This research was supported by the Robert A. and Rene E. Belfer Family Foundation, NIA R21 AG038856 (JLJ), BrightFocus Foundation Alzheimer&#8217;s Disease research grant A2010097 (JLJ), and NIA Biology of Aging Training grant T32 AG000183 (support for SDG).

Realice todos los procedimientos y protocolos que involucran animales de acuerdo con los Institutos Nacionales de Salud de Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. Los procedimientos descritos aquí fueron revisados ​​y aprobados por el Colegio Baylor de Medicina Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comisión. Virus adeno-asociado (AAV) vectores-de replicación incompetente para la entrega transgén en el cerebro de roedores están aprobados para el uso de Bioseguridad Nivel 1. Consulte el sitio web de los CDC para la publicación del Gobierno de Estados Unidos &quot;Bioseguridad en Laboratorios de Microbiología y Biomédicas (bmbl)&quot;, que detalla los requisitos específicos relativos a los procedimientos de protección y manejo de virus adecuados. Consulte con el personal local de seguridad veterinaria y ambiental para aprender los requisitos específicos institucionales para los procedimientos que utilizan los virus. Regulaciones con respecto a las salas de procedimientos, cuarentena, y la identificación de las jaulas de riesgo biológico varían a través de las instituciones. 1. Prepare P0 cachorros y madres adoptivas <ol><li> Proporcionar alta Chow grasa para todas las mujeres embarazadas y lactantes para apoyar las demandas de energía de la reproducción y la lactancia. </li><li> Por la noche, configure una jaula de cría mediante la adición de una o dos mujeres sanas a la jaula de un solo macho residente. A la mañana siguiente, revise las hembras por un tapón de apareamiento y separar las hembras de los machos si un enchufe está presente. <ol><li> Utilice madres adoptivas para elevar cachorros de un fondo genético con características maternas pobres (por ejemplo, C57BL / 6 o C3HeJ). Madres adoptivos aceptan cachorros de otra camada si las crías nacen transferidos dentro de los cuatro días de la propia camada de la madre de crianza. </li><li> Configurar una jaula separada de apareamiento usando ICR hembras o FVB junto a los criadores experimentales de modo que los dos conjuntos de las hembras dan a luz en aproximadamente el mismo tiempo. </li></ol></li><li> Las hembras se entregarán en 19 ± 1 días de la fecha de enchufe, dependiendo de la cepa de fondo. Tres días antes de la delivery (16 días después de la fecha de enchufe), coloque la mujer embarazada en una jaula limpia con material de nidificación fresco y un refugio cubierto. </li><li> Compruebe si los cachorros recién nacidos dos veces al día a partir 2 días antes de la fecha probable de parto (17 días después de la fecha de enchufe). Examine la jaula con un mínimo de estrés a las madres por leerlo a través de la parte inferior de la presencia de los recién nacidos de color rosa. Los ratones generalmente entregan los cachorros en la mañana, pero en raras ocasiones se entregará en la tarde. </li><li> Planifique para realizar inyecciones tan pronto como los cachorros están amamantando (que será evidente por manchas de leche visibles), o dentro de 6 horas de nacimiento, lo que ocurra primero. </li></ol> 2. preparación del equipo para la inyección <ol><li> Preparar una jeringa de inyección de 10 l con una aguja de 32 G para los recién nacidos P0 generales. Si se realiza la inyección estereotáxica, montar la jeringa en el brazo manipulador. </li><li> Si usa un marco estereotáxico para inyecciones, enfriar la etapa neonatal a 4-8 ° C mediante la adición de 100% ethanol y hielo seco para el depósito en el extremo frontal del bloque. Mantener la temperatura por encima de 1 ° C para evitar la congelación de los cachorros. </li></ol> 3. Preparar diluciones virales para inyección <ol><li> Preparar una solución de 1% de colorante azul de tripano (20x de stock). </li><li> Preparar 5-25 alícuotas de virus (AAV) stock adeno-asociado dentro de una cabina de bioseguridad de Clase 2. Coloque estas alícuotas a -80 ° C para su uso futuro. Evite los ciclos de congelación-descongelación adicionales ya que esto hace que el virus de perder la eficacia de transducción. </li><li> Retire una parte alícuota de AAV del -80 ° C congelador y colocar en hielo para descongelar. </li><li> Preparar la solución para inyección viral mediante la dilución del virus en solución salina enfriada con hielo 1x tamponada con fosfato (PBS). Comience con una dilución en serie de diez veces (10 10-agosto 10 partículas virales / hemisferio) para la optimización inicial del patrón de transducción. </li><li> Añadir 20x azul de tripano a la solución de AAV a una concentración final de 0,05%. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 4. Staging En crías para inyección <ol><li> Coloque una placa de aluminio pequeña en hielo para enfriar. Depositar una tarea toallita seca en la parte superior de la placa para proteger la piel del cachorro desde el metal frío. Esto sirve como una superficie plana frío para anestesiar y la inyección de los cachorros. </li><li> Preparar una almohadilla de calentamiento adecuado para mantener ratones recién nacidos caliente antes y después de la inyección. </li><li> Una vez que los cachorros recién nacidos han comenzado a enfermera, eliminar aproximadamente la mitad de ellos de la jaula y dejar la otra mitad con su madre. Coloca los cachorros recogidos en la plataforma de calentamiento a la espera de la inyección. NOTA: Si la madre biológica no se preocupa por los cachorros, retire toda la basura de la jaula de inmediato y colocar a los cachorros sobre un bloque de calentamiento a la espera de la inyección. Esta situación puede darse con la primera camada nacida en C57BL / 6 hembras o con otras cepas puras que tienen características pobres de reproducción. En esta situación, manchas de leche no serán visibles en los cachorros recién nacidos. </li><li>Transferir una cría de la almohadilla térmica sobre la placa de metal frío para inducir la anestesia hipotermia. Espere 2-3 minutos para que el cachorro se convierta en totalmente anestesiado. Confirmar anestesia apretando suavemente una pata y supervisar por falta de movimiento o respiración. </li></ol> 5. La inyección de AAV en ratones recién nacidos <ol><li> A mano alzada inyección intracraneal de AAV en ratones recién nacidos: <ol><li> Cargar 5 l de AAV diluyó con 0,05% de azul de tripano en la jeringa de inyección. </li><li> Limpie suavemente la cabeza del cachorro anestesiado con un algodón empapado en alcohol al 70%. </li><li> Identificar los sitios de inyección en 2/5 de la distancia desde la sutura lambda para cada ojo. Un sitio de la inyección alternativa se encuentra a unos 0,8-1 mm lateral de la sutura sagital, a medio camino entre lambda y bregma. Estos puntos de referencia son visibles a través de la piel en P0. </li><li> Marcar el sitio de la inyección con una pluma de laboratorio no tóxico. </li><li> Sostenga la jeringa con la escala visible para moniToring el volumen de solución dispensada. </li><li> Asegúrese de que el pulgar puede llegar a la parte superior del émbolo. A continuación, retire el dedo pulgar del émbolo mientras se coloca la aguja para evitar que accidentalmente distribuir virus. </li><li> Encontrar una posición cómoda para sujetar el brazo para la inyección al poner el codo sobre la mesa y se inclina el brazo en el cubo de hielo. </li><li> Coloque el cachorro en su lado con su cabeza directamente debajo de la jeringa. Gire la cabeza del cachorro para que el lugar de la inyección marcada quede hacia arriba, y con suavidad pero con firmeza mantener esta posición con la mano abierta. </li><li> Mantenga la jeringa perpendicular a la superficie del cráneo y inserte la aguja en el sitio de inyección marcada a una profundidad de aproximadamente 3 mm. Inyectar la aguja hasta que la resistencia disminuye ligeramente, lo que indica que la aguja ha penetrado en el ventrículo lateral. Si se necesita una referencia, marcar 3 mm de la punta de la aguja con el fabricante no tóxico. Ajuste la profundidad de la inyección para el tamaño de las crías y la tensión sobre la base de tinte targeting de los ventrículos. </li><li> Mantenga la jeringa rígida de modo que el émbolo puede ser deprimido sin mover la aguja más lejos en el cerebro. Si la inyección se desplaza hacia el tálamo, la propagación viral se verá gravemente limitada. </li><li> Comenzar a inyectar lentamente virus mientras se monitoriza el volumen dispensado de la jeringa. Administrar un volumen máximo de 2 l en cada ventrículo. Si la aguja está en la posición correcta, el colorante se extiende para llenar el ventrículo. </li><li> Lentamente retire la aguja. </li><li> Deje que el primer lugar de la inyección para cerrar antes de inyectar el otro hemisferio. NOTA: No inyectar el mismo sitio más de una vez. Volver a insertar el virus fuerzas de aguja que ya ha sido inyectada a filtrarse y causa lesiones o la muerte del cachorro. </li><li> Inyectar el ventrículo contralateral usando el mismo procedimiento. </li></ol></li><li> Inyección estereotáxica de AAV en ratones neonatal: <ol><li> Cargar 5 l de AAV se diluyó con 0,05% azul de tripano into la jeringa de inyección en poder del manipulador estereotáxica. </li><li> Coloque suavemente la cabeza del cachorro entre las barras del oído del marco neonatal. Asegúrese de que la cabeza es de nivel en el eje Y (de adelante hacia atrás) comprobando que la línea entre lambda y bregma es paralela a la etapa. Asegúrese de que la cabeza es de nivel en el eje X (lado a lado) comprobando que una línea imaginaria entre las orejas, o una línea entre los ojos, es paralela a la etapa. </li><li> Limpie suavemente la cabeza del cachorro anestesiado con un algodón empapado en alcohol al 70%. </li><li> Utilice el manipulador estereotáxica para colocar la jeringa por encima de lambda y luego cero las coordenadas X e Y. Mover los brazos estereotáxica a (X, Y) = (0,8, 1,5) mm para cachorros P0 estándar. NOTA: El tamaño de las crías y las coordenadas estereotáxica puede variar por la tensión y la edad. Ajuste coordenadas basado en inyecciones de colorante según sea necesario para apuntar a los ventrículos laterales. </li><li> Lentamente baje la aguja en el sitio de la inyección. La superficie del cráneo se indent y suelte una vez que la aguja ha penetrado en la piel. Retraer la aguja hasta que el cráneo recupera su forma cóncava normal, pero mantener el bisel de la aguja debajo de la piel. Cero la coordenada Z en este punto. </li><li> Inserte la aguja hasta Z = -1,7 mm y luego retractarse a -1,5 mm. </li><li> Lentamente inyecte el virus. Cada hemisferio puede aceptar hasta 2 l de solución. </li><li> Mantener la jeringa en su lugar durante 30-60 segundos después de completar la inyección y luego retraer la aguja lentamente durante 1-2 min. </li><li> Repita el procedimiento para el hemisferio contralateral, utilizando coordenadas negativas en el eje X para el sitio de la inyección. NOTA: Las coordenadas alternativos para la inyección son (X, Y, Z) = (0,8, 2,0, -1,5) mm y (1,2, 1,0, -1,5) mm. Realice la primera inyección en (0.8, 2.0), a continuación, pasar a (0,8, -2,0), (1.2, 1.0) y, finalmente, (1,2, -1,0). Inyectar 1 l de solución en cada sitio, para un total de 2 l por hemisferio. Mueva rápidamente entre las inyecciones para completar el procedimiento en less de 10 min. </li></ol></li></ol> 6. post-inyección Care <ol><li> Después de completar las inyecciones en ambos hemisferios, colocar el cachorro de nuevo en la almohadilla de calentamiento hasta que su temperatura corporal y color de la piel vuelva a la normalidad y el cachorro comienza a moverse. </li><li> Si se utiliza la madre biológica de amamantar a los recién nacidos inyectados, devolver los cachorros inyectados a la madre biológica después de restablecerse el movimiento normal. Coloca los cachorros no inyectados restantes en la plataforma de calentamiento. Repita el procedimiento hasta que se hayan inyectado todos los ratones. </li><li> Si se utiliza una madre adoptiva para amamantar a los recién nacidos inyectados, transferir todos los cachorros inyectados a la madre de acogida para la atención después de que se recuperen el movimiento normal. <ol><li> Eliminar la mayor parte o la totalidad de los cachorros que pertenecen a la madre adoptiva de la jaula para asegurar el éxito de los animales inyectados. </li><li> Si cachorros de crianza de la madre y las crías inyectados tienen el mismo ojo y la piel de color, marcar las crías de la madre de acogida con una pluma de laboratorio para que puedan serdistinguido más tarde. </li><li> Coloque las crías de la madre adoptiva y algunos de su ropa de cama junto con los cachorros inyectados. Asegúrese de que los cachorros inyectados adquieren el aroma de su descendencia biológica para mejorar la aceptación de las nuevas crías. </li><li> Coloque sólo los cachorros inyectados de nuevo en la jaula de la madre adoptiva. Cull ningún cachorros restantes de la madre adoptiva. </li></ol></li><li> Asegúrese de que la madre asiste a la enfermería y los cachorros inyectados dentro de los 10 min de colocarlos en la jaula. Si la madre no recoge las crías dentro de este tiempo, las crías transferir a otra madre adoptiva. </li><li> Etiqueta de la jaula con una tarjeta de peligro biológico para mostrar que contiene los animales inyectados con virus. Casa de la jaula en un área aprobada durante 72 horas. </li><li> Después del período de cuarentena de 72 horas, trasladar a la madre y los cachorros (pero no ropa de cama u otros artículos de la jaula) a una jaula limpia. Lleve a cabo esta transferencia dentro de un gabinete de bioseguridad nivel 2 para evitar la exposición a la ropa de cama de forma viral contaminada. REEncienda la jaula limpia con los animales inyectados a la instalación normal del ratón. </li><li> Coloque la jaula sucia en una bolsa de riesgo biológico, esterilizar en autoclave, y luego regresar a la jaula para el vivero. </li></ol> 7. Cleanup <ol><li> Colocar la solución de virus restante a 4 ° C para su uso futuro. El virus mantiene la eficacia de transducción durante al menos 2 meses cuando se almacena a 4 ° C 8. </li><li> Desinfectar la aguja de inyección y una jeringa con 2% de lejía seguido de enjuagues repetidos en agua desionizada. </li><li> Limpiar la zona de trabajo con 2% de lejía seguido de etanol al 70%. </li><li> Recoger todos los artículos desechables que incluyen puntas de pipetas, tubos, mascarilla y guantes en una bolsa de plástico de. Deseche los materiales de desecho como es requerido por las leyes locales y las políticas institucionales (es decir, en autoclave o incinerar). </li></ol> 8. Preparar cerebros de ratón de Imagen <ol><li> Publicar un ratón inyectado en una cámara de dióxido de carbono a la eutanasia de 34 semanas después de la inyección. Siga las pautas institucionales para los procedimientos apropiados de eutanasia. No perfundir los animales con paraformaldehído ya que esto saciar la etiqueta de fluorescencia. </li><li> Retire todo el cerebro del cráneo y fijar, por 3-12 horas en paraformaldehído al 4% en PBS a 4 ° C. </li><li> Transferir el cerebro fija al 30% de sacarosa para crioprotección. Incubar a 4 ° C hasta que el cerebro hunde hasta el fondo. </li><li> Recoge un cubo de hielo seco finamente picado. Cortar el cerebro a la mitad hacia abajo de la línea media. Denunciar las mitades del cerebro en el hielo seco para congelar. </li><li> Enfriar la fase microtomo añadiendo hielo seco y etanol al 100%. </li><li> Asegure el cerebro a los escenarios con la línea media hacia abajo con PBS, y dejar que se congele. </li><li> Sección a través del cerebro a 30-45 micras de espesor utilizando un microtomo de congelación-deslizante. </li><li> Se colocan los cortes en placas de 24 pocillos que contenían solución anticongelante (250 ml de glicerol, 300 ml de etileno glicol, 500 ml de tampón fosfato 0,1 M, pH 7,4). Las placas de cubierta wipapel de aluminio ª y almacenar a -20 ° C para su uso futuro. </li><li> Recoge las secciones 1-4 pocillos y lavar 3 veces en PBS. </li><li> Mount secciones en portaobjetos de microscopio y cubreobjetos. Permita que se sequen en un lugar oscuro. </li><li> Diapositivas de imágenes utilizando los filtros adecuados para YFP nativo o tdTomato para comprobar el patrón de transducción de virus. </li></ol>

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	<li>De Vry, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+electroporation+of+the+central+nervous+system:+a+non-viral+approach+for+targeted+gene+delivery.">In vivo electroporation of the central nervous system: a non-viral approach for targeted gene delivery.</a> Progress in neurobiology. 92, 227-244 (2010).</li><li>Sun, B., Gan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Manipulation+of+gene+expression+in+the+central+nervous+system+with+lentiviral+vectors.">Manipulation of gene expression in the central nervous system with lentiviral vectors.</a> Methods Mol Biol. 670, 155-168 (2011).</li><li>Puntel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+transfer+into+rat+brain+using+adenoviral+vectors.">Gene transfer into rat brain using adenoviral vectors.</a> Curr Protoc Neurosci. 4, (2010).</li><li>Passini, M. A., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+gene+delivery+and+structure-specific+patterns+of+expression+in+the+brain+after+intraventricular+injections+of+neonatal+mice+with+an+adeno-associated+virus+vector.">Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector.</a> J Virol. 75, 12382-12392 (2001).</li><li>Passini, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraventricular+brain+injection+of+adeno-associated+virus+type+1+(AAV1)+in+neonatal+mice+results+in+complementary+patterns+of+neuronal+transduction+to+AAV2+and+total+long-term+correction+of+storage+lesions+in+the+brains+of+beta-glucuronidase-deficient+mice.">Intraventricular brain injection of adeno-associated virus type 1 (AAV1) in neonatal mice results in complementary patterns of neuronal transduction to AAV2 and total long-term correction of storage lesions in the brains of beta-glucuronidase-deficient mice.</a> J Virol. 77, 7034-7040 (2003).</li><li>Kim, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viral+transduction+of+the+neonatal+brain+delivers+controllable+genetic+mosaicism+for+visualising+and+manipulating+neuronal+circuits+in+vivo.">Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualising and manipulating neuronal circuits in vivo.</a> Eur J Neurosci. 37, 1203-1220 (2013).</li><li>Chakrabarty, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capsid+serotype+and+timing+of+injection+determines+AAV+transduction+in+the+neonatal+mice+brain.">Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain.</a> PloS one. 8, (2013).</li><li>Croyle, M. A., Cheng, X., Wilson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+formulations+that+enhance+physical+stability+of+viral+vectors+for+gene+therapy.">Development of formulations that enhance physical stability of viral vectors for gene therapy.</a> Gene therapy. 8, 1281-1290 (2001).</li><li>Bauer, H. C., Bauer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+induction+of+the+blood-brain+barrier:+still+an+enigma.">Neural induction of the blood-brain barrier: still an enigma.</a> Cellular and molecular neurobiology. 20, 13-28 (2000).</li><li>Cearley, C. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expanded+repertoire+of+AAV+vector+serotypes+mediate+unique+patterns+of+transduction+in+mouse+brain.">Expanded repertoire of AAV vector serotypes mediate unique patterns of transduction in mouse brain.</a> Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 16, 1710-1718 (2008).</li><li>Grimm, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+gene+therapy+vector+evolution+via+multispecies+interbreeding+and+retargeting+of+adeno-associated+viruses.">In vitro and in vivo gene therapy vector evolution via multispecies interbreeding and retargeting of adeno-associated viruses.</a> J Virol. 82, 5887-5911 (2008).</li></ol>

Autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Hemos descrito un procedimiento versátil para manipular la expresión génica neuronal usando AAV como vehículo para la entrega generalizada en el cerebro de ratón neonatal. En comparación con otros métodos de transgénesis neuronal tales como electroporación en el útero 1 o inyección intracraneal estereotáxico 2,3, inyección viral neonatal es relativamente fácil y simple. El procedimiento básico se puede realizar en minutos con sólo un cubo de hielo y una jeringa de microlitro. Superv...

Los métodos tradicionales para la modificación de la expresión de genes neuronales requieren tiempo y es costoso manipulaciones de la línea germinal. Alternativa de novo enfoques tales como la electroporación en el útero o la inyección estereotáxica lentiviral producir resultados más rápidos y son menos costosos, pero tienen la desventaja de requerir una intervención quirúrgica compleja 1-3. Además, la expresión transgénica tiene un rango espacial limitada con estos métodos. En este documento, se describe un método rápido, fácil, y económico para la manipulación neuronal generalizada a través de la inyección intraventricular de virus adeno-asociado (AAV) en el cerebro de ratón neonatal. El método fue descrito por primera vez por John Wolfe y Marco Passini en 2001, donde se sugirieron pequeño tamaño de partícula de AAV permitió que se difunda dentro del fluido espinal cerebral a medida que pasa desde los ventrículos laterales a través de la barrera ependimaria inmaduro y en el parénquima cerebral 4, 5. La inyección intraventricular de AAV dentro de la frimero 24 hr después de los rendimientos de nacimiento de transducción viral generalizada de subconjuntos neuronales que abarcan todas las regiones del cerebro, de los bulbos olfativos al tallo cerebral 6,7. Transgenes Virally entregados-se expresan y se activa a los pocos días de la inyección y persisten hasta por un año después de la transducción. Por lo tanto, esta manipulación versátil permite estudios que van desde el desarrollo del cerebro postnatal temprano con el envejecimiento y la degeneración en el adulto. Al adaptar la técnica a nuestras necesidades experimentales específicos, nos hemos centrado principalmente en AAV8 serotipo debido a que es el más eficiente en la transducción de las neuronas 6. Se demuestra que el título viral se puede diluir para controlar la densidad de las neuronas transducidas para experimentos de prueba consecuencias de células intrínseca de la manipulación genética. Además, se demuestra que dos virus podrían ser co-inyectados para producir patrones de expresión que se polarizan hacia los conjuntos de neuronas distintas o coincidentes, dependiendo de los serotipos elegidas paraembalaje viral. Nuestro trabajo se expande la versatilidad de esta técnica para su uso en una amplia gama de parámetros experimentales neurociencia.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="564">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:189px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:89px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:189px;">ICR outbred mice</td>
			<td style="width:89px;">Harlan</td>
			<td style="width:119px;">Hsd:ICR (CD-1)</td>
			<td style="width:167px;">This strain is also known as CD-1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:189px;">FVB inbred mice</td>
			<td style="width:89px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td style="width:119px;">1800</td>
			<td style="width:167px;">5-6 weeks of age</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:189px;">Nestlets</td>
			<td style="width:89px;">Lab Supply</td>
			<td style="width:119px;">NESTLETS</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:189px;">Shepherd shacks</td>
			<td style="width:89px;">Lab Supply</td>
			<td style="width:119px;">SS-mouse</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:189px;">High fat rodent chow</td>
			<td style="width:89px;">Purina Mills</td>
			<td style="width:119px;">PicoLab Mouse diet 20, #5058</td>
			<td style="width:167px;">This is our standard breeder chow</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:189px;">High fat rodent chow (alternative)</td>
			<td style="width:89px;">Harlan Laboratories</td>
			<td style="width:119px;">Teklad Global 19% protein rodent diet #2019S</td>
			<td style="width:167px;">If low phytoestrogen, autoclavable diet is needed</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:189px;">Injection syringe</td>
			<td style="width:89px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">7653-01</td>
			<td style="width:167px;">10 ml syringe</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:189px;">Injection needles</td>
			<td style="width:89px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">7803-04, RN 6PK PT4</td>
			<td style="width:167px;">32 gauge, for standard P0 injections</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:189px;">Metal plate for cryoanesthesia</td>
			<td style="width:89px;">McMaster Carr</td>
			<td style="width:119px;">8975K439</td>
			<td style="width:167px;">Raw aluminum plate, 6&#8221; x 12&#8221;, 0.25&#8221; thick, will need to be cut into 3 equal pieces and edges sanded by local machine shop</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:189px;">Small animal stereotaxic device with digital readout</td>
			<td style="width:89px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:119px;">Model 940</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:189px;">Universal syringe holder with needle support foot</td>
			<td style="width:89px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:119px;">Model 1772-F1</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:189px;">Neonatal frame</td>
			<td style="width:89px;">Stoelting</td>
			<td style="width:119px;">51625</td>
			<td style="width:167px;">Officially called a mouse and neonatal rat adaptor</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:189px;">Biohazard disposal bags with sterile indicator</td>
			<td style="width:89px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">14220-030</td>
			<td style="width:167px;">Important! &#8211; Check with local veterinary and environmental safety staff to learn your institute&#8217;s protocol for biohazard waste disposal</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction

Con el ritmo de los avances científicos en rápida aceleración, se necesitan nuevos métodos de la neurociencia experimental para manipular rápida y fácilmente la expresión génica en el cerebro del ratón. Aquí se describe una técnica introducida por primera Passini y Wolfe para la entrega intracraneal directa de transgenes codificada por el virus en el cerebro del ratón neonatal. En su forma más básica, el procedimiento sólo requiere un cubo de hielo y una jeringa de microlitro. Sin embargo, el protocolo también se puede adaptar para su uso con los marcos estereotáxica para mejorar la consistencia de investigadores nuevos en la técnica. El método se basa en la capacidad del virus adeno-asociado (AAV) para moverse libremente de los ventrículos cerebrales en el parénquima cerebral, mientras que el revestimiento ependimario es todavía inmaduros durante las primeras 12-24 horas después del nacimiento. La inyección intraventricular de AAV en esta edad los resultados en la transducción generalizada de neuronas en todo el cerebro. Expresión comienza pocos días después de la inyección y persiste durante la lifetime del animal. Título viral se puede ajustar para controlar la densidad de las neuronas transducidas, mientras que la co-expresión de una proteína fluorescente proporciona una etiqueta vital de las células transducidas. Con la creciente disponibilidad de las instalaciones del núcleo viral para proporcionar reactivos tanto off-the-shelf, pre-envasados ​​y preparación personalizada viral, este enfoque ofrece un método oportuno para la manipulación de la expresión génica en el cerebro del ratón que es rápido, fácil y mucho menos costoso que la ingeniería de línea germinal tradicional.

El éxito de los rendimientos de inyección viral intraventricular expresión neuronal generalizada y robusto. Aquí evaluamos la transducción viral usando YFP o tdTomato genes fluorescentes bajo el control del promotor de la beta-actina de pollo (promotor CBA). Estas construcciones se empaquetan en AAV8 y se inyectan en los ventrículos laterales del neonatales ratones (P0) ICR. Altos títulos virales (10 10 partículas por hemisferio) resultaron en etiquetado denso del bulbo olfatorio, el cuerpo estriado, ...

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Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

Inyección Viral Intracerebroventricular de Neonatología del ratón Cerebro de transducción neuronal persistente y generalizada

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

58.2K vistas.  Baylor College of Medicine. Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

Video: Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

Transducción viral selectiva de adultos nacidos en las neuronas olfativas de las enfermedades crónicas En vivo Estimulación Optogenetic

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Investigación

Neurociencias

Stereotaxic Injection of a Viral Vector for Conditional Gene Manipulation in the Mouse Spinal Cord

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central nervous system. We demonstrate a stereotaxic injection technique that allows targeted gene expression or silencing in the dorsal horn of the mouse spinal cord. The surgical procedure is brief. It requires laminectomy of a single vertebra, providing for quick recovery of the animal and unimpaired motility of the spine. Controlled injection of a small vector suspension volume at low speed and use of a microsyringe with beveled glass cannula minimize the tissue lesion. The local immune response to the vector depends on the intrinsic properties of the virus employed; in our experience, it is minor and short-lived when a recombinant adeno-associated virus is used. A reporter gene such as enhanced green fluorescent protein facilitates monitoring spatial distribution of the vector, and the efficacy and cellular specificity of the transfection.

Viral vectors allow for targeted gene manipulation. We demonstrate a method for conditional gene expression or ablation in the mouse spinal cord, using stereotaxic injection of a viral vector into the dorsal horn, a prominent site of synaptic contact between primary somatosensory afferents and neurons of the central nervous system.

Inyección estereotáxica de un vector viral para la manipulación genética condicional en la médula espinal de ratón

Intraparenchymal injection of a viral vector enables conditional gene manipulation in distinct populations of neurons or particular regions of the central ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

La manipulación genética de las neuronas cerebelosa gránulo<em&gt; In Vitro</em&gt; Y<em&gt; En Vivo</em&gt; Estudiar Neuronal Morfología y Migración

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

Intracerebroventricular y por inyección intravascular de partículas víricas y fluorescentes microperlas en el cerebro neonatal

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

Neurobehavioral Assessments in a Mouse Model of Neonatal Hypoxic-ischemic Brain Injury

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI brain injury by studying neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated (i.e., normal) mice. During the study, Rice-Vannucci&#39;s method was used to induce neonatal HI brain damage in postnatal day 7-10 (P7-10) mice. The HI operation was performed on the pups by unilateral carotid artery ligation and exposure to hypoxia (8% O2 and 92% N2 for 90 min). One week after the operation, the damaged brains were evaluated with the naked eye through the semi-transparent skull and were categorized into subgroups based on the absence (&#34;no cortical injury&#34; group) or presence (&#34;cortical injury&#34; group) of cortical injury, such as a lesion in the right hemisphere. On week 6, the following neurobehavioral tests were performed to evaluate the cognitive and motor functions: passive avoidance task (PAT), ladder walking test, and grip strength test. These behavioral tests are helpful in determining the effects of neonatal HI brain injury and are used in other mouse models of neurodegenerative diseases. In this study, neonatal HI brain injury mice showed motor deficits that corresponded to right hemisphere damage. The behavioral test results are relevant to the deficits observed in human neonatal HI patients, such as cerebral palsy or neonatal stroke patients. In this study, a mouse model of neonatal HI brain injury was established and showed different degrees of motor deficits and cognitive impairment compared to non-operated mice. This work provides basic information on the HI mouse model. MRI images demonstrate the different phenotypes, separated according to the severity of brain damage by motor and cognitive tests.

We performed unilateral carotid artery occlusion on postnatal day 7-10 CD-1 mouse pups to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of HI brain injury. We studied neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated normal mice.

Evaluación neuroconductual en un modelo murino de lesión de cerebro hipóxico-isquémica Neonatal

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

Cirugía estereotáctica para manipulación genética en las células estriatales de cerebro de ratón Neonatal

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Targeting the Corticospinal Tract in Neonatal Rats with a Double-Viral Vector using Combined Brain and Spine Surgery

Successfully tackling the obstacles that constrain research on neonatal rats is important for studying the differences in outcomes seen in pediatric spinal cord injuries (SCIs) compared to adult SCIs. In addition, reliably introducing therapies into the target cells of the central nervous system (CNS) can be challenging, and inaccuracies can compromise the efficacy of the study or therapy. This protocol combines viral vector technology with a novel surgical technique&#160;to accurately introduce gene therapies into neonatal rats at postnatal day 5. Here, a virus engineered for retrograde transport (retroAAV2) of Cre is introduced at the axon terminals of corticospinal neurons in the spinal cord, where it is subsequently transported to the cell bodies. A double-floxed&#160;inverted orientation (DIO) designer receptor exclusively activated by designer drug(s) (DREADD) virus is then injected into the somatomotor cortex of the brain. This double-infection technique promotes the expression of the DREADDs only in the co-infected corticospinal tract (CST) neurons.&#160;Thus, the simultaneous co-injection of the somatomotor cortex and cervical CST terminals is a valid method for studying the chemogenetic modulation of recovery following cervical SCI models in neonatal rats.

This protocol demonstrates a novel method for applying gene therapies to subpopulations of cells in neonatal rats at postnatal ages 5-10 days by injecting an anterograde chemogenetic modifier into the somatomotor cortex and a retrogradely transportable Cre recombinase into the cervical spinal cord.

Apuntando al tracto corticoespinal en ratas neonatas con un vector viral doble utilizando cirugía combinada de cerebro y columna vertebral

Successfully tackling the obstacles that constrain research on neonatal rats is important for studying the differences in outcomes seen in pediatric ...

Stereotaxic Viral Injection and Gradient-Index Lens Implantation for Deep Brain In Vivo Calcium Imaging

A miniature fluorescence microscope (miniscope) is a potent tool for in vivo calcium imaging from freely behaving animals. It offers several advantages over conventional multi-photon calcium imaging systems: (1) compact; (2) light-weighted; (3) affordable; and (4) allows recording from freely behaving animals. This protocol describes brain surgeries for deep brain in vivo calcium imaging using a custom-developed miniscope recording system. The preparation procedure consists of three steps, including (1) stereotaxically injecting the virus at the desired brain region of a mouse brain to label a specific subgroup of neurons with genetically encoded calcium sensor; (2) implantation of gradient-index (GRIN) lens that can relay calcium image from deep brain region to the miniscope system; and (3) affixing the miniscope holder over the mouse skull where miniscope can be attached later. To perform in vivo calcium imaging, the miniscope is fastened onto the holder, and neuronal calcium images are collected along with simultaneous behavior recordings. The present surgery protocol is compatible with any commercial or custom-built single-photon and two-photon imaging systems for deep brain in vivo calcium imaging.

Stereotaxic Viral Injection and Gradient-Index Lens Implantation for Deep Brain In Vivo Calcium Imaging

Miniscope in vivo calcium imaging is a powerful technique to study neuronal dynamics and microcircuits in freely behaving mice. This protocol describes performing brain surgeries to achieve good in vivo calcium imaging using a miniscope.

Inyección viral estereotáxica e implantación de lentes de índice de gradiente para imágenes de calcio in vivo en el cerebro profundo

A miniature fluorescence microscope (miniscope) is a potent tool for in vivo calcium imaging from freely behaving animals. It offers several advantages ...

Robust and Highly Reproducible Generation of Cortical Brain Organoids for Modelling Brain Neuronal Senescence In Vitro

Brain organoids are three-dimensional models of the developing human brain and provide a compelling, cutting-edge platform for disease modeling and large-scale genomic and drug screening. Due to the self-organizing nature of cells in brain organoids and the growing range of available protocols for their generation, issues with heterogeneity and variability between organoids have been identified. In this protocol paper, we describe a robust and replicable protocol that largely overcomes these issues and generates cortical organoids from neuroectodermal progenitors within 1 month, and that can be maintained for more than 1 year. This highly reproducible protocol can be easily carried out in a standard tissue culture room and results in organoids with a rich diversity of cell types typically found in the developing human cortex. Despite their early developmental make-up, neurons and other human brain cell types will start to exhibit the typical signs of senescence in neuronal cells after prolonged in vitro culture, making them a valuable and useful platform for studying aging-related neuronal processes. This protocol also outlines a method for detecting such senescent cells in cortical brain organoids using senescence-associated beta-galactosidase staining.

Robust and Highly Reproducible Generation of Cortical Brain Organoids for Modelling Brain Neuronal Senescence In Vitro

In this study, we provide a detailed technique for a simple yet robust cortical organoid culture system using standard feeder-free hPSC cultures. This is a rapid, efficient, and reproducible protocol for generating organoids that model aspects of brain senescence in vitro.

Generación robusta y altamente reproducible de organoides cerebrales corticales para modelar la senescencia neuronal cerebral in vitro

Brain organoids are three-dimensional models of the developing human brain and provide a compelling, cutting-edge platform for disease modeling and ...

Whole-Brain Single-Cell Imaging and Analysis of Intact Neonatal Mouse Brains Using MRI, Tissue Clearing, and Light-Sheet Microscopy

Tissue clearing followed by light-sheet microscopy (LSFM) enables cellular-resolution imaging of intact brain structure, allowing quantitative analysis of structural changes caused by genetic or environmental perturbations. Whole-brain imaging results in more accurate quantification of cells and the study of region-specific differences that may be missed with commonly used microscopy of physically sectioned tissue. Using light-sheet microscopy to image cleared brains greatly increases acquisition speed as compared to confocal microscopy. Although these images produce very large amounts of brain structural data, most computational tools that perform feature quantification in images of cleared tissue are limited to counting sparse cell populations, rather than all nuclei.
Here, we demonstrate NuMorph (Nuclear-Based Morphometry), a group of analysis tools, to quantify all nuclei and nuclear markers within annotated regions of a postnatal day 4 (P4) mouse brain after clearing and imaging on a light-sheet microscope. We describe magnetic resonance imaging (MRI) to measure brain volume prior to shrinkage caused by tissue clearing dehydration steps, tissue clearing using the iDISCO+ method, including immunolabeling, followed by light-sheet microscopy using a commercially available platform to image mouse brains at cellular resolution. We then demonstrate this image analysis pipeline using NuMorph, which is used to correct intensity differences, stitch image tiles, align multiple channels, count nuclei, and annotate brain regions through registration to publicly available atlases.
We designed this approach using publicly available protocols and software, allowing any researcher with the necessary microscope and computational resources to perform these techniques. These tissue clearing, imaging, and computational tools allow measurement and quantification of the three-dimensional (3D) organization of cell-types in the cortex and should be widely applicable to any wild-type/knockout mouse study design.

This protocol describes methods for conducting magnetic resonance imaging, clearing, and immunolabeling of intact mouse brains using iDISCO+, followed by a detailed description of imaging using light-sheet microscopy, and downstream analyses using NuMorph.

Imágenes unicelulares de todo el cerebro y análisis de cerebros de ratones neonatales intactos mediante resonancia magnética, limpieza de tejidos y microscopía de hoja de luz

Tissue clearing followed by light-sheet microscopy (LSFM) enables cellular-resolution imaging of intact brain structure, allowing quantitative analysis of ...