Los autores agradecen a Gilbert verde para la asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado por becas de NIAMS / NIH (R01-AR060484) y DOD (W81XWH-12-1-0555) otorgado a SMY y de NIH (CA92871 U24 y U54 CA151838) otorgados a MGP

Se realizaron todos los estudios con animales de acuerdo con las regulaciones del Comité de Cuidado de Animales y Uso Johns Hopkins. 1. Infrarrojo Cercano (NIR) Fluorescencia de Imagen de Skeletal colágeno Remodelación En vivo <ol><li> Foto-activación de la inyección en la vena de la cola de CMP y enjaulado <ol><li> Preparar 110 l de solución de CMP enjaulado para cada ratón (20-30 g de peso del ratón): 100 l de solución para la dosificación, con un extra de 10 l cojín para la posible pérdida durante el traslado y la inyección. Mezclar 11 l de IR680-Ahx-NB (GPO) 9 solución madre (400 M) con 11 l de cisteína 100 mM en solución PBS estéril, y luego obtener un volumen total de 110 l con tampón PBS 1x. La solución de péptido final contiene 4 nmol de IR680-Ahx-NB (GPO) 9 y 1 nmol de cisteína en 100 l de solución de 1x PBS. </li><li> Lentamente withdraw la solución de péptido en una jeringa de insulina de 0,5 ml con un barril transparente y un pequeño calibre (28-30 G) de la aguja, y cuidadosamente eliminar las burbujas de aire. Encienda la lámpara UV para que la lámpara se caliente durante 2-5 min. </li><li> Coloque la jeringa que contiene péptido-directamente bajo la lámpara UV (365 nm,&gt; 25 mW / cm 2) durante 5 min para permitir la foto-activación. </li><li> Mientras tanto, coloque el ratón en una inmovilización bajo una lámpara caliente; etiquetar el ratón con un marcador permanente en la cola o de otros métodos de identificación como marca auricular o del pie del tatuaje, y la desinfección de la cola con 70% de alcohol. </li><li> Inmediatamente después de la activación UV, inyectar 100 l de UV-activado IR680-Ahx-NB (GPO) 9 solución en la vena de la cola, preferentemente en la parte posterior de la cola. Coloque el ratón de nuevo a la jaula después de la inyección. </li></ol></li><li> NIR imágenes de fluorescencia de la actividad de la remodelación del colágeno <ol><li> Conjuntola placa de calentador de la cama de formación de imágenes de la impresora de imágenes impulso de 37 ° C utilizando la perla Impulso de software 2.0. </li><li> Ponga el ratón desnudo o afeitado a la cámara de la inducción anestésica que contiene 2% de isoflurano en oxígeno. Verifique la profundidad del plano de la anestesia por la falta de movimiento del ratón durante la manipulación y el control de la frecuencia de las respiraciones (~ 1/seg). </li><li> Después de anestesiar el ratón, abrir el cajón de imágenes Pearl, y colocar el animal en la cama de imágenes. Quite rápidamente la clavija de cono de la nariz, y deslice el hocico del ratón dentro del cono de la nariz para mantener el ratón bajo anestesia (un 2% de isoflurano en oxígeno suministrado a 2 l / min a través del cono de la nariz) durante el proceso de obtención de imágenes. Una vez que el ratón está en su lugar, cierre el cajón. </li><li> Cuando aparezca la indicación &quot;Listo&quot; en el panel de software de imagen, haga clic en el &quot;700 canales&quot;, &quot;luz blanca&quot; y &quot;85 micras&quot; cajas seguido por el &quot;botón de adquirir una imagen&quot;. NIR (excitación 685 nm, emisión 720 nm) de und blancas fotografías de luz entonces serán tomadas con el enfoque automático y la exposición. </li><li> Cuando se completa la grabación, abra el cajón, gire el ratón, y adquirir imágenes desde otro ángulo. El ratón se puede colocar con la parte frontal (ventral), espalda (dorsal) o en los lados frente a la cámara. Estrechas tiras de cinta se pueden utilizar como medios de coerción para estirar sus extremidades para conseguir la mejor vista de la región de interés (por ejemplo, las costillas, los tobillos y las muñecas). </li><li> Un tiempo adecuado para observar la captación ósea de IR680-CMP es entre 24-96 h después de la inyección (hpi), basado en la dosis (~ 4 nmol / ratón). Para obtener imágenes de alta resolución, sacrifica el ratón por dislocación cervical, mientras que bajo anestesia profunda a las 72 hpi, quitar la piel (y el pelo) con fórceps quirúrgicos y tijeras, y la imagen por NIR fluorescencia como se ha descrito anteriormente. </li><li> Analizar las imágenes de fluorescencia NIR adquiridos. </li></ol></li></ol> 2. Visualización de colágenos en ex vivo0; secciones de tejido <ol><li> Preparación de materiales <ol><li> Preparar 1 ml de 10% (w / v) de solución de BSA en agua desionizada. Descongelar 1 ml de suero de cabra en un baño de agua a temperatura ambiente. Cortar unos trozos de Parafilm en el tamaño de aproximadamente 2 cm x 5 cm. </li><li> Preparar 10 ml de tampón de bloqueo mediante la mezcla de 500 l de suero de cabra, 1 ml de 10x PBS y 8,5 ml de agua desionizada. Preparar 5 ml de tampón de dilución de CMP por dilución de 50 l de 10% (w / v) de BSA con 4,45 ml de agua desionizada y 500 l de 10x de PBS. </li><li> Diluir las soluciones madre de carboxifluoresceína marcado enjaulado CMP, CF NB (GPO) 9 (480 M), a 5 M utilizando el tampón de dilución CMP. La concentración óptima de CMP varía desde 2,5 hasta 30 mM, dependiendo del tipo de tejidos y la naturaleza de las muestras de tejido. Se recomienda un volumen de 100 l para la tinción de una sección de deslizamiento del tejido. Guarde el solut CMP formuladoiones en la oscuridad. </li><li> Deje que el ratón se desliza tejido cornea alcancen la temperatura ambiente. Incubar los portaobjetos en tampón PBS 1x durante 5 min. Los tejidos de córnea de ratón utilizadas en esta demostración se han prefijado con 4% de paraformaldehído en solución de PBS durante 1 hora, criopreservados en Tissue-Tek octubre medio, cryosectioned a 8 micras de espesor, y montados en portaobjetos de vidrio cargados. </li></ol></li><li> Tinción de tejidos y la formación de imágenes <ol><li> Colocar los portaobjetos en una cámara húmeda. Para cada diapositiva, aplicar 0,5 ml de solución de bloqueo e incubar los portaobjetos durante 30 min a temperatura ambiente. Eliminar la solución de bloqueo por borrar las diapositivas sobre una toalla de papel. </li><li> Aplicar aproximadamente 100 l de CF NB (GPO) 9 soluciones para cubrir las secciones de tejido de cada diapositiva. Incubar los portaobjetos durante 2 minutos para permitir que la solución de CMP a impregnar los tejidos. </li><li> Encienda la lámpara UV. Cuando la lámpara se calienta, exponer el tejido cubierto-CMP sícciones a la luz ultravioleta durante 6 min (365 nm, ~ 8 mW / cm 2) para desproteger las CMP enjaulados. Después de la exposición UV, cubrir las secciones de tejido de cada portaobjetos con un trozo de Parafilm para evitar el secado. Colocar los portaobjetos en la cámara húmeda e incubar a 4 º C durante 2 horas. </li><li> Prepare una dilución 1:3000 de solución DAPI en 1x PBS. Después de la tinción CMP, retire suavemente el Parafilm con unas pinzas, y borra las diapositivas en una toalla de papel para eliminar el exceso de solución de CMP. Aplicar aproximadamente 100 l de soluciones DAPI diluidas a cada diapositiva del tejido y se incuba durante 1 min a temperatura ambiente. </li><li> Después de la tinción, sumergir los portaobjetos en tampón PBS 1x en un frasco de tinción durante 5 min. Repita esto 3 veces en 1x PBS fresca para lavar los agentes de tinción no consolidados. </li><li> Añadir una gota de medio de montaje en la sección de tejido y se cubre con un cubreobjetos de vidrio, evitando que queden atrapadas burbujas de aire. Ponga los portaobjetos en una bandeja deslizante de cartón para protegerlos de la luz. </li><li>Imagen de las fibras de colágeno (canal FITC) y núcleos celulares (DAPI canal) en las diapositivas de tejido utilizando un microscopio de fluorescencia. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+collagen+strands+by+photo-triggered+triple-helix+hybridization.">Targeting collagen strands by photo-triggered triple-helix hybridization.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 109, 14767-14772 (2012).</li><li>Wynn, T. A., Ramalingam, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+fibrosis:+therapeutic+translation+for+fibrotic+disease.">Mechanisms of fibrosis: therapeutic translation for fibrotic disease.</a> Nat. 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Los autores declaran no tener intereses financieros en competencia.

Como puede verse en este protocolo, la entrega de CMP es sencillo ya que la radiación UV-activación de los CMP enjaulados es el único paso adicional para los protocolos de inyección vena de la cola común 19. La clave es la inyección de las sondas de péptidos en un estado de un solo capítulo uncaged y metaestable. El grupo jaula impide CMP de auto-ensamblaje y unión a colágeno (Figura 2 B) hasta que salga por la luz UV y en ese momento el CMP comienza a doblar en triple hélice. La formulación inyectable contiene cisteína, que puede reaccionar rápidamente con el grupo jaula escindido durante la irradiación UV para minimizar la toxicidad. Numerosos ratones con diferentes cepas (por ejemplo SKH-1 y DR-1) han sido probados utilizando esta formulación, y no detectamos cualquier defecto de salud mental o de otro tipo en estos ratones de hasta seis meses. Si la inyección no sigue inmediatamente después de la exposición UV, las CMP se pliegan en triples hélices homotrimérica, que no tienen la capacidad de hibridación. Figura 2C muestra un caso extremo en que antes de la inyección de las CMP fueron totalmente vuelven a montar en triples hélices por el tiempo de retardo largo (&gt; 2 días). Para evitar este problema, solución CMP debe ser preparado en una concentración relativamente baja (por ejemplo, ~ 40 M), y se inyectó en los ratones inmediatamente después de UV-decaging. Debido a la lentitud de la triple hélice de plegado de las CMP en condiciones diluidas (media hora de replegamiento:&gt; 50 min) y la exposición UV corta y el tiempo de inyección (5 ~ 7 min total), la mayoría de las CMP entrar en el torrente sanguíneo en un solo hebra se forman cuando se sigue este protocolo. Se espera que una vez inyectado, CMP para permanecer como hebras individuales, como la concentración se reduce por un factor de 20 en la piscina de sangre, conduciendo a la reducción espectacular en la tasa de volver a montar 18. Si la inyección se retrasa (por ejemplo, debido a la manipulación de los animales) y se sospecha replegamiento homotrimérica, los péptidos parcialmente ensamblados se pueden reactivar por calentamiento por encima de 7076; C para disociar el CMP a hebras individuales, seguido de enfriamiento rápido y de inyección. Aunque es menos conveniente, tales CMP-disociada de calor también se muestran los resultados esperados de la dirección in vivo (Figura 2D). En esta demostración, se utilizaron ratones desnudos para imágenes de fluorescencia de NIR porque hasta el 50% de la señal de NIR puede ser bloqueada por el pelo. Cuando se trabaja con modelos de ratones de pelo (especialmente las que tienen pelos negros), se recomienda rasurar el ratón en la región de interés antes de la proyección de imagen utilizando una máquina de afeitar eléctrica o removedor de pelo. En la Figura 1, hay señales de falsos positivos de la región abdominal del animal, que es causada por auto-fluorescencia de clorofila en la dieta de los animales. Tales señales de fondo se pueden reducir de manera significativa al cambiar el ratón para dietas purificadas aproximadamente 4 días antes de la imagen. Como se ve en las figuras 1 y 2A, hay fuertes absorciones CMP en el giro de colae. Por lo tanto, para evitar artefactos que resultan de las inyecciones imperfectos vena de la cola, se recomienda la inyección en la parte posterior de la cola de modo que el lugar de la inyección no se captura en la imagen de fluorescencia. El CMP etiquetada permite la focalización y las imágenes de los lugares específicos de la remodelación del colágeno in vivo que son difíciles de detectar por otros métodos. Por ejemplo, los ensayos de sangre y orina basados ​​en ELISA son sensibles para los fragmentos de telopéptido de colágeno troceados, pero el método no puede localizar la fuente de la facturación de colágeno, porque se dirige a antígenos solubles. Las principales limitaciones de la técnica de imagen in vivo en el uso de NIR etiquetados CMP son la atenuación de la profundidad de penetración y de temple por proximales agrupado glóbulos rojos como la hemoglobina es un inhibidor endógeno de 680/710 nm colorantes NIR. Las futuras aplicaciones de CMP en imágenes in vivo incluyen SPECT o PET utilizando CMP marcadas con radionucleidos emisores gamma directos o con positrones emitters, para el diagnóstico de estados de enfermedad que implican la remodelación del colágeno (por ejemplo, la osteoporosis, la artritis, la aterosclerosis, y fibrosis). Estos análogos CMP radiomarcados eliminarán las limitaciones de la pérdida de señal debido a la profundidad del tejido y la presencia de glóbulos rojos agrupados, y permitirá a las mediciones cuantitativas de los tejidos enfermos. Además, el tiempo de formación de imágenes relativamente tarde (por ejemplo, 48 a 96 hpi) como resultado de la lenta holgura de unión y de CMP podría hacer difícil seguir los rápidos cambios en la remodelación del colágeno. Esta limitación podría superarse con uso de ingeniería de la cinética de unión y la afinidad de los agentes de formación de imágenes CMP. Desde CMP se une a colágenos desnaturalizados que tienen poca estructura, la formación de imágenes de colágeno a base de CMP es complementario al segundo microscopía de generación de armónicos que sólo pueden fibras de colágeno de imagen 5. Cuando la tinción los cortes de tejido con la etiqueta fluorescente CMP, encontramos que es beneficioso para incubar lamuestras en las soluciones de péptidos UV-activado a 4 ° C, debido a que la hibridación de triple hélice se facilita a temperatura menor de 1,20. También se encontró que la inmersión de los portaobjetos en tampón PBS fresco en un tarro de tinción es la forma más eficaz para lavar CMP no unidos, que funciona mucho mejor que simplemente pipeteando tampones de lavado sobre las muestras. La hebra CMP-colágeno de hibridación es muy específica y robusta, por lo tanto el protocolo de tinción sencilla se presenta en este vídeo puede ser modificado fácilmente para costaining biomarcadores adicionales, y para la identificación de colágenos degradadas en secciones de tejido fijadas. Esta es una alternativa eficaz y conveniente para el uso de anticuerpos anti-colágeno para la detección de colágenos fibrosos en diversas muestras histológicas.

El colágeno, la proteína más abundante en mamíferos, juega un papel crítico en el desarrollo y regeneración de tejidos mediante el apoyo a la proliferación y diferenciación de las células. Mientras que los colágenos fibrosos (por ejemplo, tipo I, II), en los tejidos conectivos dar resistencia mecánica a los tejidos, el colágeno de tipo red (tipo IV) forman andamio básica de la membrana basal donde las células se unen y forman tejidos organizados. La remodelación del colágeno implica tanto la degradación del colágeno (por proteasas) y síntesis (promovida por factores de crecimiento). Aunque la remodelación del colágeno, por ejemplo en el hueso, es parte del proceso normal de renovación de los tejidos, el exceso de actividad de remodelación, o su ocurrencia en lugares anormales, típicamente indica cicatrización de la herida respuesta a una lesión o condiciones patológicas crónicas tales como el cáncer, la osteoporosis, la artritis, y la fibrosis 1-4. La posibilidad de directamente colágenos imagen experimenta una remodelación in vivo podría conducir a la comprensión de los avancesiones de estas enfermedades, así como de nuevos diagnósticos y productos terapéuticos. Por ejemplo, imágenes en vivo puede proporcionar información sobre la severidad y la localización de las enfermedades, y también puede ser utilizado para evaluar la eficacia de nuevos agentes terapéuticos. Multifotónica microscopía de barrido láser y segunda generación de armónicos se han aplicado a los colágenos fibrilares imagen para el seguimiento de remodelación de la matriz extracelular en el tumor en ratones vivos 5. Sin embargo, esta técnica requiere los animales para ser montado con cámaras de pliegues cutáneos dorsal transparentes, que es un procedimiento invasivo. La imagen directa y no invasiva de la remodelación del colágeno se beneficiará de una sonda que se dirige específicamente colágeno experimenta una remodelación. Esta sonda es difícil de preparar, ya que las necesidades de distinguir los colágenos de remodelación de los colágenos intactas y maduros, que son abundantes en los tejidos normales 6. El colágeno se compone de estructura extremadamente raro proteína llamada triple hélice, que esescindida por proteasas tales como las metaloproteinasas de matriz (MMP) durante la remodelación del colágeno. Los fragmentos de colágeno troceados pierden su estructura helicoidal triple y se convierten en hebras desplegada (gelatina), que se digirió adicionalmente por las proteasas no específicas 1. Recientemente se ha descubierto que el péptido mimético de colágeno (CMP) que tiene la propensión a plegarse en la estructura de triple hélice puede dirigirse específicamente a cadenas de colágeno que se disocian de su estado de triple hélice por cualquiera de desnaturalización por calor o por la degradación enzimática 1,7. La unión es impulsado principalmente por la hibridación de triple hélice entre CMP monoméricas y las hebras de colágeno desnaturalizado. Debido CMP auto-ensamblan para formar triples hélices homotrimérica a temperatura ambiente con poca fuerza impulsora para la hibridación de colágeno, un CMP enjaulado [(GPO) 4 NB GPO (GPO) 4, denominado NB (GPO) 9, O: hidroxiprolina], fue desarrollado , que contiene un nitrobencilo-foto escindiblegrupo (NB) unido a la glicina central del péptido. El grupo jaula NB impide estéricamente el CMP de plegado en triple hélice; sin embargo, la eliminación del grupo jaula por irradiación UV desencadena inmediatamente el plegamiento helicoidal triple y colágeno de hibridación 1. Cuando CMP monoméricas etiquetadas con infrarrojo cercano (NIR) fluoróforos se sistémicamente entregados a modelar los ratones, pueden dirigirse específicamente y permitir de imágenes in vivo de colágenos desnaturalizados en los tejidos sometidos a normal (por ejemplo en el hueso y el cartílago) y patológicos (por ejemplo, en tumores) remodelación 1 . CMP marcados con fluorescencia también se pueden utilizar para obtener imágenes de colágenos en secciones de tejidos histológicos. En el estudio histológico, los tejidos cosechados a menudo se conservan mediante fijación para mantener los componentes celulares y la morfología general de tejido de deterioro. Los procedimientos de fijación, que incluyen calor, y el tratamiento con disolventes orgánicos, y química cruz-linkinreactivos g (por ejemplo paraformaldehído), desnaturalizar la estructura helicoidal triple del colágeno 8. Esta desnaturalización genera sitios para la hibridación de CMP. Se ha demostrado que CMP marcados con fluorescencia pueden unirse específicamente a los colágenos en secciones de tejido fijos (por ejemplo, piel, córnea y hueso) incluso más eficazmente que un anticuerpo anti-colágeno, lo que permitió la identificación fácil de las condiciones patológicas en tejidos hepáticos fibróticos 9. El CMP se dirige a hebras de colágeno desnaturalizado que contienen la secuencia de aminoácidos de los motivos de triple hélice, que es común a todos los tipos de colágenos. Por lo tanto CMP puede ser considerado como un agente de tinción de colágeno de amplio espectro. A continuación, presentamos los procedimientos experimentales detallados para i) obtener imágenes cadenas desnaturalizadas de colágeno in vivo y ii) visualización de colágenos en ex vivo secciones de tejido utilizando CMP enjaulados marcados con fluorescencia. Una etiqueta de NIR, IR680, se conjugó con el CMP enjaulado para imágenes en vivo, rodeado poe carboxifluoresceína (CF) se utilizó en el trabajo de tinción de tejidos para su compatibilidad con los microscopios de fluorescencia estándar. Este protocolo se centra en la aplicación de imágenes de CMP en relación con la remodelación del colágeno. Los métodos para la síntesis de CMP se pueden encontrar en los informes anteriores 1,7,9-15. En este informe de vídeo, de imágenes tejidos óseos en ratones normales y las secciones de tejido de córnea de ratón fueron elegidos para fines de demostración, sin embargo los métodos presentados aquí se pueden aplicar fácilmente a muchas patologías y modelos biológicos que implican la remodelación del colágeno (por ejemplo, tumores, curación de heridas), como así como a casi cualquier muestra de tejido prefijo que contiene colágenos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="642">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">IRdye 680RD Maleimide (IR680)</td>
			<td style="width:123px;">LI-COR</td>
			<td style="width:137px;">929-71050</td>
			<td style="width:167px;">Used for CMP labeling, protocol presented elsewhere1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">5(6)-Carboxyfluorescein</td>
			<td style="width:123px;">Sigma</td>
			<td style="width:137px;">21877-5G-F</td>
			<td style="width:167px;">Used for CMP labeling, protocol presented elsewhere12</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Cysteine</td>
			<td style="width:123px;">Advanced Chemtech</td>
			<td style="width:137px;">YC2200</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:216px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:123px;">Butler Veterinary Supply</td>
			<td style="width:137px;">4/4/5260</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Goat Serum</td>
			<td style="width:123px;">Sigma</td>
			<td style="width:137px;">G9023-10ML</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Albumin from bovine serum (BSA)</td>
			<td style="width:123px;">Sigma</td>
			<td style="width:137px;">A9647</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">DAPI</td>
			<td style="width:123px;">Roche Applied Science</td>
			<td style="width:137px;">10236276001</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Fluoroshield mounting medium</td>
			<td style="width:123px;">Sigma</td>
			<td style="width:137px;">F6182-20ML</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td colspan="4" height="22" style="height:22px;width:643px;">Equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Syringes</td>
			<td style="width:123px;">BD</td>
			<td style="width:137px;">329461</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">UV lamp</td>
			<td style="width:123px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:137px;">1447T17</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:216px;">Pearl impulse imager</td>
			<td style="width:123px;">LI-COR</td>
			<td style="width:137px;">9400</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Surgical forceps and scissors</td>
			<td style="width:123px;"></td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">EasyDip slide staining system</td>
			<td style="width:123px;">Light Labs</td>
			<td style="width:137px;">M900-12B</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">20-place cardboard microscope slide tray</td>
			<td style="width:123px;">Light Labs</td>
			<td style="width:137px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cover glasses</td>
			<td style="width:123px;">Fisher</td>
			<td style="width:137px;">12-545-c</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:216px;">Fluorescence Microscope</td>
			<td style="width:123px;">Nikon</td>
			<td style="width:137px;">Eclipse TE2000-E</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

imaging denatured collagen strands in vivo and ex vivo via photo-triggered hybridization of caged collagen mimetic peptides

El colágeno es un componente estructural de la matriz extracelular que soporta la formación de tejido y mantenimiento. Aunque la remodelación del colágeno es una parte integral de la renovación del tejido normal, cantidad excesiva de actividad de remodelación está implicado en los tumores, artritis, y muchas otras condiciones patológicas. Durante la remodelación del colágeno, la estructura helicoidal triple de las moléculas de colágeno se rompe por las proteasas en el medio ambiente extracelular. Además, los colágenos presentes en muchas muestras de tejidos histológicos están parcialmente desnaturalizados por los procesos de fijación y de preservación. Por lo tanto, estas cadenas de colágeno desnaturalizado puede servir como dianas eficaces para la formación de imágenes biológica. Hemos desarrollado previamente un péptido mimético de colágeno enjaulado (CMP) que puede ser activado por la foto para hibridar con hebras de colágeno desnaturalizado mediante la formación de la estructura de triple hélice, que es único para colágenos. Los objetivos generales de este procedimiento son: i) a la imagen de cadenas de colágeno desnaturalizado resulting de las actividades normales de remodelación in vivo, y ii) para visualizar los colágenos en ex vivo secciones de tejido usando las CMP enjaulados fotos por alarma. Para conseguir una hibridación eficaz y exitoso en vivo e imágenes ex vivo, CMP enjaulados marcados con fluorescencia son inmediatamente antes de la inyección intravenosa o bien activado por foto, o se activan directamente en cortes de tejido. Normal remodelación del colágeno esquelético en ratones desnudos y colágenos de ratón secciones de tejido de córnea prefijados son expuestas en este procedimiento. El método de imágenes basado en la tecnología de hibridación CMP-colágeno que aquí se presenta puede llevar a una comprensión más profunda del proceso de remodelación de tejidos, así como permitir el desarrollo de nuevos métodos de diagnóstico para las enfermedades asociadas con la actividad de remodelación alta colágeno.

La Figura 1 muestra un resultado típico de cómo la foto-desencadenado IR680-Ahx-(GPO) 9 distribuye en un ratón desnudo hembra SKH1 sano después de la inyección de post 24-96 horas. Se muestra la acumulación de CMP aparente en el esqueleto después de 24 hpi, en cuyo punto la mayor parte de los péptidos no unidos han sido talados en gran parte fuera. El proceso de CMP hibridar con las cadenas de colágeno remodelación parece relativamente lento, especialmente en contraste con otras sondas de imagen (por ejemplo, péptido RGD 16). Esto muy probablemente se debe a la velocidad de plegado lenta de la triple hélice del colágeno 17,18. Sin embargo, una vez hibridado, las hebras CMP están fuertemente ligados a los tejidos de colágeno, ya que sólo ligera reducción de la señal se ve después de 24 hpi (Figura 1). A las 96 hpi, la imagen de fluorescencia de NIR del ratón después de la eliminación de la piel demuestra claramente la captación ósea de IR680-Ahx-(GPO) 9 en la columna vertebral y las costillas, así como dentro de las rodillas, los tobillos,las muñecas y las mandíbulas inferiores (Figura 2A). In vivo tinción ex tejido, foto-desencadenó la etiqueta fluorescente-CMP enjaulados hibridan específicamente a las hebras de colágeno desnaturalizado en secciones de tejido. En la Figura 3, la tinción de CMP revela claramente las fibrillas de colágeno paralelas finas en el estroma de la córnea, lo que demuestra su uso como un agente de tinción específica de colágeno. <img alt="Figura 1" fo:content-width="3.5in" fo:src="/files/ftp_upload/51052/51052fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51052/51052fig1.jpg" /> Figura 1. NIR imágenes de fluorescencia en serie de un ratón desnudo administran por vía intravenosa con foto-decaged IR680-Ahx-(GPO) 9 que muestra la captación ósea durante cuatro días. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51052/51052fig1highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="Figura 2" fo:content-width = &quot;4 pulgadas&quot; fo: src = &quot;/ files/ftp_upload/51052/51052fig2highres.jpg&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/51052/51052fig2.jpg&quot; /&gt; Figura 2. NIR imágenes de fluorescencia de ratones administrados con foto-decaged IR680-Ahx-(GPO) 9 (A), enjaulado IR680-Ahx-NB (GPO) 9 sin exposición UV (B), dobladas de triple hélice [IR680-Ahx-(GPO ) 9] 3 (C), o disociada de calor de una sola hebra IR680-Ahx-(GPO) 9 (D) a 96 hpi después de la eliminación de la piel. focalización esquelético por el CMP sólo se puede observar en A y D. Señales de fluorescencia NIR se muestran en la escala de arco iris. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51052/51052fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="Figura 3" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51052/51052fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51052/51052fig3.jpg" /> Figura 3. Micrografías de fluorescencia de un compañero del ratónsección de tejido RNeal prefijo en paraformaldehído, y se tiñeron con DAPI y foto-activado CF (GPO) 9 utilizando el Protocolo 2, que muestra estroma colágeno denso (manchado por la CMP, en verde), así como el epitelio celular y endotelio (manchado por DAPI, en azul ) (barra de escala: 100 micras).

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Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

Este procedimiento se muestra en vivo cerca de IR de imágenes de fluorescencia de las actividades de remodelación de colágeno en ratones, así como la tinción ex vivo de colágenos en secciones de tejido utilizando jaulas de colágeno péptidos miméticos que pueden ser desencadenados foto-para hibridar con los filamentos de colágeno desnaturalizado.

Imaging desnaturalizadas colágeno Strands<em&gt; En vivo</em&gt; Y<em&gt; Ex vivo</em&gt; A través de Photo-desencadenada Hibridación de Caged colágeno Mimetic Péptidos

Collagen is a major structural component of the extracellular matrix that supports tissue formation and maintenance. Although collagen remodeling is an ...

imaging-denatured-collagen-strands-vivo-ex-vivo-via-photo-triggered

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

11.8K vistas.  University of Utah.  Este procedimiento se muestra en vivo cerca de IR de imágenes de fluorescencia de las actividades de remodelación de colágeno en ratones, así como la tinción ex vivo de colágenos en secciones de tejido utilizando jaulas de colágeno péptidos miméticos que pueden ser desencadenados foto-para hibridar con los filamentos de colágeno desnaturalizado. 

Video: Imaging Denatured Collagen Strands In vivo and Ex vivo via Photo-triggered Hybridization of Caged Collagen Mimetic Peptides

High Resolution 3D Imaging of Ex-Vivo Biological Samples by Micro CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized tomography (&mu;CT).
High resolution &mu;CT is a very versatile yet accurate (1-2 microns of resolution) technique for 3D examination of ex-vivo biological samples1, 2. As opposed to electron tomography, the &mu;CT allows the examination of up to 4 cm thick samples. This technique requires only few hours of measurement as compared to weeks in histology. In addition, &mu;CT does not rely on 2D stereologic models, thus it may complement and in some cases can even replace histological methods3, 4, which are both time consuming and destructive. Sample conditioning and positioning in &mu;CT is straightforward and does not require high vacuum or low temperatures, which may adversely affect the structure. The sample is positioned and rotated 180&deg; or 360&deg;between a microfocused x-ray source and a detector, which includes a scintillator and an accurate CCD camera, For each angle a 2D image is taken, and then the entire volume is reconstructed using one of the different available algorithms5-7. The 3D resolution increases with the decrease of the rotation step. The present video protocol shows the main steps in preparation, immobilization and positioning of the sample followed by imaging at high resolution.

High Resolution 3D Imaging of Ex-Vivo Biological Samples by Micro CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized tomography ( CT).

3D de alta resolución de imagen de Ex-Vivo Muestras Biológicas por Micro CT

Non-destructive volume visualization can be achieved only by tomographic techniques, of which the most efficient is the x-ray micro computerized ...

Investigación

Bioingeniería

Ex vivo Mimicry of Normal and Abnormal Human Hematopoiesis

Hematopoietic stem cells require a unique microenvironment in order to sustain blood cell formation1; the bone marrow (BM) is a complex three-dimensional (3D) tissue wherein hematopoiesis is regulated by spatially organized cellular microenvironments termed niches2-4. The organization of the BM niches is critical for the function or dysfunction of normal or malignant BM5. Therefore a better understanding of the in vivo microenvironment using an ex vivo mimicry would help us elucidate the molecular, cellular and microenvironmental determinants of leukemogenesis6.
Currently, hematopoietic cells are cultured in vitro in two-dimensional (2D) tissue culture flasks/well-plates7 requiring either co-culture with allogenic or xenogenic stromal cells or addition of exogenous cytokines8. These conditions are artificial and differ from the in vivo microenvironment in that they lack the 3D cellular niches and expose the cells to abnormally high cytokine concentrations which can result in differentiation and loss of pluripotency9,10.
Herein, we present a novel 3D bone marrow culture system that simulates the in vivo 3D growth environment and supports multilineage hematopoiesis in the absence of exogenous growth factors. The highly porous scaffold used in this system made of polyurethane (PU), facilitates high-density cell growth across a higher specific surface area than the conventional monolayer culture in 2D11. Our work has indicated that this model supported the growth of human cord blood (CB) mononuclear cells (MNC)12 and primary leukemic cells in the absence of exogenous cytokines. This novel 3D mimicry provides a viable platform for the development of a human experimental model to study hematopoiesis and to explore novel treatments for leukemia.

Ex vivo Mimicry of Normal and Abnormal Human Hematopoiesis

A 3D culture system for hematopoiesis is described using human cord blood and leukemic bone marrow cells. The method is based on the use of a porous synthetic polyurethane scaffold coated with extracellular matrix proteins. This scaffold is adaptable to accommodate a wide range of cells.

Ex vivo mimetismo de la hematopoyesis humano normal y anormal

Hematopoietic stem cells require a unique microenvironment in order to sustain blood cell formation1; the bone marrow (BM) is a complex three-dimensional ...

Viral Nanoparticles for In vivo Tumor Imaging

The use of nanomaterials has the potential to revolutionize materials science and medicine. Currently, a number of different nanoparticles are being investigated for applications in imaging and therapy. Viral nanoparticles (VNPs) derived from plants can be regarded as self-assembled bionanomaterials with defined sizes and shapes. Plant viruses under investigation in the Steinmetz lab include icosahedral particles formed by Cowpea mosaic virus (CPMV) and Brome mosaic virus (BMV), both of which are 30 nm in diameter. We are also developing rod-shaped and filamentous structures derived from the following plant viruses: Tobacco mosaic virus (TMV), which forms rigid rods with dimensions of 300 nm by 18 nm, and Potato virus X (PVX), which form filamentous particles 515 nm in length and 13 nm in width (the reader is referred to refs. 1 and 2 for further information on VNPs).
From a materials scientist's point of view, VNPs are attractive building blocks for several reasons: the particles are monodisperse, can be produced with ease on large scale in planta, are exceptionally stable, and biocompatible. Also, VNPs are "programmable" units, which can be specifically engineered using genetic modification or chemical bioconjugation methods 3. The structure of VNPs is known to atomic resolution, and modifications can be carried out with spatial precision at the atomic level4, a level of control that cannot be achieved using synthetic nanomaterials with current state-of-the-art technologies.
In this paper, we describe the propagation of CPMV, PVX, TMV, and BMV in Vigna ungiuculata and Nicotiana benthamiana plants. Extraction and purification protocols for each VNP are given. Methods for characterization of purified and chemically-labeled VNPs are described. In this study, we focus on chemical labeling of VNPs with fluorophores (e.g. Alexa Fluor 647) and polyethylene glycol (PEG). The dyes facilitate tracking and detection of the VNPs 5-10, and PEG reduces immunogenicity of the proteinaceous nanoparticles while enhancing their pharmacokinetics 8,11. We demonstrate tumor homing of PEGylated VNPs using a mouse xenograft tumor model. A combination of fluorescence imaging of tissues ex vivo using Maestro Imaging System, fluorescence quantification in homogenized tissues, and confocal microscopy is used to study biodistribution. VNPs are cleared via the reticuloendothelial system (RES); tumor homing is achieved passively via the enhanced permeability and retention (EPR) effect12. The VNP nanotechnology is a powerful plug-and-play technology to image and treat sites of disease in vivo. We are further developing VNPs to carry drug cargos and clinically-relevant imaging moieties, as well as tissue-specific ligands to target molecular receptors overexpressed in cancer and cardiovascular disease.

Viral Nanoparticles for In vivo Tumor Imaging

Plant viral nanoparticles (VNPs) are promising platforms for applications in biomedicine. Here, we describe the procedures for plant VNP propagation, purification, characterization, and bioconjugation. Finally, we show the application of VNPs for tumor homing and imaging using a mouse xenograft model and fluorescence imaging.

Las nanopartículas virales para<em&gt; En vivo</em&gt; Imágenes de tumores

The use of nanomaterials has the potential to revolutionize materials science and medicine. Currently, a number of different nanoparticles are being ...

In vitro Synthesis of Native, Fibrous Long Spacing and Segmental Long Spacing Collagen

Collagen fibrils are present in the extracellular matrix of animal tissue to provide structural scaffolding and mechanical strength. These native collagen fibrils have a characteristic banding periodicity of ~67 nm and are formed in vivo through the hierarchical assembly of Type I collagen monomers, which are 300 nm in length and 1.4 nm in diameter. In vitro, by varying the conditions to which the monomer building blocks are exposed, unique structures ranging in length scales up to 50 microns can be constructed, including not only native type fibrils, but also fibrous long spacing and segmental long spacing collagen. Herein, we present procedures for forming the three different collagen structures from a common commercially available collagen monomer. Using the protocols that we and others have published in the past to make these three types typically lead to mixtures of structures. In particular, unbanded fibrils were commonly found when making native collagen, and native fibrils were often present when making fibrous long spacing collagen. These new procedures have the advantage of producing the desired collagen fibril type almost exclusively. The formation of the desired structures is verified by imaging using an atomic force microscope.

In vitro Synthesis of Native, Fibrous Long Spacing and Segmental Long Spacing Collagen

Simple and reproducible procedures are described for making three structurally distinct collagen assemblies from a common commercially available Type I collagen monomer. Native type, fibrous long spacing or segmental long spacing collagen can be constructed by varying the conditions to which the 300 nm long and 1.4 nm diameter monomer building block is exposed.

La síntesis in vitro de Espaciado nativo, y colágeno fibroso Long Long segmentaria Espaciado

Collagen fibrils are present in the  extracellular matrix of animal tissue to provide structural scaffolding and  mechanical strength. These native ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

Ingeniería 3D Cellularized colágeno Geles para Vascular Regeneración Tisular

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Planar Gradient Diffusion System to Investigate Chemotaxis in a 3D Collagen Matrix

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to their surrounding area, leading to cell movement and migration. In order to understand the mechanisms that can alter and/or affect cell migration, one can study these forces. In theory, understanding the fundamental mechanisms and forces underlying cell migration holds the promise of effective approaches for treating diseases and promoting cellular transplantation. Unfortunately, modern chemotaxis chambers that have been developed are usually restricted to two dimensions (2D) and have complex diffusion gradients that make the experiment difficult to interpret. To this end, we have developed, and describe in this paper, a direct-viewing chamber for chemotaxis studies, which allows one to overcome modern chemotaxis chamber obstacles able to measure cell forces and specific concentration within the chamber in a 3D environment to study cell 3D migration. More compelling, this approach allows one to successfully model diffusion through 3D collagen matrices and calculate the coefficient of diffusion of a chemoattractant through multiple different concentrations of collagen, while keeping the system simple and user friendly for traction force microscopy (TFM) and digital volume correlation (DVC) analysis.

Cell migration is an important part of human development and life. In order to understand the mechanisms that can alter cell migration, we present a planar gradient diffusion system to investigate chemotaxis in a 3D collagen matrix, which allows one to overcome modern diffusion chamber limitations of existing assays.

Planar Sistema de Difusión de degradado para Investigar quimiotaxis en una matriz de colágeno 3D

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to ...

Layer-by-layer Collagen Deposition in Microfluidic Devices for Microtissue Stabilization

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D culture of cells in collagen type I gels helps to stabilize cell morphology and function, which is necessary for creating microfluidic tissue models in microdevices. Translating traditional 3D culture techniques for tissue culture plates to microfluidic devices is often difficult because of the limited channel dimensions. In this method, we describe a technique for modifying native type I collagen to generate polycationic and polyanionic collagen solutions that can be used with layer-by-layer deposition to create ultrathin collagen assemblies on top of cells cultured in microfluidic devices. These thin collagen layers stabilize cell morphology and function, as shown using primary hepatocytes as an example cell, allowing for the long term culture of microtissues in microfluidic devices.

The creation of functional microtissues within microfluidic devices requires the stabilization of cell phenotypes by adapting traditional cell culture techniques to the limited spatial dimensions in microdevices. Modification of collagen allows the layer-by-layer deposition of ultrathin collagen assemblies that can stabilize primary cells, such as hepatocytes, as microfluidic tissue models.

Capa por capa deposición de colágeno en dispositivos de microfluidos para microtejidos Estabilización

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

Preparación de geles de colágeno en 3D y microcanales para el estudio de las interacciones 3D<em&gt; En Vivo</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

Quantifying Fibrillar Collagen Organization with Curvelet Transform-Based Tools

Fibrillar collagens are prominent extracellular matrix (ECM) components, and their topology changes have been shown to be associated with the progression of a wide range of diseases including breast, ovarian, kidney, and pancreatic cancers. Freely available fiber quantification software tools are mainly focused on the calculation of fiber alignment or orientation, and they are subject to limitations such as the requirement of manual steps, inaccuracy in detection of the fiber edge in noisy background, or lack of localized feature characterization. The collagen fiber quantitation tool described in this protocol is characterized by using an optimal multiscale image representation enabled by curvelet transform (CT). This algorithmic approach allows for the removal of noise from fibrillar collagen images and the enhancement of fiber edges to provide location and orientation information directly from a fiber, rather than using the indirect pixel-wise or window-wise information obtained from other tools. This CT-based framework contains two separate, but linked, packages named &#8220;CT-FIRE&#8221; and &#8220;CurveAlign&#8221; that can quantify fiber organization on a global, region of interest (ROI), or individual fiber basis. This quantification framework has been developed for more than ten years and has now evolved into a comprehensive and user-driven collagen quantification platform. Using this platform, one can measure up to about thirty fiber features including individual fiber properties such as length, angle, width, and straightness, as well as bulk measurements such as density and alignment. Additionally, the user can measure fiber angle relative to manually or automatically segmented boundaries. This platform also provides several additional modules including ones for ROI analysis, automatic boundary creation, and post-processing. Using this platform does not require prior experience of programming or image processing, and it can handle large datasets including hundreds or thousands of images, enabling efficient quantification of collagen fiber organization for biological or biomedical applications.

Here, we present a protocol to use a curvelet transform-based, open-source MATLAB software tool for quantifying fibrillar collagen organization in the extracellular matrix of both normal and diseased tissues. This tool can be applied to images with collagen fibers or other types of line-like structures.

Cuantificación de la organización del colágeno fibrilador con herramientas basadas en curvelet transform

Fibrillar collagens are prominent extracellular matrix (ECM) components, and their topology changes have been shown to be associated with the progression ...

The Preparation of Chicken Ex Ovo Embryos and Chorioallantoic Membrane Vessels as In Vivo Model for Contrast-Enhanced Ultrasound Imaging and Microbubble-Mediated Drug Delivery Studies

The chicken embryo and the blood-vessel rich chorioallantoic membrane (CAM) is a valuable in vivo model to investigate biomedical processes, new ultrasound pulsing schemes, or novel transducers for contrast-enhanced ultrasound imaging and microbubble-mediated drug delivery. The reasons for this are the accessibility of the embryo and vessel network of the CAM as well as the low costs of the model. An important step to get access to the embryo and CAM vessels is to take the egg content out of the eggshell. In this protocol, three methods for taking the content out of the eggshell between day 5 and&#160;8 of incubation are described thus allowing the embryos to develop inside the eggshell up to these days. The described methods only require simple tools and equipment and yield a higher survival success rate of 90% for 5-day, 75% for 6-day, 50% for 7-day, and 60% for 8-day old incubated eggs in comparison to ex ovo cultured embryos (~50%). The protocol also describes how to inject cavitation nuclei, such as microbubbles, into the CAM vascular system, how to separate the membrane containing the embryo and CAM from the rest of the egg content for optically transparent studies, and how to use the chicken embryo and CAM in a variety of short-term ultrasound experiments. The in vivo&#160;chicken embryo and CAM model is extremely relevant to investigate novel imaging protocols, ultrasound contrast agents, and ultrasound pulsing schemes for contrast-enhanced ultrasound imaging, and to unravel the mechanisms of ultrasound-mediated drug delivery.

This protocol describes three methods on how to obtain and use 5 to 8-day old chicken embryos and their chorioallantoic membrane (CAM) as an in vivo&#160;model to study contrast-enhanced ultrasound imaging and microbubble-mediated drug delivery.

La preparación de embriones de pollo ex ovo y vasos de membrana corioalantoicos como modelo in vivo para imágenes de ultrasonido con contraste y estudios de administración de fármacos mediados por microburbujas