We thank N. Borel and her fish house team, M. Rastegar for help with microscopy, and T. Dickmeis for comments on the manuscript. We are grateful for support by the EU IP ZF-Health, FP7-HEALTH-2007-B2, NeuroXsys, the Interreg Network for Synthetic Biology in the Upper Rhine valley (NSB-Upper Rhine) and the BMBF funded network EraSysBio.

El pez cebra se mantuvieron en las instalaciones de peces del Instituto de Toxicología y Genética (ITG) en Karlsruhe Institute of Technology (KIT). Los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con las normas de protección de animales de Alemania y fueron aprobados por el Gobierno de Baden-Württemberg, Regierungspräsidium Karlsruhe, Alemania (Aktenzeichen 35-9185.81/G-272/12 &#39;Adulte Neurogenese&#39;). 1. Generación de una herida de arma blanca en el telencéfalo <ol><li> Anestesia <ol><li> Para preparar una solución madre de tricaína (éster etílico del ácido 3-amino benzoico, también llamado acetato de 3-aminobenzoato) utilizan 400 mg de polvo de tricaína y se disuelven en 97,9 ml de agua y 2,1 ml de tampón de 1 M de Tris / HCl (pH 9). Ajustar el pH a 7. Hacer alícuotas de 5 ml y almacenar a -20 ° C hasta su uso. </li><li> Transferir un número apropiado de 0,5-1 años de edad del pez cebra de sus tanques en jaulas de plástico de ratón. Nota: El cráneo de un pez cebra adulto en unos 12meses de edad es todavía relativamente suave y se puede perforar fácilmente con una aguja (véase la sección 1.2.3 y en la figura 1A). </li><li> Para anestesiar el pez cebra adulto, mezcle 5 tricaína ml (solución madre) en una jaula cruce de plástico con ~ 100 ml de agua pecera limpia (concentración final de tricaína 0,02% (w / v) tricaína). </li><li> Incubar los peces en los anestésicos hasta que no se mueven más (45-60 seg). </li></ol></li><li> Lesión Telencéfalo <ol><li> Lugar individuo anestesiado pez cebra en una ranura en un bloque de espuma tricaína empapada. </li><li> Bajo un microscopio de disección con luz desde la parte superior coloque un lado del pescado con una mano y orientarlo de manera que permita el acceso a la cabeza de la parte superior. </li><li> Con la otra mano empujar un G jeringa 30 (jeringa de insulina con aguja integrada) verticalmente a través del cráneo en la región medial de un hemisferio telencefálica (figuras 1A-1B). Los hemisferios del telencéfalo unvolver visible a través del cráneo. Asegúrese de que la lesión introducida no es más profunda de 2 mm (Figura 1C). Nota: Se recomienda introducir la lesión siempre en el mismo hemisferio para facilitar la identificación del sitio de la lesión, cuando la disección del cerebro fuera del cráneo. </li><li> Después de la introducción de la lesión telencephalic, coloque el pescado en agua el pescado fresco. Mantener hasta 10 peces en una jaula de 2 L de ratón lleno de peces de agua para la recuperación y conecte la jaula del ratón a un sistema de flujo de agua. Nota: La tasa de supervivencia es generalmente ~ 97% si los peces están sanos y no hay otros experimentos se realizaron con el pescado antes. La adición de antibióticos para el agua de pescado no es necesario. Después de la recuperación, los peces se comportan normalmente: nadan, alimentación, y se aparean. </li></ol></li></ol> 2. Analizar el efecto de la lesión telencefálicas <ol><li> Cerebro La disección y fijación <ol><li> Re-anestesiar el pescado recuperado en diferentes puntos de tiempo después de la lesión (tipicaY, 1, 3, 5, y 14 días después de la lesión (DPL)) con 0,02% (w / v) tricaína como anteriormente y la eutanasia poniéndolos en agua con hielo durante 5 min. </li><li> Coloque el pescado en un pañuelo de papel humedecido en solución salina tamponada con fosfato (PBS) y separar la cabeza del cuerpo cortando detrás de las agallas con una tijera afilada. </li><li> Mantenga las cabezas en 1x PBS durante 5 minutos para permitir el sangrado. Nota: Esto drena la sangre del tejido, lo que puede perturbar nuevas medidas en el protocolo. </li><li> Fijar las cabezas durante la noche a 4 ° C en 4% de paraformaldehído (PFA) en PBS o 4 horas a temperatura ambiente (RT). </li><li> Lávese las cabezas fijas dos veces con 1x PBS en una placa de Petri. </li><li> Diseccionar cerebros cuidadosamente en 1x PBS bajo un microscopio de disección 23. La lesión es generalmente visible bajo el microscopio de disección. Cerebros sin lesión visible deberán desecharse. </li><li> Transferencia de cerebros en 2 tubos de reacción ml llena con 1,5 ml de 100% de metanol (MeOH) y invertir los tubos de 5x antes de incubarellos a -20 ° C durante al menos 16 horas. Nota: Los cerebros se pueden mantener durante varios meses en MeOH a -20 ° C hasta que se necesite para inmunohistoquímica o hibridación in situ. </li></ol></li><li> Preparación de tejidos para inmunohistoquímica <ol><li> Rehidratar el cerebro a través de una serie metanol descendente en 2 tubos de plástico ml (secuencialmente 75% de MeOH (1x PBS, 0,1% de Tween-20 = PTW);. 50% de MeOH, 25% de MeOH Incubar los cerebros (15 cerebros tubos de 2 ml / reacción ) durante 5 min en cada solución. </li><li> Lavar los cerebros en PTW durante 5 min. Repetir 4x con frescos PTW. </li></ol></li><li> Incorporación de los cerebros de seccionamiento <ol><li> Para el encapsulado de, transferir los cerebros del tubo de reacción 2 ml en PTW en las cavidades de una bandeja de la taza de moldeo de polietileno con una pipeta de transferencia (5 mm de diámetro). </li><li> Preparar 2% de agarosa (grado de ADN) en 1x PBS en un matraz Erlenmeyer. Calentar en el microondas a 600 W hasta que la agarosa se disuelva por completo. Preparar 50 ml de 10 cerebros. Deje ªe agarosa enfriar durante 3 minutos a temperatura ambiente antes de su uso. Mantener la agarosa en un bloque de calentamiento pre-calentado (60 ° C) mientras que la incrustación de los cerebros con el fin de evitar la solidificación. </li><li> Retire el PBS 1x del molde que contiene un cerebro mediante el uso de una pipeta Pasteur (1 mm de diámetro). Tenga cuidado de no dañar el cerebro. </li><li> Vierta en el molde de agarosa y llenarlo por completo. A continuación, utilice una aguja de disección para agitar el cerebro de la agarosa para lavar el PTW por lo que es más fácil de incrustar el cerebro. </li><li> Oriente el cerebro en la parte ventral del molde hacia abajo, lado dorsal y colocarlo directamente. </li><li> Deje que la agarosa se enfríe. Para un enfriamiento más rápido, colocar el molde en hielo. Repita los pasos. </li><li> Repita 2.3.3-2.3.6 para todos los cerebros. </li></ol></li><li> Recorte de la agarosa Bloquear <ol><li> Usando una aguja de disección, saltará el bloque de agarosa. </li><li> Con una hoja de afeitar afilada, cortar la agarosa en el extremo posterior del cerebro. Asegúrese de que este plano es paralelo al del telencephalon. </li><li> Cortar la agarosa en el extremo anterior del cerebro. Luego, abre el bloque para que se destaca en el plano posterior. </li><li> Retire el exceso de agarosa al cortar en paralelo a dorsal del cerebro y ventral. Luego, abre el cerebro atrás de modo que se encuentra en su lado ventral. </li><li> Cortar el bloque a un triángulo truncado en el que el telencéfalo está situado en el avión más pequeño (Figura 2). </li></ol></li><li> Preparación de la Vibratome para seccionar <ol><li> Preparar la vibratomo de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Use una hoja de afeitar nueva y reemplazarlo después de 10 cerebros. </li><li> Llenar el baño de tampón con 1x PBS hasta un nivel que sólo alcanza la parte inferior de la hoja. </li><li> Coloque un pequeño punto de pegamento en la parte superior de la platina del vibratome. </li><li> Coloque con cuidado el plano que se encuentra por detrás del cerebro en el pegamento. El pegamento se endurezca tan pronto como está en contacto con el 1x PBS enel baño tampón vibratome. </li><li> Inserte la platina con la muestra en la bandeja de buffer usando el manipulador del microtomo. </li><li> Utilice el manipulador para girar la platina en la posición deseada. Oriente el bloque en el baño de tampón de una manera que localiza el telencéfalo justo debajo de la superficie, con la parte dorsal del cerebro frente a la cuchilla. Luego apriete el SCRW con una llave Allen de 3 mm y retire el manipulador. Nota: El tornillo de sujeción o uno de los dispositivos de sujeción no deben estar situados sobre la brecha en la platina; en estas posiciones de sujeción del disco muestra no es posible. </li></ol></li><li> Seccionar el cerebro <ol><li> Preparar una placa de 24 pocillos para recoger las secciones. Por cerebro para ser seccionada, llenar un pocillo con 1 ml de tampón de bloqueo (0,1% (v / v) 10% de Tween-20, 0.2% (w / v) de albúmina de suero bovino (BSA), 1% (v / v) sulfóxido de dimetilo (DMSO) en PBS). </li><li> Comience el corte a 50 micras de espesor, velocidad de 1 mm / s, y 70 Hz de frecuenciausando un microtomo de vibración. </li><li> Use un cepillo sintético (1 mm) para recoger las rebanadas finas de agarosa medida que salen de la hoja y los recogen en la placa de 24 pocillos. </li></ol></li><li> La inmunohistoquímica en Vibratome Secciones <ol><li> Bloquear los sitios de unión no específica durante 1 hora a temperatura ambiente en tampón de bloqueo (0,1% (v / v) 10% de Tween 20, 0,2% (w / v) de BSA, 1% (v / v) de DMSO en PBS). </li><li> Eliminar el sobrenadante y añadir 250 l de anticuerpo diluido en tampón de bloqueo durante la noche a 4 ° C. Alternativamente, se incuba el anticuerpo primario durante 2 horas a TA. A continuación, lavar 3x durante 10 minutos en PTW. Nota: Para la tinción de PCNA utilizar una dilución 1:400 (ratón anti-PCNA Para más detalles ver tabla de materiales.). Múltiples anticuerpos primarios se pueden incubar en el mismo tiempo. </li><li> Incubar las secciones en anticuerpo secundario durante 2 horas a TA, luego lavar 3x durante 10 min en PTW. Nota: 1:1000 dilución en PTW, para el detalle vea la tabla de materiales. Anticuerpos secundarios múltiples pueden ser incubadas en el mismo tiempo. </li><li&gt; Opcional: Se observan los mejores resultados cuando las secciones se mantienen en PTW durante la noche a 4 ° C con el fin de permitir el lavado de los anticuerpos secundarios unidos de forma no específica. En este caso, reemplace el PTW una vez más antes de su montaje. </li></ol></li><li> ARN cerebrales en adultos hibridación in situ (como alternativa a la inmunohistoquímica) <ol><li> Cerebro La disección y fijación (mismo procedimiento que para inmunohistoquímica): <ol><li> La hibridación de la sonda. </li><li> Rehidrate cerebros en 2 ml de tubos de reacción como se describe para la inmunohistoquímica. </li><li> Incubar cerebros en proteinasa K (ProtK;. 10 mg / ml de concentración final) en PTW durante 30 min. Después del tiempo de incubación retire ProtK / PTW y corregir los cerebros de nuevo durante 20 minutos en el BT-Fix (PFA al 4%, 4% de sacarosa, 0,12 mM CaCl 2, 77 mM Na 2 HPO 4, 23 mM NaH 2 PO 4). </li><li> Lavar cerebros 5x durante 5 min en PTW (0,1% (v / v) de Tween-20 en PBS). </li><li> Retire PTW y enjuague los cerebros de 500 lHYB tampón (50% (v / v) de formamida desionizada, 5x SSC, 500 microgramos / ml de ARNt de levadura, 50 g / ml de heparina, 0,1% de Tween-20, 9 mM de ácido cıtrico). Esperar hasta que los cerebros se hunden hasta el fondo del tubo a continuación, descartar el sobrenadante y añadir 500 l de tampón de HYB limpia y se incuba a 65-70 ° C durante 3-4 horas. </li><li> Diluir la sonda de ARN a 1:200 o 1:400 (dependiendo de la sonda) en un volumen final de 400 l de tampón de HYB. Calentar la sonda de ARN diluido a 70 ° C durante 5 min. </li><li> Aspirar el sobrenadante de los cerebros y agregue la sonda de ARN, se incuban a 65-70 ° C (O / N). Todas las soluciones tampón de lavado debe ser precalentado y se mantuvieron a 70 ° C. </li></ol></li><li> Etiquetado <ol><li> Lavar los cerebros a 65-70 ° C (durante todas las 4 etapas de lavado) con 500 l de tampón de lavado 1 (50% de formamida, SSC 1x, 0,05% de Tween 20) dos veces durante 30 min. Reemplazar tampón 1 por tampón 2 (2x SSC, 0,1% de Tween 20), y se incuba durante 15 min. Retirar el tampón 2 y lavar cerebros en tampón 3 (0,2 x SSC, 0,1% de Tween 20) for 30 min, repita este paso 2 dos veces. Reemplace tampón 3 por tampón 4 (0,1 x SSC, 0,05% Tween 20 en PTW), incubar durante 5 min. </li><li> Eliminar el sobrenadante y lavar durante 5 min en 500 l de PTW a TA. </li><li> Incrustar cerebros en 2% de agarosa (en 1x PBS) y cortar secciones de vibratomo (50-100 M) como se describe para la inmunohistoquímica. </li><li> Lavado 1x por 5 min en 500 l de tampón de bloqueo (1x PBS, 0,1% de Tween-20, 0.2% (w / v) de BSA, 1% (v / v) de DMSO). </li><li> Eliminar el sobrenadante y añadir 500 l de tampón de bloqueo durante 2 horas a TA. </li><li> Aspirar el sobrenadante y añadir 300 l anti-Dig anticuerpo acoplado-AP diluido 1:4000 en tampón de bloqueo. </li><li> Incubar o / n a 4 ° C. </li></ol></li><li> NBT / BCIP de tinción <ol><li> Lavar 5 veces durante 15 min con tampón de PTW a TA. </li><li> Enjuague en 1x tampón de tinción. Lavar dos veces 5 minutos en tampón de tinción (100 mM Tris / HCl, pH 9,5, 50 mM de MgCl 2, 100 mM de NaCl, 0,1% de Tween-20). </li><li> Aspirar el sobrenadante y se tiñen con 500 μl de solución de tinción (3,5 l de cloruro de tetrazolio 4-(NBT) y 5-bromo-4-cloro-3-indolil-fosfato (BCIP) por 1 ml de tampón de tinción). </li><li> Deje de manchar enjuagando 3x a 5x con PTW. </li></ol></li></ol></li><li> El montaje de las secciones <ol><li> Monte las secciones sobre portaobjetos utilizando un medio de montaje no fluorescente soluble en agua (consulte la tabla de Materiales). </li><li> Mantenga las diapositivas en la nevera a 4 ° C. Nota: La tinción es estable durante varias semanas o incluso meses. </li><li> Analizar las diapositivas bajo un compuesto o microscopio confocal. </li></ol></li></ol>

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J., Appel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+cell+fate+analysis+in+zebrafish+using+olig2+BAC+transgenics.">Neural cell fate analysis in zebrafish using olig2 BAC transgenics.</a> Methods Cell Sci. 25, 7-14 (2003).</li><li>Armant, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide,+whole+mount+in+situ+analysis+of+transcriptional+regulators+in+zebrafish+embryos.">Genome-wide, whole mount in situ analysis of transcriptional regulators in zebrafish embryos.</a> Dev Biol. 380, 351-362 (2013).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Se describe aquí un método para inducir una lesión telencefálica empujando una aguja a través del cráneo del pez cebra adultos, y para analizar la reacción celular y molecular a esta lesión por inmunohistoquímica e hibridación in situ. La principal ventaja de esta técnica sobre otros enfoques existentes es su simplicidad, velocidad y eficiencia de costes. Por lo tanto, esta técnica, que permite la producción de muchos cerebros lesionados en un corto período de tiempo, se puede combinar fácilmente con una gran escala en pantalla de hibridación in situ para identificar los genes con un papel en la regeneración y la neurogénesis. La edad del pez cebra adulto en el que se realiza la lesión es crucial. Si los peces son mayores de 1,5 años, el cráneo es demasiado difícil y es posible que el cráneo está siendo empujado hacia abajo o se fracturó y no limpiamente perforada. En cambio, en los peces más jóvenes (menores de 4 meses), todavía hay una gran cantidad de la neurogénesis en marcha, que podría lead a falsos resultados positivos en relación con la neurogénesis reactiva. Otro paso fundamental en este enfoque es el de verificar la eficacia de la herida de arma blanca y de excluir que ambos hemisferios están heridos. Esto puede ser controlado por la tinción de las secciones con el anticuerpo anti-PCNA. En una lesión introducido correctamente, PCNA debe ser significativamente hasta reguladas en sólo uno de los hemisferios. Es importante tener en cuenta que la lesión mecánica inducida tendrá varios efectos secundarios tales como la ablación no específica de células, aumento de la muerte celular a causa de la degeneración secundaria, la inflamación y la destrucción de la barrera sangre-cerebro, y los daños de la zona ventricular y como una posible consecuencia de flujo del líquido cefalorraquídeo en el parénquima cerebral. Sin embargo, los peces heridos parecen sufrir muy poco de la lesión. Dentro de 2 minutos que nadan libremente de nuevo y su conducta de alimentación se restaura dentro de aproximadamente 4 horas. Después de 3 semanas, el injury no es morfológicamente visible ya. En nuestras manos, desde varios cientos de cirugías no perdimos un solo pez a pesar de que teníamos una tasa de lesiones del 100% según la evaluación de la histología a los 5 días después de la lesión. En los últimos años se han desarrollado otras técnicas, tales como los enfoques transgénicos en el pez cebra para producir tejido o tipo de célula de ablación específica 2. Aunque estas técnicas son muy elegante y mínimamente invasiva que se basan en la generación de complicadas construcciones de ADN y el establecimiento de varias líneas transgénicas estables de pez cebra, que puede ser muy tedioso y consume mucho tiempo. Por lo tanto, los enfoques mecánicos simples, tales como el ensayo descrito en este protocolo siguen siendo una herramienta importante para el estudio de la neurogénesis adulta cerebro y la regeneración.

Los mamíferos tienen una capacidad muy limitada para generar nuevas neuronas durante la vida adulta, y la neurogénesis adulta en el cerebro se circunscriben principalmente a dos regiones telencefálicas situados en la zona subventricular (SVZ) de los ventrículos laterales, y la zona subgranular (SGZ) del dentado circunvolución en el hipocampo 1. Los mamíferos también no pueden reparar el daño del cerebro causada por enfermedades neurodegenerativas, ictus o lesiones, de manera eficiente. Neuronas perdidas no se reemplazan y en lugar de la proliferación de diferentes tipos de células gliales, incluyendo astrocitos, microglia, y oligodendrocitos, se observa. Como consecuencia de este proceso proliferativa llamado gliosis reactiva, el tejido cerebral lesionado está sellada por la formación de una cicatriz glial, que inhibe la regeneración axonal neuronal y 2-4. En contraste a los mamíferos, peces teleósteos como el pez cebra formar nuevas neuronas en abundancia en los estadios adultos y tienen un alto regenerativa y proliferaive potencial de reparar lesiones del sistema nervioso central 2,5-7. El cerebro adulto pez cebra contiene 16 distintos nichos de células madre neurales que generan un gran número de nuevas neuronas durante toda la vida 8-11. Las neuronas que nacen en estas zonas de proliferación específicas del cerebro de pez cebra adultos emigran a las zonas beneficiarias, donde van a madurar e integrar en las redes neuronales existentes 8,10,12-15. Entre las zonas progenitoras identificadas en el pez cebra adultos, la zona ventricular telencefálica es uno de los nichos de células madre neuronales más estudiados. Las células en este nicho progenitor se pueden clasificar en tres tipos distintos en cuanto a su morfología, la tasa y la expresión de diferentes marcadores neuronales o gliales división. Tipo I y Tipo II son células gliales radiales como las células que tienen procesos largos. Ellos expresan marcadores de células madre, incluyendo GFAP, nestina y S100β. El tipo I células no proliferan, mientras que las células de tipo II proliferae lentamente, como se evidencia por su expresión de marcadores de proliferación, tales como la proliferación de células antígeno nuclear (PCNA) y la incorporación de análogos de desoxythymidine. Las células de tipo III están dividiendo rápidamente las células que se han comprometido a convertirse en progenitores neurales y expresar genes marcadores neuronales, tales como PSA-NCAM 5,16. Aunque las capacidades regenerativas de peces teleósteos están bien documentados, sólo pocas publicaciones han descrito e investigado en detalle los mecanismos celulares y moleculares implicados en la regeneración neuronal en el telencéfalo adulta en respuesta a una lesión 15,17-22. Para descifrar los mecanismos implicados en el pez cebra adulto regeneración del sistema nervioso central y la reparación y para comprender las similitudes y las diferencias entre la neurogénesis constitutiva y regenerativa, hemos desarrollado un modelo de pez cebra de la lesión telencephalic adulto. Aquí, vamos a describir visualmente cómo generar una lesión en uno de los Hemisfe telencephalicEres con la ayuda de una aguja de jeringa, mientras se mantiene el lado no lesionado contralateral como control interno. También mostraremos cómo monitorear cambios sobre la lesión en la proliferación celular y la expresión génica mediante técnicas de inmunohistoquímica y en ensayos de hibridación in situ.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="782">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:333px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:163px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tricaine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td align="right">335.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10x DPBS (-/-)</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>14200-083</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">30 G syringe (Omnican 40)</td>
			<td>B.Braun Melsungen</td>
			<td align="right">916162</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Polyethylene molding cup tray&#160;</td>
			<td>Polysciences, Inc</td>
			<td>17177C-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PeqGOLD Universal Agarose&#160;</td>
			<td>Peqlab</td>
			<td>35-1020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bovine serum albumin</td>
			<td>Biochrom</td>
			<td>W 2835919108</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Aqua Poly/Mount</td>
			<td>Polysciences, Inc</td>
			<td>18606-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tween 20</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td align="right">9127.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMSO</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>A994.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissection needle</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>KX93.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Paraformaldehyde</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td align="right">335.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Loctite 414</td>
			<td>Sch&#246;ffler und W&#246;rner</td>
			<td><a href="http://62.157.117.162/BP2NAV500/ItemDetail_NAV.aspx?ItemID=06%201362%200020">06 1362 0020</a></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass slides</td>
			<td>Labonord</td>
			<td align="right">5305103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cover slips 24 x 60 mm</td>
			<td style="width:163px;">Labonord</td>
			<td align="right">5305060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Petri dishes 94 mm</td>
			<td>Greiner bio-one</td>
			<td align="right">632180</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Falcons 15 ml</td>
			<td style="width:163px;">Greiner bio-one</td>
			<td align="right">188261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-well plate</td>
			<td>Greiner bio-one</td>
			<td align="right">662160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-S100 (1:500)</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z031101-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-PCNA (1:400)</td>
			<td>Dako</td>
			<td>M087901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-GFP (1&#160;:1000)</td>
			<td>Aves Labs</td>
			<td>GFP-1020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">anti-Dig AP-coupled antibody&#160;</td>
			<td>Roche Diagnostics</td>
			<td align="right">11093274910</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-phosphate (BCIP)&#160;</td>
			<td>Roche Diagnostics</td>
			<td align="right">1383221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4-Nitroblue tetrazolium chloride (NBT)&#160;</td>
			<td>Roche Diagnostics</td>
			<td align="right">1383213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Proteinase K</td>
			<td>Roche Diagnostics</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1092766</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Polyethylene molding cup tray&#160;</td>
			<td style="width:163px;">Polysciences</td>
			<td style="width:119px;">17177C-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vibratome VT1000S</td>
			<td>Leica</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Confocal microscope Sp5 DM6000</td>
			<td>Leica</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissecting microscope Nikon SMZ 645</td>
			<td>Nikon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-well flat bottomed tissue culture plates&#160;</td>
			<td>Falcon catalog&#160;</td>
			<td align="right">353226</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Student Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91460-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Danio rerio Tg(olig2:EGFP)</td>
			<td align="right">24</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Danio rerio WT strains (e.g. AB2O2)</td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

stab wound injury of the zebrafish adult telencephalon: a method to investigate vertebrate brain neurogenesis and regeneration

Pez cebra adultos tienen una asombrosa capacidad para regenerar su sistema nervioso central después de la lesión. Para investigar la respuesta celular y los mecanismos moleculares implicados en el sistema nervioso central adulto el pez cebra (CNS) regeneración y reparación, se desarrolló un modelo de pez cebra de la lesión telencephalic adulto. En este enfoque, generamos manualmente una lesión empujando una aguja de jeringa de insulina en el telencéfalo de adultos de pez cebra. En diferentes días después de la lesión, los peces se sacrifican, sus cerebros se diseccionaron y se tiñeron mediante técnicas de inmunohistoquímica y / o hibridación in situ (ISH) con marcadores adecuados para observar la proliferación celular, gliogenesis, y la neurogénesis. El hemisferio contralateral no lesionado sirve como un control interno. Este método combinado por ejemplo con ARN secuenciación profunda puede ayudar a la pantalla de nuevos genes con un papel en el pez cebra neurogénesis adulta telencéfalo, la regeneración, y la reparación.

Utilizando el flujo de trabajo descrito en este artículo, una lesión se introdujo en el hemisferio derecho del telencéfalo adultos de pez cebra (Figuras 1A-1B). Una herida correcta conduce a un canal de la lesión que se extiende desde dorsal a ventral a través de todo el palio del telencéfalo (Figura 3C). La lesión se debe restringir a uno de los hemisferios y no debe cruzar el ventrículo medial. El canal lesión es visible con el microscopio de campo claro (Figura 3 C) y se curó después de aproximadamente 35 días 15. Se demostró previamente que después de la herida una regulación de la proliferación celular antígeno nuclear (PCNA; Figura 3A) y S100β (Figura 3B) en 3 a 7 DPL es detectable por inmunohistoquímica 15. La tinción de PCNA y S100β es la superposición, indicando la proliferación de células gliales radiales. Furthermore, con el fin de visualizar las células precursoras de oligodendrocitos (OPC), un ensayo de herida de arma blanca se realizó en la Tg (Olig2: EGFP) de pescado 24. Tras la tinción con un anticuerpo anti-GFP, la acumulación de los OPC en estrecha proximidad con el canal de lesión es detectable (Figura 3D). Esta acumulación es transitoria, y grupos OPC no se observan más a 35 dpl 15. Si la lesión no se introdujo correctamente, el canal de la lesión no será visible, y sobre regulación de PCNA y S100β o acumulación de los OPC no será detectable. PCNA es el marcador más sensible para la lesión cerebral. Con el fin de verificar la eficacia de la herida de arma blanca y de excluir que los dos hemisferios están heridos, se recomienda encarecidamente a manchar siempre las secciones con un anticuerpo anti-PCNA. En una lesión introducido correctamente, PCNA debería ser significativamente hasta reguladas (hasta 4 veces 15) en sólo uno de los hemisferios. Aunque en la mayoría de los casos essuficiente para sólo usar el lado no lesionado contralateral como control interno para monitorizar los cambios en la expresión génica, es muy recomendable para comparar la expresión génica en el hemisferio de control con la expresión en hemisferios telencefálicas de cerebros de tipo salvaje. De esta manera, cualquier efecto sistémico de la lesión en la expresión génica que afectaría a ambos hemisferios se pueden detectar. El ensayo de la herida de arma blanca en combinación con una pantalla sistemática expresión de reguladores de la transcripción (TR) (25 y Schmidt et al., No publicado) también se puede utilizar para identificar los genes TR con un posible papel en la neurogénesis y la regeneración (Figuras 4A-4C). Este enfoque ha identificado una serie de factores que se expresan en el telencéfalo y cuya expresión es específica hasta reguladas en respuesta a la lesión (Figura 4A-C). <imgalt = &quot;Figura 1&quot; fo: content-width = &quot;5in&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/51753/51753fig1highres.jpg&quot; width = &quot;500&quot; /&gt; Figura 1. Representación esquemática de adultos de pez cebra herida de arma blanca telencephalic. A) una aguja de jeringa de insulina es empujado a través del cráneo de un pez cebra adulto para generar una lesión telencefálica. El blanco de línea discontinua representa la frontera entre los dos hemisferios telencefálicas y la cruz verde indica la posición de la herida de arma blanca. B) Vista dorsal de un pez cebra cerebro adulto. Las principales áreas del cerebro que se indican. La cruz verde muestra la posición de la lesión inducida. C) La punta de la aguja, que sirve para inducir la lesión telencefálica, mide 2 mm. Bulbo olfatorio (OB), telencéfalo (tel) y techo óptico (ot). <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51753/51753fig2highres.jpg" width="500" /> Figura 2. Srepresentación chematic de un cerebro del pez cebra adulto en un bloque de agarosa recortado justo antes vibratome seccionamiento. anterior es hacia arriba. Bulbo olfatorio (OB), telencéfalo (tel), techo óptico (ot), cerebelo (cb) y médula (m). Barra de escala: 500 m. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51753/51753fig3highres.jpg" width="500" /> Figura 3. Respuestas regenerativas para apuñalar lesiones herida. AD) Adulto cerebro del pez cebra a los 5 días después de la lesión (DPL). AB) El PCNA proliferativa marcador (A) y el marcador de la glía radial S100β (B) son regulados hasta en la zona ventricular (flechas) en las heridas de arma blanca. (C) El canal de lesión es visible bajo iluminación de campo brillante (flechas). La zona ventricular está indicada por la línea verde. las células precursoras de oligodendrocitos (D) (OLIG2: EGFP +) se acumulan en el sitio de lesión (flechas). Barra de escala: 200 m. En todos los paneles, el hemisferio derecho es el hemisferio lesionado. Dorsal está para arriba. La línea discontinua en la A a la D indica la frontera entre el palio y el subpallium. <img alt="Figura 4" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51753/51753fig4highres.jpg" width="600" /> Figura 4. Un ejemplo de genes regulados en respuesta a apuñalar lesiones. Tenga en cuenta la fuerte sobre regulación (flechas) de eomesa (A, B) y sox4a (C) mRNA expresión en el hemisferio telencephalic derecho (hemisferio apuñalado) monitorizada por hibridación in situ en 5 DPL. El hemisferio izquierdo está ileso y sirve como control. (B) muestra un aumento mayor de la región dorsal del telencephalic A. dorsal es hacia arriba. Barra de escala: 200 m para A y C y 55 micras para B. Ellínea de puntos en A y C indica la separación entre el palio y el subpallium. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51753/51753fig4highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <table><tbody><tr><td colspan="2"> ABREVIATURAS </td></tr><tr><td> AP </td><td> Fosfatasa Alcalina </td></tr><tr><td> BCIP </td><td> 5-bromo-4-cloro-3&#39;-indolyphosphate </td></tr><tr><td> BSA </td><td> Albúmina de suero bovino </td></tr><tr><td> CNS </td><td> Sistema nervioso central </td></tr><tr><td> Excavación </td><td> Digoxigenina </td></tr><tr><td> DMSO </td><td> Sulfóxido de dimetilo </td></tr><tr><td> dpl </td><td> Días después de la lesión </td></tr><tr><td> eomesa </td><td> Eomesodermin homólogo de un </td></tr><tr><td> GFAP </td><td> La proteína ácida glial fibrilar </td></tr><tr><td> hr </td><td> Hora </td></tr><tr><td> HYBbuffer </td><td> El tampón de hibridación </td></tr><tr><td> ISH </td><td> hibridación in situ </td></tr><tr><td> MeOH </td><td> Metanol </td></tr><tr><td> NBT </td><td> Nitro azul tetrazolio </td></tr><tr><td> OPCs </td><td> Las células precursoras de oligodendrocitos </td></tr><tr><td> PBS </td><td> Salina tamponada con fosfato </td></tr><tr><td> PCNA </td><td> Antígeno nuclear de proliferación celular </td></tr><tr><td> PFA </td><td> Paraformaldehyde </td></tr><tr><td> ProtK </td><td> Proteinasa K </td></tr><tr><td> PSA-NCAM </td><td> Polisialiladas molécula de adhesión celular neuronal </td></tr><tr><td> PTW </td><td> PBS, 0,1% de Tween-20 </td></tr><tr><td> ARN </td><td> El ácido ribonucleico </td></tr><tr><td> RT </td><td> Temperatura de la habitación </td></tr><tr><td> SGZ </td><td> Zona subgranular </td></tr><tr><td> sox4a </td><td> SRY-box que contiene el gen 4a</td></tr><tr><td> SSC </td><td> Citrato sódico salino </td></tr><tr><td> SVZ </td><td> Zona subventricular </td></tr><tr><td> TR </td><td> Reguladores de la transcripción </td></tr></tbody></table>

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Stab Wound Injury of the Zebrafish Adult Telencephalon: A Method to Investigate Vertebrate Brain Neurogenesis and Regeneration

To shed light on the cellular and molecular mechanisms of zebrafish adult neurogenesis and regeneration, we developed a protocol for invasive surgery causing mechanical injuries in the zebrafish adult telencephalon and subsequent monitoring of changes in the stabbed hemisphere by immunohistochemistry or in situ hybridization.

Puñalada de Lesiones de la herida del pez cebra Telencéfalo adultos: un método para investigar Vertebrados Cerebro neurogénesis y Regeneración

Adult zebrafish have an amazing capacity to regenerate their central nervous system after injury. To investigate the cellular response and the molecular ...

stab-wound-injury-zebrafish-adult-telencephalon-method-to-investigate

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Anatomy and Physiology

Neuroscience

Unit 1

The Nervous System and Nervous Tissue

SCIENTISTS IN ACTION

15.2K vistas.  Karlsruhe Institute of Technology. To shed light on the cellular and molecular mechanisms of zebrafish adult neurogenesis and regeneration, we developed a protocol for invasive surgery causing mechanical injuries in the zebrafish adult telencephalon and subsequent monitoring of changes in the stabbed hemisphere by immunohistochemistry or in situ hybridization.

Video: Stab Wound Injury of the Zebrafish Adult Telencephalon: A Method to Investigate Vertebrate Brain Neurogenesis and Regeneration

Micromanipulation of Gene Expression in the Adult Zebrafish Brain Using Cerebroventricular Microinjection of Morpholino Oligonucleotides

Manipulation of gene expression in tissues is required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the cerebroventricular microinjection (CVMI) technique as a means to modulate gene expression in the adult zebrafish brain. By using CVMI, substances can be administered into the cerebroventricular fluid and be thoroughly distributed along the rostrocaudal axis of the brain. We particularly focus on the use of antisense morpholino oligonucleotides, which are potent tools for knocking down gene expression in vivo. In our method, when applied, morpholino molecules are taken up by the cells lining the ventricular surface. These cells include the radial glial cells, which act as neurogenic progenitors. Therefore, knocking down gene expression in the radial glial cells is of utmost importance to analyze the widespread neurogenesis response in zebrafish, and also would provide insight into how vertebrates could sustain adult neurogenesis response. Such an understanding would also help the efforts for clinical applications in human neurodegenerative disorders and central nervous system regeneration. Thus, we present the cerebroventricular microinjection method as a quick and efficient way to alter gene expression and neurogenesis response in the adult zebrafish forebrain. We also provide troubleshooting tips and other useful information on how to carry out the CVMI procedure.

In this article, we demonstrate a method for manipulation of gene expression in the ventricular cells of the adult zebrafish telencephalon using antisense morpholino oligonucleotides. We present this method as an efficient and quick protocol that can be used for functional studies in the adult vertebrate brain.

Micromanipulación de la expresión génica en el cerebro de pez cebra adulto Uso Microinyección cerebroventricular de oligonucleótidos Morpholino

Manipulation of gene expression in tissues is  required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the  cerebroventricular ...

Investigación

Neurociencias

Functional Interrogation of Adult Hypothalamic Neurogenesis with Focal Radiological Inhibition

The functional characterization of adult-born neurons remains a significant challenge. Approaches to inhibit adult neurogenesis via invasive viral delivery or transgenic animals have potential confounds that make interpretation of results from these studies difficult. New radiological tools are emerging, however, that allow one to noninvasively investigate the function of select groups of adult-born neurons through accurate and precise anatomical targeting in small animals. Focal ionizing radiation inhibits the birth and differentiation of new neurons, and allows targeting of specific neural progenitor regions. In order to illuminate the potential functional role that adult hypothalamic neurogenesis plays in the regulation of physiological processes, we developed a noninvasive focal irradiation technique to selectively inhibit the birth of adult-born neurons in the hypothalamic median eminence. We describe a method for Computer tomography-guided focal irradiation (CFIR) delivery to enable precise and accurate anatomical targeting in small animals. CFIR uses three-dimensional volumetric image guidance for localization and targeting of the radiation dose, minimizes radiation exposure to nontargeted brain regions, and allows for conformal dose distribution with sharp beam boundaries. This protocol allows one to ask questions regarding the function of adult-born neurons, but also opens areas to questions in areas of radiobiology, tumor biology, and immunology. These radiological tools will facilitate the translation of discoveries at the bench to the bedside.

The function of adult-born mammalian neurons remains an active area of investigation. Ionizing radiation inhibits the birth of new neurons. Using computer tomography-guided focal irradiation (CFIR), three-dimensional anatomical targeting of specific neural progenitor populations can now be used to assess the functional role of adult neurogenesis.

Interrogatorio funcional de adultos hipotalámica neurogénesis con focal Radiológica Inhibición

The functional characterization of adult-born neurons remains a significant challenge. Approaches to inhibit adult neurogenesis via invasive viral ...

Heat-Induced Antigen Retrieval: An Effective Method to Detect and Identify Progenitor Cell Types during Adult Hippocampal Neurogenesis

Traditional methods of immunohistochemistry (IHC) following tissue fixation allow visualization of various cell types. These typically proceed with the application of antibodies to bind antigens and identify cells with characteristics that are a function of the inherent biology and development. Adult hippocampal neurogenesis is a sequential process wherein a quiescent neural stem cell can become activated and proceed through stages of proliferation, differentiation, maturation and functional integration. Each phase is distinct with a characteristic morphology and upregulation of genes. Identification of these phases is important to understand the regulatory mechanisms at play and any alterations in this process that underlie the pathophysiology of debilitating disorders. Our heat-induced antigen retrieval approach improves the intensity of the signal that is detected and allows correct identification of the progenitor cell type. As discussed in this paper, it especially allows us to circumvent current problems in detection of certain progenitor cell types.

During adult hippocampal neurogenesis, a distinct set of genetic markers are expressed when a quiescent neural stem cell sequentially progresses and develops into a functionally integrated neuron in the circuit. Using heat-induced antigen retrieval, progenitor cell types that are otherwise difficult to detect are identified with improved effectiveness.

Heat-inducida por antígenos de recuperación: un método eficaz para detectar e identificar tipos de células progenitoras durante la neurogénesis del hipocampo adulto

Traditional  methods of immunohistochemistry (IHC) following tissue fixation allow visualization  of various cell types. These typically proceed with the ...

Methods for the Modulation and Analysis of NF-&#954;B-dependent Adult Neurogenesis

The hippocampus plays a pivotal role in the formation and consolidation of episodic memories, and in spatial orientation. Historically, the adult hippocampus has been viewed as a very static anatomical region of the mammalian brain. However, recent findings have demonstrated that the dentate gyrus of the hippocampus is an area of tremendous plasticity in adults, involving not only modifications of existing neuronal circuits, but also adult neurogenesis. This plasticity is regulated by complex transcriptional networks, in which the transcription factor NF-&#954;B plays a prominent role. To study and manipulate adult neurogenesis, a transgenic mouse model for forebrain-specific neuronal inhibition of NF-&#954;B activity can be used.
In this study, methods are described for the analysis of NF-&#954;B-dependent neurogenesis, including its structural aspects, neuronal apoptosis and progenitor proliferation, and cognitive significance, which was specifically assessed via a dentate gyrus (DG)-dependent behavioral test, the spatial pattern separation-Barnes maze (SPS-BM). The SPS-BM protocol could be simply adapted for use with other transgenic animal models designed to assess the influence of particular genes on adult hippocampal neurogenesis. Furthermore, SPS-BM could be used in other experimental settings aimed at investigating and manipulating DG-dependent learning, for example, using pharmacological agents.

Methods for the Modulation and Analysis of NF-&amp;#954;B-dependent Adult Neurogenesis

Methods for the manipulation and analysis of NF-&#954;B-dependent adult hippocampal neurogenesis are described. A detailed protocol is presented for a dentate gyrus-dependent behavioral test (termed the spatial pattern separation-Barnes maze) for the investigation of cognitive outcome in mice. This technique should also help enable investigations in other experimental settings.

Los métodos para la modulación y Análisis de NF-KB dependiente de la neurogénesis adulta

The hippocampus plays a pivotal role in the formation and consolidation of episodic memories, and in spatial orientation. Historically, the adult ...

A Novel Light Damage Paradigm for Use in Retinal Regeneration Studies in Adult Zebrafish

Light-induced retinal degeneration (LIRD) is commonly used in both rodents and zebrafish to damage rod and cone photoreceptors. In adult zebrafish, photoreceptor degeneration triggers M&#252;ller glial cells to re-enter the cell cycle and produce transient-amplifying progenitors. These progenitors continue to proliferate as they migrate to the damaged area, where they ultimately give rise to new photoreceptors. Currently, there are two widely-used LIRD paradigms, each of which results in varying degrees of photoreceptor loss and corresponding differences in the regeneration response. As more genetic and pharmacological tools are available to test the role of individual genes of interest during regeneration, there is a need to develop a robust LIRD paradigm. Here we describe a LIRD protocol that results in widespread and consistent loss of both rod and cone photoreceptors in which we have combined the use of two previously established LIRD techniques. Furthermore, this protocol can be extended for use in pigmented animals, which eliminates the need to maintain transgenic lines of interest on the albino background for LIRD studies.

Multiple light damage protocols have been described to damage photoreceptors and consequently induce a retinal regeneration response in adult zebrafish. This protocol describes an improved method that can be used in pigmented animals and that damages the vast majority of rod and cone photoreceptors across the entire retina.

Una novela ligera Paradigm daños para su uso en estudios de regeneración retiniana en adultos de pez cebra

Light-induced retinal degeneration (LIRD) is commonly used in both rodents and zebrafish to damage rod and cone photoreceptors. In adult zebrafish, ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Registro electrofisiológico en el cerebro del pez cebra adultos Intacto

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Immunohistochemistry and Multiple Labeling with Antibodies from the Same Host Species to Study Adult Hippocampal Neurogenesis

Adult neurogenesis is a highly regulated, multi-stage process in which new neurons are generated from an activated neural stem cell via increasingly committed intermediate progenitor subtypes. Each of these subtypes expresses a set of specific molecular markers that, together with specific morphological criteria, can be used for their identification. Typically, immunofluorescent techniques are applied involving subtype-specific antibodies in combination with exo- or endogenous proliferation markers. We herein describe immunolabeling methods for the detection and quantification of all stages of adult hippocampal neurogenesis. These comprise the application of thymidine analogs, transcardial perfusion, tissue processing, heat-induced epitope retrieval, ABC immunohistochemistry, multiple indirect immunofluorescence, confocal microscopy and cell quantification. Furthermore we present&#160;a sequential multiple immunofluorescence protocol which circumvents problems usually arising from the need of using primary antibodies raised in the same host species. It allows an accurate identification of all hippocampal progenitor subtypes together with a proliferation marker within a single section. These techniques are a powerful tool to study the regulation of different progenitor subtypes in parallel, their involvement in brain pathologies and their role in specific brain functions.

This video article illustrates a comprehensive protocol to detect and quantify all stages of adult hippocampal neurogenesis within the same tissue section. We elaborated a method to overcome the limitations of indirect multiple immunofluorescence that arise when suitable antibodies from different host species are unavailable.

La inmunohistoquímica y Etiquetado múltiple con anticuerpos de la misma especie anfitrión para adultos estudio del hipocampo neurogénesis

Adult neurogenesis is a highly regulated, multi-stage process in which new neurons are generated from an activated neural stem cell via increasingly ...

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

Un método para infligir Cerrado Jefe lesión cerebral traumática en<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each other anatomically, it is important to identify an appropriate model to use for the study of axon regeneration. By using a suitable model, we can formulate a specific treatment based on the severity of injury, the neuronal cell type of interest, and the desired spinal tract for assessing regeneration. Within the sensory pathway, DRG neurons are responsible for relaying sensory information from the periphery to the CNS. We present here a protocol that uses a DRG injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in the lower cervical spinal cord of an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. As demonstrated using a control virus, AAV5-GFP, we show the effectiveness of a direct DRG injection in transducing DRG neurons and tracing sensory axons into the spinal cord. We also show the effectiveness of the dorsal root crush injury in denervating the forepaw as an injury model for evaluating axon regeneration. Despite the requirement for specialized training to perform this invasive surgical procedure, the protocol is flexible, and potential users can modify many parts to accommodate their experimental requirements. Importantly, it can serve as a foundation for those in search of a suitable animal model for their studies. We believe that this article will help new users to learn the procedure in a very efficient and effective manner.

This protocol presents the use of a dorsal root ganglion (DRG) injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. This model is suitable for investigating the use of gene therapy to promote sensory axon regeneration.

Inyección de raíz dorsal ganglio de raíz dorsal y Lesión por aplastamiento como modelo para la regeneración del axón sensorial

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

Modeling Amyloid-&#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

Alzheimer's disease (AD) is a debilitating neurodegenerative disease in which accumulation of toxic amyloid-&#946;42 (A&#946;42) peptides leads to synaptic degeneration, inflammation, neuronal death, and learning deficits. Humans cannot regenerate lost neurons in the case of AD in part due to impaired proliferative capacity of the neural stem/progenitor cells (NSPCs) and reduced neurogenesis. Therefore, efficient regenerative therapies should also enhance the proliferation and neurogenic capacity of NSPCs. Zebrafish (Danio rerio) is a regenerative organism, and we can learn the basic molecular programs with which we could design therapeutic approaches to tackle AD. For this reason, the generation of an AD-like model in zebrafish was necessary. Using our methodology, we can introduce synthetic derivatives of A&#946;42 peptide with tissue penetrating capability into the adult zebrafish brain, and analyze the disease pathology and the regenerative response. The advantage over the existing methods or animal models is that zebrafish can teach us how a vertebrate brain can naturally regenerate, and thus help us to treat human neurodegenerative diseases better by targeting endogenous NSPCs. Therefore, the amyloid-toxicity model established in the adult zebrafish brain may open new avenues for research in the field of neuroscience and clinical medicine. Additionally, the simple execution of this method allows for cost-effective and efficient experimental assessment. This manuscript describes the synthesis and injection of A&#946;42 peptides into zebrafish brain.

Modeling Amyloid-&amp;#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

This protocol describes the synthesis, characterization, and injection of monomeric amyloid-&#946;42 peptides for generating amyloid toxicity in adult zebrafish to establish an Alzheimer&#39;s disease model, followed by histological analyses and detection of aggregations.