauer, D. E., Haroutunian, V., McCullumsmith, R. E., Meador-Woodruff, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+four+housekeeping+proteins+in+elderly+patients+with+schizophrenia.">Expression of four housekeeping proteins in elderly patients with schizophrenia.</a> J. Neural. Transm. 116 (4), 487-491 (2009).</li><li>Casta&#241;o, Z., Kypta, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Housekeeping+Proteins:+Limitations+as+References+During+Neuronal+Differentiation.">Housekeeping Proteins: Limitations as References During Neuronal Differentiation.</a> Open Neurosci. J. 2, 36-40 (2008).</li><li>Colella, A. D., Chegenii, N., Tea, M. N., Gibbins, I. L., Williams, K. A., Chataway, T. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Stain-Free+gels+with+traditional+immunoblot+loading+control+methodology.">Comparison of Stain-Free gels with traditional immunoblot loading control methodology.</a> Anal. Biochem. 430 (2), 108-110 (2012).</li><li>Cully, T. R., Edwards, J. N., Friedrich, O., Stephenson, D. G., Murphy, R. M., Launikonis, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+plasma+membrane+Ca-ATPase+and+stromal+interacting+molecule+1+expression+levels+for+Ca2++signaling+in+dystrophic+mdx+mouse+muscle.">Changes in plasma membrane Ca-ATPase and stromal interacting molecule 1 expression levels for Ca2+ signaling in dystrophic mdx mouse muscle.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 303 (5), (2012).</li><li>Dittmer, A., Dittmer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beta-actin+is+not+a+reliable+loading+control+in+Western+blot+analysis.">Beta-actin is not a reliable loading control in Western blot analysis.</a> Electrophoresis. 27 (14), 2844-2845 (2006).</li><li>Dutka, T. L., Lamboley, C. R., McKenna, M. J., Murphy, R. M., Lamb, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+carnosine+on+contractile+apparatus+Ca2++sensitivity+and+sarcoplasmic+reticulum+Ca2++release+in+human+skeletal+muscle+fibers.">Effects of carnosine on contractile apparatus Ca2+ sensitivity and sarcoplasmic reticulum Ca2+ release in human skeletal muscle fibers.</a> J. Appl. Physiol. 112 (5), 728-736 (2012).</li><li>Elliott, S., Busse, L., Swift, S., McCaffery, I., Rossi, J., Kassner, P., Begley, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+expression+and+function+of+erythropoietin+receptors+in+the+kidney.">Lack of expression and function of erythropoietin receptors in the kidney.</a> Nephrol. Dial. Transplant. 27 (7), 2733-2745 (2012).</li><li>Eslami, A., Lujan, J., Western, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blotting:+Sample+Preparation+to+Detection.">Blotting: Sample Preparation to Detection.</a> J. Vis. Exp. (44), (2010).</li><li>Ferguson, R. E., Carroll, H. P., Harris, A., Maher, E. R., Selby, P. J., Banks, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Housekeeping+proteins:+a+preliminary+study+illustrating+some+limitations+as+useful+references+in+protein+expression+studies.">Housekeeping proteins: a preliminary study illustrating some limitations as useful references in protein expression studies.</a> Proteomics. 5 (2), 566-571 (2005).</li><li>Greer, S., Honeywell, R., Geletu, M., Arulanandam, R., Raptis, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Housekeeping+genes;+expression+levels+may+change+with+density+of+cultured+cells.">Housekeeping genes; expression levels may change with density of cultured cells.</a> J. Immunol. Methods. 355 (1-2), 76-79 (2010).</li><li>G&#252;rtler, A., Kunz, A., Gomolka, M., Hornhardt, S., Friedl, A. A., McDonald, K., Kohn, J. E., Posch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stain-Free+Technology+as+Normalization+Tool+in+Western+Blot+Analysis.">Stain-Free Technology as Normalization Tool in Western Blot Analysis.</a> Anal. Biochem. 433 (2), 105-111 (2013).</li><li>Hagiwara, M., Kobayashi, K., Tadokoro, T., Yamamoto, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+SYPRO+Ruby-+and+Flamingo-stained+polyacrylamide+gels+to+Western+blot+analysis.">Application of SYPRO Ruby- and Flamingo-stained polyacrylamide gels to Western blot analysis.</a> Anal. Biochem. 397 (2), 262-264 (2010).</li><li>Heidebrecht, F., Heidebrecht, A., Schulz, I., Behrens, S. E., Bader, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+semiquantitative+Western+blot+technique+with+increased+quantification+range.">Improved semiquantitative Western blot technique with increased quantification range.</a> J. Immunol. Methods. 345 (1-2), 40-48 (2009).</li><li>Jensen, R. B., Ozes, A., Kim, T., Estep, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kowalczykowski+SC+BRCA2+is+epistatic+to+the+RAD51+paralogs+in+response+to+DNA+damage.">Kowalczykowski SC BRCA2 is epistatic to the RAD51 paralogs in response to DNA damage.</a> DNA Repair. , (2013).</li><li>Lanoix, D., St-Pierre, J., Lacasse, A. 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K., McKenna, M. J., Murphy, R. M., Lamb, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=S-glutathionylation+of+troponin+I+(fast)+increases+contractile+apparatus+Ca2++sensitivity+in+fast-twitch+muscle+fibres+of+rats+and+humans.">S-glutathionylation of troponin I (fast) increases contractile apparatus Ca2+ sensitivity in fast-twitch muscle fibres of rats and humans.</a> J. Physiol. 590, 1443-1463 (2012).</li><li>Murphy, R. M., Dutka, T. L., Horvath, D., Bell, J. R., Delbridge, L. M., Lamb, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ca2+-dependent Proteolysis of Junctophilin 1 and Junctophilin 2 in Skeletal and Cardiac. 591, 719-729 (2012).</li><li>Neill, U. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=All+Data+are+not+created+Equal.">All Data are not created Equal.</a> J. Clin. Invest. 119, 224 (2009).</li><li>P&#233;rez-P&#233;rez, R., L&#243;pez, J. A., Garc&#237;a-Santos, E., Camafeita, E., G&#243;mez-Serrano, M., Ortega-Delgado, F. J., Ricart, W., Fern&#225;ndez-Real, J. M., Peral, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uncovering+suitable+reference+proteins+for+expression+studies+in+human+adipose+tissue+with+relevance+to+obesity.">Uncovering suitable reference proteins for expression studies in human adipose tissue with relevance to obesity.</a> PLoS One. 7 (1), (2012).</li><li>Rocha-Martins, M., Njaine, B., Silveira, M. 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M., Polat, B., Hagemann, C., Anacker, J., Flentje, M., Vordermark, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Absence+of+GAPDH+regulation+in+tumor-cells+of+different+origin+under+hypoxic+conditions+in-vitro.">Absence of GAPDH regulation in tumor-cells of different origin under hypoxic conditions in-vitro.</a> BMC Res. Notes. 13 (2), 8 (2009).</li><li>Suzuki, O., Koura, M., Noguchi, Y., Uchio-Yamada, K., Matsuda, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+sample+mixtures+for+standard+curve+creation+in+quantitative+western+blots.">Use of sample mixtures for standard curve creation in quantitative western blots.</a> Exp. 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Los autores, Anton Posch, Jonathan Kohn, Kenneth Oh, Matt Hammond y Ning Liu son empleados de Bio-Rad Laboratories, Inc.

El protocolo mancha-libre V3 descrito arriba está para multiplexar borrar occidental fluorescente. También se puede aplicar en western blotting usando la detección quimioluminiscente. En el protocolo occidental fluorescente múltiplex de la mancha blanca /negra, las imágenes mancha-libres de la mancha blanca /negra se adquieren en dos puntos del tiempo: 1) derecho después de transferencia de la proteína; 2) en el paso fluorescente múltiplex de la proyección de imagen después de la incubación del anticuerpo. La primera imagen libre de manchas se utiliza para calcular la eficiencia de transferencia y la segunda imagen libre de manchas se utiliza como control de carga. Cuando se aplica el método quimioluminiscente, no es posible tomar una imagen múltiplex para las señales de proteína libre de manchas y diana, porque la señal quimioluminiscente también aparecerá en el canal libre de manchas. En este caso, recomendamos utilizar la imagen libre de manchas tomada justo después del paso de transferencia de proteínas para el control de carga y el análisis de normalización.
El flujo de trabajo occidental V3 proporciona los siguientes beneficios únicos en comparación con el flujo de trabajo tradicional de western blot que utiliza proteínas de limpieza como controles de carga:
En primer lugar, el flujo de trabajo V3 proporciona un control de carga práctico, conveniente y más fiable para validar los cambios en el nivel de la proteína de interés. El protocolo V3 utiliza un control de carga total de proteínas para normalizar el nivel de la proteína de interés medido en cada muestra. Evita dos escollos de usar las proteínas de limpieza como controles de carga: inmunodetección saturada y niveles inconsistentes de expresión de proteínas de limpieza entre las muestras bajo ciertas condiciones experimentales. Ya no es necesario despojar y sondear los pasos con anticuerpos dirigidos contra la limpieza. Utilizando la tecnología libre de manchas, no hay necesidad de manchar y des-manchar una mancha con manchas como Coomassie o Sypro Ruby para la medición de la proteína total. Se tarda solo unos segundos en adquirir una imagen de mancha y unos 5 minutos para hacer la normalización total de proteínas utilizando el software Image Lab.
En segundo lugar, el flujo de trabajo V3 permite a los científicos tomar un mejor control del procedimiento occidental porque hace que el procedimiento sea más transparente e introduce varios puntos de control para el control de calidad. Con la ayuda de la tecnología libre de manchas, los investigadores pueden visualizar sus muestras de proteínas tanto en el gel como en la mancha blanca /negra. Los científicos pueden evaluar la integridad de la muestra de proteínas (degradadas o no), la calidad de la separación (precipitada o no), la eficiencia de la transferencia y la calidad de la transferencia (incluso la transferencia o no). Estos puntos de control ayudan a las investigaciones a terminar el experimento cuando ven grandes fallas en el proceso y evitan perder el tiempo en muestras pobres y manchas. Esta tecnología también ayuda a los científicos a evaluar si hay una cantidad significativa de pérdida de proteínas después de la extracción de la membrana y si la mancha blanca /negra es adecuada para volver a sondear un objetivo diferente 4.
Aquí hay algunos consejos para garantizar una buena experiencia y datos de calidad utilizando el flujo de trabajo occidental V3.
<ol><li>Imagen del gel inmediatamente después de la ejecución del gel. No remoje el gel en ningún tampón antes de la primera toma de imágenes en el procedimiento, ya que puede lavar el compuesto de tinción.</li>
	<li>Utilice la misma área de imágenes para adquirir todas las imágenes del protocolo. Esto permitirá que el software superponga imágenes para el análisis de datos, como la normalización de proteínas totales.</li>
	<li>Mantenga el tiempo de exposición constante al toma de imágenes de los geles pretransferibles y post-transferencia. Esto permitirá que el software mida cuantitativamente la eficiencia de la transferencia.</li>
	<li>Mantenga la membrana húmeda con unas gotas de agua o TBST al adquirir la imagen de la mancha blanca /negra. Esto evitará posibles problemas de fondo sucio para la detección de proteínas objetivo.</li>
	<li>Utilice la membrana de PVDF de baja fluorescente para la multiplexación de western blotting fluorescente.</li>
</ol>Es importante tener en cuenta que la molécula libre de manchas después de la activación uv está irreversiblemente unida a los residuos de triptófano. Esta modificación irreversible puede afectar potencialmente al reconocimiento del antígeno al usar los anticuerpos monoclonales si el epítopo contiene el triptófano. Los anticuerpos policlonales son poco probables ser afectados porque reconocen epítopos múltiples en el antígeno. Las moléculas libres de manchas no unidas se lavan fácilmente del gel y la membrana y, por lo tanto, no interferirán con las interacciones anticuerpo-antígeno.
En conclusión, el flujo de trabajo occidental V3 hace que el proceso de western blot sea más rápido, más transparente, cuantitativo y más confiable. Los investigadores ahora pueden aplicar fácilmente el control de carga total de proteínas en un experimento de western blot para que sus datos sean más confiables. El flujo de trabajo libre de manchas V3 ha sido adoptado por varios laboratorios, y sus publicaciones han demostrado que las revistas aceptan datos libres de manchas como control de carga en western blot22,17,7,8,5,23,18,15.

Western blot es una técnica muy útil9,sin embargo, hay dos desafíos principales con western blotting: proceso largo y laborioso y calidad de los datos. Un protocolo tradicional requiere aproximadamente 2 días. Implica muchos pasos que incluyen la preparación de la muestra, el bastidor del gel, la electroforesis y la transferencia de la proteína, el bloqueo de la membrana seguido por la incubación del anticuerpo, la proyección de imagen, y muy a menudo pelando, reprobando, y finalmente el análisis de datos. A lo largo de este proceso, no existen herramientas fiables y flexibles para el control de procesos. Como tal, los errores se pueden introducir en cada paso, y estos errores tienen el potencial de generar artefactos de datos; por lo tanto, los controles de carga son esenciales en western blotting para identificar y corregir los errores. El control de carga se realiza generalmente comprobando el nivel de proteína de una proteína de referencia en cada muestra para ver si se presenta por igual. Las personas a menudo usan proteínas domésticas, como β-actina, β-tubulina, GAPDH, como control de carga. 
La calidad de los datos de western blot depende de un control de carga fiable. Pero hay dos preocupaciones legítimas cuando se utilizan proteínas de limpieza para los controles de carga: 1) la inmunodetección basada en anticuerpos de las bandas de proteínas de limpieza a menudo están saturadas y, por lo tanto, no se pueden distinguir las diferencias de carga entre las muestras30; 2) el nivel de expresión de la proteína de limpieza puede variar en las muestras bajo ciertas condiciones experimentales, por ejemplo, tratamiento con siRNA, muerte celular, diferenciación celular, etc.11,28,3,6,10,21. Debido a estas preocupaciones, las revistas científicas ahora están requiriendo que "para las comparaciones cuantitativas, se utilicen reactivos apropiados, controles y métodos de imagen con rangos de señales lineales" (guía de Nature). Del mismo modo, los editores del Journal of Clinical Investigation están pidiendo controles de carga más fiables24. Por estas razones, una proteína de limpieza necesita ser validada para ser utilizada como control de carga. En primer lugar, hay que asegurarse de que se mide en el rango dinámico lineal del método de inmunodetección14,29. En segundo lugar, uno tiene que asegurarse de que se expresa de manera consistente en todas las muestras26,31,25,19,20.
Una solución alternativa a un control de carga confiable es utilizar la medición de proteína total de la mancha blanca /negra. Algunos investigadores han teñido las manchas con manchas de proteína total, como Coomassie, Flamingo Pink, Sypro Ruby, Amido Black, Ponceau S, y tecnología libre de manchas, para medir la señal total de proteína en cada carril como control de carga16,20,13,27,1,4,12. El control de carga total de proteínas evita los escollos asociados con las proteínas de limpieza. En primer lugar, es un fiel reflejo de la cantidad de proteína cargada para cada muestra. En segundo lugar, la tinción proteica total exhibe un excelente rango dinámico lineal en el rango de carga común para el análisis de western blot (proteína de 10-50 μg de un lisato celular complejo) y diferencia con precisión la diferencia de carga entre las muestras12.
La tecnología libre de manchas es un nuevo método de tinción de proteínas totales donde un compuesto único se mezcla en una solución de gel de acrilamida y se distribuye uniformemente en el gel fundido. Después de que se completa la electroforesis, el gel se expone a la luz UV durante un mínimo de 1 minuto para que el compuesto de tinción reaccione con los residuos de triptófano en la proteína. Las proteínas se vuelven excitables bajo luz UV para dar una fuerte señal fluorescente que se puede visualizar y cuantificar en un generador de imágenes habilitado sin manchas, como el sistema ChemiDoc MP. El compuesto libre de manchas en sí, sin embargo, no absorbe la luz UV, lo que resulta en un fondo bajo de la imagen del gel. La modificación de los residuos de triptófano es irreversible y las proteínas se pueden visualizar no sólo en el gel, sino también en la mancha blanca /negra en cualquier momento después de la transferencia de proteínas.
La tecnología sin manchas se aplica en el flujo de trabajo occidental V3(Figura 1)para abordar las principales quejas sobre el flujo de trabajo tradicional, especialmente las preocupaciones con el uso de proteínas de limpieza como controles de carga. Usando este flujo de trabajo, uno podría: 1) ejecutar un gel en aproximadamente 20-30 min, 2) verificar la integridad de la muestra y la calidad de la separación de proteínas en 5 minutos después de la ejecución del gel; 3) proteínas de transferencia en 3-10 min; 4) comprobar cuantitativamente la eficiencia de la transferencia; y 5) lo más importante, validar los cambios en el nivel de la proteína de interés utilizando el control de carga total de proteínas.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>REAGENTS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>4-20% Criterion TGX Stain-Free Precast Gel</td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>567-8093 </td>
 <td>Choose a gel size and percentage that meet the specific need in a experiment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trans-Blot Turbo Midi PVDF Transfer Packs</td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>170-4157 </td>
 <td>Choose either PVDF or nitrocellulose and match the membrane size to the gel size</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Clarity Western ECL Substrate, 500 ml </td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>170-5061</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>[header]</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>EQUIPMENT</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Criterion Cell </td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>165-6100</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trans-Blot Turbo Transfer Starter System </td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>170-4155</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ChemiDoc MP System </td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>170-8280</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

v3 stain-free workflow for a practical, convenient, and reliable total protein loading control in western blotting

La mancha blanca /negra occidental es una técnica de laboratorio muy útil y ampliamente adoptada, pero su ejecución es un desafío. El flujo de trabajo a menudo se caracteriza como una "caja negra" porque un experimentalista no sabe si se ha realizado con éxito hasta el último de varios pasos. Además, la calidad de los datos de western blot a veces se ve cuestionada debido a la falta de herramientas de control de calidad eficaces en todo el proceso de western blotting. Aquí describimos el flujo de trabajo occidental V3, que aplica la tecnología libre de manchas para abordar las principales preocupaciones asociadas con el protocolo western blot tradicional. Este flujo de trabajo permite a los investigadores: 1) ejecutar un gel en aproximadamente 20-30 min; 2) para visualizar la calidad de separación de la muestra dentro de 5 minutos después de la ejecución del gel; 3) para transferir proteínas en 3-10 min; 4) verificar cuantitativamente la eficiencia de la transferencia; y lo más importante 5) para validar los cambios en el nivel de la proteína de interés utilizando el control de carga total de proteínas. Este nuevo enfoque elimina la necesidad de eliminar y reprobar la mancha blanca /negra para proteínas de limpieza como β-actina, β-tubulina, GAPDH, etc. El flujo de trabajo sin manchas V3 hace que el proceso de western blot sea más rápido, transparente, cuantitativo y confiable.

1. Evaluación de la integridad de la muestra, la calidad de la separación de proteínas y la eficiencia de transferencia con imágenes de gel sin manchas.
El extracto de la proteína de las células de HeLa fue separado en 300 V por el minuto 20 en un gel mancha-libre del criterio AnyKD TGX de 18 pozos. Las muestras de proteína se cargaron 3 veces en cuatro cantidades diferentes (carriles 1-3, 40 μg; Carriles 4-6, 30 μg; Carriles 7-9, 20 μg; Carriles 10-12, 10 μg). El gel se activó bajo luz UV durante 1 min. La Figura 2A muestra la imagen del gel adquirida justo después de la separación de la proteína. La integridad de la muestra de proteínas(por ejemplo, degradación) y la calidad de separación(por ejemplo, precipitación de proteínas) se pueden evaluar visualmente con esta imagen en gel. Las proteínas fueron transferidas por 7 minutos a una membrana de la nitrocelulosa usando Trans-Blot Turbo. La Figura 2B muestra la imagen libre de manchas del gel post-transferencia. Ambas imágenes fueron adquiridas con el mismo tiempo de exposición (6,8 seg). Se seleccionaron los carriles 3 y 12 para medir la eficiencia de la transferencia. Usando la herramienta de volumen en el software Image Lab, se dibujó una caja rectangular (azul) para cubrir el carril 3 y 12 en ambas imágenes de gel. El cálculo basado en los valores de volumen de estas cajas indicó que la eficiencia de transferencia de ambos carriles fue del 80% (Figura 2C). En este experimento, el gel AnyKD TGX fue seleccionado para estudiar proteínas diana de tamaño pequeño a mediano y no se optimizó para la transferencia de proteínas grandes. La optimización de la eficiencia de transferencia requeriría el uso de gel de menor porcentaje(por ejemplo, 4-20%) y/o un ajuste del tiempo de transferencia para facilitar la transferencia de proteínas grandes. 2. El control de carga total de proteínas sin manchas es una alternativa confiable al control de carga de limpieza en western blotting para cuantificar un pequeño cambio en el nivel de proteína de interés.
MCM-7 es un factor de replicación de licencias de ADN cuyo nivel disminuye en un 20-50% en las líneas celulares linfoblastoides (LCL) después del tratamiento de irradiación. En este experimento, los lysates (30 μg cada uno) de cuatro culturas de la línea celular linfoblastoide control-tratadas y de la irradiación (LCL) fueron separados en un gel mancha-libre de 12-well Criterion AnyKD TGX. El gel fue activado por 1 minuto bajo luz ULTRAVIOLETA y transferido por Trans-Blot Turbo a una membrana de PVDF para immunoblotting. La proteína de limpieza GAPDH (verde) fue sondeada con un anticuerpo de conejo (Cell Signaling Technology, USA, 1:2,500) y un anticuerpo conjugado Dylight 549 cabra-anti-conejo (Rockland, EE.UU., 1:20,000). La proteína de interés MCM-7 (rojo) fue sondeada utilizando un anticuerpo de ratón (Abcam, EE.UU., 1:1.000) y un anticuerpo conjugado cabra-anti-ratón Dylight 649 (Rockland, 1:10.000).
La Figura 3A muestra una imagen fluorescente múltiplex de proteínas totales (azul), MCM-7 (rojo) y GAPDH (verde) detectadas en cuatro muestras de LCL tratadas con control e irradiación. La Figura 3B es una imagen libre de manchas de la misma mancha que muestra los patrones de proteína total en cada muestra (30 μg). El software de laboratorio de imágenes seleccionó los carriles de muestra (cajas azules) para medir MCM-7, GAPDH y el volumen total de proteínas en cada carril. Los niveles MCM-7 fueron normalizados contra la medida total mancha-libre de la proteína o contra GAPDH. Se analizaron estadísticamente los niveles normalizados de proteína MCM-7 y se presentan en la tabla el volumenmedio de la banda de proteínas MCM-7 y la desviación estándar (n=4). Ambos métodos de normalización revelaron una pequeña disminución (alrededor del 25%) en los niveles de proteína MCM-7 después del tratamiento de irradiación. Los datos con la normalización total de la proteína exhibieron una desviación estándar más pequeña que ésa con GAPDH como el control del cargamento.
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50948/50948fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50948/50948fig1.jpg"> Figura 1. V3 Flujo de trabajo occidental. El flujo de trabajo V3 se muestra en la columna izquierda en 4 pasos. Los principales instrumentos y reactivos utilizados en el flujo de trabajo se muestran en cada paso. También se incluye el tiempo estimado para cada paso. La columna de la derecha muestra que se puede generar un mínimo de 4 imágenes en el flujo de trabajo de V3. Se describe el uso de cada dato. Las imágenes libres de manchas del gel pretransferible, el gel post-transferencia y la mancha blanca /negra(A, B, C)no se pueden generar fácilmente con las técnicas tradicionales de western blotting; Estas imágenes y datos proporcionan información importante y puntos de control a lo largo del procedimiento para mejorar el control del científico y la reproducibilidad del flujo de trabajo de Western blot. Las señales de la proteína de la blanco se pueden capturar en una imagen quimioluminiscente de la mancha blanca /negra(D)si un anticuerpo secundario HRP-conjugado fue aplicado en la detección o en una imagen fluorescente de la mancha blanca /negra(E)si la borrasco occidental fluorescente múltiplexing fue realizada para detectar más de una proteína de la blanco simultáneamente en la misma mancha blanca /negra. 
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50948/50948fig1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a>
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50948/50948fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50948/50948fig2.jpg"> Figura 2. Imágenes sin manchas de geles pretransferibles y post-transferencia en el flujo de trabajo occidental V3 para evaluar la integridad de la muestra, la calidad de la separación y la eficiencia de la transferencia. (A)Imagen libre de manchas en gel pretransferible. (B)Imagen libre de manchas de gel post-transferencia. (C) Medición de la eficiencia de la transferencia de proteínas.
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50948/50948fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a>
<img alt="Figure 3" fo:content-width="3.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50948/50948fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50948/50948fig3.jpg"> Figura 3. Comparación de la medición de la proteína total libre de manchas con la inmunodetección de GAPDH como controles de carga para normalizar el nivel de proteína de interés. (A) Imagen fluorescente de western blot. (B) Imagen de mancha libre de manchas. (C)Niveles normalizados de la proteína MCM-7. 
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50948/50948fig3highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a>

Watch this Scientific Journal Video about V3 Stain-free Workflow for a Practical, Convenient, and Reliable Total Protein Loading Control in Western Blotting at JoVE.com

V3 Stain-free Workflow for a Practical, Convenient, and Reliable Total Protein Loading Control in Western Blotting

El flujo de trabajo V3 es un procedimiento de western blot que utiliza geles sin manchas. La tecnología libre de manchas permite a los investigadores visualizar la calidad de la separación de proteínas, verificar la eficiencia de la transferencia y, lo que es más importante, validar el cambio en la proteína de interés utilizando la cuantificación total de proteínas como un control de carga confiable.

Flujo de trabajo sin manchas V3 para un control de carga total de proteínas práctico, conveniente y confiable en Western Blotting

The western blot is a very useful and widely adopted lab technique, but its execution is challenging. The workflow is often characterized as a &#34;black ...

v3-stain-free-workflow-for-practical-convenient-reliable-total

Research

JoVE Journal

Biology

22.4K vistas.  Bio-Rad Laboratories. El flujo de trabajo V3 es un procedimiento de western blot que utiliza geles sin manchas. La tecnología libre de manchas permite a los investigadores visualizar la calidad de la separación de proteínas, verificar la eficiencia de la transferencia y, lo que es más importante, validar el cambio en la proteína de interés utilizando la cuantificación total de proteínas como un control de carga confiable.

Video: V3 Stain-free Workflow for a Practical, Convenient, and Reliable Total Protein Loading Control in Western Blotting

Western Blotting Using the Invitrogen NuPage Novex Bis Tris MiniGels

Western Blotting (or immunoblotting) is a standard laboratory procedure allowing investigators to verify the expression of a protein, determine the relative amount of the protein present in different samples, and analyze the results of co-immunoprecipitation experiments. In this method, a target protein is detected with a specific primary antibody in a given sample of tissue homogenate or extract. Protein separation according to molecular weight is achieved using denaturing SDS-PAGE. After transfer to a membrane, the target protein is probed with a specific primary antibody and detected by chemiluminescence.
Since its first description, the western-blotting technique has undergone several improvements, including pre-cast gels and user-friendly equipment. In our laboratory, we have chosen to use the commercially available NuPAGE electrophoresis system from Invitrogen. It is an innovative neutral pH, discontinuous SDS-PAGE, pre-cast mini-gel system. This system presents several advantages over the traditional Laemmli technique including: i) a longer shelf life of the pre-cast gels ranging from 8 months to 1 year; ii) a broad separation range of molecular weights from 1 to 400 kDa depending of the type of gel used; and iii) greater versatility (range of acrylamide percentage, the type of gel, and the ionic composition of the running buffer).
The procedure described in this video article utilizes the Bis-Tris discontinuous buffer system with 4-12% Bis-Tris gradient gels and MES running buffer, as an illustration of how to perform a western-blot using the Invitrogen NuPAGE electrophoresis system. In our laboratory, we have obtained good and reproducible results for various biochemical applications using this western-blotting method.

This technical article describes a standard western-blotting procedure using the commercially available NuPAGE electrophoresis Mini-Gel system from Invitrogen.

Western Blot utilizando el Invitrogen NuPage Novex Bis Tris MiniGels

Western Blotting (or immunoblotting) is a standard laboratory procedure allowing investigators to verify the expression of a protein, determine the ...

Investigación

Biología

The Ladder Rung Walking Task: A Scoring System and its Practical Application.

Progress in the development of animal models for/stroke, spinal cord injury, and other neurodegenerative disease requires tests of high sensitivity to elaborate distinct aspects of motor function and to determine even subtle loss of movement capacity. To enhance efficacy and resolution of testing, tests should permit qualitative and quantitative measures of motor function and be sensitive to changes in performance during recovery periods. The present study describes a new task to assess skilled walking in the rat to measure both forelimb and hindlimb function at the same time. Animals are required to walk along a horizontal ladder on which the spacing of the rungs is variable and is periodically changed. Changes in rung spacing prevent animals from learning the absolute and relative location of the rungs and so minimize the ability of the animals to compensate for impairments through learning. In addition, changing the spacing between the rungs allows the test to be used repeatedly in long-term studies. Methods are described for both quantitative and qualitative description of both fore- and hindlimb performance, including limb placing, stepping, co-ordination. Furthermore, use of compensatory strategies is indicated by missteps or compensatory steps in response to another limb&#x2019;s misplacement. 

The ladder rung walking task is a new test to assess skilled walking and measure both forelimb and hindlimb placing, stepping, and inter-limb co-ordination.

El peldaño de la escalera a pie de la tarea: un sistema de puntuación y su aplicación práctica.

Progress in the development of animal models for/stroke, spinal cord injury, and other neurodegenerative disease requires tests of high sensitivity to ...

Western Blotting: Sample Preparation to Detection

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel electrophoresis to separate native or denatured proteins by the length of the polypeptide (denaturing conditions) or by the 3-D structure of the protein (native/ non-denaturing conditions). The proteins are then transferred to a membrane (typically nitrocellulose or PVDF), where they are probed (detected) using antibodies specific to the target protein.

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract.

Western Blot: Preparación de muestras para la detección

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel ...

Detection of Protein Interactions in Plant using a Gateway Compatible Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) System

We have developed a BiFC technique to test the interaction between two proteins in vivo. This is accomplished by splitting a yellow fluorescent protein (YFP) into two non-overlapping fragments. Each fragment is cloned in-frame to a gene of interest. These constructs can then be co-transformed into Nicotiana benthamiana via Agrobacterium mediated transformation, allowing the transit expression of fusion proteins. The reconstitution of YFP signal only occurs when the inquest proteins interact 1-7. To test and validate the protein-protein interactions, BiFC can be used together with yeast two hybrid (Y2H) assay. This may detect indirect interactions which can be overlooked in the Y2H. Gateway technology is a universal platform that enables researchers to shuttle the gene of interest (GOI) into as many expression and functional analysis systems as possible8,9. Both the orientation and reading frame can be maintained without using restriction enzymes or ligation to make expression-ready clones. As a result, one can eliminate all the re-sequencing steps to ensure consistent results throughout the experiments. We have created a series of Gateway compatible BiFC and Y2H vectors which provide researchers with easy-to-use tools to perform both BiFC and Y2H assays10. Here, we demonstrate the ease of using our BiFC system to test protein-protein interactions in N. benthamiana plants.

Detection of Protein Interactions in Plant using a Gateway Compatible Bimolecular Fluorescence Complementation BiFC System

We have developed a technique to test protein-protein interactions in plant. A yellow fluorescent protein (YFP) is split into two non-overlapping fragments. Each fragment is cloned in-frame to a gene of interest via Gateway system, enabling expression of fusion proteins. Reconstitution of YFP signal only occurs when the inquest proteins interact.

Detección de interacciones de proteínas en la planta mediante un Gateway Compatible Complementación fluorescencia bimoleculares (BiFC) del sistema

We have developed a BiFC technique to test the interaction between two proteins in vivo. This is accomplished by splitting a yellow fluorescent protein ...

A Quantitative Fitness Analysis Workflow

Quantitative Fitness Analysis (QFA) is an experimental and computational workflow for comparing fitnesses of microbial cultures grown in parallel1,2,3,4. QFA can be applied to focused observations of single cultures but is most useful for genome-wide genetic interaction or drug screens investigating up to thousands of independent cultures. The central experimental method is the inoculation of independent, dilute liquid microbial cultures onto solid agar plates which are incubated and regularly photographed. Photographs from each time-point are analyzed, producing quantitative cell density estimates, which are used to construct growth curves, allowing quantitative fitness measures to be derived. Culture fitnesses can be compared to quantify and rank genetic interaction strengths or drug sensitivities. The effect on culture fitness of any treatments added into substrate agar (e.g. small molecules, antibiotics or nutrients) or applied to plates externally (e.g. UV irradiation, temperature) can be quantified by QFA.
The QFA workflow produces growth rate estimates analogous to those obtained by spectrophotometric measurement of parallel liquid cultures in 96-well or 200-well plate readers. Importantly, QFA has significantly higher throughput compared with such methods. QFA cultures grow on a solid agar surface and are therefore well aerated during growth without the need for stirring or shaking.
QFA throughput is not as high as that of some Synthetic Genetic Array (SGA) screening methods5,6. However, since QFA cultures are heavily diluted before being inoculated onto agar, QFA can capture more complete growth curves, including exponential and saturation phases3. For example, growth curve observations allow culture doubling times to be estimated directly with high precision, as discussed previously1.
Here we present a specific QFA protocol applied to thousands of S. cerevisiae cultures which are automatically handled by robots during inoculation, incubation and imaging. Any of these automated steps can be replaced by an equivalent, manual procedure, with an associated reduction in throughput, and we also present a lower throughput manual protocol. The same QFA software tools can be applied to images captured in either workflow.
We have extensive experience applying QFA to cultures of the budding yeast S. cerevisiae but we expect that QFA will prove equally useful for examining cultures of the fission yeast S. pombe and bacterial cultures.

Quantitative Fitness Analysis (QFA) is a complementary series of experimental and computational methods for estimating microbial culture fitnesses. QFA estimates the effect of genetic mutations, drugs or other applied treatments on microbe growth. Experiments scaling from focussed analysis of single cultures to thousands of parallel cultures can be designed.

Un flujo de trabajo de Análisis Cuantitativo Gimnasio

Quantitative Fitness Analysis (QFA) is an experimental and computational workflow for comparing fitnesses of microbial cultures grown in parallel1,2,3,4. ...

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and behavioural research. As a vertebrate, zebrafish share considerable genetic sequence similarity with humans and are being used as an animal model for various human disease conditions. The advantages of zebrafish in comparison to other common vertebrate models include high fecundity, low maintenance cost, transparent embryos, and rapid development. Due to the spur of interest in zebrafish research, the need to establish and maintain a productive zebrafish housing facility is also increasing. Although literature is available for the maintenance of a zebrafish laboratory, a concise video protocol is lacking. This video illustrates the protocol for regular housing, feeding, breeding and raising of zebrafish larvae. This process will help researchers to understand the natural behaviour and optimal conditions of zebrafish husbandry and hence troubleshoot experimental issues that originate from the fish husbandry conditions. This protocol will be of immense help to researchers planning to establish a zebrafish laboratory, and also to graduate students who are intending to use zebrafish as an animal model.

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

This protocol outlines regular maintenance and care to maintain optimal conditions for zebrafish husbandry. The video illustrates the protocol for system maintenance, regular housing, feeding, breeding, and raising of zebrafish larvae.

Cuidado y mantenimiento regulares de un pez cebra (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Laboratorio: Introducción

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

A Practical and Novel Method to Extract Genomic DNA from Blood Collection Kits for Plasma Protein Preservation

Laboratory tests can be done on the cellular or fluid portions of the blood. The use of different blood collection tubes determines the portion of the blood that can be analyzed (whole blood, plasma or serum). Laboratories involved in studying the genetic basis of human disorders rely on anticoagulated whole blood collected in EDTA-containing vacutainer as the source of DNA for genetic / genomic analysis. Because most clinical laboratories perform biochemical, serologic and viral testing as a first step in phenotypic outcome investigation, anticoagulated blood is also collected in heparin-containing tube (plasma tube). Therefore when DNA and plasma are needed for simultaneous and parallel analyses of both genomic and proteomic data, it is customary to collect blood in both EDTA and heparin tubes. If blood could be collected in a single tube and serve as a source for both plasma and DNA, that method would be considered an advancement to existing methods. The use of the compacted blood after plasma extraction represents an alternative source for genomic DNA, thus minimizing the amount of blood samples processed and reducing the number of samples required from each patient. This would ultimately save time and resources.
The BD P100 blood collection system for plasma protein preservation were created as an improved method over previous plasma or serum collection tubes1, to stabilize the protein content of blood, enabling better protein biomarker discovery and proteomics experimentation from human blood. The BD P100 tubes contain 15.8 ml of spray-dried K2EDTA and a lyophilized proprietary broad spectrum cocktail of protease inhibitors to prevent coagulation and stabilize the plasma proteins. They also include a mechanical separator, which provides a physical barrier between plasma and cell pellets after centrifugation. Few methods have been devised to extract DNA from clotted blood samples collected in old plasma tubes2-4. Challenges from these methods were mainly associated with the type of separator inside the tubes (gel separator) and included difficulty in recovering the clotted blood, the inconvenience of fragmenting or dispersing the clot, and obstruction of the clot extraction by the separation gel.
We present the first method that extracts and purifies genomic DNA from blood drawn in the new BD P100 tubes. We compare the quality of the DNA sample from P100 tubes to that from EDTA tubes. Our approach is simple and efficient. It involves four major steps as follows: 1) the use of a plasma BD P100 (BD Diagnostics, Sparks, MD, USA) tube with mechanical separator for blood collection, 2) the removal of the mechanical separator using a combination of sucrose and a sterile paperclip metallic hook, 3) the separation of the buffy coat layer containing the white cells and 4) the isolation of the genomic DNA from the buffy coat using a regular commercial DNA extraction kit or a similar standard protocol.

We are describing a new method of isolating genomic DNA from whole blood collected for plasma/serology. After plasma collection, the compacted blood is usually discarded. Our novel method represents a significant improvement over existing methods and makes DNA and plasma available from a single collection, without requesting additional blood.

Un método práctico y novela para extraer el ADN genómico de los kits de extracción de sangre para la Preservación Plasma Protein

Laboratory tests can be done on the cellular or  fluid portions of the blood. The use of different blood collection tubes  determines the portion of the ...

A Practical Guide to Phylogenetics for Nonexperts

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this topic and so it presents inherent problems. Here we compile a practical introduction to phylogenetics for nonexperts.&#160;We outline in a step-by-step manner, a pipeline for generating reliable phylogenies from gene sequence datasets. We begin with a user-guide for similarity search tools via online interfaces as well as local executables. Next, we explore programs for generating multiple sequence alignments followed by protocols for using software to determine best-fit models of evolution. We then outline protocols for reconstructing phylogenetic relationships via maximum likelihood and Bayesian criteria&#160;and finally describe tools for visualizing phylogenetic trees. While this is not by any means an exhaustive description of phylogenetic approaches, it does provide the reader with practical starting information on key software applications commonly utilized by phylogeneticists. The vision for this article would be that it could serve as a practical training tool for researchers embarking on phylogenetic studies&#160;and also serve as an educational resource that could be incorporated into a classroom or teaching-lab.

Here we describe a step-by-step pipeline for generating reliable phylogenies from nucleotide or amino acid sequence datasets. This guide aims to serve researchers or students new to phylogenetic analysis.&#160;

Una guía práctica para Phylogenetics para no expertos

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this ...

The Fastest Western in Town: A Contemporary Twist on the Classic Western Blot Analysis

The Western blot techniques that were originally established in the late 1970s are still actively utilized today. However, this traditional method of Western blotting has several drawbacks that include low quality resolution, spurious bands, decreased sensitivity, and poor protein integrity. Recent advances have drastically improved numerous aspects of the standard Western blot protocol to produce higher qualitative and quantitative data. The Bis-Tris gel system, an alternative to the conventional Laemmli system, generates better protein separation and resolution, maintains protein integrity, and reduces electrophoresis to a 35 min run time. Moreover, the iBlot dry blotting system, dramatically improves the efficacy and speed of protein transfer to the membrane in 7 min, which is in contrast to the traditional protein transfer methods that are often more inefficient with lengthy transfer times. In combination with these highly innovative modifications, protein detection using infrared fluorescent imaging results in higher-quality, more accurate and consistent data compared to the standard Western blotting technique of chemiluminescence. This technology can simultaneously detect two different antigens on the same membrane by utilizing two-color near-infrared dyes that are visualized in different fluorescent channels. Furthermore, the linearity and broad dynamic range of fluorescent imaging allows for the precise quantification of both strong and weak protein bands. Thus, this protocol describes the key improvements to the classic Western blotting method, in which these advancements significantly increase the quality of data while greatly reducing the performance time of this experiment.

This protocol explores the latest advancements in performing Western blot analyses.&#160;These novel modifications employ a Bis-Tris gel system with a 35&#160;min electrophoresis run time, a 7&#160;min dry blotting transfer system, and infrared fluorescent protein detection and imaging that generates higher resolution, quality, sensitivity, and improved accuracy of Western data.

El más rápido de Occidente en la ciudad: un toque contemporáneo en el análisis clásico de Western Blot

The Western blot techniques that were originally established in the late 1970s are still actively utilized today. However, this traditional method of ...

Investigating Protein-protein Interactions in Live Cells Using Bioluminescence Resonance Energy Transfer

Assays based on Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) provide a sensitive and reliable means to monitor protein-protein interactions in live cells. BRET is the non-radiative transfer of energy from a 'donor' luciferase enzyme to an 'acceptor' fluorescent protein. In the most common configuration of this assay, the donor is Renilla reniformis luciferase and the acceptor is Yellow Fluorescent Protein (YFP). Because the efficiency of energy transfer is strongly distance-dependent, observation of the BRET phenomenon requires that the donor and acceptor be in close proximity. To test for an interaction between two proteins of interest in cultured mammalian cells, one protein is expressed as a fusion with luciferase and the second as a fusion with YFP. An interaction between the two proteins of interest may bring the donor and acceptor sufficiently close for energy transfer to occur. Compared to other techniques for investigating protein-protein interactions, the BRET assay is sensitive, requires little hands-on time and few reagents, and is able to detect interactions which are weak, transient, or dependent on the biochemical environment found within a live cell. It is therefore an ideal approach for confirming putative interactions suggested by yeast two-hybrid or mass spectrometry proteomics studies, and in addition it is well-suited for mapping interacting regions, assessing the effect of post-translational modifications on protein-protein interactions, and evaluating the impact of mutations identified in patient DNA.

Interactions between proteins are fundamental to all cellular processes. Using Bioluminescence Resonance Energy Transfer, the interaction between a pair of proteins can be monitored in live cells and in real time. Furthermore, the effects of potentially pathogenic mutations can be assessed.

La investigación de las interacciones proteína-proteína en las células vivas utilizando la transferencia de energía de resonancia de bioluminiscencia

Assays based on Bioluminescence Resonance Energy Transfer (BRET) provide a sensitive and reliable means to monitor protein-protein interactions in live ...