We thank N. Borel and her fish house team, M. Rastegar for help with microscopy, and T. Dickmeis for comments on the manuscript. We are grateful for support by the EU IP ZF-Health, FP7-HEALTH-2007-B2, NeuroXsys, the Interreg Network for Synthetic Biology in the Upper Rhine valley (NSB-Upper Rhine) and the BMBF funded network EraSysBio.

דג הזברה נשמרה במתקן הדגים של המכון לטוקסיקולוגיה והגנטיקה (ITG) בקרלסרוהה המכון טכנולוגי (KIT). ניסויים בבעלי החיים בוצעו בהתאם לסטנדרטים להגנת בעלי חיים הגרמנים ואושרו על ידי הממשלה באדן וירטמברג, Regierungspräsidium קרלסרוהה, גרמניה (Aktenzeichen 35-9,185.81 / G-272/12 &#39;Adulte Neurogenese&#39;). .1 יצירת פצע דקירה בtelencephalon <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדמה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להכין פתרון מניות של tricaine (אתיל אסתר חומצת benzoic 3-אמינו, המכונה גם אתיל 3-aminobenzoate) להשתמש 400 מ&quot;ג של אבקת tricaine ולפזר אותו ב97.9 מ&quot;ל מים ו2.1 מ&quot;ל 1 חיץ M טריס / HCl (pH 9). התאם את רמת החומציות ל.7 Make 5 aliquots מ&quot;ל ולאחסן אותם ב-20 ° C עד שימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את המספר מתאים של דג הזברה ישנה 0.5-1 שנה מהטנקים שלהם לתוך כלובי עכבר פלסטיק. הערה: הגולגולת של דג הזברה מבוגרת בכ -12חודשים של גיל הוא עדיין רכים יחסית ויכולים להיות מחוררים בקלות עם מחט (ראה סעיף 1.2.3 והאיור 1 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להרדים את דג הזברה המבוגר, משלב 5 מ&quot;ל tricaine (פתרון מניות) בכלוב מעבר פלסטיק עם דגים מכל מים נקיים (ריכוז הסופי של 0.02% tricaine (w / v) tricaine) ~ 100 מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה הדגים בהרדמה עד שהם לא זזים יותר (שניות 45-60). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Telencephalon פגיעה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח דג הזברה מורדם בודדת לתוך חריץ בבלוק של קצף ספוג tricaine. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תחת מיקרוסקופ לנתח עם אור מלמעלה בעדינות להחזיק את הדגים ביד אחת ולכוון אותו באופן שמאפשר גישה לראש מהחלק העליון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם היד השנייה דוחף 30 מזרק G (מזרק אינסולין עם מחט משולבת) אנכי דרך הגולגולת לאזור המדיאלי של חצי הכדור אחד telencephalic (איורים 1 א-1B). ההמיספרות של telencephalonמחדש גלוי דרך הגולגולת. לוודא כי הנגע הציג אינו עמוק יותר מ 2 מ&quot;מ (איור 1 ג). הערה: מומלץ מאוד להציג את הנגע תמיד לאותו חצי הכדור כדי להקל על זיהוי של האתר של נגע כאשר לנתח את המוח של הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי שהצגתי את פגיעת telencephalic, הנח את הדג למים דגים טריים. שמור עד 10 דגים בכלוב 2 עכבר L מלא במי דגים להתאוששות ולחבר את כלוב העכבר למערכת זרימת מים. הערה: שיעור ההישרדות הוא בדרך כלל ~ 97% אם דגים הם בריאים ואין ניסויים אחרים שבוצעו עם הדגים בעבר. תוספת של אנטיביוטיקה למים דגים לא הכרחית. לאחר התאוששות, דגים להתנהג כרגיל: הם שוחים, להאכיל, ובן זוג. </li></ol></li></ol> 2. ניתוח ההשפעה של telencephalic פגיעה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המוח Dissection וקיבוע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Re-לטשטש הדגים התאוששו בנקודות זמן שונות לאחר הנגע (typically, 1, 3, 5, ו14 ימים שלאחר פגיעה (DPL)) עם 0.02% (w tricaine / V) כאמור לעיל ולהרדים אותם על ידי לשים אותם לתוך מי קרח למשך 5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הדגים על ממחטת נייר הספוגה בפוספט שנאגרו מלוח (PBS) ולהפריד את הראש מהגוף על ידי חיתוך מאחורי הזימים עם מספריים חדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את הראשים ב1x PBS במשך 5 דקות על מנת לאפשר לדימום. שים לב: זה מנקז את דם מהרקמה, דבר שעלול להפריע את המשך צעדיו בפרוטוקול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקן את ראשי לילה בשעה 4 ° C בparaformaldehyde% 4 (PFA) ב-PBS או 4 שעות בטמפרטורת חדר (RT). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטפו ראשים קבועים פעמיים עם 1x PBS בצלחת פטרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את המוח בזהירות ב1x PBS תחת מיקרוסקופ לנתח 23. הנגע הוא בדרך כלל גלוי תחת מיקרוסקופ לנתח. מוחות ללא נגע גלוי צריכים להיות מושלכים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את המוח לתוך 2 צינורות תגובת מיליליטר מלאים במתנול 1.5 מיליליטר 100% (MeOH) ולהפוך את צינורות 5x לפני דוגריםשלהם ב-20 מעלות צלזיוס למשך לפחות 16 שעות. הערה: יכול להיות כל הזמן המוח במשך מספר חודשים בMeOH ב -20 ° C עד הצורך לאימונוהיסטוכימיה או הכלאה באתר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת רקמה לאימונוהיסטוכימיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רעננותם המוח באמצעות סדרת מתנול יורדת בצינורות 2 מ&quot;ל פלסטיק (ברצף 75% MeOH (1x PBS, 0.1% Tween-20 = PTW); MeOH, 15 מוח / 2 מ&quot;ל צינורות 50% 25% MeOH דגירה המוח (תגובה. ) במשך 5 דקות בכל פתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף את מוחם בPTW במשך 5 דקות. חזור על 4x עם PTW הטרי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הטבעה של המוח לחתך <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להטבעה, להעביר את המוח מצינור תגובת 2 מ&quot;ל בPTW לתוך החללים של מגש כוס דפוס פוליאתילן עם pipet העברה (בקוטר 5 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן agarose 2% (כיתה DNA) בPBS 1x בבקבוק Erlenmeyer. מחממים אותה במיקרוגל ב600 W עד agarose נמס לגמרי. הכן 50 מ&quot;ל ל10 מוח. בואו הדואר agarose להתקרר למשך 3 דקות בטמפרטורת חדר לפני השימוש. שמור agarose על בלוק חימום מחומם מראש (C ° 60) תוך הטבעת המוח כדי למנוע התמצקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את PBS 1x מהעובש המכיל מוח אחד באמצעות פיפטה פסטר (בקוטר של 1 מ&quot;מ). היזהר שלא לגרום נזק למוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים agarose לתוך התבנית ולמלא אותו לגמרי. לאחר מכן השתמשתי במחט לנתיחה כדי לערבל את המוח בagarose כדי לשטוף את PTW מה שמקל להטביע את המוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אוריינט המוח בצד הגחון העובש למטה, למעלה בצד גב ומניחים אותו ישר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בואו agarose להתקרר. לקירור מהיר יותר, הנח את התבנית על קרח. חזור על שלבים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור 2.3.3-2.3.6 לכל המוחות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זמירה של הבלוק agarose <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מחט לנתיחה, קופץ החוצה בלוק agarose. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסכין גילוח חד, לחתוך את agarose בקצה האחורי של המוח. ודא המטוס הזה הוא מקביל לtelencephalon. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את agarose בקצה הקדמי של המוח. אז להעיף את הבלוק כך שהוא עומד על המטוס האחורי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר את העודפים של agarose על ידי חיתוך במקביל לגב של המוח וצדדי הגחון. אז להעיף את המוח אחורי, כך שהוא שוכב על צד הגחון שלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את הגוש למשולש קטום שבי telencephalon ממוקמת במטוס הקטן יותר (איור 2). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת Vibratome עבור חתך <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את vibratome על פי הוראות היצרן. השתמש בסכין גילוח חדש ולהחליף אותו אחרי 10 מוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא את אמבט החיץ עם 1x PBS לרמה שרק מגיעה לתחתית של הלהב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח נקודה קטנה של דבק מגע בחלקו העליון של דיסק הדגימה של vibratome. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות להניח את המטוס שנמצא אחורי למוח בדבק המגע. הדבק יקשיח ברגע שהיא נמצאת בקשר עם PBS 1x בהאמבטיה חיץ vibratome. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את דיסק הדגימה עם הדגימה למגש החיץ באמצעות מניפולטור של microtome. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש מניפולטור כדי לסובב את דיסק הדגימה למיקום הרצוי. כוון את הבלוק באמבטיה החיץ באופן שמאתר את telencephalon רק מתחת לפני השטח, עם חלק הגבי של המוח פונה לכיוון הלהב. ואז להדק את scrw עם מפתח אלן 3 מ&quot;מ ולהסיר מניפולטור. הערה: בורג ההידוק או אחד מהתקני ההידוק לא חייב להיות ממוקמים על הפער בדיסק הדגימה; בתפקידים אלה מהדק את דיסק הדגימה אינו אפשרי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חתך המוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן צלחת 24 גם כדי לאסוף את החלקים. למוח להיות מחולק, למלא אחד גם עם 1 מ&quot;ל של (0.1% חיץ החסימה (V / V) 10% Tween-20, 0.2% (w / v) אלבומין בסרום שור (BSA), 1% (v / v) sulfoxide דימתיל (DMSO) בPBS). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל חתך ב50 מיקרומטר עובי, מ&quot;מ 1 / מהירות שניות, ו70 תדר Hzבאמצעות microtome רוטט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשתמש במברשת סינתטית (1 מ&quot;מ) כדי להרים את פרוסות דקות של agarose כפי שהם באים מאת הלהב ולאסוף אותם בצלחת 24 גם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אימונוהיסטוכימיה על סעיפים Vibratome <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחסום את אתרי הקישור שאינם ספציפיים עבור שעה 1 ב RT בחסימת מאגר (0.1% (v / v) Tween 10% 20, 0.2% (w BSA, 1% (v DMSO / V) / V) ב-PBS). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את supernatant ולהוסיף 250 μl של נוגדן בדילול מלא בחסימת מאגר הלילה בשעה 4 ° C. לחלופין, דגירה הנוגדן הראשוני במשך שעה 2 ב RT. לאחר מכן לשטוף 3x עבור 10 דקות בPTW. הערה: עבור מכתים PCNA להשתמש דילול 1:400 (עכבר אנטי PCNA לפרטים ראו טבלה של חומרים.). ניתן מודגרות נוגדנים ראשוניים מרובים באותו הזמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה הסעיפים בנוגדנים משני עבור שעה 2 ב RT ולאחר מכן לשטוף 3x עבור 10 דקות בPTW. הערה: 1:1,000 דילול בPTW, לפירוט ראה טבלה של חומרים. ניתן מודגרות נוגדנים משניים מרובים באותו הזמן. </li><li&gt; אופציונאלי: התוצאות הטובות ביותר נצפו כאשר חלקים נשמרים בPTW הלילה ב 4 ° C על מנת לאפשר שטיפה של נוגדנים משני שאינם קשורים באופן ספציפי. במקרה זה, החלף את PTW שוב לפני ההרכבה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> RNA מבוגרים המוח באתרו הכלאה (לחלופין אימונוהיסטוכימיה) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המוח Dissection וקיבוע (הליך זהה לאימונוהיסטוכימיה): <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכלאה של חללית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רעננותם מוחות ב2 צינורות תגובת מיליליטר כפי שתואר עבור אימונוהיסטוכימיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה המוח בproteinase K (ProtK;. 10 מיקרוגרם / קונצרט כלשהו סופי מיליליטר) בPTW ל30 דקות. לאחר זמן דגירה להסיר ProtK / PTW ולתקן את מוחם שוב ל20 דקות בBT-Fix (PFA 4%, סוכרוז 4%, 0.12 מ&quot;מ CaCl 2, 77 מ&quot;מ Na 2 HPO 4, 23 מ&quot;מ אא 2 PO 4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף את המוח של 5x למשך 5 דקות בPTW (0.1% (v / v) Tween-20 PBS). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר PTW ולשטוף את מוחם ב500 μlחיץ היב (50% (v / v) פוראמיד deionized, 5x SSC, 500 מיקרוגרם / tRNA שמרי מיליליטר, 50 מיקרוגרם / מיליליטר הפרין, Tween-20 0.1%, 9 מ&quot;מ citricacid). חכה עד שמוחם לשקוע לתחתית של התחתית ואז להשליך את supernatant ולהוסיף 500 μl של חיץ היב הנקי ולדגור על C ° 65-70 ל3-4 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל את הבדיקה RNA ל1:200 או 1:400 (תלוי בבדיקה) ב400 נפח סופי μl של חיץ היב. מחממים את הבדיקה RNA המדולל ב 70 מעלות צלזיוס למשך 5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר supernatant מהמוחה ולהוסיף את הבדיקה RNA, דגירה על C ° 65-70 (O / N). יש prewarmed כל הפתרונות לשטוף החיץ והמשיכו ב70 ° C. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תיוג <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף את מוחם בC ° 65-70 (במהלך כל 4 שלבי הכביסה) עם 500 μl של חיץ לשטוף 1 (פוראמיד 50%, 1x SSC, 0.05% Tween 20) פעמיים ל30 דקות. החלף חיץ 1 על ידי חיץ 2 (2x SSC, 0.1% Tween 20), דגירה במשך 15 דקות. הסרת חיץ 2 ולשטוף את המוח בחיץ 3 (SSC 0.2X, 0.1% Tween 20) עבורr 30 דקות, לחזור על פעולה זו 2 פעמיים. החלף חיץ 3 על ידי חיץ 4 (SSC 0.1x, 0.05% Tween 20 בPTW), דגירה של 5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר supernatant ולשטוף למשך 5 דקות ב500 μl של PTW ב RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שבץ המוח בagarose 2% (ב1x PBS) ולחתוך חלקי vibratome (50-100 מיקרומטר) כפי שתואר עבור אימונוהיסטוכימיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף 1x למשך 5 דקות ב500 μl חסימת חיץ (1x PBS, Tween-20 0.1%, 0.2% (w / v) ארגון ה-BSA, 1% (v / v) DMSO). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר supernatant ולהוסיף 500 μl חסימת חיץ במשך שעה 2 ב RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר supernatant ולהוסיף 300 μl נוגדן בשילוב-AP אנטי לחפור בדילול 1:4,000 בחסימת מאגר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה o / n ב 4 ° C. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> NBT / BCIP מכתים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף 5x לדקות 15 עם חיץ PTW ב RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לשטוף 1x חיץ מכתים. לשטוף פעמיים 5 דקות בחיץ מכתים (100 מ&quot;מ טריס / HCl pH 9.5, 50 מ&quot;מ MgCl 2, 100 mM NaCl, Tween-20 0.1%). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר supernatant וכתם עם 500 μפתרון מכתים ליטר (3.5 μl של כלוריד 4-Nitroblue tetrazolium (NBT) ו-5-Bromo-4-כלורו-3-indolyl פוספט (BCIP) לכל 1 מיליליטר חיץ מכתים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפסיק מכתים ידי שטיפת 3x פי 5 עם PTW. </li></ol></li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרכבה של סעיפים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הר את הסעיפים בשקופיות באמצעות, הרכבה בינונית לא פלורסנט מסיס במים (ראה טבלת החומרים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור שקופיות במקרר ב 4 ° C. הערה: הכתמים הוא יציבים במשך כמה שבועות או אפילו חודשים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נתח את השקופיות מתחת למתחם או מיקרוסקופ confocal. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Ming, G. L., Song, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+neurogenesis+in+the+mammalian+brain:+significant+answers+and+significant+questions.">Adult neurogenesis in the mammalian brain: significant answers and significant questions.</a> Neuron. 70, 687-702 (2011).</li><li>Kizil, C., Kaslin, J., Kroehne, V., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+neurogenesis+and+brain+regeneration+in+zebrafish.">Adult neurogenesis and brain regeneration in zebrafish.</a> Dev Neurobiol. 72, 429-461 (2012).</li><li>Robel, S., Berninger, B., Gotz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+stem+cell+potential+of+glia:+lessons+from+reactive+gliosis.">The stem cell potential of glia: lessons from reactive gliosis.</a> Nat Rev Neurosci. 12, 88-104 (2011).</li><li>Sofroniew, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+dissection+of+reactive+astrogliosis+and+glial+scar+formation.">Molecular dissection of reactive astrogliosis and glial scar formation.</a> Trends Neurosci. 32, 638-647 (2009).</li><li>Schmidt, R., Strahle, U., Scholpp, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurogenesis+in+zebrafish+-+from+embryo+to+adult.">Neurogenesis in zebrafish - from embryo to adult.</a> Neural Dev. 8, 3 (2013).</li><li>Zupanc, G. K., Sirbulescu, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+neurogenesis+and+neuronal+regeneration+in+the+central+nervous+system+of+teleost+fish.">Adult neurogenesis and neuronal regeneration in the central nervous system of teleost fish.</a> Eur J Neurosci. 34, 917-929 (2011).</li><li>Zupanc, G. K., Sirbulescu, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Teleost+fish+as+a+model+system+to+study+successful+regeneration+of+the+central+nervous+system.">Teleost fish as a model system to study successful regeneration of the central nervous system.</a> Curr Top Microbiol Immunol. 367, 193-233 (2013).</li><li>Adolf, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conserved+and+acquired+features+of+adult+neurogenesis+in+the+zebrafish+telencephalon.">Conserved and acquired features of adult neurogenesis in the zebrafish telencephalon.</a> Dev Biol. 295, 278-293 (2006).</li><li>Grandel, H., Kaslin, J., Ganz, J., Wenzel, I., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+stem+cells+and+neurogenesis+in+the+adult+zebrafish+brain:+origin,+proliferation+dynamics,+migration+and+cell+fate.">Neural stem cells and neurogenesis in the adult zebrafish brain: origin, proliferation dynamics, migration and cell fate.</a> Dev Biol. 295, 263-277 (2006).</li><li>Zupanc, G. K., Hinsch, K., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proliferation,+migration,+neuronal+differentiation,+and+long-term+survival+of+new+cells+in+the+adult+zebrafish+brain.">Proliferation, migration, neuronal differentiation, and long-term survival of new cells in the adult zebrafish brain.</a> J Comp Neurol. 488, 290-319 (2005).</li><li>Chapouton, P., Jagasia, R., Bally-Cuif, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+neurogenesis+in+non-mammalian+vertebrates.">Adult neurogenesis in non-mammalian vertebrates.</a> Bioessays. 29, 745-757 (2007).</li><li>Hinsch, K., Zupanc, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+and+long-term+persistence+of+new+neurons+in+the+adult+zebrafish+brain:+a+quantitative+analysis.">Generation and long-term persistence of new neurons in the adult zebrafish brain: a quantitative analysis.</a> Neuroscience. 146, 679-696 (2007).</li><li>Lindsey, B. W., Darabie, A., Tropepe, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cellular+composition+of+neurogenic+periventricular+zones+in+the+adult+zebrafish+forebrain.">The cellular composition of neurogenic periventricular zones in the adult zebrafish forebrain.</a> J Comp Neurol. 520, 2275-2316 (2012).</li><li>Marz, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+progenitor+cell+subtypes+in+the+ventricular+zone+of+the+zebrafish+adult+telencephalon.">Heterogeneity in progenitor cell subtypes in the ventricular zone of the zebrafish adult telencephalon.</a> Glia. 58, 870-888 (2010).</li><li>Marz, M., Schmidt, R., Rastegar, S., Strahle, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+response+following+stab+injury+in+the+adult+zebrafish+telencephalon.">Regenerative response following stab injury in the adult zebrafish telencephalon.</a> Dev Dyn. 240, 2221-2231 (2011).</li><li>Grandel, H., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+aspects+of+adult+neural+stem+cell+activity+in+vertebrates.">Comparative aspects of adult neural stem cell activity in vertebrates.</a> Dev Genes Evol. 223, 131-147 (2013).</li><li>Ayari, B., El Hachimi, K. H., Yanicostas, C., Landoulsi, A., Soussi-Yanicostas, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prokineticin+2+expression+is+associated+with+neural+repair+of+injured+adult+zebrafish+telencephalon.">Prokineticin 2 expression is associated with neural repair of injured adult zebrafish telencephalon.</a> J Neurotrauma. 27, 959-972 (2010).</li><li>Baumgart, E. V., Barbosa, J. S., Bally-Cuif, L., Gotz, M., Ninkovic, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stab+wound+injury+of+the+zebrafish+telencephalon:+a+model+for+comparative+analysis+of+reactive+gliosis.">Stab wound injury of the zebrafish telencephalon: a model for comparative analysis of reactive gliosis.</a> Glia. 60, 343-357 (2011).</li><li>Kishimoto, N., Shimizu, K., Sawamoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+regeneration+in+a+zebrafish+model+of+adult+brain+injury.">Neuronal regeneration in a zebrafish model of adult brain injury.</a> Dis Model Mech. 5, 200-209 (2012).</li><li>Kizil, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+neurogenesis+from+neural+progenitor+cells+requires+injury-induced+expression+of+Gata3.">Regenerative neurogenesis from neural progenitor cells requires injury-induced expression of Gata3.</a> Dev Cell. 23, 1230-1237 (2012).</li><li>Kroehne, V., Freudenreich, D., Hans, S., Kaslin, J., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+of+the+adult+zebrafish+brain+from+neurogenic+radial+glia-type+progenitors.">Regeneration of the adult zebrafish brain from neurogenic radial glia-type progenitors.</a> Development. 138, 4831-4841 (2011).</li><li>Kyritsis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+inflammation+initiates+the+regenerative+response+in+the+adult+zebrafish+brain.">Acute inflammation initiates the regenerative response in the adult zebrafish brain.</a> Science. 338, 1353-1356 (2012).</li><li>Gupta, T., Mullins, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+organs+from+the+adult+zebrafish.">Dissection of organs from the adult zebrafish.</a> J Vis Exp. (37), (2010).</li><li>Shin, J., Park, H. C., Topczewska, J. M., Mawdsley, D. J., Appel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+cell+fate+analysis+in+zebrafish+using+olig2+BAC+transgenics.">Neural cell fate analysis in zebrafish using olig2 BAC transgenics.</a> Methods Cell Sci. 25, 7-14 (2003).</li><li>Armant, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide,+whole+mount+in+situ+analysis+of+transcriptional+regulators+in+zebrafish+embryos.">Genome-wide, whole mount in situ analysis of transcriptional regulators in zebrafish embryos.</a> Dev Biol. 380, 351-362 (2013).</li></ol>

יש המחברים אין לחשוף.

אנו מתארים כאן שיטה כדי לגרום לפגיעת telencephalic ידי דחיפת מחט דרך הגולגולת של דג הזברה המבוגר, ולנתח את התגובה התאית ומולקולרית לפגיעה זו על ידי אימונוהיסטוכימיה וכלאה באתרו. היתרון העיקרי של שיטה זו על פני גישות אחרות קיימות הוא הפשטות, מהירותו ויעילות כלכלית. לכן, בטכניקה זו, המאפשרת ייצור של מוח נפגע רבים בזמן קצר, יכולה להיות משולבת בקלות עם בקנה מידה גדולה במסך הכלאה באתר לזיהוי גנים בעלי תפקיד בהתחדשות ונוירוגנזה. גיל דג הזברה המבוגר שבפגיעה מתבצעת הוא קריטי. אם הדגים ישנים יותר 1.5 שנים, הגולגולת היא קשה מדי וזה אפשרי, כי הגולגולת הוא נדחפה למטה או שבר ולא בצורה נקיה מחורר. לעומת זאת, בדגים צעירים (מתחת לגיל 4 חודשים), יש עדיין הרבה נוירוגנזה קורה, שאולי לאהד לתוצאות חיוביות כוזבות לגבי נוירוגנזה תגובתי. עוד צעד קריטי בגישה זו הוא כדי לוודא את היעילות של פצע הדקירה וכדי לשלול כי שני ההמיספרות פצועים. זה יכול להיות במעקב על ידי צביעת החלקים עם הנוגדן אנטי PCNA. בנגע הציג בצורה נכונה, PCNA צריך להיות באופן משמעותי מוסדר למעלה רק באחת משתי מחציות המוח. חשוב לזכור כי הפגיעה מכאנית המושרית תהיה כמה תופעות לוואי כגון אבלציה אינה ספציפית תא, מוות של תאים גדל בגלל ניוון המשני, דלקת והרס של מחסום דם המוח, ונזק של אזור חדרית וכמו זרימה אפשרית תוצאה של נוזל השדרה למוח parenchyma. עם זאת, הדגים הפצועים נראים סובלים מעט מאוד מהפציעה. תוך 2 דקות הם חייה שוב חופשית ונורמלית התנהגות האכלה משוחזרת בתוך כ 4 שעות. לאחר 3 שבועות injury הוא מורפולוגית אינה גלוי יותר. בידיים שלנו, מכמה מאה ניתוחים שאנחנו לא אבדנו את דג בודד למרות שהיו לנו שיעור פגיעה 100% כפי שהוערך על ידי היסטולוגיה ב 5 ימים לאחר נגע. בשנים האחרונות טכניקות אחרות כגון גישות מהונדסים פותחו בדג הזברה לייצר רקמה או אבלציה סוג תא מסוימת 2. למרות שהשיטות אלה הן מאוד אלגנטיות ופולשנית שהם מבוססים על הדור של בונה DNA מסובכת והקמה של מספר קווים מהונדסים דג הזברה יציב אשר יכול להיות מאוד משעמם וזמן רב. לכן, גישות פשוטות מכאניות כגון assay שתואר בפרוטוקול זה יישאר כלי חשוב ללמוד נוירוגנזה מוח בוגרת והתחדשות.

ליונקים יש יכולת מוגבלת מאוד ליצירת תאי עצב חדש במהלך חיים בוגרים, ונוירוגנזה הבוגרת במוח בעיקר מוגבלת לשני אזורי telencephalic ממוקמים באזור subventricular (SVZ) של חדרים לרוחב, ואזור subgranular (SGZ) של משוננת gyrus בהיפוקמפוס 1. יונקים גם לא יכולים לתקן את הנזק במוח שנגרם על ידי מחלות ניווניות, שבץ, או פציעות, ביעילות. נוירונים שאבדו אינם מוחלפים ובמקום ריבוי סוגים שונים של תאי גליה, כוללים האסטרוציטים, מיקרוגלים, וoligodendrocytes של, הוא ציין. כתוצאה מתהליך השגשוג הזה שנקראת דבקה תגובתי, רקמת המוח נפגעה חסומה על ידי ההיווצרות של צלקת גליה, אשר מעכבת התחדשות עצבית וaxonal 2-4. בניגוד ליונקים, דגי חוליות כמו דג הזברה ליצור נוירונים חדשים בשפע בשלבים בוגרים ויש לי משובי וproliferat גבוהיםive פוטנציאל לתיקון נגעים במערכת העצבים המרכזית 2,5-7. המוח מבוגר דג הזברה מכיל 16 נישות עצביות שונות בתאי גזע שיוצרות מספר רב של תאי עצב חדשים במהלך כל חיי 8-11. נוירונים שנולדו באזורי ההתפשטות הספציפיים אלה של מוח דג הזברה המבוגר להגר לאזורי היעד שלהם, שבו הם יבשילו ולהשתלב ברשתות עצביות קיימות 8,10,12-15. בין אזורי האב שזוהו בדג זברה מבוגרת, אזור חדרית telencephalic הוא אחד מהנישות של תאי גזע עצביים הנחקרות ביותר. תאים בנישה של אב זה יכול להיות מסווג לשלושה סוגים ברורים לגבי המורפולוגיה, השיעור והביטוי של גליה שונה או סמנים עצביים החלוקה שלהם. אני סוג ותאי סוג II הם גליה רדיאלי כמו תאים שיש להם תהליכים ארוכים. הם מבטאים סמני תאי גזע כולל GFAP, nestin, וS100β. אני תאי סוג לא להתרבות ואילו הסוג השני תאים proliferatדואר לאט, כפי שמעיד ביטוים של סמני התפשטות כגון מתרבים אנטיגן התא גרעיני (PCNA) ושילוב של אנלוגים desoxythymidine. תאי III הסוג מהירים מתחלקים תאים שמחויבים להפכו אבות עצביים ולבטא גני סמן עצביים, כגון PSA-NCAM 5,16. למרות יכולות התחדשות של דגי חוליות מתועדות היטב, רק כמה פרסומים שתיארו וחקרו בפירוט המנגנונים התאיים ומולקולריים מעורבים בהתחדשות עצבית בtelencephalon המבוגר בתגובה לפציעה 15,17-22. לפענח את המנגנונים מעורבים בהתחדשות דג הזברה מבוגרת של מערכת עצבים מרכזית ותיקון ולהבין את קווי דמיון ואת ההבדלים בין נוירוגנזה המכוננת ומשובים, פיתחנו מודל דג הזברה של פגיעת telencephalic מבוגרת. כאן, אנו מתארים באופן חזותי כיצד ליצור פגיעה באחד מhemisph telencephalicEres בעזרת מחט מזרק, תוך שמירה על צד unlesioned הנגדי כבקרה פנימית. אנחנו גם נציג כיצד לעקוב אחר שינויים על פציעה בשגשוג תאים וביטוי גנים על ידי אימונוהיסטוכימיה ובמבחני הכלאה באתר.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="782">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:333px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:163px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tricaine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td align="right">335.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10x DPBS (-/-)</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>14200-083</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">30 G syringe (Omnican 40)</td>
			<td>B.Braun Melsungen</td>
			<td align="right">916162</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Polyethylene molding cup tray&#160;</td>
			<td>Polysciences, Inc</td>
			<td>17177C-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PeqGOLD Universal Agarose&#160;</td>
			<td>Peqlab</td>
			<td>35-1020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bovine serum albumin</td>
			<td>Biochrom</td>
			<td>W 2835919108</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Aqua Poly/Mount</td>
			<td>Polysciences, Inc</td>
			<td>18606-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tween 20</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td align="right">9127.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMSO</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>A994.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissection needle</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>KX93.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Paraformaldehyde</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td align="right">335.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Loctite 414</td>
			<td>Sch&#246;ffler und W&#246;rner</td>
			<td><a href="http://62.157.117.162/BP2NAV500/ItemDetail_NAV.aspx?ItemID=06%201362%200020">06 1362 0020</a></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass slides</td>
			<td>Labonord</td>
			<td align="right">5305103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cover slips 24 x 60 mm</td>
			<td style="width:163px;">Labonord</td>
			<td align="right">5305060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Petri dishes 94 mm</td>
			<td>Greiner bio-one</td>
			<td align="right">632180</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Falcons 15 ml</td>
			<td style="width:163px;">Greiner bio-one</td>
			<td align="right">188261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-well plate</td>
			<td>Greiner bio-one</td>
			<td align="right">662160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-S100 (1:500)</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z031101-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-PCNA (1:400)</td>
			<td>Dako</td>
			<td>M087901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-GFP (1&#160;:1000)</td>
			<td>Aves Labs</td>
			<td>GFP-1020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">anti-Dig AP-coupled antibody&#160;</td>
			<td>Roche Diagnostics</td>
			<td align="right">11093274910</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-phosphate (BCIP)&#160;</td>
			<td>Roche Diagnostics</td>
			<td align="right">1383221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4-Nitroblue tetrazolium chloride (NBT)&#160;</td>
			<td>Roche Diagnostics</td>
			<td align="right">1383213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Proteinase K</td>
			<td>Roche Diagnostics</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1092766</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Polyethylene molding cup tray&#160;</td>
			<td style="width:163px;">Polysciences</td>
			<td style="width:119px;">17177C-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vibratome VT1000S</td>
			<td>Leica</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Confocal microscope Sp5 DM6000</td>
			<td>Leica</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissecting microscope Nikon SMZ 645</td>
			<td>Nikon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-well flat bottomed tissue culture plates&#160;</td>
			<td>Falcon catalog&#160;</td>
			<td align="right">353226</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Student Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Surgical scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>91460-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">Danio rerio Tg(olig2:EGFP)</td>
			<td align="right">24</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Danio rerio WT strains (e.g. AB2O2)</td>
			<td style="width:163px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

stab wound injury of the zebrafish adult telencephalon: a method to investigate vertebrate brain neurogenesis and regeneration

יש לי דג הזברה מבוגר יכולת מדהימה להתחדש מערכת העצבים המרכזית שלהם לאחר פציעה. כדי לחקור את התגובה התאית והמנגנונים המולקולריים מעורבים בהתחדשות מבוגרת דג הזברה מערכת עצבים מרכזי (CNS) ותיקון, שפיתחנו מודל דג הזברה של פגיעת telencephalic מבוגרת. בגישה זו, שאנו מייצרים באופן ידני על ידי לחיצת פגיעת מחט מזרק אינסולין לtelencephalon מבוגרת דג הזברה. בימים שלאחר פציעה שונות, דגים הקריבו, המוח שלהם הם גזורים החוצה ומוכתם על ידי אימונוהיסטוכימיה ו / או בכלאה באתר (ISH) עם סמנים מתאימים להתבונן התפשטות תאים, gliogenesis, ונוירוגנזה. חצי הכדור unlesioned הנגדי משמש כבקרה פנימית. שיטה זו בשילוב למשל עם רצף עמוק RNA יכול לעזור למסך לגנים חדשים עם תפקיד בנוירוגנזה telencephalon המבוגר, התחדשות, ותיקון דג הזברה.

שימוש בזרימת העבודה מתוארת במאמר זה, נגע הוכנס לאונה הימנית של telencephalon דג הזברה מבוגר (איורים 1 א-1B). פציעה נכונה מובילה לתעלת נגע המשתרעת מגב אל הגחון דרך כל pallium של telencephalon (איור 3 ג). הנגע צריך להיות מוגבל לאחת מהאונות ולא צריך לחצות את החדר המדיאלי. תעלת הנגע גלויה עם מיקרוסקופיה בהירה שדה (איור 3 ג) ותהיה נרפאה לאחר כ 35 ימים 15. הוא הראה בעבר כי לאחר פציעתם עד ויסות של מתרבים אנטיגן גרעין התא (PCNA; איור 3 א) וS100β (איור 3 ב) בשעה 3 עד 7 DPL ניתן לזהות על ידי אימונוהיסטוכימיה 15. ההכתמה של PCNA וS100β היא חופף, מה שמעיד התפשטות של תאי גלייה רדיאלי. Furthermore, כדי להמחיש תאים מבשר oligodendrocyte (OPCs), assay פצע דקירה בוצע על Tg (olig2: EGFP) דגים 24. לאחר צביעה עם נוגדן אנטי-GFP, הצטברות של OPCs בסמיכות לתעלת הנגע ניתן לזהות (איור 3D). הצטברות זו היא חולפת, ואשכולות OPC לא נצפו עוד ב35 DPL 15. אם הנגע לא הוצג כראוי, תעלת הנגע לא תהיה גלויה, ועד הוויסות של PCNA וS100β או הצטברות של OPCs לא תהיה זיהוי. PCNA הוא הסמן רגיש ביותר לפגיעה מוחית. על מנת לאמת את היעילות של פצע הדקירה וכדי לשלול כי שני ההמיספרות פצועים, מומלץ מאוד תמיד להכתים את החלקים עם נוגדן אנטי PCNA. בנגע הציג בצורה נכונה, PCNA צריך להיות באופן משמעותי (עד 4 פי 15) רק באחת מהאונות מוסדרות למעלה. למרות שברוב המקרים הואמספיק כדי להשתמש רק בצד הנגדי unlesioned כבקרה פנימית כדי לעקוב אחר שינויים בביטוי גנים, מומלץ מאוד להשוות ביטוי גנים בחצי כדור השליטה עם הביטוי בההמיספרות telencephalic של מוח מסוג בר. בדרך זו, כל תופעות מערכתיות של הנגע על ביטוי גנים שישפיע על שני חצאים ניתן לאתרם. דקירת פצע assay בשילוב עם מסך שיטתי ביטוי של רגולטורים שעתוק (TRS) (25 ושמידט et al., לא פורסם) יכול לשמש גם לזיהוי גנים TR עם תפקיד אפשרי בנוירוגנזה והתחדשות (איורים 4 א-4C). גישה זו זיהתה מספר גורמים שבאים לידי ביטוי בtelencephalon וביטויו הוא מוסדר מעלה במיוחד בתגובה לפציעה (איור 4A-C). <imgalt = &quot;איור 1&quot; עבור: רוחב תוכן-width = &quot;5in&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/51753/51753fig1highres.jpg&quot; = &quot;500&quot; /&gt; איור 1. ייצוג סכמטי של פציעת דקירה למבוגרים דג הזברה telencephalic. א) מחט מזרק אינסולין נדחפה דרך הגולגולת של דג הזברה מבוגר כדי ליצור פגיעת telencephalic. לבן קו מקווקו מייצג את הגבול בין שתי ההמיספרות telencephalic והצלב הירוק מציין את המיקום של התצוגה הגבי פצע דקירה. ב &#39;) של מוח דג הזברה מבוגר. האזורים במוח המרכזיים מצוינים. הצלב הירוק מראה את המיקום של הפגיעה המושרית. C) קצה המחט, המשמשת כדי לגרום לפגיעת telencephalic, מודד 2 מ&quot;מ. הנורה חוש הריח (OB), telencephalon (טל) וtectum האופטי (OT). <img alt="איור 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51753/51753fig2highres.jpg" width="500" /> איור 2. Sייצוג chematic של מוח דג הזברה מבוגר בבלוק agarose גזוז ממש לפני vibratome חתך. הקדמי הוא למעלה. הנורה חוש הריח (OB), telencephalon (טל), tectum האופטי (OT), המוח הקטן (CB) ומדולה (מ &#39;). סרגל קנה מידה: 500 מיקרומטר. <img alt="איור 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51753/51753fig3highres.jpg" width="500" /> איור 3. תגובות הרגנרציה לדקור פציעת פצע. מוח דג הזברה למבוגר לספירה) בשעה 5 ימים הודעת נגע (DPL). PCNA שגשוג הסמן () וסמן גליה רדיאלי S100β (ב AB)) הוא מוסדר מעלה באזור חדרית (חיצים) על פציעת דקירה. (C) ערוץ הנגע גלוי תחת תאורה בהירה שדה (חיצים). אזור חדרית מצויינים על ידי הקו הירוק. תאים (ד &#39;) מבשר oligodendrocyte (olig2: EGFP +) לצבור באתר של נגע (חיצים). סרגל קנה מידה: 200 מיקרומטר. בכל הפנלים, האונה הימנית היא האונה lesioned. גב הוא למעלה. הקו המקווקו לD מציין את הגבול בין pallium וsubpallium. <img alt="איור 4" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51753/51753fig4highres.jpg" width="600" /> איור 4. דוגמא של גנים מעלה מוסדר-בתגובה לדקור פציעה. הערה עד הוויסות החזקה (חיצים) של eomesa (A, B) וביטוי sox4a (C) mRNA בחצי כדור telencephalic תקין (בחצי הכדור נדקר) כפיקוח על ידי הכלאה באתר ב5 DPL. ההמיספרה השמאלית היא ללא כל פגע ומשמשת כבקרה. (ב) מראה בהגדלה גבוהה יותר של אזור telencephalic הגבי של א הגבי היא למעלה. סרגל קנה מידה: 200 מיקרומטר עבור A ו-C ו55 מיקרומטר לB.קו מקווקו ובC מציינת את ההפרדה בין pallium וsubpallium. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51753/51753fig4highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <table style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td colspan="2"> קיצורים </td></tr><tr><td> AP </td><td> אלקליין פוספטאז </td></tr><tr><td> BCIP </td><td> 5-bromo-4-כלורו-3&#39;-indolyphosphate </td></tr><tr><td> ארגון ה-BSA </td><td> אלבומין בסרום שור </td></tr><tr><td> מערכת העצבים המרכזית </td><td> מערכת עצבים מרכזית </td></tr><tr><td> לחפור </td><td> Digoxygenin </td></tr><tr><td> DMSO </td><td> sulfoxide דימתיל </td></tr><tr><td> DPL </td><td> ימים שלאחר פגיעה </td></tr><tr><td> eomesa </td><td> homolog Eomesodermin </td></tr><tr><td> GFAP </td><td> חלבון חומצי fibrillary גליה </td></tr><tr><td> שעה </td><td> שעה </td></tr><tr><td> היבחוצץ </td><td> מאגר הכלאה </td></tr><tr><td> ISH </td><td> הכלאה באתר </td></tr><tr><td> MeOH </td><td> מתנול </td></tr><tr><td> NBT </td><td> tetrazolium הכחול ניטרו </td></tr><tr><td> OPCs </td><td> תאים מבשר oligodendrocyte </td></tr><tr><td> PBS </td><td> פוספט שנאגרו מלוח </td></tr><tr><td> PCNA </td><td> מתרבים אנטיגן גרעין התא </td></tr><tr><td> PFA </td><td> Paraformaldehyde </td></tr><tr><td> ProtK </td><td> Proteinase K </td></tr><tr><td> PSA-NCAM </td><td> מולקולת הידבקות תא עצבית Polysialylated </td></tr><tr><td> PTW </td><td> 20 Tween-PBS, 0.1% </td></tr><tr><td> RNA </td><td> חומצה ריבונוקלאית </td></tr><tr><td> RT </td><td> טמפרטורת חדר </td></tr><tr><td> SGZ </td><td> אזור subgranular </td></tr><tr><td> sox4a </td><td> SRY קופסה המכילה 4 א הגן</td></tr><tr><td> SSC </td><td> ציטראט מלוחים נתרן </td></tr><tr><td> SVZ </td><td> אזור subventricular </td></tr><tr><td> TRS </td><td> רגולטורים תמלול </td></tr></tbody></table>

Watch this Scientific Journal Video about Stab Wound Injury of the Zebrafish Adult Telencephalon: A Method to Investigate Vertebrate Brain Neurogenesis and Regeneration at JoVE.com

Stab Wound Injury of the Zebrafish Adult Telencephalon: A Method to Investigate Vertebrate Brain Neurogenesis and Regeneration

To shed light on the cellular and molecular mechanisms of zebrafish adult neurogenesis and regeneration, we developed a protocol for invasive surgery causing mechanical injuries in the zebrafish adult telencephalon and subsequent monitoring of changes in the stabbed hemisphere by immunohistochemistry or in situ hybridization.

פציעה דקירת פצע של דג הזברה telencephalon מבוגרים: שיטה לחקר המוח של בעלי החוליות Neurogenesis והתחדשות

Adult zebrafish have an amazing capacity to regenerate their central nervous system after injury. To investigate the cellular response and the molecular ...

stab-wound-injury-zebrafish-adult-telencephalon-method-to-investigate

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Anatomy and Physiology

Neuroscience

Unit 1

The Nervous System and Nervous Tissue

SCIENTISTS IN ACTION

15.3K Views.  Karlsruhe Institute of Technology. To shed light on the cellular and molecular mechanisms of zebrafish adult neurogenesis and regeneration, we developed a protocol for invasive surgery causing mechanical injuries in the zebrafish adult telencephalon and subsequent monitoring of changes in the stabbed hemisphere by immunohistochemistry or in situ hybridization.

Video: Stab Wound Injury of the Zebrafish Adult Telencephalon: A Method to Investigate Vertebrate Brain Neurogenesis and Regeneration

Stereotaxic Surgery for Excitotoxic Lesion of Specific Brain Areas in the Adult Rat

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the function of various brain regions for behavior or other experimental outcomes is to implement a localized ablation of function. In humans, patient populations with localized brain lesions are often studied for deficits, in hopes of revealing the underlying function of the damaged area. In rodents, one can experimentally induce lesions of specific brain regions.
Lesion can be accomplished in several ways. Electrolytic lesions can cause localized damage but will damage a variety of cell types as well as traversing fibers from other brain regions that happen to be near the lesion site. Inducible genetic techniques using cell-type specific promoters may also enable site-specific targeting. These techniques are complex and not always practical depending on the target brain area. Excitotoxic lesion using stereotaxic surgery, by contrast, is one of the most reliable and practical methods of lesioning excitatory neurons without damaging local glial cells or traversing fibers.
Here, we present a protocol for stereotaxic infusion of the excitotoxin, N-methyl-D-aspartate (NMDA), into the basolateral amygdala complex. Using anatomical indications, we apply stereotaxic coordinates to determine the location of our target brain region and lower an injection needle in place just above the target. We then infuse our excitotoxin into the brain, resulting in excitotoxic death of nearby neurons. While our experimental subject of choice is a rat, the same methods can be applied to other mammals, with the appropriate adjustments in equipment and coordinates.
This method can be used on a variety of brain regions, including the basolateral amygdala1-6, other amygdala nuclei6, 7, hippocampus8, entorhinal cortex9 and prefrontal cortex10. It can also be used to infuse biological compounds such as viral vectors1, 11. The basic stereotaxic technique could also be adapted for implantation of more permanent osmotic pumps, allowing more prolonged exposure to a compound of interest.

Targeted ablation of specific brain region(s) by infusion of an excitotoxin using stereotaxic coordinates is described. This technique could also be adapted for infusion of other chemicals into the rat brain.

ניתוח Stereotaxic על הנגע Excitotoxic של אזורי מוח ספציפיים עכברוש למבוגרים בלבד

Many behavioral functions in mammals, including rodents and humans, are mediated principally by discrete brain regions. A common method for discerning the ...

Micromanipulation of Gene Expression in the Adult Zebrafish Brain Using Cerebroventricular Microinjection of Morpholino Oligonucleotides

Manipulation of gene expression in tissues is required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the cerebroventricular microinjection (CVMI) technique as a means to modulate gene expression in the adult zebrafish brain. By using CVMI, substances can be administered into the cerebroventricular fluid and be thoroughly distributed along the rostrocaudal axis of the brain. We particularly focus on the use of antisense morpholino oligonucleotides, which are potent tools for knocking down gene expression in vivo. In our method, when applied, morpholino molecules are taken up by the cells lining the ventricular surface. These cells include the radial glial cells, which act as neurogenic progenitors. Therefore, knocking down gene expression in the radial glial cells is of utmost importance to analyze the widespread neurogenesis response in zebrafish, and also would provide insight into how vertebrates could sustain adult neurogenesis response. Such an understanding would also help the efforts for clinical applications in human neurodegenerative disorders and central nervous system regeneration. Thus, we present the cerebroventricular microinjection method as a quick and efficient way to alter gene expression and neurogenesis response in the adult zebrafish forebrain. We also provide troubleshooting tips and other useful information on how to carry out the CVMI procedure.

In this article, we demonstrate a method for manipulation of gene expression in the ventricular cells of the adult zebrafish telencephalon using antisense morpholino oligonucleotides. We present this method as an efficient and quick protocol that can be used for functional studies in the adult vertebrate brain.

מיקרומניפולציה של ביטוי גנים במוח דג הזברה למבוגר באמצעות Microinjection Cerebroventricular של oligonucleotides morpholino

Manipulation of gene expression in tissues is  required to perform functional studies. In this paper, we demonstrate the  cerebroventricular ...

Functional Interrogation of Adult Hypothalamic Neurogenesis with Focal Radiological Inhibition

The functional characterization of adult-born neurons remains a significant challenge. Approaches to inhibit adult neurogenesis via invasive viral delivery or transgenic animals have potential confounds that make interpretation of results from these studies difficult. New radiological tools are emerging, however, that allow one to noninvasively investigate the function of select groups of adult-born neurons through accurate and precise anatomical targeting in small animals. Focal ionizing radiation inhibits the birth and differentiation of new neurons, and allows targeting of specific neural progenitor regions. In order to illuminate the potential functional role that adult hypothalamic neurogenesis plays in the regulation of physiological processes, we developed a noninvasive focal irradiation technique to selectively inhibit the birth of adult-born neurons in the hypothalamic median eminence. We describe a method for Computer tomography-guided focal irradiation (CFIR) delivery to enable precise and accurate anatomical targeting in small animals. CFIR uses three-dimensional volumetric image guidance for localization and targeting of the radiation dose, minimizes radiation exposure to nontargeted brain regions, and allows for conformal dose distribution with sharp beam boundaries. This protocol allows one to ask questions regarding the function of adult-born neurons, but also opens areas to questions in areas of radiobiology, tumor biology, and immunology. These radiological tools will facilitate the translation of discoveries at the bench to the bedside.

The function of adult-born mammalian neurons remains an active area of investigation. Ionizing radiation inhibits the birth of new neurons. Using computer tomography-guided focal irradiation (CFIR), three-dimensional anatomical targeting of specific neural progenitor populations can now be used to assess the functional role of adult neurogenesis.

חקירה תפקודית של מבוגרים ההיפותלמוס Neurogenesis עם הפוקוס ברדיולוגית עיכוב

The functional characterization of adult-born neurons remains a significant challenge. Approaches to inhibit adult neurogenesis via invasive viral ...

Heat-Induced Antigen Retrieval: An Effective Method to Detect and Identify Progenitor Cell Types during Adult Hippocampal Neurogenesis

Traditional methods of immunohistochemistry (IHC) following tissue fixation allow visualization of various cell types. These typically proceed with the application of antibodies to bind antigens and identify cells with characteristics that are a function of the inherent biology and development. Adult hippocampal neurogenesis is a sequential process wherein a quiescent neural stem cell can become activated and proceed through stages of proliferation, differentiation, maturation and functional integration. Each phase is distinct with a characteristic morphology and upregulation of genes. Identification of these phases is important to understand the regulatory mechanisms at play and any alterations in this process that underlie the pathophysiology of debilitating disorders. Our heat-induced antigen retrieval approach improves the intensity of the signal that is detected and allows correct identification of the progenitor cell type. As discussed in this paper, it especially allows us to circumvent current problems in detection of certain progenitor cell types.

During adult hippocampal neurogenesis, a distinct set of genetic markers are expressed when a quiescent neural stem cell sequentially progresses and develops into a functionally integrated neuron in the circuit. Using heat-induced antigen retrieval, progenitor cell types that are otherwise difficult to detect are identified with improved effectiveness.

Traditional  methods of immunohistochemistry (IHC) following tissue fixation allow visualization  of various cell types. These typically proceed with the ...

Methods for the Modulation and Analysis of NF-&#954;B-dependent Adult Neurogenesis

The hippocampus plays a pivotal role in the formation and consolidation of episodic memories, and in spatial orientation. Historically, the adult hippocampus has been viewed as a very static anatomical region of the mammalian brain. However, recent findings have demonstrated that the dentate gyrus of the hippocampus is an area of tremendous plasticity in adults, involving not only modifications of existing neuronal circuits, but also adult neurogenesis. This plasticity is regulated by complex transcriptional networks, in which the transcription factor NF-&#954;B plays a prominent role. To study and manipulate adult neurogenesis, a transgenic mouse model for forebrain-specific neuronal inhibition of NF-&#954;B activity can be used.
In this study, methods are described for the analysis of NF-&#954;B-dependent neurogenesis, including its structural aspects, neuronal apoptosis and progenitor proliferation, and cognitive significance, which was specifically assessed via a dentate gyrus (DG)-dependent behavioral test, the spatial pattern separation-Barnes maze (SPS-BM). The SPS-BM protocol could be simply adapted for use with other transgenic animal models designed to assess the influence of particular genes on adult hippocampal neurogenesis. Furthermore, SPS-BM could be used in other experimental settings aimed at investigating and manipulating DG-dependent learning, for example, using pharmacological agents.

Methods for the manipulation and analysis of NF-&#954;B-dependent adult hippocampal neurogenesis are described. A detailed protocol is presented for a dentate gyrus-dependent behavioral test (termed the spatial pattern separation-Barnes maze) for the investigation of cognitive outcome in mice. This technique should also help enable investigations in other experimental settings.

שיטות לאפנון וניתוח של Neurogenesis מבוגרים NF-κB תלוי

The hippocampus plays a pivotal role in the formation and consolidation of episodic memories, and in spatial orientation. Historically, the adult ...

A Novel Light Damage Paradigm for Use in Retinal Regeneration Studies in Adult Zebrafish

Light-induced retinal degeneration (LIRD) is commonly used in both rodents and zebrafish to damage rod and cone photoreceptors. In adult zebrafish, photoreceptor degeneration triggers M&#252;ller glial cells to re-enter the cell cycle and produce transient-amplifying progenitors. These progenitors continue to proliferate as they migrate to the damaged area, where they ultimately give rise to new photoreceptors. Currently, there are two widely-used LIRD paradigms, each of which results in varying degrees of photoreceptor loss and corresponding differences in the regeneration response. As more genetic and pharmacological tools are available to test the role of individual genes of interest during regeneration, there is a need to develop a robust LIRD paradigm. Here we describe a LIRD protocol that results in widespread and consistent loss of both rod and cone photoreceptors in which we have combined the use of two previously established LIRD techniques. Furthermore, this protocol can be extended for use in pigmented animals, which eliminates the need to maintain transgenic lines of interest on the albino background for LIRD studies.

Multiple light damage protocols have been described to damage photoreceptors and consequently induce a retinal regeneration response in adult zebrafish. This protocol describes an improved method that can be used in pigmented animals and that damages the vast majority of rod and cone photoreceptors across the entire retina.

פרדיגמה נזק קלה לשימוש ברומן רשתית מחקרי התחדשות בדג הזברה למבוגר

Light-induced retinal degeneration (LIRD) is commonly used in both rodents and zebrafish to damage rod and cone photoreceptors. In adult zebrafish, ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

הקלטת אלקטרו במוח של דג הזברה למבוגר שלמה

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

שיטה לגרום סגור ראש הפגיעה מוחית טראומטית ב<em&gt; דרוזופילה</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Dorsal Root Ganglion Injection and Dorsal Root Crush Injury as a Model for Sensory Axon Regeneration

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each other anatomically, it is important to identify an appropriate model to use for the study of axon regeneration. By using a suitable model, we can formulate a specific treatment based on the severity of injury, the neuronal cell type of interest, and the desired spinal tract for assessing regeneration. Within the sensory pathway, DRG neurons are responsible for relaying sensory information from the periphery to the CNS. We present here a protocol that uses a DRG injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in the lower cervical spinal cord of an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. As demonstrated using a control virus, AAV5-GFP, we show the effectiveness of a direct DRG injection in transducing DRG neurons and tracing sensory axons into the spinal cord. We also show the effectiveness of the dorsal root crush injury in denervating the forepaw as an injury model for evaluating axon regeneration. Despite the requirement for specialized training to perform this invasive surgical procedure, the protocol is flexible, and potential users can modify many parts to accommodate their experimental requirements. Importantly, it can serve as a foundation for those in search of a suitable animal model for their studies. We believe that this article will help new users to learn the procedure in a very efficient and effective manner.

This protocol presents the use of a dorsal root ganglion (DRG) injection with a viral vector and a concurrent dorsal root crush injury in an adult rat as a model to study sensory axon regeneration. This model is suitable for investigating the use of gene therapy to promote sensory axon regeneration.

הזרקת גנגליון שורש הגבה ו שורש הגבה Crush פגיעה כמודל להתחדשות החושית אקסון

Achieving axon regeneration after nervous system injury is a challenging task. As different parts of the central nervous system (CNS) differ from each ...

Modeling Amyloid-&#946;42 Toxicity and Neurodegeneration in Adult Zebrafish Brain

Alzheimer's disease (AD) is a debilitating neurodegenerative disease in which accumulation of toxic amyloid-&#946;42 (A&#946;42) peptides leads to synaptic degeneration, inflammation, neuronal death, and learning deficits. Humans cannot regenerate lost neurons in the case of AD in part due to impaired proliferative capacity of the neural stem/progenitor cells (NSPCs) and reduced neurogenesis. Therefore, efficient regenerative therapies should also enhance the proliferation and neurogenic capacity of NSPCs. Zebrafish (Danio rerio) is a regenerative organism, and we can learn the basic molecular programs with which we could design therapeutic approaches to tackle AD. For this reason, the generation of an AD-like model in zebrafish was necessary. Using our methodology, we can introduce synthetic derivatives of A&#946;42 peptide with tissue penetrating capability into the adult zebrafish brain, and analyze the disease pathology and the regenerative response. The advantage over the existing methods or animal models is that zebrafish can teach us how a vertebrate brain can naturally regenerate, and thus help us to treat human neurodegenerative diseases better by targeting endogenous NSPCs. Therefore, the amyloid-toxicity model established in the adult zebrafish brain may open new avenues for research in the field of neuroscience and clinical medicine. Additionally, the simple execution of this method allows for cost-effective and efficient experimental assessment. This manuscript describes the synthesis and injection of A&#946;42 peptides into zebrafish brain.

This protocol describes the synthesis, characterization, and injection of monomeric amyloid-&#946;42 peptides for generating amyloid toxicity in adult zebrafish to establish an Alzheimer&#39;s disease model, followed by histological analyses and detection of aggregations.

פציעה דקירת פצע של דג הזברה telencephalon מבוגרים: שיטה לחקר המוח של בעלי החוליות Neurogenesis והתחדשות

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video